Colorimetrico carta a base di rilevamento di

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Bisha, B., Adkins, J. A., Jokerst, J. C., Chandler, J. C., Pérez-Méndez, A., Coleman, S. M., Sbodio, A. O., Suslow, T. V., Danyluk, M. D., Henry, C. S., Goodridge, L. D. Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water. J. Vis. Exp. (88), e51414, doi:10.3791/51414 (2014).

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Abstract

Questo protocollo descrive rapida individuazione colorimetrica di Escherichia coli, Salmonella spp., Listeria monocytogenes e dai grandi volumi (10 L) delle acque agricole. Qui, l'acqua viene filtrata attraverso sterile Modificati Moore Tamponi (MMS), che consistono in un semplice filtro di garza racchiuso in una cartuccia di plastica, per concentrare i batteri. Dopo filtraggio, arricchimenti non selettivi o selettivi per i batteri bersaglio sono eseguiti nel MMS. Per il rilevamento colorimetrico dei batteri bersaglio, i arricchimenti vengono poi analizzati utilizzando dispositivi analitici basati su carta (μPADs) integrati con batteri indicative substrati. Ogni substrato reagisce con enzimi batterici bersaglio-indicativo, generando prodotti colorati rilevabili visivamente (determinazione qualitativa) sul μPAD. In alternativa, le immagini digitali dei μPADs reagito possono essere generati con la scansione comune o dispositivi fotografici e analizzati utilizzando il software ImageJ, alsivo per l'interpretazione più oggettiva e standardizzata dei risultati. Sebbene le procedure di screening biochimici sono progettati per identificare i batteri patogeni di cui sopra, in alcuni casi enzimi prodotti da uno sfondo microbiota o la degradazione dei substrati colorimetrici può produrre un falso positivo. Pertanto, è necessaria una conferma tramite una diagnostica più discriminatorie. Tuttavia, questa concentrazione e rilevazione piattaforma batterica è poco costoso, sensibile (0,1 CFU / ml limite di rivelazione), facile da eseguire, e rapida (concentrazione, arricchimento, e la rilevazione viene effettuata entro circa 24 ore), giustificando il suo uso come metodo di screening iniziale per la qualità microbiologica dell'acqua agricola.

Introduction

E 'importante che gli agenti di malattie di origine alimentare vengono rilevati rapidamente e preferibilmente in contesti sul campo, al fine di ridurre l'onere delle malattie di origine alimentare. Strategie comuni per rilevare batteri patogeni di origine alimentare comprendono profili biochimici, coltura selettivo e differenziale, isolamento immunologica e rilevazione, e la diagnosi molecolare. Tuttavia, questi metodi sono ostacolati dalla sporadica contaminazione, campioni di piccole dimensioni testate, le basse concentrazioni spesso dei batteri patogeni di origine alimentare, richiedono tempi di lavorazione lunghi, e / o non sono applicabili per le impostazioni dei campi. Inoltre, composti in molte matrici alimentari inibiscono l'individuazione e applicazioni diagnostiche. Per migliorare la probabilità di rilevamento microbica, la Food and Drug Administration ha suggerito che il test acqua agricola (quali acqua acqua di lavaggio e irrigazione) delle quali viene a contatto con una grande superficie di prodotti freschi o serve come veicolo per pcontaminazione roduce è una valida alternativa alla sperimentazione diretta di prodotti alimentari 1. Anche così, la spesso bassa patogeno-carico naturale, accoppiato con l'effetto di diluizione del campione rappresentativo dell'acqua in agricoltura rende preparazione del campione metodi per la concentrazione di patogeni essenziale. Tale metodo richiederebbe campionamento grandi volumi di acqua (≥ 10 L), adeguata patogeno-concentrazione, e la compatibilità con le strategie di rilevamento a valle.

Tamponi Moore modificati (MMS) sono dispositivi a basso costo, semplici e robusti utilizzati per concentrare i batteri dai grandi volumi (≥ 10 L) di acqua 2-4. L'MMS è composto da una cassetta di plastica riempito di garza, che serve come un filtro grossolano per grandi volumi di acqua pompata attraverso il cassetto utilizzando una pompa peristaltica. L'MMS è un metodo non discriminatoria della concentrazione batterica (≥ concentrazione 10 volte) che cattura il materiale particolato organico e inorganico, tra cui i microrganismi in li trasformaticampioni di sterline. E 'probabile che l'eccellente efficacia di concentrazione di microrganismi bersaglio, entro il MMS può essere spiegato dal fatto che i microrganismi dovrebbero essere attaccato alla frazione limo-argilla o organici microaggregati dei solidi sospesi 3. Il design robusto di MMS consente di superare la maggior parte dei difetti associati con altri metodi di filtrazione per la cattura e la concentrazione dei batteri dall'acqua, come l'intasamento dei filtri, l'incapacità di elaborare grandi volumi, i campioni del filtro con elevata torbidità e costi elevati. Per questi motivi, la FDA raccomanda che MMS di essere incorporati nelle procedure ufficiali per le procedure di raccolta dei campioni ambientali e produrre correlati 5.

Qui, è descritto un metodo per la concentrazione, arricchimento, e la rilevazione di Escherichia coli, Salmonella spp., E Listeria monocytogenes dalle acque agricole. Un MMS è utilizzato per la concentrazione di bacteria, e serve anche come vaso per arricchimento batterica selettiva o non selettiva. Rilevazione batterica si ottiene biochimicamente utilizzando dispositivi analitici basati su carta (μPADs) 6. μPADs possono essere prodotte come reti fluidici o spot test utilizzando una varietà di metodi tra cui fotolitografia, la stampa a getto d'inchiostro, stampaggio, e la stampa a cera 7-11. Esempi di disegni fluidici possono essere modelli di canale dendritiche in cui il campione viene depositato al centro e successivamente flussi di serbatoi distali o modelli a singolo canale in cui il campione o substrato vengono tirati dai serbatoi esterni del canale per azione capillare verso il centro 12. Per questo protocollo, abbiamo scelto di utilizzare per 7 mm di diametro cera carta array loco incastonate con i substrati cromogeni che possono essere elaborati dagli enzimi indicativi dei microrganismi testati qui: Chlorophenol rosso β-D-galattopiranoside (CPRG) e 5 - bromo-4-cloro-3-indolil β-D-glucuronide (X-Gluc)per il rilevamento di β-galattosidasi e β-glucuronidasi prodotta da E. coli; 5-bromo-6-cloro-3-indolil caprilato (magenta caprilato) per la rilevazione di C8-esterasi prodotta da Salmonella spp.; e 5-bromo-4-cloro-3-indolil-myo-inositolo fosfato (X-InP) per il rilevamento di specifici fosfatidilinositolo-fosfolipasi C (PI-PLC) prodotto da L. monocytogenes 6. Pertanto, la presenza di un particolare batterio può essere osservato visivamente, senza la necessità di attrezzature complesse o l'interpretazione dei dati. La specificità e la sensibilità della rilevazione colorimetrica μPAD a base di enzimi di questi specifici batteri bersaglio è stato esplorato in precedenza 6. Inoltre, la sensibilità del metodo di concentrazione di rilevamento integrato per questi batteri bersaglio è stata valutata da chiodare di grandi volumi di acqua con livelli predeterminati di microrganismi (dati non pubblicati e Bisha et al. 13).

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Protocol

1. Concentrazione di batteri da grandi volumi di acqua agricola tramite MMS

  1. MMS Preparazione
    1. Tagliare una sezione rettangolare di 4 strati di garza misura 40 x 12 centimetri.
    2. Piegare la garza lungo entrambi gli assi per ottenere un rettangolo di 20 x 6 cm.
    3. Rotolare la garza ermeticamente lungo il suo asse per formare un tampone cilindrico di circa 6 cm di altezza e 3 cm di diametro.
    4. Sterilizzare il tampone di garza in un foglio di alluminio, non sterilizzare in autoclave la cassetta. Decontaminare la cassetta immergendolo per 30 min in candeggina 10%, e disattivare il cloro residuo immergendo la cassetta per 15 min in una pentaidrato tiosolfato di sodio (Na 2 S 2 O 3 · 5H 2 O) soluzione (50 mg / L preparato in acqua sterile).
    5. Inserire il tampone nella cassetta MMS.
      NOTA: Se si utilizza la versione non usa e getta della cassetta MMS, iniziare con un foglio 4 strati di garza measuring 80 x 22 centimetri, piegarlo a 40 x 11 cm e rotolare a formare un cilindro alto circa 11 centimetri e 6 cm di diametro.
    6. Montare l'MMS.
    7. Collegare il tubo di vinile perni su entrambi i lati delle MMS, assicurando il tubo aderisce pienamente ai perni, e fissare tubo nella pompa peristaltica. Assicurarsi che la tubazione a monte della pompa peristaltica è di lunghezza sufficiente per il campionamento.
  2. Concentrazione di batteri
    1. Esempio di almeno 10 L di acqua agricola eseguendo la pompa peristaltica ad alta velocità.
    2. Dopo il campionamento è completo, ritirare la pompa peristaltica dal campione di acqua e continuare a funzionare la pompa fino a quando non si osserva acque reflue in uscita dal MMS.
    3. Se un collettore viene utilizzato per eseguire diversi campioni allo stesso tempo, raccogliere l'effluente di ciascuna MMS, e quando 10 L viene filtrata attraverso un singolo MMS chiudere la valvola per quel MMS particolari e continuare l'esecuzione della pompa.
      1. Quando il campionamento is completata, ritirare la pompa peristaltica dall'acqua agricolo, aprire tutte le valvole del collettore, e continuare a funzionare la pompa fino a quando non si osserva acque reflue in uscita dal MMS.
  3. Quando la concentrazione è stata completata per tutte MMS, rimuovere con cautela il tubo in vinile dai perni MMS e tappare i rubinetti su entrambi i lati del MMS. MMS ben chiuso possono essere conservati fino a 12 ore prima di aggiungere il supporto di arricchimento.

2. MMS arricchimento e di preparazione del campione

  1. Arricchimento
    1. Svitare il coperchio delle MMS, e aggiungere asetticamente 20 ml di brodo di arricchimento appropriato sterile. Utilizzare un MMS per ogni arricchimento selettivo. In alternativa, eseguire un arricchimento non selettivo per propagare i tre batteri bersaglio nello stesso campione.
      NOTA: Se si utilizza la versione non usa e getta della cassetta MMS, rimuovere asetticamente il filtro garza dal cassetto e metterli in un sacchetto sterile prima adding 225 ml di mezzi di comunicazione di arricchimenti adeguati.
      1. Per l'arricchimento di E. coli, aggiungere 20 ml di acqua peptonata tamponata (BPW), completata con 8 mg / L di vancomicina cloridrato.
      2. Per l'arricchimento di Salmonella spp., Aggiungere 20 ml di BPW integrate con il supplemento Salmonella (4 ml / L).
      3. Per l'arricchimento di L. monocytogenes, aggiungere 20 ml di VIDAS UP Listeria (LPT) brodo.
      4. Per simultanea di arricchimento non selettivo per tutti e tre i microrganismi che utilizzano un singolo MMS, utilizzare brodo preenrichment universale (UPB).
    2. Avvitare il coperchio del MMS indietro ermeticamente. Assicurarsi che i rubinetti siano ben chiusi per evitare fuoriuscite ed eventuale contaminazione durante arricchimento.
    3. Incubare gli MMS fino a 18-24 ore in un incubatore agitazione a 200 rpm. Utilizzare 42 ° C per E. coli e Salmonella spp. arricchimenti selettivi. Utilizzare 30 ° C per L. monocytogenes arricchimento selettivo, e utilizzare 37 & #176; C per arricchimento non selettivo.
  2. Preparazione del campione
    1. Al termine dell'incubazione, rimuovere gli MMS dal termostato, stappando uno dei perni, e delicatamente erogare circa 0,5 ml in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga. In alternativa, svitare i MMS e pipetta su 0,5 ml di arricchimento durante la notte.
      NOTA: Se si utilizza la versione non-getta della cassetta MMS, pipettare 0,5 ml di arricchimento dal sacchetto.
    2. Per l'analisi colorimetrica di E. coli arricchimento selettivo, o per l'analisi dei arricchimenti non selettivi, sonicazione 0,5 ml di arricchimento a 5 W, 22 kHz per 20 secondi usando una sonda sonicatore.

3. Preparazione e incorporamento di colorimetrici Substrati in μPADs

  1. Preparare abbastanza μPADs per ogni campione e di destinazione testato. Per rilevare E. coli preparare CPRG e X-Gluc μPADs, per la Salmonella spp. rilevamento preparare μPADs MC, e L. monocytrilevamento ogenes preparare μPADs X-InP.
    1. Preparare tampone HEPES [0,1 M HEPES con 0,1% di sieroalbumina bovina (BSA)] per i substrati colorimetrici e regolare il pH del tampone secondo i substrati che sta per essere utilizzato: pH 7,5 per la preparazione di CPRG o X-Gluc, pH 9 per MC, e pH 7 per X-InP.
    2. Preparare soluzioni madre dei substrati del pH regolato tampone HEPES a concentrazioni di 3 mm (CPRG), 62,5 mm (X-Gluc), 15 mm (MC), 100 mm (X-InP). Proteggere le soluzioni madre dalla luce.
    3. Posizionare i μPADs all'interno di una piastra di Petri sterile, poi incastonare il microspot μPAD con 24 ml di ogni soluzione stock substrato.

4. Rilevamento e analisi dei dati

  1. Rivelazione
    1. Aggiungere 6 ml di campione arricchito di ogni Microspot μPAD appropriata contenuta in una capsula di Petri.
    2. Mettere il coperchio sul piatto di Petri e sigillarlo con Parafilm.
    3. Incubare il campionecon il μPAD a 37 ° C per 3 ore per consentire lo sviluppo del colore e asciugatura dei microspot.
  2. Visiva esame dei risultati
    1. Eseguire il rilevamento mediante una semplice ispezione visiva dei cambiamenti di colore dei μPADs.
      NOTA: in genere, forti reazioni che producono cambiamenti di colore definitivi sono attesi a seguito 18-24 ore di arricchimento, che dovrebbe evitare la necessità di ulteriori chiarimenti e dovrebbe essere considerato positivo.
    2. Determinare la presenza di un E. coli campione positivo osservando microspot incorporati con cambio CPRG dal giallo al rosso-viola e microspot incorporati con X-Gluc cambiamento da incolore a blu-verde.
    3. Determinare la presenza di un L. monocytogenes campione positivo osservando microspot incorporati con X-InP cambiamento da incolore a indaco.
    4. Determinare la presenza di una Salmonella spp. campione positivo da microspot osservando incorporati con MC cambiamento da colorless al viola-malva.
  3. Software Aided Analisi dei dati
    NOTA: condotto per determinare con chiarezza se le reazioni deboli sono positivi o negativi e per consentire un'analisi semi-quantitativa dei risultati.
    1. Lasciare le μPADs asciugare completamente.
    2. Eseguire la scansione del μPAD utilizzando uno scanner a letto piano.
    3. Utilizzare il software ImageJ per elaborare l'immagine.
      1. "Apri" immagine acquisita da analizzare in ImageJ si trova sotto la scheda "File" nel menu principale (o premere "Clt + O").
      2. Invertire l'immagine selezionando "Inverti" che si trova sotto la scheda "Modifica" nel menu principale (o premere "Clt + Maiusc + I").
      3. Utilizzare la scheda "Analizza" del menu principale e selezionare "Imposta Misure ..." per selezionare le misure riportate analizzati.
      4. Assicurarsi che la "intensità di grigio media", "Limit to soglia" e "scatole etichetta di visualizzazione" sonocontrollato, e premere "OK." Imposta come il software analizza ogni area selezionata e come riporta esso.
      5. Utilizzare lo strumento "Oval" per disegnare un cerchio che delinea l'area che si desidera misurare all'interno.
      6. Nella scheda "Analizza" selezionare "Measure" (o premere "Clt + M"). Il software misurare l'intensità di grigio medio nella zona definita e riportarlo in una schermata pop-up che può essere copiato e incollato in Excel per ulteriori analisi.
        NOTA: per analisi più accurate, almeno due repliche tecniche di ciascun campione deve essere eseguita.

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Representative Results

Come descritto in questo protocollo, la concentrazione di batteri utilizzando gli MMS (Figura 1) può essere eseguita in circa 15-20 min. Gli MMS in costruite da acrilonitrile-butadiene-stirene (ABS) in due componenti separati; un coperchio e una cartuccia sia con un gruppo perno integrato nel quale viene inserito un tampone di garza cilindrico (Figura 1A). Entrambi i componenti sono quindi avvitati insieme formano gli MMS (Figura 1B). Trasformazione basata MMS è azionato da una pompa peristaltica a batteria, permettendo campioni da concentrare nelle impostazioni del campo. Accoppiando concentrazione MMS, arricchimenti selettivi (18-24 h), e μPADs; dell'acqua in agricoltura può essere rapidamente (circa 24 ore), facilmente, ea basso costo screening per importanti patogeni di origine alimentare e indicatori microrganismi, tra cui E. coli, Salmonella spp., e L. monocytogenes. Con questo protocollo, questi batteri di destinazione possono essere riconosconoEd a livelli più bassi di 0,1 CFU / ml. I saggi μPAD si basano sulla rilevazione di batteri indicativi enzimi che reagiscono con i substrati colorimetrici (Figura 2). Saggi di rilevamento E. coli, ma non E. coli O157: H7, produrre un prodotto verde-blu (Figura 2A). Analogamente, il saggio che rileva la maggioranza di E. coli produce un prodotto di reazione rosso-violetto (Figura 2B). I saggi di rilevamento di Salmonella spp. (Figura 2C) e L. monocytogenes (Figura 2D) producono viola-malva e indaco colori, rispettivamente. Il test può essere interpretato a occhio (qualitativamente), e sentenze visive sono di solito soddisfacente per discriminare tra campioni positivi e negativi. In alternativa, le immagini digitalizzate possono essere manipolate utilizzando il software ImageJ (Figura 3A) per consentire più obiettiva e standardizzata interpretazione dei dati (Figura 3B).


Figura 1. L'Moore tampone (MMS) cassette modificata. (A) Gli MMS smontati. L'MMS è prodotto in una stampante 3-D di acrilonitrile butadiene stirene (ABS) e costituito da tre componenti principali: una cartuccia con un assieme perno incorporato nel quale viene inserito un tampone di garza cilindrico (piegata a 4 strati) ed è ricoperta da un coperchio con un assieme perno integrato. (B) Gli MMS assemblati.

Figura 2
Figura 2. Batteri-indicativo reazioni colorimetriche. Substrati (X-Gluc, CPRG, MC, e X-InP), inserita nelle microspot dei μPADs reagiscono con batteri indicativi enzimi (&# 946;-glucuronidasi, β-galattosidasi, C8-esterasi e PI-PLC) per produrre un cambiamento colorimetrico. (A) Una reazione positiva X-Gluc è un'indicazione della generica E. coli, ma non E. coli O157: H7; (B) una reazione positiva CPRG è un'indicazione che E. coli sono presenti; (C) una reazione positiva MC indica la presenza di Salmonella spp.; (D) e una reazione positiva X-InP indica la presenza di L. monocytogenes.

Figura 3
.. Figura 3 visiva e ImageJ analisi dei batteri indicativi test colorimetrici μPAD A mostra immagini digitalizzate colorimetrici per ogni saggio sia con un valore negativo (-) e positivo (+) di prova. Test negativi sono stati eseguiti utilizzando lisati di speci battericaes che non codificano gli enzimi bersaglio e le prove positive con lisati o arricchimenti dei batteri bersaglio. (1) Non modificato le immagini scansionate. (2) Le immagini acquisite convertite in scala di grigi utilizzando il software ImageJ, e (3) colori invertiti immagini per la successiva interpretazione di intensità di grigio. (4) Nella media intensità di grigio misurata utilizzando ImageJ all'interno di ogni Microspot del μPAD (un esempio Microspot è indicata dalla freccia gialla e cerchio). B mostra le intensità di grigio medio (determinata dal ImageJ) per ogni μPAD colorimetrico test positivo e negativo. favore clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

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Discussion

Questo protocollo descrive un metodo integrato per rilevare E. coli, Salmonella spp., e L. monocytogenes in acqua agricoltura. Qui, la concentrazione di batteri MMS da grandi volumi (10 L) di acqua agricola, è accoppiato con l'arricchimento di batteri, e la rilevazione colorimetrica batterico-indicativo utilizzando μPADs. La procedura MMS può far fronte a elevato contenuto di particolato nei campioni di acqua concentrando la batteri 10 volte, è abbastanza robusto e semplice per applicazioni sul campo da parte di personale addestrato minimamente, e può essere eseguita con costi minimi. Incorporando una fase di arricchimento batterica, batteri vivi vengono rilevati e la sensibilità del metodo è notevolmente migliorata. Arricchimento amplifica l'obiettivo di essere analizzati, e quando combinato con mezzi di crescita selettiva, riduce la crescita microbiota indesiderato in campioni che potrebbero contribuire a risultati falsi positivi. Rilevazione finale viene eseguita con μPADs, che forniscono una semplice,redditizio e facile da interpretare soluzione per lo screening per importanti patogeni di origine alimentare. L'intera procedura, compresa la concentrazione MMS, arricchimento durante la notte, e il rilevamento colorimetrico, può essere eseguita in un giorno, e rileva la contaminazione batterica a livelli minor 0,1 CFU / ml.

Per semplificare il metodo e ridurre la possibilità di contaminazione, l'MMS viene utilizzato come contenitore per arricchimento batterica. L'aggiunta di questo arricchimento alla procedura aumenta la sensibilità, la specificità, aggiunge flessibilità nel metodo. Anche se solo tre arricchimenti selettivi sono stati utilizzati qui, potrebbero essere sviluppati migliorati arricchimenti per i batteri. Ad esempio, stiamo esplorando la possibilità di incorporare induttori specifici nei mezzi di comunicazione di arricchimento per migliorare la produzione degli enzimi giornalista utilizzati per il rilevamento colorimetrico.

I μPADs utilizzati per il rilevamento di agenti patogeni sono semplici da utilizzare array singolo spot che costano poco quanto $ 0.002/device Prima dell'aggiunta del substrato giornalista colorimetrico. Anche tenendo conto di reagenti arricchimento e substrati colorimetrici, il costo di ciascuna prova è di pochi centesimi, ad eccezione del L. monocytogenes prova che è stimato a $ 1.28/test a causa del momento alto costo di X-InP. Tuttavia, questo costo paragonabile a metodi di rilevamento correnti per patogeni di origine alimentare 6. Nella loro forma attuale, le μPADs devono essere preparati al momento della prova a causa della scarsa stabilità del substrato. Per superare questa limitazione, stiamo testando l'aggiunta di additivi stabilizzanti e valutare stoccaggio a secco per aumentare substrato / μPAD shelf life. Inoltre, stiamo sviluppando μPADs multiplex utilizzando diversi siti campione / reagente collegati tra loro da canali microfluidica.

Nonostante i vantaggi già descritti per la prova μPAD, i problemi con il saggio specificità sono possibili: 1) Gli enzimi giornalista non sono esclusivasivamente prodotta dai batteri bersaglio, contaminando così bassa microbiota può contribuire ad un risultato falso positivo. 2) Se particelle di colore scuro persiste nei media arricchimento, può oscurare l'analisi visiva e ImageJ quando trasferito al μPAD. 3) Il test corrente non può rilevare specificamente E. coli O157: H7. Di conseguenza, il metodo è più adatto come test di screening che fornisce impulso iniziale per ulteriori test e la conferma da effettuare. Tuttavia, molte di queste carenze sono facilmente affrontati. Incorporando un gruppo più ampio di substrati indicativi colorimetrici permetterebbe più precisa determinazione del batterio bersaglio, tra cui E. coli O157: H7. Allo stesso modo, ulteriori procedure di arricchimento selettivi potrebbero ridurre al minimo i microbiota contaminanti nel campione. Per ridurre l'impatto del particolato in arricchimenti, un filtro grossolano potrebbe essere utilizzato prima di applicare campioni al μPAD.

In conclusione, this studio dimostra che gli MMS combinati con l'arricchimento e μPADs possono essere utilizzati per rilevare bassi livelli di E. coli, Salmonella spp. e L. monocytogenes in acqua agricoltura. Con poche modifiche, la procedura è portatile e in grado di essere applicato in un contesto di campo.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Agricultural water Irrigation water, produce wash water, well water, etc.
Vinyl tubing Wilmar BN-CVT1005  1/4" inner diameter,  3/8" outer diameter, available at:  http://www.wilmar.com
Modified Moore Swab cartridge  Lumiere Diagnostics 11 ½ cm in length and 4 ½ cm in width, available at:  http://www.lumierediagnostics.com.  Alternativelly, a non-disposable version of the cartridge can be used (refer to the text)
Cheesecloth Chesapeake Wiper & Supply, Inc. CC90 Grade #90, 44 x 36 weave, available at:  www.raglady.com
Household Bleach Various Sodium hypochlorite concentration approx. 6%
Sodium thiosulphate 5-hydrate Mallinckrodt Baker Inc 8100-04
Manifold Built in-house Optional, device can be constructed from PVC pipes and appropriate fittings
Peristaltic pump Micron Meters RPP1300 Available at:  http://www.micronmeters.com
Serological pipette Various Disposable, 10 ml
Universal preenrichment broth Difco 223510
Buffered peptone water Difco 218105
Salmonella supplement Biomérieux Industry 42650 http://www.biomerieux-usa.com
VIDAS UP Listeria (LPT) Broth Biomérieux Industry 410848 http://www.biomerieux-usa.com
Vancomycin Sigma-Aldrich 861987 http://www.sigmaaldrich.com
Pipet-Aid Various Drummond DP-110 used here
Shaking incubator Various Excella E25, New Brunswick Scientific used here
Micropipette  Various 10 μl, 1 ml
Micropipette tips Various Barrier, 10 μl, 1 ml
1.5 microcentrifuge tubes Various RNase- and DNase-free
Probe sonicator Q Sonica LLC XL-2000 series
µPADs Avant  Wax printed 7 mm diameter circles, with 4 pt line thickness. Contact Dr. Charles Henry for additional information
HEPES [N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-2-ethanesulfonic acid] Sigma-Aldrich H3375
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A8022
Chlorophenol red-galactopyranoside (CPRG) Sigma-Aldrich 59767
5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-glucuronide (X-Gluc) Sigma-Aldrich B8174
5-bromo-6-chloro-3 indolylcaprylate (magenta caprylate)  Sigma-Aldrich 53451
5-Bromo-4-chloro-myo-inositol phosphate (X-InP)  Sigma-Aldrich 38896
Petri dishes, polystyrene 100 mm by 15 mm Various Sterile
Flat bed scanner Various Xerox USB scanner
ImageJ software National Institutes of Health http://rsb.info.nih.gov/ij/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Guidance for industry: Guide to minimize microbial food safety hazards for fresh fruits and vegetables. U.S. Dept. of Health and Human Service, Food and Drug Administration, Center for Food Safety and Applied Nutrition (CFSAN). (1998).
  2. Bisha, B., Pérez-Méndez, A., Danyluk, M. D., Goodridge, L. D. Evaluation of Modified Moore swabs and continuous flow centrifugation for concentration of Salmonella and Escherichia coli O157:H7 from large volumes of water). J Food Prot. 74, 1934-1937 (2011).
  3. Sbodio, A., Maeda, S., Lopez-Velasco, G., Suslow, T. V. Modified Moore swab optimization and validation in capturing E. coli O157:H7 and Salmonella enterica in large volume field samples of irrigation water. Food Res Int. 51, 654-662 (2013).
  4. McEgan, R., et al. Detection of Salmonella spp. from large volumes of water by modified Moore swabs and tangential flow filtration. Lett Appl Microbiol. 56, 88-94 (2013).
  5. Solicitation Number: FDA-SS-1116253. Administration USFaD. (2013).
  6. Jokerst, J. C., et al. Development of a paper-based analytical device for colorimetric detection of select foodborne pathogens. Analytical Chemistry. 84, 2900-2907 (1021).
  7. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Butte, M. J., Whitesides, G. M. Patterned paper as a platform for inexpensive, low-volume, portable bioassays. Angew Chem Int Edit. 46, 1318-1320 (2007).
  8. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Wiley, B. J., Gupta, M., Whitesides, G. M. FLASH: A rapid method for prototyping paper-based microfluidic devices. Lab on a Chip. 8, 2146-2150 (1039).
  9. Abe, K., Suzuki, K., Citterio, D. Inkjet-printed microfluidic multianalyte chemical sensing paper. Analytical Chemistry. 80, 6928-6934 (1021).
  10. Cheng, C. M., et al. Millimeter-scale contact printing of aqueous solutions using a stamp made out of paper and tape. Lab on a Chip. 10, 3201-3205 (1039).
  11. Lu, Y., Shi, W. W., Jiang, L., Qin, J. H., Lin, B. C. Rapid prototyping of paper-based microfluidics with wax for low-cost, portable bioassay. Electrophoresis. 30, 1497-1500 (2009).
  12. Jokerst Rapid detection of pathogens using paper devices. US patent. Charles, S., Henry, L. D. G., Jana, C. WO2012125781 A3 (2012).
  13. T10-06 Colorimetric paper-based detection of Salmonella spp. and Escherichia coli from artificially contaminated irrigation river water. Bisha, B., et al. Internation Association for Food Protection Annual Meeting, Providence, RI, (2012).

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