Karakterisering en toepassing van passieve samplers voor Monitoring van bestrijdingsmiddelen in het water

1Department of Aquatic Sciences and Assessment, Swedish University of Agricultural Sciences, 2Center for Chemical Pesticides, Swedish University of Agricultural Sciences
Environment

Your institution must subscribe to JoVE's Environment section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water. J. Vis. Exp. (114), e54053, doi:10.3791/54053 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Vijf verschillende water passieve samplers werden gekalibreerd onder laboratoriumcondities voor het meten van 124 legacy en de huidige gebruikte bestrijdingsmiddelen. Deze studie geeft een protocol voor de passieve sampler voorbereiding, kalibratie, extractie methode en de instrumentele analyse. Sampling rates (R S) en passieve sampler-water verdelingscoëfficiënten (K PW) werden berekend voor siliconenrubber, polaire organische chemische integratieve sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS en C 18 schijf. De opname van de geselecteerde verbindingen afhankelijk van hun fysisch-chemische eigenschappen, dat wil zeggen, siliconenrubber toonden een betere opname voor meer hydrofobe stoffen (log octanol-water verdelingscoëfficiënt (K OW)> 5,3), terwijl POCIS-A, POCIS-B en SDB- RPS schijf waren meer geschikt voor hydrofiele verbindingen (log K OW <0,70).

Introduction

Pesticiden worden continu geïntroduceerd om het aquatisch milieu en een risico voor waterorganismen 1 opleveren. Monitoring van bestrijdingsmiddelen in de waterige omgeving wordt typisch uitgevoerd middels greepstaalname dit echter monsternemingstechniek niet volledig verklaren temporele variaties teweegbrengen vanwege stromingsfluctuaties of episodische ingangen (bijvoorbeeld precipitatie, overstorten, afvalwater lagune release) 2 , 3. Zo moet het toezicht op methoden die moeten worden verbeterd voor een betere inschatting van milieurisico's in verband met pesticiden. Passieve sampling maakt continue bewaking over een langere periode met een minimum aan infrastructuur en lage concentraties van verontreinigingen 4,5.

Passieve samplers hebben aangetoond dat het een waardevol instrument voor de monitoring in het grondwater 6, zoet water 7-10, afvalwater 11 en mariene wateren 12 zijn. Naast bewakingsdoeleinden 15 analyse, toxicologie testen 16,17 en als alternatief voor de monitoring van sediment- en 18. Passieve samplers accumuleren chemicaliën doorlopend van water en voer de tijd gewogen gemiddelde (TWA) concentraties 14. De opname van de verontreiniging is afhankelijk van de bemonsteringsfrequentie (Rs) en passieve sampler-water verdelingscoëfficiënt (K PW), die afhangt van de passieve sampler ontwerp, sampler materiaal, fysicochemische eigenschappen van de verontreiniging en de omgevingsomstandigheden (bijvoorbeeld water turbulentie, temperatuur) 13,14,19,20.

De gedetailleerde video is bedoeld om te laten zien hoe om te kalibreren en passieve samplers gelden voor bestrijdingsmiddelen in het water. De specifieke doelstellingen opgenomen i) de voorbereiding, extractie en instrumentele analyse uit te voeren voor 124 afzonderlijke bestrijdingsmiddelen met behulp van vijf verschillende soorten passieve samplers, met inbegrip van siliconen rubber, polaire organische chemische integratieve sampler (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS en C 18 schijf, ii) R S en K PW beoordelen voor de pesticiden in een laboratorium opname studie, en iii) om te demonstreren hoe de geschikte passieve sampler van de gewenste verbinding van belang en hoe TWA concentraties te berekenen voor de respectievelijke passieve sampler selecteren.

Normen Reference en passieve sampler apparaten

Doelverbindingen inbegrepen 124 verouderde als momenteel gebruikte pesticiden zoals herbiciden, insecticiden en fungiciden (tabel 1). Interne standaard mengsel (IS mengsel) opgenomen fenoprop (2,4,5-TP), clothianidin-D 3, ethion en terbuthylazine-D 5. De gebruikte chemicaliën opgenomen methanol (MeOH), acetonitril (ACN), aceton (ACE), dichloormethaan (DCM), cyclohexaan (CH), ethylacetaat (EA), petroleum ethaar (PE), 2-propanol, 25% ammonia, azijnzuur (HAC) en mierenzuur (FA). Vijf verschillende passieve bemonsteringsapparatuur werden gekenmerkt, met inbegrip van siliconen rubber, POCIS-A en POCIS-B, SDB-RPS en C 18 schijf 1,21.

Tabel 1. Passieve sampler sampling rate (R 'S, L dag -1), sampler-water verdelingscoëfficiënten (K' PW, L kg -1) en vergelijkingen (vgl.) Gebruikt voor de berekening van de concentraties volgens veldmonsters individuele pesticiden a. (Overgenomen uit Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, karakterisering van de vijf passieve bemonstering apparaten voor de controle van bestrijdingsmiddelen in het water, 1-11, Copyright (2015), met toestemming van Elsevier .) 22 klik hier om dit bestand te downloaden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Passieve Sampler Ontwerp en Voorbereiding

  1. Silicone rubber sheets
    1. Snijd de siliconen rubber (600 mm x 600 mm, 0,5 mm dik) in stroken van 2,5 mm x 600 mm en 2,5 mm x 314 mm met behulp van een roestvrijstalen mes en sluit ze met behulp van een roestvrij stalen blinde klinknagel (3,2 mm x 10 mm ) met een nagel pistool tot een totaal sampler stripegrootte van 2,5 mm x 914 mm (oppervlakte = 457 cm 2, sorbent mass = 15,6 g, volume te verkrijgen = 22,9 cm 3).
  2. Plaats de siliconen rubbers in een extractie kamer van een Soxhlet-apparaat. Voeg 50 ml EA in de extractiekamer en voeg 250 ml EA en drie kooksteentjes in een 500 ml ronde fles kolf.
    1. Sluit de extractiekamer met de fles kolf en een condensor. Reinig de siliconen rubbers door Soxhlet-extractie gedurende 96 uur bij ongeveer 80 ° C, en daarna drogen onder rustig stikstofgas.
  3. Bevestig de siliconenrubber stripe een roestvrijstalen spin monsterhouder door het wikkelen van de siliconen rubber strook rond de hulzen van de houder (figuur 1). Bevestig elk uiteinde van de siliconen rubber streep met een stang aan de houder met kabelbinders.

Figuur 1
Figuur 1. Schematische voorstelling van siliconenrubber. Passief sampler schema voor siliconenrubber met de bevestiging van de siliconen rubber streep aan op een roestvrij stalen spin monsterhouder A) van de bovenkant en B) het zijaanzicht. Klik hier om een grotere versie te bekijken dit figuur.

  1. POCIS-A en B-POCIS
    1. Voor POCIS-A, plaats 220 mg van HLB bulk sorbens (oppervlakte = 1,78 x 10 6 cm 2) tussen twee 9,0 cm bij 9,0 cm square polyethersulfon (PES) membranen (figuur 2).
    2. Voor POCIS-B Plaats 220 mg van een sorptiemiddel mengsel (dwz gehydroxyleerde polystyreen-divinylbenzeen-hars (80%) en een koolstofhoudend adsorbens verspreid op een styreen- divinylbenzeen-copolymeer (20%)) (specifiek oppervlak = 2,82 x 10 6 cm 2) tussen twee PES membranen (figuur 2).
    3. Druk de sorptiemiddel en twee PES tussen twee roestvrij stalen ringen met de hand (inwendige Ø = 5,4 cm) en zet hem op een roestvrij stalen monsterhouder (figuur 2).

Figuur 2
Figuur 2. Schematische voorstelling van de passieve sampler schijven. Passief sampler schema voor POCIS A, POCIS B, SDB-RPS schijf en C 18 schijf toont A) de montage van de passieve sampler met behulp van roestvrij stalen ringen, polyethersulfon (PES) membranes en de ontvangende fase, en B) de montage op een roestvrij stalen monsterhouder. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. SDB-RPS schijf en C 18-schijf
    1. Plaats de SDB-RPS (oppervlakte = 35 cm 2, sorbent mass = 0,34 g, volume = 1,7 cm 3) en C 18 schijven (oppervlakte = 35 cm 2, sorbent mass = 0,58 g, volume = 1,7 cm 3) tussen twee PES membranen (figuur 2). Druk de schijven en twee PES tussen twee roestvrij stalen ringen met de hand (inwendige Ø = 5,4 cm) en zet hem op een roestvrij stalen monsterhouder (figuur 2).

2. Laboratory opname Experimenten

LET OP: Het Laboratorium opname experimenten werden uitgevoerd om kwantitatief karakteriseren de opname kinetics voor 124 afzonderlijke bestrijdingsmiddelen voor vijf verschillende passieve sampler apparaten onder gecontroleerde omstandigheden.

  1. Het gedrag van de opname studie in rechthoekige glazen recipiënten (elke ~ 95 L): Tank 1) siliconen rubber (n = 16), tank 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), en de tank 3 ) SDB-RPS disk (n = 16), C 18 disk (n = 16). Vul natuurlijk water in de drie tanks.
  2. Voer alle experimenten op een constante watertemperatuur (~ 20 ° C) en onder turbulente condities water (~ 10 cm sec -1) met twee elektrische pompen bevestigd aan de wand aan beide zijden. Voer de experimenten in het donker om het effect van afbraak te minimaliseren.
  3. Spike elk glas container met een bestrijdingsmiddel standaard mengsel met 124 pesticiden met behulp van een glazen injectiespuit (c ≈ 400 ng L -1 voor afzonderlijke bestrijdingsmiddelen in het water tank). Haal de passieve samplers handmatig uit de tanks, met tijdsintervallen van 5, 11, 20, en 26 days, de sampling rates van de bestrijdingsmiddelen te bepalen.
  4. Bewaken van de concentratie van de pesticiden in elke tank door het verzamelen van 100 ml watermonsters op dag 0, 5, 11, 20 en 26. De analyse van de watermonsters wordt uitgevoerd zoals elders 21 beschreven.
    1. Voor kwaliteitscontrole, bloot blancomonsters om ruimte lucht gedurende 1 uur op dag 0 en vervolgens opslaan en behandelen hen als echte steekproeven. Bewaar alle extracten en de 100 ml water monsters uit de tanks bij -18 ° C tot verdere analyse.

3. Sample Extraction

  1. Siliconenrubber
    1. Vóór de extractie, drogen siliconenrubber lijn onder een stroom van zeer zuiver stikstofgas.
    2. Voor gaschromatografie-massaspectrometrie (GC-MS), het uitvoeren van de vaste stof-vloeistof extractie met behulp van Soxhletextractie 22.
      1. Plaats de siliconen rubber in de Soxhletapparaat. Voeg 250 ml PE / ACE (50/50, v / v) en 3 boileng stenen in de ronde fles kolf.
      2. Spike de siliconen rubber met 100 ul van een mengsel IS (c = 5 ng ml-1) met een glazen spuit. Voeg 50 ml PE / ACE (50/50, v / v) in de Soxhlet extractor. Schakel de kachel en laat de Soxhlet-extractie voor 19 uur en schakel vervolgens uit de kachel.
      3. Concentreer de extracten door rotatieverdamping gevolgd door trap-matige stikstofstroom tot 1 ml. Ruil het oplosmiddel CH / ACE (/ v 90/10, v) door het toevoegen van driemaal 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) tijdens de stikstof blow-tot 1 ml.
    3. Voor vloeistofchromatografie-tandem massaspectrometrie analyse (LC-MS / MS), het uitvoeren van de extractie met behulp van Soxhletextractie 22.
      1. Plaats de siliconen rubber in de Soxhletapparaat. Voeg 250 ml MeOH en 3 koken stenen in de ronde fles kolf en 50 ml MeOH in de Soxhletapparaat. Spike de siliconen rubber met 100 ul van een mengsel IS (c = 5 ng ml-1) met een glazen syringe.
      2. Schakel de kachel en laat de Soxhlet-extractie voor 19 uur en schakel vervolgens uit de kachel. Concentreer de extracten door rotatieverdamping gevolgd door trap-matige stikstofstroom tot 1 ml. Ruil het oplosmiddel ACN door toevoeging van 1 ml ACN tijdens de stikstof blow-tot 1 ml.
  2. POCIS-A en B-POCIS
    1. Open de POCIS sampler zorgvuldig en breng het sorbens met ultrazuiver water met behulp van een trechter in een vooraf gereinigde lege polypropyleen vastefase-extractie (SPE) patroon (6 ml) met twee polyethyleen (PE) frits. Droog het sorptiemiddel onder vacuüm om water te verwijderen. Noteer het gewicht van de lege en verpakt SPE cartridge om het gewicht van het sorberende materiaal regelen. Let verschillende patronen worden gebruikt voor GC-MS en LC-MS / MS analyse.
    2. Voorafgaand aan elutie spike het sorbens met 100 ul van een mengsel IS (c = 5 ng ml-1) met een glazen spuit. Elueer POCIS-A en B-POCIS sorptiemiddelen met behulp 5ml EA GC-MS 22.
      1. Concentreer de extracten tot 1 ml door zachte stikstof blow-beneden. Ruil het oplosmiddel CH / ACE (/ v 90/10, v) door het toevoegen van driemaal 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) tijdens de stikstof blow-tot 1 ml.
    3. Elueer POCIS-A en B-POCIS cartridges toepassing van 1,5 ml MeOH, gevolgd door 8 ml DCM / MeOH (80/20, v / v) voor LC-MS / MS analyse 22. Concentreer de extracten tot 1 ml door zachte stikstof blow-beneden. Ruil het oplosmiddel ACN door toevoeging van 1 ml ACN tijdens de stikstof blow-tot 1 ml.
  3. SDB-RPS en C 18-schijf
    1. Transfer individuele schijven van SDB-RPS en C 18 schijf in een glazen beker en droog ze onder stikstofgas. Spike de schijven 100 gl van een mengsel IS (c = 5 ng ml-1) met een glazen spuit en ultrasone trillingen die twee keer in een glazen beker bij kamertemperatuur eerst met 5 ml EA voor 10 min en vervolgens met 3 ml EA gedurende 10 min.
    2. Transfer both fragmenten in een glazen buis, concentreer ze 2 ml van matige stikstofstroom slag af en splitsen in twee 1 ml fracties (voor GC-MS en LC-MS / MS analyse, respectievelijk).
    3. Concentreer de extracten 0,5 ml van matige stikstofstroom spuien en wisselen het oplosmiddel CH / ACE (90/10, v / v) voor GC-MS analyse 22. Concentreer de extracten tot 0,5 ml door zachte stikstof blow-beneden en uitwisselen van het oplosmiddel ACN voor LC-MS / MS analyse 22.

4. watermonsters

  1. Spike 20 ml watermonster met 100 ul van een mengsel IS (c = 5 ng ml-1) met een glazen spuit, voeg 3 ml DCM, vortex gedurende 3 min, en overgieten in een fasescheider voor GC-MS analyse 22.
    1. Nadat de twee fasen gescheiden, sijpelen DCM fase in een glazen buis. Herhaal de extractie met behulp van 3 ml DCM en spoel de buis met 2 ml DCM. Ten slotte concentreren de extracten tot 0,5 ml door zachte stikstof blow-beneden en exchange het oplosmiddel CH / ACE (90/10, v / v).
  2. Analyseer de watermonsters met behulp van grote capaciteit injectie, vergelijkbaar met de elders beschreven door LC-MS / MS methode 21.

5. Instrumental Analysis

  1. GC-MS analyse
    1. Voer de instrumentele analyse van de CH / ACE-extracten met behulp van GC-MS-systemen in electron ionisatie (EI) en de wijze negatieve chemische ionisatie (NCI), respectievelijk 22.
    2. Voor de GC-MS methode met EI, injecteren hoeveelheden van 1 pl met splitless injectiemethode op een HP-5MS UI kolom (30 m, 0,25 mm binnendiameter, 0,25 urn film).
    3. Voor de GC-MS methode met Cl injecteren porties van 3 pi op een HP-5MS UI kolom (30 m, 0,25 mm binnendiameter, 0,25 urn film).
  2. HPLC-MS / MS analyse
    1. Voer de instrumentele analyse van de ACN extracten met HPLC-MS / MS gekoppeld met een electrospray-ionisatiebron negatieve ((-) ESI) en positieve-ion mode ((+) ESI) 22.
    2. Voor (+) ESI, verdunnen 100 ul van de ACN-extracten met 900 ul ultrapuur water op pH 5 met behulp van FA.
    3. Voor (-) ESI, verdunnen 100 ul van de ACN-extracten met 900 ul oplossing van 1% FA in ultrapuur water.
    4. Voor (+) ESI, gebruikt een binair gradiënt bestaande uit 2-propanol / methanol / 10 mM ammoniumformiaat (6/2/92, v / v / v) en MeOH bij een stroomsnelheid van 0,3 ml min -1.
    5. Voor (-) ESI, gebruikt een binair gradiënt bestaande uit ACN / ultrazuiver water 0,1% HAc en ACN + 0,1% HAc met een stroomsnelheid van 0,3 ml min -1.
    6. Injecteer alle monsters met een groot volume injectie van 500 ul met behulp van twee keer SPE kolommen (20 x 2 mm id en 20-25 urn deeltjesgrootte) en een analytische kolom (C 18, 100 x 3 mm, 3,5 urn) 21.

6. Theorie op Passief Sampling

LET OP: De opname profiel van de chemische stof aan het passieve sampler medium (PSM) verdeeld in drie secties: lineaire, kromlijnige en evenwicht (figuur 3).

figuur 3
Figuur 3. De passieve sampler opnamecurve. A) en C) opnamecurve voor de cumulatieve bedrag van acetamiprid en dimethoaat, respectievelijk in de passieve samplers (N t) in ng absolute, en B) en D) watertank concentratie van acetamiprid en dimethoaat, respectievelijk in ng L - 1. klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Bereken het equivalent water volume (V eq L) voor een passieve sampler door de geaccumuleerde bedrag van de doelverbindingen te delen in de passieve sampler na t dagen na de blootstelling (N 't (c w, ng L -1).
    vergelijking 1 (1)
  2. Leid de sampling rate (R S, L dag -1) van de lineaire opname fase van de opname profiel, door het nemen van de helling van V eq versus implementatietijd.
  3. Bereken de K PW (L kg -1) voor afzonderlijke bestrijdingsmiddelen met behulp van Eq. 2.
    vergelijking 2 (2)
    waarbij m p is het sorptiemiddel massa per sampler (ng).
  4. In de lineaire opname fase, het berekenen van de TWA concentratie van de stof in water verkregen door de passieve sampler (c TWA, ng L -1) met behulp van Eq. 3.
    vergelijking 3 (3)
    waarbij R S is de sampling rate (L dag -1), en t is de inzet tijd (dagen).
  5. In de kromlijnige fase berekenen c TWA gebruikmaking van vergelijking. 4.
    vergelijking 4 (4)
  6. In de evenwichtsfase Bereken c TWA gebruikmaking van vergelijking. 5.
    vergelijking 5 (5)

7. Statistische dataverwerking

  1. Test niet-normale verdeling van de gegevens met behulp van een Shapiro-Wilk-test 23. Gebruik niet-parametrische Spearman rang correlatie voor K PW en R S vs fysisch-chemische eigenschappen van de geteste pesticiden (rho Spearman's variëren van -1 tot 1) 24.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Vijf verschillende passieve sampler technieken werden vergeleken voor de opname van 124 legacy en de huidige gebruikte pesticiden met inbegrip van siliconen rubber (figuur 1), en POCIS A, POCIS B, SDB-RPS en C18 disk (figuur 2). De prestatie van de extractiewerkwijze en instrumentele analyse werd geoptimaliseerd. Het resultaat van de opname laboratorium experimenten kan worden gebruikt om de R'S en log K te berekenen PW waarden (tabel 1) op basis van het profiel opname voor afzonderlijke pesticiden (figuur 3). De resultaten toonden aan dat siliconen rubber meer geschikt voor hydrofobe verbindingen (octanol-water verdelingscoëfficiënt (K 'OW)> 5,3), terwijl meer polaire verbindingen (log K' OW <0,70) waren beter bij POCIS A, POCIS B genomen en SDB-RPS schijf (Figuur 4). R'S -1), K "PW (L kg -1) en vergelijkingen (vgl.) Kan worden gebruikt voor de berekening van de concentraties volgens veldmonsters afzonderlijke pesticiden (Tabel 1) 22.

figuur 4
Figuur 4. K OW versus passieve sampler type. Box-Whisker-kavels voor individuele bestrijdingsmiddelen door siliconenrubber genomen (n = 86), polaire organische chemische integratieve sampler (POCIS) -A (n = 106), POCIS-B (n = 110), SDB-RPS disk (n = 65) en C18 disk (n = 54) met betrekking tot hun octanol-water verdelingscoëfficiënt (Kow). Noot: Pesticiden werden enkel opgenomen indien de concentratie verstaan ​​van bestrijdingsmiddelen in de passieve sampler was meer dan 0,1% vergeleken met de gemiddelde pesticide concentratie in het water. (Gewijzigd van Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, karakterisering van de vijf passieve bemonstering apparaten voor de controle van bestrijdingsmiddelen in het water, 1-11, Copyright (2015), met toestemming van Elsevier .) 22 klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Voor kwaliteitscontrole, als standaardprocedure, laboratorium blanks, detectielimieten (LOD), terugvorderingen, en herhaalbaarheid werden onderzocht 23. Een paar pesticiden werden ontdekt in het lege monsters bij lage concentraties. LODs werden vastgesteld als de waarde van het laagste punt van de kalibratiecurve die aan de criteria van een signaal-ruisverhouding van 3. De gemiddelde LOD was 8,0 pg absolute geïnjecteerd op de kolom voor siliconenrubber, 1,7 pg voor absolute POCIS-A, 1,6 pg absolute voor POCIS-B, 3,0 pg absolute voor SDB-RPS schijf, en 1,6 pg absolute voor C 18 schijf. Alle concentraties werden gecorrigeerd door de spiked IS mengsel. Gemiddeldekostprijsmethode herstel gebaseerd op puntige passieve monsters van de natieve pesticiden (n = 3) was 68%, 110%, 92%, 89% en 70% siliconenrubber, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS schijf en C 18 schijf, respectievelijk. De gemiddelde herhaalbaarheid van individuele pesticiden (n = 10) waren 19%, 20%, 16%, 33% en 36% siliconen rubber, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS schijf en C 18 schijf, respectievelijk.

De meeste pesticiden had een korte lineaire opnamecurve (5-10 dagen) en geëquilibreerd na 26 dagen, dat wil zeggen 89 van de 124 siliconenrubber, 97 of 124 voor POCIS-A, 99 of 124 voor POCIS-B, 32 of 124 voor SDB-RPS schijf en 36 van de 124 voor de C 18 schijf. Daarom is voor de meeste pesticiden een log K 'PW kan worden berekend (tabel 1). Als bestrijdingsmiddel niet in evenwicht, een log K 'PW werd aangenomen hoger te zijn dan de berekende log K zijn "PW voor de equilibratie fase. De mediane R 'S (L dag -1) waren 0,86 voor siliconenrubber, 0,22 voor POCIS-B, 0,18 voor POCIS-A, 0,05 voor SDB-RPS schijf en 0,02 voor de C 18 schijf. De hoge R'S siliconenrubber kan worden verklaard door de hogere sorptiemiddel massa (m p) van siliconenrubber (m p (m p = 0,22-0,58 g). De mediane log K PW (L kg -1) waren 4,78 voor POCIS-B, 4,56 voor POCIS-A, 3,17 voor SDB-RPS disk, 3,14 voor siliconen rubber en 2,71 voor de C 18 schijf. Verschillen kunnen worden verklaard door verschillende oppervlaktegebieden (a p) die hoger POCIS-A en POCIS-B waren (a p = 1,78 x 10 6 cm 2 en 2,82 x 10 6 cm 2, respectievelijk) in vergelijking met siliconenrubber (een p = 457 cm 2), SDB-RPS schijf en C 18 schijf (a p = 35 cm 2 voor beide). Het is belangrijk op te merken dat de R'-S kan variëren tussen de verschillende kalibratiemethoden en het soort passieve sampler, dus is er behoefte aan gestandaardiseerde protocollen definiëren kalibratie procedures 25.

Deze studie werd uitgevoerd met behulp van statische depletion die het voordeel heeft om een ​​eenvoudige set-up met veel herhalingen, maar de concentratie uitputting na verloop van tijd moet worden overwogen te hebben. Toekomstige opname studies moeten worden uitgevoerd met behulp van flow-through exposure tanks met een constante blootstelling aan concentraties of in-situ onder realistische veld inzet voorwaarden 19. Natuurlijk water werd gebruikt in het laboratorium kalibratie experimenten echter de DOC kunnen invloed hebben op de bepaling van bemonsteringsfrequenties Verder hebben. 19, het gebruik van de diensten en referentieverbindingen (PRC), die spiked de passieve samplers voor implementatie, kan worden gebruikt voor het in-situ opname tarieven berekenen en zorgen voor meer nauwkeurige schattingen van TWA-concentraties. 26

De log K PW van siliconen rubber en C 18 schijf vertoonden een significante positieve correlatie met log K OW (Spearman's rho = 0,53 en 0,48, respectievelijk; p <0,0001).Voor de log R S waarden, werd een significant positieve correlatie alleen gevonden tussen log R S en log K OW van siliconen rubber (Spearman's rho = 0,56, p <0,0001). In het algemeen heeft de K OW blijkt een goede parameter om de geschiktheid van de passieve sampler specifieke doelverbindingen 14,27 voorspellen. Een verscheidenheid van verschillende pesticiden werden onderzocht in deze studie met een log Kow bereik van -2,6 tot 7,0. In het algemeen zijn de vijf geteste passieve samplers in staat waren aan pesticiden met een breed scala van verschillende K OW voor siliconen rubber (K OW = 0,70-7,0) ophopen, POCIS A (-1,9 - 5,3), POCIS B (-1,9 - 5,2) , SDB-RPS disk (-1,2 - 4,7) en C 18 disk (1,3-5,3) (figuur 4). Onze resultaten toonden dat siliconen rubber meer geschikt voor hydrofobe verbindingen (log K OW> 5,3), terwijlmeer polaire verbindingen (log K OW <0,70) waren beter opgenomen door POCIS A, B en POCIS SDB-RPS schijf (Figuur 4).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Methanol Merck Millipore 1.06035.2500
Acetonitrile Merck Millipore 1.00029.2500 
Acetone Merck Millipore 1.00012.2500
2-propanol Merck Millipore 1.00272.2500
Dichloromethane Merck Millipore 1.06054.2500
Ammoniak Merck Millipore 1.05428.1000 Purity 25%
Formic acid Sigma-Aldrich 94318-50ML-F Purity ~98%
Ethyl acetate  Sigma-Aldrich 31063-2.5L for pesticide residue analysis
Petroleum ether  Sigma-Aldrich 34491-4X2.5L for pesticide residue analysis
Acetic acid  Sigma-Aldrich 320099-500ML Purity ≥99.7%
Cyclohexane  Fisher Chemicals C/8933/17 for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 ml Supelco 57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm Supelco 66883-U Passive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm Supelco 66886-U  Passive sampler
POCIS-A  EST POCIS-HLB Passive sampler
POCIS-B EST POCIS-Pesticide  Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranes EST PES
Silicone rubber sheet Altec 03-65-4516 Passive sampler
Agilent 5975C Agilent Technologies 5975C GC-MS
HP-5MS UI J&W Scientific HP-5MS Analytical column for GC-MS
Agilent 6460 Agilent Technologies 6460 HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata C18–E Online SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata X Online SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18 Agilent Technologies Zorbax Eclipse Plus C18 Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 ml Biotage 120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2x10 mm Ejot & Avdel 951222

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19, (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216, (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32, (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23, (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39, (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158, (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218, (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22, (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41, (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159, (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43, (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24, (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32, (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159, (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40, (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31, (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49, (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93, (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2, (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2, (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics