Роман микрохирургические модели для Гетеротопическая, Собственная Блока грудной стенки, тимус, и Трансплантация сердца у мышей

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Oh, B., Furtmüller, G. J., Sosin, M., Fryer, M. L., Gottlieb, L. J., Christy, M. R., Brandacher, G., Dorafshar, A. H. A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice. J. Vis. Exp. (107), e53442, doi:10.3791/53442 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Все оперативные процедуры были завершены в соответствии с Университета Джонса Хопкинса и Соединенных Штатов департамента сельского хозяйства и требований системы общественного здравоохранения. Этот протокол следует университет комитет Джонса Хопкинса уходу и использованию животных, Экспертный совет утвердил руководящие (номер протокола M013M490). Данные выживаемости Окончательное был записан для хирургических процедур, описанных ниже. Оба доноров и получателей животные получают преимущественные анестезией бупренорфин в дозе 0,1 мг / кг подкожно один час до операции и в животного-реципиента бупренорфина повторно вводят в той же дозе после трансплантации и повторно дозируют при необходимости в течение первых 48 часов после операции.

1. Донор аллотрансплантата Восстановление

Примечание: Начните доноров часть трансплантата 40 мин раньше, чем пересадки получателя, чтобы свести к минимуму время получатель анестезии и для облегчения одновременной время окончания или слегка ухолжец время окончания против подготовки реципиента.

  1. Используйте стандартные стерильные микрохирургических инструментов и стерильных перчаток для процедуры. Наша лаборатория использует автоклав стерилизации микрохирургических инструментов.
  2. Обезболить доноров мыши (мужской), используя ИФ индукции испаритель на 4%. Использование атравматичные механические машинки для стрижки удалить волосы с шейки матки, грудной и брюшной области. Поместите животное в положении лежа на спине и поддерживать изофлурана на 1-2% через носовой конус. Обеспечить достаточную анестезию всей процедуры периодически оценке ОО щепотка снятие рефлекс.
  3. До рассечения кожи, широко подготовить оперативным путем применения повидон йод антисептическим последующим изопропилового спирта с использованием стерильного ватного тампона.
  4. Начните с поверхностной поперечной разрез кожи с помощью ножниц по всей шейного и кожи живота. Соедините оба разрезы на двусторонней основе по линии midaxillary.
  5. Использование микрохирургических щипцырассекать шейном отделе на двусторонней основе, чтобы определить, перевязывать и разделить внешние яремной вены с 6-0 шелковой нити и ножницы. Затем, используя электрокоагуляция разделить кивательной мышцы, чтобы выставить внутренние яремные вены и общих сонных артерий, на двусторонней основе. Пройдите 6-0 шелковой нити под левосторонний и правосторонний общей сонной и внутренней яремной вены в объемной моды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Они будут привязаны и разделен позже в шаге 1.9.
  6. Резко разделить ремешок мышцы и связанных с ними свободную рыхлой соединительной ткани, расположенные кпереди от трахеи, используя ножницы, чтобы освободить оставшиеся вложения в шейном отделе.
  7. Использование биполярного электрокоагуляции и резкое рассечение, разделить большой грудной мышцы и ключицы, чтобы разоблачить подключичной сосуды и перевязывать (6-0 шелковой нити) и разделить проксимально.
  8. Далее, аккуратно, понять и вывести пенис животного. По спинке полового члена визуализировать спинной вены полового члена и продезинфицироватьрегион с изопропилового спирта. С помощью иглы 30 G, вводят 30000 единиц гепарина внутривенно через заднюю вену и позволяют пенису отдачи обратно в исходное положение. Частичное утечки раствора гепарина в окружающие ткани могут возникнуть.
  9. Используя ранее размещенные сыпучих связей по всему общей сонной артерии и внутренней яремной вены, перевязывать и разделить структуры, на двусторонней основе.
  10. Следующая ножницы использовать, чтобы сделать поперечную intrabdominal разрез. Eviscerate кишечник, чтобы разоблачить infrahepatic нижнюю полую вену и вводят 2 мл холодной кардиоплегии раствором Евро-Коллинз в infrahepatic нижней полой вены. Обеспечить надлежащее инъекции по визуализации обесцвечивание печени и прекращение сердцебиения до продвижения к следующему шагу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: решение Евро-Коллинз подготовлен в нашей лаборатории, см таблицу специфических реагентов и приборов.
  11. Использование ножницы доступ внутригрудное полость с помощью двусторонней diaphragmatic разрез с открытой брюшной полости. Расширьте разрез медиальнее через межреберных мышц и ребер. Отражение грудной стенки подвергая сердце, тимус и большие сосуды одновременно обеспечивая сохранение внутренних грудных сосудов вдоль стенки грудной клетки.
  12. Внедрить suprahepatic нижнюю полую вену с 4 мл холодной кардиоплегии раствором Евро-Коллинз.
  13. Определить корень аорты и проследить дистальнее нисходящей аорты. Резко сократить нисходящей аорты (сохраняя максимальную длину).
  14. Определить легочный ствол и разделить только ближний к его точке ветвления (сохраняя максимальную длину). Затем с помощью 2 мл холодного раствора кардиоплегии Евро-Коллинз, промыть легочного ствола и сердце путем размещения мягкую пластиковую кончика катетера в просвет легочного ствола.
  15. Использование 6-0 шелковой нити, перевязывать и разделить нижнюю полую вену, слияния легочных вен и аксессуаров ветви двустороннего верхней полой вены. Затем поднятьи анализировать сердечную краниально от привязанностей вдоль главного стебля бронхов и трахеи с осторожностью, чтобы не войти в дыхательные пути. Использование острый и биполярного электрокоагуляции рассекать грудная стенка, тимус, и сердце полностью высвобождая его из мыши-донора.
  16. Наконец, обрезать аллотрансплантата грудной стенки Экс Vivo до меньшего размера, с помощью ножниц, вдоль грудины и боковой ребрышками, с осторожностью, чтобы не нарушить внутренней грудной сосуды (рис 1а). Чтобы свести к минимуму кровотечение после реваскуляризации, использовать биполярный электрокаутеризации вдоль границ osteomusculocutaneous грудины.
  17. Поместите аллотрансплантата в 10 мл холодной (4 O Цельсия) решение Евро-Collins, если получатель не готов к вставке. Однако, если получатель готов к вставке, передать аллотрансплантата прямо получателя операционного поля.

2. Получатель Подготовка

Примечание: Для того, чтобы свести к минимуму время получатель анестезии,начать подготовку получатель на отдельном оперативного станции примерно 40 мин до завершения уборки донор трансплантата.

  1. Используйте отдельный набор стандартных стерильных инструментов и микрохирургических стерильные перчатки для процедуры.
  2. Обезболить мышь получатель (мужчина или женщина), используя ИФ индукции испаритель на 4%. Использование атравматичные механические ножницы удалить волосы с правой шейного и грудного региона.
  3. Наведите в положении лежа на спине и угла правой руке слегка книзу, образуя угол 110 градусов между головой и правой верхней конечности. Поддержание анестезии на 1-2% изофлуран через носовой конус.
  4. Поместите нефтяной глазной мази на глазах мыши, используя хлопка аппликатора. До разрез кожи, широко подготовить место операции с помощью йодповидон антисептическое последующим изопропилового спирта.
  5. Используя ножницы, сделать разрез кожи от средней линии вдоль правой нижней Бордер нижней челюсти и расширить разрез InFero-сбоку от правой грудной области. Использование тупым пинцетом с микрососудистых, мобилизовать внешние яремной вены по окружности свободного судна из мягкой ткани и адвентиции. Разделите все ветви, используя электрокоагуляции, и снимите правую мочку подчелюстной слюнной железы с использованием резкого рассечение и электрокоагуляции, чтобы освободить место для аллотрансплантата.
  6. Обеспечить достаточную длину наружной яремной вены выворачивания над манжету, и лигировать вену внешнего использованием яремную вену 6-0 шелковой нити. Вставьте вену через просвет нарезанные полиимидной манжеты и использовать бульдожьего микрососудистой зажим для фиксации сосуда манжеты комплекс на месте. Затем, используя ножницы, проксимально разделить внешний яремную вену, Эверт на манжете, и закрепить в месте с 10-0 нейлона шва в. (1В)
  7. Разделите правильный кивательной мышцы с биполярным электрокоагуляции, чтобы выставить общую сонную артерию. По окружности мобilize артерии медиальнее дистальной большей точки в шейном отделе. Это достигается с помощью тупой диссекции сосуда щипцами для удаления мягких тканей и окружающей адвентиции.
  8. Использование 6-0 шелковой нити, перевязывать и разделить общую сонную артерию. Пропустите через артерию в просвет нарезанные полиимидной манжеты и закрепить его на месте с бульдогом микрососудов зажима как можно ближе к грудной входе, как это возможно. Разделите судно дистально, мягко расширяются судно, используя микрохирургической расширитель, Эверт на манжете, и закрепить в месте с 10-0 нейлона шва в. (1В)
    ПРИМЕЧАНИЕ: Конкретная микрохирургическая расширитель описано в таблице конкретных реагентов и приборов.

3. Врезка Аллотрансплантат

  1. Поддержание стандартного стерильного инструментария и стерильные перчатки, чтобы разместить аллотрансплантата в течение получателя шейного отдела в перевернутом положении и наклонном.
  2. Далее, поместите донор нисходящую AORтик просвет над артериальной манжеты конструкции получателя и зафиксируйте его в месте, которое он с 10-0 нейлона шва в (рис 1С и 1D).
  3. Моды же анастомоза, как в шаге 3.2 между донорами легочной артерии и вывернутой внешней яремной вены манжеты конструкции мыши-реципиента (рис 1С и 1D).
  4. Сначала удалите венозный зажим капилляров (наружная яремная вена) зажим, а затем отпустите артериальной зажим (зажим общей сонной артерии). Во время реперфузии артериальной осмотрите полноту аллотрансплантата для решения любой кровоизлияния. Если кровоизлияние визуализируется, повторно артериальное зажим, чтобы минимизировать потери крови и смягчить источника кровотечения с помощью электрокоагуляции биполярного.
  5. Осмотрите трансплантата и обеспечить гемостаз. Отпустите и полностью удалить артериальной микрососудов зажим. Соблюдайте сердце, чтобы показать признаки реперфузии, которые будут мгновенно очевидно с быстрым расширением объема камер сердца, и ждать беды, чтобы начать в течение 0,5-1 мин. Используйте теплую солевой раствор (35 ° по Цельсию), чтобы увлажнить сердце.
  6. Накройте грудной стенки в анатомическом положении, чтобы не вызвать каких-либо перегибов или напряженности на анастомозов. Закройте кожу хирургической раны, используя 6-0 в непрерывных швов нейлон (рис 1E).

4. Послеоперационный

  1. Администрирование 0,3 мл физиологического раствора внутрибрюшинно болюс жидкости немедленно после операции по замене жидкости.
  2. Затем подкожно вводят бупренорфин (0,1 мг / кг) и энрофлоксацин (5 мг / кг) за боль и инфекции профилактики, соответственно.
  3. Поместите животное под тепловой лампой до пробуждения от наркоза и вернуться к грудины лежачее положение. Во время восстановления, проверьте шею визуализировать фибрилляцию сердцебиение аллотрансплантата обеспечения адекватного трансплантата перфузии.
  4. После того, как проснулся и в лежачем положении, вернуться мыши отдельной клетке (без компании других мышей), Где он может получить пищу и воду без ограничений. Из любого временного незначительной ограничительного движения правой верхней конечности, оставить источник пищевой желатин на полу клетки.
  5. Соблюдайте мышь получатель в течение 1 часа после операции, а затем вернуть его в клетку, где ей можно получить пищу и воду без ограничений и проверяемого три раза в день в течение первых 24 ч для деятельности и потребления питания. Монитор мышей на наличие признаков боли и страданий и повторной дозы бупренорфина с 0,1 мг (кг /) подкожно два раза в день по мере необходимости для первого 72 ч. Изучите животных ежедневно после этого и взвесить их каждую неделю.
  6. Проконсультируйтесь с ветеринарным сотрудника, если какие-либо мыши обнаруживают признаки боли, бедствия или снижение потребления корма. Рассмотрим раннее эвтаназии (в нашем протоколе метод эвтаназии использует СО 2 передозировки в течение 7 минут, после чего цервикальной дислокации).
  7. Прекращение аллотрансплантата сердцебиения определяется как конкретной конечной точки наведении мыши, чтобы быть сacrificed.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Сингенная C57BL / 6 трансплантации достигается долгосрочное выживание. Дизайн аллотрансплантата (рис 1) оказался успешным с точки зрения выживания животных и способность оценивать текущую выживание трансплантата. Это было продемонстрировано через вышележащие кожи оставаясь жизнеспособным, активный рост волос продолжается аллотрансплантата, и пульс были в состоянии быть оценены с визуализацией и пальцем пальпации. Данные по выживаемости представлена ​​на рисунке 2 для сингенным пересадили мышам. Среднее время выживания было больше, чем 109 дней. Основываясь на данных по выживаемости, это разумно сделать вывод, что технический аспект пересаженной аллотрансплантата предназначен заливать полноту грудной клетки, вилочковой железы и сердца. Кроме того, способность сингенных животных, чтобы выжить длительный срок дополнительно поддерживает, что эта модель мыши не только возможно, но могут быть воспроизведены. Это доказательство правильности концепции целиком грудной стенки, тимуса, и трансплантации сердца проверяет йе мышиной модели для изучения в сочетании твердый орган и композитный васкуляризированных аллотрансплантации.

Рисунок 1
Рисунок 1. Интраоперационная фотографии. (A) грудной клетки, тимус, и сердце аллотрансплантата успешно восстановлены, обрезать, и визуализировали экс естественных условиях от задней стороны. Двусторонние внутренней грудной сосуды сохраняются. (Б) Получатель внешний яремной вены (стрелка) и общей сонной артерии (стрелка-указатель) являются фиксированными в течение вывернутые полиимидных манжеты при подготовке к сосудистой анастомоза. (С) аллотрансплантата сосудистые анастомозы завершена. Стрелка показывает анастомоз между донором легочной артерии, а получатель внешней яремной вены. Стрелка показывает анастомоз между донором нисходящей аорты и получателя общей сонной артерии. Звездочка указывает на тимус и отраженный грудной клетки визуализируется overlИгра на тимус. (г) выше увеличения показывает микрососудов-манжета анастомозов. (е) Полный аллотрансплантата вставка. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

фигура 2
Рисунок 2. Собственная блок грудной клетки, тимус, и сердце аллотрансплантата выживания кривые выживаемости Каплана-Майера из собственной блок грудной клетки, тимус, и сердце аллотрансплантат в сингенной C57BL / 6 мышей (п = 3;. Среднее время выживания было больше, чем 109 дней). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Есть множество явлений, фактор в иммунологическом исследовании аллотрансплантации, которые включают, но не ограничиваются ими механизмов острой и хронической отторжение, прямых и косвенных презентации антигена, получатель сенсибилизации, или индукции смешанной химеризма. 19 Животные модели стали золотой стандарт для изучения трансплантации иммунологии и мышиные модели народе реализованы из-за их низкой стоимости, доступности трансгенных и ген мышей с, коммерчески доступных моноклональных антител, относительная снизилась ветеринарных и жилищных потребностей, и легкость тиражирования. На сегодняшний день, несколько моделей пересадке сердца были разработаны для изучения трансплантации солидных органов. 19,22-27 Аналогично, множество моделей мыши были разработаны для изучения васкуляризированных композитный аллотрансплантации. 28 Тем не менее, изучение комбинированного твердого органа и сосудами композитного аллотрансплантации ограничено,и методы до сих пор не установлено, у мышей. В ванной блок грудной клетки, тимус, и пересадка сердца мышиной модели, представленные здесь, надежным и воспроизводимой инструментом для изучения эффектов и иммунологических механизмов в сочетании твердого органа и сосудами композитного аллотрансплантации.

Для дальнейшего продвижения поле трансплантации, обещание продлить выживаемость трансплантата и минимизацию иммуносупрессии через новые методов лечения должна быть продолжена. Один из таких подходов лежит через индукцию смешанной частичной химеризма (приживления донорских кроветворных клеток у реципиента), что может привести к иммуносупрессии свободной донорской определенного допуска, даже если в некоторых случаях химеризмом не поддерживается. 29,30 костного мозга Переливание / Трансплантация в паре с твердым органа 31 или сосудами композитного allotransplanation 32,33 требует предварительной подготовки обширный представляет собой серьезную проблему. Васкуляризированных костного мозга, Ас частью васкуляризированной композитного трансплантата конструкции, могут обойти эту проблему. Трансплантация костного мозга васкуляризированных позволяет непрерывной передачи клеток донора костного мозга в сохраненной доноров микросреды и, как полагают, превосходит трансплантации костного мозга сотовой только в индукции толерантности и снижению требований иммуносупрессии. 34-36 Более того, включение из ткани вилочковой железы с трансплантацией костного мозга сосудами показали увеличение Т-клеток химеризм донорской происхождения, в конечном счете играет вспомогательную роль в индукции и поддержания химеризма. 2,9 вышеупомянутых стратегий выживания трансплантата продления и минимизации иммуносупрессии была фундамент концептуализации комбинированный твердый орган, тимус, и васкуляризированной композитный аллотрансплантата модель мыши.

Гетеротопической целиком грудной стенки, тимуса, и трансплантации сердца представляет собой объединение нескольких егоМодели torical животных. Шейки трансплантации сердца Гетеротопическая с использованием не-шов манжеты у мышей была хорошо известна и считается менее технически сложных, чем гетеротопической брюшной трансплантации микрососудистых сердца. 19 В самом деле, техника манжеты был реализован в нескольких других моделей трансплантации животных. 37-44 Гетеротопическая грудины трансплантации у крыс был введен в 1999 году в Сантьяго и др. в качестве альтернативного метода для изучения трансплантации костного мозга васкуляризированных. 1 Они смогли показать долгосрочный периферической химеризм, терпимости, и выживание после прекращения иммуносупрессии на послеоперационный день 30. 1 Bozkurt и др. Впоследствии была разработана модель крысы в 2013 году, чтобы включить тимус и в полной мере в osteomyocutaneous части грудной стенки. Следует отметить, однако, что эта модель отличается от нашей модели в нескольких аспектах. Это включает в себя: (1) их модель быть лишен какого-либо твердогоорганы, (2) завершается у крыс с использованием традиционных микрохирургических методов, (3) перевязка внутренних грудных сосудов во время сбора урожая доноров, (4) осуществление односторонней, одной ножки с помощью общей сонной артерии и наружной яремной вены, и (5 ) трансплантация аллотрансплантата в паховой области. 2 Тем не менее, их модель была в состоянии продемонстрировать, что тимус из-донора происхождения играет важную роль не только для химеризма увеличения, но и для поддержания химеризма по сравнению с трансплантацией костного мозга васкуляризированной кости в одиночку. 2 Последующие свиней модели сотрудничества трансплантации тимуса и сердца показали превосходный эффект на выживаемость трансплантата сердца. 10,11 преимущества каждого моделей животных, но отсутствие в естественных механистической исследований, относящихся к комбинированной твердой органа, тимуса, и васкуляризированной композитный аллотрансплантация предложено нашей группе для разработки этой модели.

Опыт эксecuting этот новый модель выставлены определенные уроки, требующие нашу команду возбуждать изменения в целях достижения лучшей выживаемости животных. Эта модель была предпринята попытка с одним оператором, который в конечном итоге длительной оперативной и анестезии время, чтобы в течение 3-4 ч, а также длительное время холодовой ишемии. Животные не проснется после прекращения процедуры. Реализация двух командного подхода в сократить общий оперативный и анестезии время 90 мин. Это отражено в 60 мин времени анестезии мыши-реципиента, и 0-10 мин аллотрансплантата время холодной ишемии. Во время реперфузии трансплантата, мышь восприимчивы к кровоизлиянию, которые могут ограничить его живучесть в непосредственной периоперационная. Мы выступаем дотошный осмотр трансплантата экс естественных условиях для потенциальных источников кровоизлияния, а также нежный выпуск бульдог микрососудов зажима во время трансплантата реперфузии. Размещая аллотрансплантата в отраженном положении легче определить конкретные участкикровотечение. Кроме того, эта позиция трансплантат вставка способствует наиболее эргономичный рельеф сосудов снижает риск сосудистой перегибов. Наконец, с первого 48 часов восстановления, верхний правый ряд оконечность реципиента мыши движения может быть затруднено в отношении восхождение на клетку, чтобы получить пищу и воду. Поэтому, мы рекомендуем размещение желатиновых пищевых источников по клетке, чтобы облегчить потребление питания. Обычно послеоперационной день 3, полный диапазон движения вернулась в правой верхней конечности.

Хотя существуют ограничения этой модели, которые включают в себя необходимость технического мастерства в микрохирургии, наличие двух одновременных микроскопов, и требование двух командного подхода в, он, тем не менее показано, что успешный подход для выполнения механистические иммунологические исследования, связанные с в сочетании твердого орган и композитный васкуляризированной аллотрансплантация. Его широкое применение может также способствовать развитию нового Immunosuppressive протоколы, изучающие механику острой и хронической отторжение, и реализация возможных стратегий, чтобы вызвать и поддерживать химеризм и продлить выживаемость трансплантата.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Euro-Collins Solution The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml.
Ingredients: 1.02 g KH2PO4, 3.66 g K2HPO4, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO3, and 17.52 g of glucose.
Suture Ethilon MWI 72667 6-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)
Polyimide Cuff Vein (21G) Vention Medical 141-0043 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Polyimide Cuff Artery (24G) Vention Medical 141-0027 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Soft plastic tip catheter Terumo SR*OX2419CA 24G x 3/4" 
Microsurgical dilator S&T D-5a.1 Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19, (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57, (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56, (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115, (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75, (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32, (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11, (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81, (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103, (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4, (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355, (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27, (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32, (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53, (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104, (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73, (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753 (2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22, (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2, (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5, (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16, (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20, (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26, (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51, (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64, (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346, (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90, (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4, (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86, (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27, (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198 (2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8, (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133, (2), 133e (2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129, (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022 (2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93, (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11, (1), 571-577 (1979).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics