Microsurgical דגם חדשני לHeterotopic, כמקשה אחת בחזה קיר, קורנית, ולב השתלה בעכברים

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Oh, B., Furtmüller, G. J., Sosin, M., Fryer, M. L., Gottlieb, L. J., Christy, M. R., Brandacher, G., Dorafshar, A. H. A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice. J. Vis. Exp. (107), e53442, doi:10.3791/53442 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

כל הנהלים האופרטיביים הושלמו בעמידה באוניברסיטת ג'ונס הופקינס וארצות הברית מחלקת החקלאות וצריכת שירותי בריאות הציבור. פרוטוקול זה כדלקמן ועדת אוניברסיטת ג'ונס הופקינס טיפול בבעלי חיים ושימוש, לוח הסקירה מוסדי אישר הנחיות (מספר פרוטוקול M013M490). נתוני הישרדות סופיים נרשמו להליכים כירורגיים המתוארים להלן. שני החיות התורם והמקבל יקבלו הרדמה מנע באמצעות עצירות ברמה של 0.1 מ"ג / קילוגרם sc שעה אחת לפני ניתוח ובעצירות החיה נמען מחדש מנוהלות באותו המינון לאחר השתלה מחדש במינון לפי צורך ב -48 השעות הראשונות לאחר ניתוח.

1. תורם שחזור שתל

הערה: בגין חלק התורם של דקות השתלת 40 לפני השתלת הנמען כדי למזער את זמן הרדמה נמען וכדי להקל על שעת סיום בו זמנית או מעט אוזןשעת סיום Lier לעומת הכנת הנמען.

  1. משתמש במכשירים סטנדרטיים סטרילי מייקר וכפפות סטריליות להליך. המעבדה שלנו משתמשת עיקור החיטוי של מכשירי מייקרו.
  2. להרדים את עכבר התורם (זכר) באמצעות מכשיר אדים אינדוקציה isoflurane ב 4%. קוצץ מכאני atraumatic באמצעות להסיר את השיער מצוואר הרחם, החזה, ואזור בטן. מניחים את החיה במצב שכיבה ולשמור isoflurane על 1-2% בחרטום. ודא הרדמה נאותה לאורך כל ההליך על ידי מעת לעת הערכת רפלקס נסיגת קמצוץ הבוהן.
  3. לפני החתך בעור, באופן נרחב להכין אופרטיבי על ידי יישום יוד povidone חיטוי ואחריו אלכוהול איזופרופיל באמצעות מקלון צמר גפן סטרילי.
  4. תתחיל עם חתך בעור רוחבי שטחי עם מספריים על פני העור בצוואר הרחם ובטן. חבר שני החתכים בילטרלי לאורך קווי midaxillary.
  5. בעזרת מלקחיים מייקרלנתח את אזור צוואר הרחם דו-צדדי לזהות, לקשור ולחלק את ורידי הצוואר החיצוניים עם תפר 6-0 משי ומספריים. אז electrocautery באמצעות לחלק את שרירי sternocleidomastoid לחשוף את ורידי הצוואר הפנימיים ועורקי תרדמה משותפים, דו-צדדי. לעבור תפר 6-0 משי תחת שמאל-צדדי וזכות-צדדי תרדמה משותפת וורידי הצוואר פנימיים באופנה בתפזורת.
    הערה: הם יהיו קשורים ומחולקים מאוחר יותר בשלב 1.9.
  6. חדות לחלק את שרירי הרצועה ורקמת areolar רופף נלוות, הממוקמים קדמית לקנה הנשימה, באמצעות מספריים כדי לשחרר את הקבצים המצורפים שנותרו באזור צוואר הרחם.
  7. באמצעות electrocautery דו קוטבי ונתיחה חדה, לחלק את השרירים גדולים pectoralis ובריח לחשוף את כלי ולקשור (6-0 תפר משי) subclavian ולחלק proximally.
  8. בשלב הבא, בעדינות, לתפוס ולמשוך את איבר המין של בעלי החיים. לאורך dorsum של הפין לדמיין את וריד הגב של הפין, ולחטאאזור עם אלכוהול איזופרופיל. באמצעות מחט 30 G, להזריק 30,000 יחידות של הפרין לוריד דרך וריד הגב ולאפשר הפין להירתע חזרה לעמדתו המקורית. דליפה חלקית של פתרון הפרין לרקמה הסובבת עלולה להתרחש.
  9. באמצעות הקשרים בתפזורת הניחו בעבר סביב עורק תרדמה משותף ווריד הצוואר פנימי, לקשור ולחלק את המבנים, דו-צדדי.
  10. מספריים שימוש הבא לעשות חתך רוחבי intrabdominal. כסח את המעיים כדי לחשוף את נחות הווריד הנבוב infrahepatic ולהזריק 2 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס הקר לתוך הווריד הנבוב הנחות infrahepatic. להבטיח הזרקה נאותה על ידי לדמיין שינוי צבע כבד והפסקת פעימות הלב לפני קידום לשלב הבא.
    הערה: פתרון האירו-קולינס מוכן במעבדה שלנו, ראה טבלה של ריאגנטים ומכשירים ספציפיים.
  11. מספריים בגישת חלל intrathoracic באמצעות diaph הדו-צדדיחתך ragmatic מהבטן החשופה. להאריך את החתך cephalad דרך השרירים הבין צלעיים וצלעות. משקף קיר חזה חושף את הלב, התימוס, וכלי גדול, תוך הבטחת שמירה על כלי בית החזה הפנימיים לאורך קיר החזה בו זמנית.
  12. להזריק את נחות הווריד הנבוב suprahepatic עם 4 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס קר.
  13. זהה את השורש של אב העורקים ואת עקבות distally לאב העורקים היורדים. באופן חד לחתוך את אב העורקים היורדים (שימור אורך מקסימאלי).
  14. זהה את תא המטען ריאתי ולחלק רק הפרוקסימלי לנקודת הסניף שלה (שימור אורך מקסימאלי). לאחר מכן באמצעות 2 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס קר, לשטוף את תא מטען ולב ריאה על ידי הצבת קטטר קצה פלסטיק רך ללומן של תא המטען ריאתי.
  15. באמצעות תפר 6-0 משי, לקשור ולחלק את הווריד הנבוב הנחות, נקודת המפגש של ורידי ריאה, וסניפי אבזר של הווריד הנבוב מעולה בין שתי המדינות. אז לרומםולנתח את cephalad הלב מהקבצים המצורפים לאורך הסמפונות העיקרית גזע וקנה נשימה בזהירות שלא להיכנס לדרך הנשימה. באמצעות electrocautery החד ודו קוטבי לנתח את החזה, התימוס, והלב משחרר אותו לחלוטין מעכבר התורם.
  16. לבסוף, לקצץ את קיר חזה שתל vivo לשעבר לגודל קטן יותר, באמצעות מספריים, לאורך עצם החזה וcostae רוחב, בזהירות שלא לשבש את כלי הפנימיים של בית החזה (איור 1 א). כדי למזער את הדימום הבא revascularization, להשתמש electrocauterization דו קוטבי לאורך הגבולות של עצם החזה osteomusculocutaneous.
  17. מניחים את השתל ב 10 מיליליטר של (צלזיוס 4 O) הקרה פתרון האירו-קולינס אם הנמען אינו מוכן להבלעה. עם זאת, אם המקבל הוא מוכן להבלעה, להעביר את השתל ישר לשדה הנמען האופרטיבי.

2. הכנת נמען

הערה: כדי לצמצם את זמן הרדמה נמען,מתחיל בהכנת הנמען בתחנה אופרטיבית נפרדת כ 40 דקות לפני סיום קציר שתל תורם.

  1. השתמש בערכה של מכשירים סטנדרטיים סטרילי מייקר וכפפות סטריליות להליך נפרדת.
  2. להרדים את עכבר הנמען (זכר או נקבה) באמצעות מכשיר אדים אינדוקציה isoflurane ב 4%. באמצעות קוצץ מכאני atraumatic להסיר את השיער מאזור צוואר הרחם ובית החזה הימני.
  3. מניחים את העכבר בעמדה וזווית האיבר הימני העליון מעט inferiorly להרכיב זווית 110 מעלות בין הראש והגפיים ימני העליונים שכיבה. לשמור על הרדמה על isoflurane 1-2% באמצעות חרטומו.
  4. הנח משחת עיני נפט בעיני העכבר באמצעות מוליך קצה כותנה. לפני החתך בעור, להכין נרחב האתר האופרטיבי באמצעות יוד povidone חיטוי ואחריו אלכוהול איזופרופיל.
  5. בעזרת מספריים, לעשות חתך בעור מקו האמצע לאורך בור הנחותה תקיןדר של הלסת התחתונה ולהרחיב את החתך infero-רוחבית לאזור בית החזה הימני. באמצעות נתיחה בוטה עם מלקחיים כלי דם, לגייס את וריד הצוואר החיצוני על ידי circumferentially חופשי הכלי מרקמות וadventitia רכים. לחלק את כל הסניפים באמצעות electrocautery, ולהסיר את האונה הימנית של בלוטת submandibular באמצעות נתיחה וelectrocautery חדות למקום פנוי עבור השתל.
  6. ודא מספיק אורך של וריד הצוואר החיצוני לאוורט על שרוול, ולקשור את הצוואר החיצוני וריד באמצעות תפר 6-0 משי. הכנס את הווריד באמצעות לומן של שרוול polyimide החתוך ולהשתמש מהדק כלי דם בולדוג לתקן מורכב כלי-שרוול במקום. לאחר מכן באמצעות מספריים, proximally לחלק את וריד הצוואר החיצוני, אוורט על השרוול, ולתקן במקום עם תפר 10-0 ניילון. (איור 1)
  7. מחלקים את השרירים sternocleidomastoid תקין עם electrocautery דו קוטבי לחשוף את עורק תרדמה המשותף. אספסוף circumferentiallyilize העורק cephalad לרוב נקודת דיסטלי באזור צוואר הרחם. המטרה זו מושגת באמצעות נתיחה בוטה של ​​כלי השיט עם מלקחיים כדי להסיר רקמות רכות וadventitia שמסביב.
  8. באמצעות תפר 6-0 משי, לקשור ולחלק את עורק תרדמה המשותף. להעביר את העורק באמצעות לומן של שרוול polyimide החתוך ולתקן אותה במקום עם מהדק כלי דם בולדוג קרוב לכניסה של בית החזה ככל האפשר. מחלקים את כלי distally, בעדינות להרחיב את הכלי באמצעות מרחיב מייקר, אוורט על השרוול, ולתקן במקום עם תפר 10-0 ניילון. (איור 1)
    הערה: מרחיב המייקר הספציפי מתואר בטבלה של חומרים כימיים ומכשירים ספציפיים.

3. שתל הבלעה

  1. לשמור על מכשור סטרילי סטנדרטי וכפפות סטריליות למקום השתל בתוך אזור צוואר רחם הנמען במהופך ועמדה אלכסונית.
  2. לאחר מכן, הנח את AOR יורד תורםלומן טיק מעל מבנה שרוול עורקים של הנמען ולתקן אותה במקום זה עם תפר 10-0 ניילון (איור 1 ג ו1D).
  3. אופנה באותה ההשקה כמו בשלב 3.2 בין עורק הריאה התורם ומבנה וריד הצוואר השרוול החיצוני כלפי חוץ של עכבר הנמען (איור 1 ג ו1D).
  4. ראשית להסיר מהדק ורידי כלי דם (מהדק וריד הצוואר חיצוני) ולאחר מכן שחרר את המהדק העורק (מהדק עורק תרדמה משותפת). במהלך reperfusion עורקים, לבדוק את השלמות של השתל לענות על כל דימום. אם הדימום הוא דמיין, החל מחדש את המהדק העורק כדי להקטין את איבוד דם ולמתן את מקור הדימום באמצעות electrocautery דו קוטבי.
  5. בדוק את השתל ולהבטיח עצירת דימום. לשחרר ולהסיר את מהדק כלי דם עורקים לחלוטין. שים לב ללב להראות סימנים של reperfusion, אשר יהיו באופן מיידי נראית לעין עם הרחבת נפח מהירה של תאי לב, ולחכות לבאכילה להתחיל בתוך 0.5-1 דקות. השתמש במלח חם (35 מעלות צלזיוס) כדי ללחלח את הלב.
  6. לעטוף את החזה לעמדה אנטומית כדי שלא לגרום לכל מסתלסלים או מתחים על anastomoses. סגור את העור של פצע הניתוח הוא באמצעות 6-0 תפרי ניילון רציפים (איור 1E).

4. לאחר ניתוח טיפול

  1. לנהל בולוס נוזלי intraperitoneal מלוח 0.3 מיליליטר נורמלי מייד לאחר הניתוח להחלפת נוזל.
  2. אז תת עורי להזריק עצירות (0.1mg / קילוגרם) וEnrofloxacin (5mg / קילוגרם) לטיפול מונע כאב ודלקת, בהתאמה.
  3. מניחים את החיה תחת מנורת חום עד שהתעורר מהרדמה ולחזור לכיבה sternal. במהלך התאוששות, לבדוק את הצוואר כדי להמחיש את פעימת לב הרעד הזה של שתל הבטחת זלוף שתל המתאים.
  4. ברגע ער ובמצב שכיבה, להחזיר את העכבר לכלוב נפרד (ללא החברה של עכברים אחרים) בו הוא יכול לקבל מזון ומים כרצונך. בשל כל תנועה מגבילה קטין זמנית של האיבר הימני העליון, לעזוב מקור מזון ג'לטין על רצפת הכלוב.
  5. שים לב לעכבר הנמען עבור שעה 1 לאחר הניתוח ולאחר מכן להחזיר אותו למתקן הכלוב שבו הוא יכול לקבל כרצונך מזון ומים ונבדק שלוש פעמים ביום במשך 24 שעות הראשונות לפעילות והצריכה תזונתית. צג עכברי סימנים של כאב ומצוקה ומחדש מנה עם עצירות (0.1mg / kg) תת עורי פעמיים ביום לפי צורך לשעה 72 הראשונה. בדוק את החיות יומיות לאחר מכן ולשקול אותם בכל שבוע.
  6. התייעץ עם חבר צוות וטרינרים עם אם כל עכברים להציג סימנים של כאב, מצוקה, או ירידה בצריכת מזון. לשקול המתת חסד מוקדמת (בפרוטוקול שלנו טכניקת המתת חסד מעסיקה CO 2 ממנת יתר ל7 דקות, ואחריו נקע בצוואר הרחם).
  7. הפסקה של לב שתל הפעימה מוגדרת כנקודת סיום ספציפית שגרמה בעכבר כדי להיות שלacrificed.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Syngeneic C57BL / 6 השתלות השיגו הישרדות לטווח ארוכה. העיצוב של השתל (איור 1) הוכח כמוצלח מבחינה ההישרדות של בעלי חיים ואת היכולת להעריך הישרדות שתל מתמשכת. זה הודגם באמצעות עור שמעליה נותר צמיחה בת-קיימא, פעילה שתל מתמשך שיער, ופעימות לב היינו יכול להיות מוערך עם הדמיה ומישוש אצבע. נתוני הישרדות מיוצגים באיור 2 לעכברי syngeneic מושתלים. זמן ההישרדות הממוצע היה גדול יותר מאשר 109 ימים. בהתבסס על נתוני ההישרדות, סביר להסיק שההיבט הטכני של השתל המושתל נועד perfuse השלמות של קיר חזה, התימוס, ולב. יתר על כן, היכולת של בעלי החיים syngeneic לשרוד לטווח ארוך תומכת עוד כי מודל עכבר זה לא רק אפשרי אלא יכול להיות משוכפל. הוכחה של מושג זה en קיר חזה גוש, התימוס, והשתלת לב מאמתת המודל עכברי דואר ללמוד בשילוב איבר מוצק וallotransplantation מרוכבים כלי הדם.

איור 1
איור 1. תמונות Intraoperative. (א) קיר החזה, התימוס, ושתל לב הוא התאושש בהצלחה, גזוז, ומדמיין vivo לשעבר מההיבט האחורי. כלי בית החזה הפנימיים בין שתי המדינות יישמרו. (ב) הנמען חיצוני וריד הצוואר (החץ) ועורק תרדמה משותף (ראש החץ) הוא כלפי חוץ קבוע מעל אזיקי polyimide בהכנה להשקת כלי דם. Anastomoses כלי דם (C) השתל הושלם. החץ מראה את ההשקה בין עורק הריאה התורם ווריד הצוואר החיצוני הנמען. ראש החץ מראה את ההשקה בין אב העורקים היורדים תורם ועורק התרדמה משותפת נמען. הכוכבית מזהה את בלוטת התימוס וקיר החזה משתקף היא דמיין overlיינג התימוס. (ד) הגדלה גבוהה יותר מראה את כלי הדם anastomoses השרוול. הבלעה שתל מלאה (ה). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

איור 2
קיר חזה, התימוס, והישרדות איור 2. מקשת לב שתל עקומות הישרדות קפלן-מאייר של en קיר חזה גוש, התימוס, וallotransplant לב בעכברי C57BL / 6 syngeneic (n = 3;. זמן ממוצע הישרדות היה גבוה יותר מאשר 109 ימים). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

יש המון תופעות שגורמות לחקירה החיסונית של allotransplantation, הכולל אך אינם מוגבלים למנגנונים של דחייה אקוטית וכרונית, מצגת אנטיגן ישירה ועקיפה, רגישות נמען, או האינדוקציה המעורב chimerism. 19 מודלים בבעלי חיים הפכו תקן הזהב לחקר אימונולוגיה השתלה, ומודלי עכבר עממי יושמו בשל עלותם הנמוכה, הזמינות של עכברים הטרנסגניים ונוקאאוט הגן, נוגדנים חד שבטיים זמינים מסחרי, ביחס ירד דרישות וטרינריות ודיור, ואת הקלות של שכפול. עד כה, מודלים השתלת לב מרובים תוכננו ללמוד השתלת איברים מוצקה. 19,22-27 כמו כן, שפע של דגמי עכבר פותחו ללמוד allotransplantation מרוכבים כלי הדם. 28 עם זאת, המחקר של איבר מוצק בשילוב וallotransplantation מרוכבים כלי הדם מוגבל,והטכניקות עדיין לא הוקמו בעכברים. קיר חזה גוש, התימוס, ומודל en השתלת לב עכברי שהוצג כאן הוא כלי אמין ושכפול כדי לחקור את ההשפעות ומנגנונים חיסוניים של איברים מוצקים בשילוב וallotransplantation מרוכבים כלי הדם.

לקדם את התחום של השתלה נוספת, ההבטחה של הארכת הישרדות שתל ומזעור הדיכוי החיסוני באמצעות שיטות טיפול חדשניות חייבת להיות רדופה. גישה אחת כזו היא באמצעות הגיוס של מעורב chimerism (engraftment החלקית של תאי hematopoietic התורם בנמען), אשר יכול להוביל לסובלנות ספציפית תורם ללא דיכוי חיסוני, גם אם בחלק מהמקרים לא נגרם chimerism. 29,30 עצם עירוי מח / השתלת זיווג עם איבר מוצק 31 או 32,33 allotransplanation מרוכבים כלי דם דורשת נפשית מראש נרחב פוזות אתגר משמעותי. כלי דם במח עצם,חלק של מבנה של שתל מרוכבים כלי דם, יכול לעקוף את הבעיה הזו. השתלת מח עצם כלי דם מאפשרת ההעברה הרצופה של תאי מח עצם תורם בתוך מייקרו-סביבת התורם נשמר, ונחשבת למעולה להשתלת מח עצם סלולרית לבד באינדוקציה של סובלנות וצמצום דרישות דיכוי חיסוני. 34-36 יתר על כן, ההתאגדות של רקמת בלוטת התימוס עם השתלת מח עצם כלי דם הראה להגדיל chimerism T-cell ממוצא תורם סופו של דבר לשחק תפקיד תומך באינדוקציה והתחזוקה של chimerism. 2,9 האסטרטגיות האמורות להאריך הישרדות שתל ומזעור דיכוי חיסוני היה הבסיס להמשיג איבר בשילוב מוצק, התימוס, ומודל עכבר שתל מרוכבים כלי דם.

Heterotopic en קיר חזה גוש, התימוס, והשתלת לב הוא מיזוג של מספר רב שלומודלים של בעלי החיים torical. השתלת לב בצוואר הרחם Heterotopic באמצעות שרוול שאינו תפר בעכברים כבר מבוססת היטב ונחשבת פחות תובעני מבחינה טכנית מאשר השתלת לב כלי דם בבטן heterotopic. 19 למעשה, טכניקת השרוול יושמה בדגמי השתלת בעלי חיים רבים אחרים. 37-44 Heterotopic השתלת עצם חזה בחולדות הוצגה בשנת 1999 על ידי אל סנטיאגו et. כשיטת חלופית ללמוד השתלת מח עצם כלי דם. 1 הם הצליחו להראות chimerism לטווח ארוך היקפי, סובלנות, והישרדות הבאה הפסקת דיכוי חיסוני ביום לאחר ניתוח 30. 1 Bozkurt et al. לאחר מכן פיתח מודל חולדה בשנת 2013 כדי לשלב את התימוס ואת מלוא היקף חלק osteomyocutaneous של קיר החזה. יש לציין, עם זאת, כי מודל זה שונה מהמודל שלנו בהיבטים רבים. זה כולל: (1) המודל שלהם להיות נטול כל מוצקאיברים, (2) שהושלמו בחולדות באמצעות טכניקות מייקר מסורתיות, (3) קשירה של כלי בית החזה הפנימיים במהלך מסיק תורם, יישום pedicle חד-צדדי, אחת באמצעות עורק תרדמה משותף ווריד הצוואר חיצוני, ו( 4) (5 השתלה) של השתל לאזור המפשעה. 2 עם זאת, המודל שלהם הצליח להוכיח שהתימוס של תורם-המוצא משחק תפקיד משמעותי לא רק להגדלת chimerism אלא גם לתחזוקת chimerism לעומת השתלת מח עצם כלי דם לבד. 2 המודלים חזירים הבאים של שיתוף השתלה של התימוס והלב הראו השפעה מעולה על הישרדות שתל לב. 10,11 היתרונות של כל המודלים של בעלי החיים, אבל חוסר מכניסטית במחקרי vivo הנוגע לאיבר בשילוב מוצק, התימוס, וכלי דם allotransplantation מרוכבים תתבקש הקבוצה שלנו לעצב את המודל הזה.

לשעבר הניסיוןecuting מודל הרומן הזה הציג שיעורים מסוימים הדורשים צוות שלנו להנהיג שינויים על מנת להשיג הישרדות של בעלי חיים טובים יותר. מודל זה היה ניסיון עם מפעיל אחד, שסופו של דבר האריך את זמן הניתוח והרדמה ליותר מ 3-4 שעות וגם זמן איסכמיה הקרה ממושך. בעלי חיים לא ער לאחר סיומו של ההליך. יישום של גישת שני צוות לחתוך זמן הניתוח והרדמה הכולל של 90 דקות. זה בא לידי ביטוי ב -60 דקות זמן הרדמה של עכבר הנמען, וזמן איסכמיה הקרה 0-10 דקות שתל. במהלך reperfusion שתל, העכבר הוא רגיש לדימום, אשר יכול להגביל את השרידות שלו בפרי הניתוח המיידי. אנחנו תומכים בדיקה מדוקדקת של vivo לשעבר שתל למקורות פוטנציאליים של דימום, כמו גם שחרור עדין של כלי דם מהדק בולדוג במהלך reperfusion שתל. על ידי הצבת השתל בעמדה לידי ביטוי קל יותר לזהות אתרים ספציפיים שלמְדַמֵם. יתר על כן, עמדת הבלעה שתל זה מטפח שכב ארגונומי ביותר של כלי ממזער את הסיכון של מסתלסל כלי. לבסוף, עם 48 שעות הראשונות של התאוששות, מגוון של עכבר הנמען הימני העליון של תנועת גפיים עלול להתעכב בכל הקשור לטיפוס הכלוב כדי להשיג מזון ומים. לכן, אנו ממליצים מיקום של מקורות תזונתיים ג'לטין לאורך הכלוב כדי להקל על הצריכה תזונתית. בדרך כלל ביום שלאחר ניתוח 3, טווח תנועה מלא מוחזר בתוך הגפיים ימני העליונים.

למרות שיש מגבלות למודל זה, הכוללים את הצורך במיומנות טכנית במייקרו, זמינות של שני מיקרוסקופים בו זמנית, ודרישה של גישת שני צוות, זה הראה בכל זאת להיות גישה מוצלחת לבצע מחקרים חיסוניים מכניסטית הקשורים ל איבר בשילוב מוצק וallotransplantation מרוכבים כלי דם. היישום הרחב יותר שלה עשוי לתרום עוד יותר לפתח immun רומןפרוטוקולי osuppressive, מכניקת הלימוד של דחייה אקוטית וכרונית, ויישומן של אסטרטגיות פוטנציאליות לגרום וללקיים chimerism, ולהאריך את הישרדות שתל.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Euro-Collins Solution The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml.
Ingredients: 1.02 g KH2PO4, 3.66 g K2HPO4, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO3, and 17.52 g of glucose.
Suture Ethilon MWI 72667 6-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)
Polyimide Cuff Vein (21G) Vention Medical 141-0043 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Polyimide Cuff Artery (24G) Vention Medical 141-0027 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Soft plastic tip catheter Terumo SR*OX2419CA 24G x 3/4" 
Microsurgical dilator S&T D-5a.1 Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19, (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57, (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56, (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115, (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75, (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32, (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11, (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81, (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103, (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4, (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355, (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27, (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32, (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53, (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104, (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73, (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753 (2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22, (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2, (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5, (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16, (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20, (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26, (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51, (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64, (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346, (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90, (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4, (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86, (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27, (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198 (2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8, (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133, (2), 133e (2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129, (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022 (2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93, (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11, (1), 571-577 (1979).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics