Karakterisering och tillämpning av passiva provtagare för övervakning av bekämpningsmedel i vatten

1Department of Aquatic Sciences and Assessment, Swedish University of Agricultural Sciences, 2Center for Chemical Pesticides, Swedish University of Agricultural Sciences
Environment

Your institution must subscribe to JoVE's Environment section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water. J. Vis. Exp. (114), e54053, doi:10.3791/54053 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Fem olika vatten passiva provtagare kalibrerades under laboratorieförhållanden för mätning av 124 äldre och nuvarande använda bekämpningsmedel. Denna studie ger ett protokoll för den passiva provtagaren förberedelse, kalibrering, extraktionsmetod och instrumentella analyser. Samplingsfrekvenser (R S) och passiva provtagare vatten fördelningskoefficienter (K PW) beräknades för silikongummi, polär organisk kemisk integrerande sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS och C 18 disk. Utnyttjandet av de utvalda föreningar beroende på deras fysikalisk-kemiska egenskaper, det vill säga, silikongummi uppvisade en bättre upptag för mer hydrofoba föreningar (log oktanol-vattenfördelningskoefficient (K OW)> 5,3), medan POCIS-A, POCIS-B och SDB- RPS disk var mer lämpade för hydrofila föreningar (log K OW <0,70).

Introduction

Bekämpningsmedel kontinuerligt introduceras för vattenmiljön och kan utgöra en risk för vattenlevande organismer 1. Övervakning av bekämpningsmedel i vattenmiljö utförs typiskt med greppa provtagning, men detta provtagningsteknik inte helt hänsyn till tidsmässiga variationer i koncentrationer på grund av fluktuationer i flöde eller episodiska ingångar (t.ex. nederbörd, kombinerade avlopp svämmar över, avlopp lagun frisättning) 2 , 3. Således, övervakningsmetoder måste förbättras för en bättre bedömning av miljörisker som är förknippade med bekämpningsmedel. Passiv provtagning möjliggör kontinuerlig övervakning under en längre tid med minimal infrastruktur och låga föroreningskoncentrationer 4,5.

Passiva provtagare har visat sig vara ett värdefullt verktyg för övervakning i grundvattnet 6, färskvatten 7-10, avloppsvatten 11 och havsvatten 12. Förutom övervakningsändamål 15, toxikologi testning 16,17, och som ett alternativ till sediment och biologisk övervakning 18. Passiva provtagare samlas kemikalier kontinuerligt från vatten och ge tid vägt genomsnitt (TWA) koncentrationer 14. Upptaget av föroreningen beror på samplingsfrekvensen (R S) och passiva provtagare-vattenfördelningskoefficient (K PW), vilket beror på den passiva provtagaren design, sampler material, fysikalisk-kemiska egenskaperna hos föroreningen och miljöförhållanden (t.ex. vatten turbulens, temperatur) 13,14,19,20.

Den detaljerade video syftar till att visa hur man kalibrerar och tillämpa passiva provtagare för bekämpningsmedel i vatten. De specifika mål ingår i) att utföra förberedelser, extraktion och instrumentell analys för 124 enskilda bekämpningsmedel med hjälp av fem olika typer av passiva samplERS, inklusive silikongummi, polär organisk kemisk integrativ sampler (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS och C 18 disk, ii) att bedöma R S och K PW för bekämpningsmedel i ett laboratorium upptag studie, och iii) att visa hur man väljer rätt passiva provtagaren av målföreningen av intresse och hur man beräknar TWA koncentrationer för respektive passiva provtagaren.

Referensstandarder och passiva sampler anordningar

Målföreningar ingår 124 arv och för närvarande används bekämpningsmedel inklusive herbicider, insekticider och fungicider (tabell 1). Intern standardblandning (IS blandning) ingår fenoprop (2,4,5-TP), klotianidin-D3, etion och terbutylazin-D 5. Andra använda kemikalier ingår metanol (MeOH), acetonitril (ACN), aceton (ACE), diklormetan (DCM), cyklohexan (CH), etylacetat (EA), petroleum ethenne (PE), 2-propanol, 25% -ig ammoniaklösning, ättiksyra (HAc) och myrsyra (FA). Fem olika passiv provtagningsanordningar karakteriserades, inklusive silikongummi, POCIS-A och POCIS-B, SDB-RPS, och C 18 disk 1,21.

Tabell 1. Passiv sampler samplingsfrekvens (R 'S, L dag -1), sampler-vatten fördelningskoefficienter (K "PW, L kg -1) och ekvationer (EQ.) Som används för att beräkna koncentrationerna i fältprov för enskilda pesticider a. (Utdrag ur Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, karakterisering av fem passiva provtagningsanordningar för övervakning av bekämpningsmedel i vatten, 1-11, Copyright (2015), med tillstånd från Elsevier .) 22 klicka här för att ladda ner filen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Passiv Sampler Design och förberedelse

  1. Silikongummiblad
    1. Skär silikongummi ark (600 mm x 600 mm, 0,5 mm tjock) i band av 2,5 mm x 600 mm och 2,5 mm x 314 mm med hjälp av en fräs rostfritt stål och ansluta dem med en rostfri blindnit (3,2 mm x 10 mm ) med en nit pistol för att få en total sampler rand storleken av 2,5 mm x 914 mm (ytarea = 457 cm 2, sorbent massa = 15,6 g, volym = 22,9 cm 3).
  2. Placera silikongummin i en extraktion kammare av en Soxhlet-apparat. Tillsätt 50 ml EA i extraktionskammaren och tillsätt 250 ml EA och tre kokpunkts stenar i en 500 ml rund flaska kolv.
    1. Anslut extraktionskammaren med flaskan kolven och en kondensor. Rengöra silikongummin efter Soxhlet-extraktion under 96 timmar vid ca 80 ° C, och torka dem därefter under försiktig kvävgas.
  3. Fäst silikongummi striPE till en rostfri spindel provhållaren genom att linda silikongummiremsa runt stängerna på hållaren (Figur 1). Fäst varje ände av silikongummiremsa med en stång på hållaren med buntband.

Figur 1
Figur 1. Schematisk av silikongummi. Passiv sampler schema för silikongummi som visar fastsättningen av silikongummi rand till en rostfri spindel provhållaren A) uppifrån och B) sidovyn. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

  1. POCIS-A och POCIS-B
    1. För POCIS-A, placera 220 mg HLB bulk sorbent (yta = 1,78 x 10 6 cm 2) mellan två 9,0 cm x 9,0 cm square polyetersulfon (PES) membran (Figur 2).
    2. För POCIS-B, placera 220 mg av en sorbent blandningen (dvs., hydroxylerad polystyren-divinylbensen-harts (80%) och ett kolhaltigt adsorberande medel dispergerat på en styren-divinylbensen-sampolymer (20%)) (ytarea = 2,82 x 10 6 cm 2) mellan två PES membran (Figur 2).
    3. Komprimera sorbenten och två PES mellan två rostfria stålringar manuellt (inre Ø = 5,4 cm) och fäst den på en rostfri provhållaren (Figur 2).

figur 2
Figur 2. Schematisk av passiva provtagaren diskar. Passiv sampler schema för POCIS A, POCIS B, SDB-RPS disk och C 18 disk visar A) montering av passiva provtagare med hjälp av ringar av rostfritt stål, polyetersulfon (PES) membranes, och mottagningsfasen, och B) montering på ett rostfritt stålprov hållaren. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

  1. SDB-RPS disk och C 18 disk
    1. Placera SDB-RPS (yta = 35 cm 2, sorbent massa = 0,34 g, volym = 1,7 cm 3) och C 18 diskar (yta = 35 cm 2, sorbent massa = 0,58 g, volym = 1,7 cm 3) mellan två PES membran (Figur 2). Komprimera skivorna och två PES mellan två rostfria stålringar manuellt (inre Ø = 5,4 cm) och fäst den på en rostfri provhållaren (Figur 2).

2. Laboratorieupptags Experiment

OBS: Laboratoriet upptags experiment utfördes för att kvantitativt karakterisera upptaget kinetics för 124 enskilda bekämpningsmedel för fem olika passiva sampler enheter under kontrollerade förhållanden.

  1. Genomföra upptagningen studien i rektangulära glasbehållare (vardera ~ 95 L): Tank 1) silikongummi (n = 16), 2) tank POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), och tank 3 ) SDB-RPS skivan (n = 16), C 18 skiva (n = 16). Fyll naturliga vatten i de tre tankarna.
  2. Utför alla experiment vid en konstant vattentemperatur (~ 20 ° C) och under turbulenta betingelser vatten (~ 10 cm sec -1) med användning av två elektriska pumpar fästa på väggen på varje sida. Utföra experimenten i mörker för att minimera effekten av fotonedbrytning.
  3. Spike varje glasbehållare med ett bekämpningsmedel standardblandning innehållande 124 bekämpningsmedel med hjälp av en glasspruta (c ≈ 400 ng L -1 för enskilda bekämpningsmedel i vattentanken). Ta ut de passiva provtagare manuellt från tankarna, med tidsintervall av 5, 11, 20, och 26 days, att bestämma samplingsfrekvenser av bekämpningsmedel.
  4. Övervaka koncentrationerna av bekämpningsmedel i varje tank genom att samla 100 ml vattenprov vid dag 0, 5, 11, 20, och 26. Analysen av vattenproverna utförs såsom beskrivits på annat ställe 21.
    1. För kvalitetskontrollen, exponera blankprover för att rumsluft under 1 h vid dag 0 och sedan lagra och behandla dem som verkliga prover. Lagra alla extrakt samt 100 ml vatten prover som tagits från tankarna vid -18 ° C tills vidare analys.

3. provextraktion

  1. Silikongummi
    1. Före extraktionen, torka silikongummiremsa under en ström av kvävgas med hög renhet gas.
    2. För gaskromatografi-masspektrometri (GC-MS) analys, genomföra fast-vätske-extraktion med hjälp av Soxhlet-extraktion 22.
      1. Placera silikongummi in i Soxhlet-extraktor. Lägg 250 ml PE / ACE (50/50, volym / volym) och tre boiLing stenar i rund flaska kolven.
      2. Spike silikongummit med 100 pl av en IS-blandning (c = 5 ng ml -1) med användning av en glasspruta. Tillsätt 50 ml PE / ACE (50/50, v / v) in i Soxhlet-extraktor. Slå på värmaren och kör Soxhlet-extraktion under 19 timmar och sedan stänga av värmaren.
      3. Koncentrera extrakten genom rotationsavdunstning följt av försiktig kväveblåsning till 1 ml. Utbyta lösningsmedlet till CH / ACE (90/10, volym / volym) genom att tillsätta tre gånger 1 ml CH / ACE (90/10, volym / volym) under kväveblåsning till 1 ml.
    3. För vätskekromatografi-tandem-masspektrometri (LC-MS / MS) -analys, utföra extraktionen med hjälp av Soxhlet-extraktion 22.
      1. Placera silikongummi in i Soxhlet-extraktor. Tillsätt 250 ml MeOH och 3 kokande stenar i rund flaska kolv och 50 ml MeOH i Soxhlet extraktionsutrustning. Spike silikongummit med 100 pl av en IS-blandning (c = 5 ng ml -1) med användning av en glas syringe.
      2. Slå på värmaren och kör Soxhlet-extraktion under 19 timmar och sedan stänga av värmaren. Koncentrera extrakten genom rotationsavdunstning följt av försiktig kväveblåsning till 1 ml. Utbyta lösningsmedlet till ACN genom att tillsätta 1 ml ACN under kväveblåsning till 1 ml.
  2. POCIS-A och POCIS-B
    1. Öppna POCIS provtagaren noggrant och överför sorbenten med ultrarent vatten med användning av en tratt in i en fas-extraktion (SPE) patron förren tom polypropen fast material (6 ml), som innehöll två polyeten (PE) frittor. Torka sorbenten genom vakuum för att avlägsna vatten. Notera vikten av den tomma och packade SPE-patron för att styra vikten på sorbentmaterialet. Observera att olika patroner används för GC-MS och LC-MS / MS-analys.
    2. Före eluering, Spike sorbenten med 100 pl av en IS blandning (c = 5 ng ml -1) med användning av en glasspruta. Eluera POCIS-A och POCIS-B sorbenter använder 5ml EA för GC-MS 22.
      1. Koncentrera extrakten till 1 ml genom försiktig kväveblåsning. Utbyta lösningsmedlet till CH / ACE (90/10, volym / volym) genom att tillsätta tre gånger 1 ml CH / ACE (90/10, volym / volym) under kväveblåsning till 1 ml.
    3. Eluera POCIS-A- och POCIS-B patroner med användning av 1,5 ml MeOH följt av 8 ml DCM / MeOH (80/20, volym / volym) för LC-MS / MS-analys 22. Koncentrera extrakten till 1 ml genom försiktig kväveblåsning. Utbyta lösningsmedlet till ACN genom att tillsätta 1 ml ACN under kväveblåsning till 1 ml.
  3. SDB-RPS och C 18 disk
    1. Överföra individuella skivor av SDB-RPS och C 18 disk i en glasbägare och torka dem under kvävgas. Spike skivorna med 100 | il av en IS-blandning (c = 5 ng ml -1) med användning av en glasspruta och sonikera dem två gånger i en glasbägare vid rumstemperatur, först med 5 ml av EA under 10 minuter och därefter med 3 ml av EA under 10 min.
    2. överföring both extrakt i ett glasrör, koncentrera dem till 2 ml genom varsam kväve blåsa ner och dela upp dem i två 1 ml fraktioner (för GC-MS och LC-MS / MS-analys, respektive).
    3. Koncentrera extrakten till 0,5 ml genom försiktig kväveblåsning och utbyta lösningsmedlet till CH / ACE (90/10, v / v) för GC-MS-analys 22. Koncentrera extrakten till 0,5 ml genom försiktig kväveblåsning och utbyta lösningsmedlet till ACN för LC-MS / MS-analys 22.

4. Vatten Prover

  1. Spike 20 ml vatten prov med 100 ul av en IS blandning (c = 5 ng ml -1) med en glasspruta, tillsätt 3 ml DCM, virvel under 3 minuter, och häll i en fasseparator för GC-MS-analys 22.
    1. Efter de två faserna separeras, sippra DCM fasen i ett glasrör. Upprepa extraktionen med hjälp av tre ml DCM, och skölj röret med 2 ml DCM. Slutligen, koncentrera extrakten till 0,5 ml genom försiktig kväveblåsning och exchanGE lösningsmedlet till CH / ACE (90/10, volym / volym).
  2. Analysera vattenproven med användning av stor volym injektion, liknande den metod som beskrivs på annat ställe genom LC-MS / MS 21.

5. Instrumental Analysis

  1. GC-MS-analys
    1. Utför instrumentella analysen av CH / ACE extrakt med hjälp av GC-MS-system i elektron jonisering (EI) och negativa kemisk jonisering (NCI) läge, respektive 22.
    2. För GC-MS-metoden med hjälp av EI, injicera alikvoter av 1 pl med splitless injektionsmetod på en HP-5MS UI kolonn (30 m, 0,25 mm inre diameter, 0,25 pm film).
    3. För GC-MS-metoden med hjälp av CI, injicera portioner av 3 ul på en HP-5MS UI kolonn (30 m, 0,25 mm inre diameter, 0,25 pm film).
  2. HPLC-MS / MS-analys
    1. Utför instrumentella analysen av ACN extrakt med hjälp av HPLC-MS / MS gränssnitt med en elektro jonisering källa i negativ ((-) ESI) och positiv jon mode ((+) ESI) 22.
    2. För (+) ESI, späd 100 | il av ACN extraherar med 900 | j, l ultrarent vatten justerades till pH 5 med användning av FA.
    3. För (-) ESI, späd 100 | il av ACN extrakt med 900 pl lösning av 1% FA i ultrarent vatten.
    4. För (+) ESI, använda en binär gradient bestående av 2-propanol / metanol / 10 mM ammoniumformiat (6/2/92, v / v / v) och MeOH vid en flödeshastighet av 0,3 ml min -1.
    5. För (-) ESI, använda en binär gradient bestående av ACN / ultrarent vatten 0,1% HAc och ACN + 0,1% HAc med en flödeshastighet av 0,3 ml min -1.
    6. Injicera alla prover med hjälp av en stor volym injektion av 500 ul med hjälp av två online SPE kolonner (båda 20 x 2 mm id och 20-25 fim partikelstorlek), och en analytisk kolonn (C 18, 100 x 3 mm, 3,5 pm) 21.

6. Teori på passiv provtagning

OBS: upptag profil av kemikalien till den passiva provtagaren medium (PSM) är uppdelad i tre sektioner: Linear, krökt och jämvikt (Figur 3).

Figur 3
Figur 3. Passiv sampler upptagningskurva. A) och C) upptagningskurva för den ackumulerade mängden av acetamiprid och dimetoat, respektive, i de passiva provtagare (N t) i ng absolut, och B) och D) vattentank koncentration av acetamiprid och dimetoat, respektive, i ng L - 1. klicka här för att se en större version av denna siffra.

  1. Beräkna motsvarande vattenvolym (V eq L) för en passiv provtagare genom att dividera den ackumulerade mängden målföreningar i den passiva provtagaren efter t dagars exponering (N 't (c w, ng L -1).
    ekvation 1 (1)
  2. Härleda samplingshastigheten (R S, L dag -1) från den linjära upptagningsfasen av upptaget profil, genom att ta lutningen hos V eq mot utplaceringen tid.
  3. Beräkna K PW (L kg -1) för enskilda bekämpningsmedel som använder Eq. 2.
    ekvation 2 (2)
    där m p är sorbenten massa per sampler (ng).
  4. I den linjära upptagningsfasen, beräkna TWA koncentrationen av analyten i vatten härledd genom den passiva provtagaren (c TWA, ng L -1) med användning av Eq. 3.
    ekvation 3 (3)
    där R S är sampling hastighet (L dag -1), och t är tiden utplacering (dagar).
  5. I kroklinjiga fasen, beräkna c TWA med användning av Eq. 4.
    ekvation 4 (4)
  6. I jämviktsfasen, beräkna c TWA med användning av Eq. 5.
    ekvation 5 (5)

7. Statistisk dataanalys

  1. Testa icke-normalfördelning av data med hjälp av en Shapiro-Wilk testet 23. Använda icke-parametriska Spearmans rangkorrelation för K PW och R S vs fysikalisk-kemiska egenskaperna hos de testade bekämpningsmedel (Spearmans rho som sträcker sig från -1 till 1) 24.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Fem olika passiva sampler tekniker jämfördes för upptaget av 124 arv och nuvarande använda bekämpningsmedel inklusive silikongummi (Figur 1), och POCIS A, POCIS B, SDB-RPS och C 18 disk (Figur 2). Utförandet av extraktionsmetoden och instrumentell analys optimerades. Utfallet av laboratorieupptags experiment kan användas för att beräkna R 'S och log K "PW-värden (tabell 1) baserat på upptaget profil för enskilda bekämpningsmedel (Figur 3). Resultaten visade att silikongummi är mer lämpade för hydrofoba föreningar (log oktanol-vattenfördelningskoefficienten (K 'OW)> 5,3), medan mer polära föreningar (log K' OW <0,70) var bättre tas upp av POCIS A, POCIS B och SDB-RPS disk (Figur 4). R 'S -1), K "PW (L kg -1) och ekvationer (EQ.) Kan användas för beräkning av koncentrationer i fältprov för enskilda bekämpningsmedel (tabell 1) 22.

figur 4
Figur 4. K OW vs passiv provtagare typ. Box-Whisker-Tomter för enskilda bekämpningsmedel tas upp av silikongummi (n = 86), polär organisk kemisk integrativ sampler (POCIS) -A (n = 106), POCIS-B (n = 110), SDB-RPS disk (n = 65), och C 18 disk (n = 54) i förhållande till deras oktanol-vattenfördelningskoefficient (K OW). Obs: bekämpningsmedel ingår endast om den genomsnittliga koncentrationen av bekämpningsmedel i den passiva provtagaren var större än 0,1% jämfört med medel pesticide koncentration i vattnet. (Ändrad från Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, karakterisering av fem passiva provtagningsanordningar för övervakning av bekämpningsmedel i vatten, 1-11, Copyright (2015), med tillstånd från Elsevier .) 22 klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

För kvalitetskontroll, som standardförfarande, laboratorieämnen, var detektionsgräns (LOD), återvinningar, och repeterbarhet undersöktes 23. Några bekämpningsmedel upptäcktes i blankprover vid nivåer låg koncentration. Bestämningsgränser sattes som värdet av den lägsta punkten på kalibreringskurvan som uppfyller kriterierna för en signal-brusförhållande av 3. Den genomsnittliga bestämningsgränser var 8,0 pg absolut injiceras på kolumnen för silikongummi, 1,7 pg absolut för POCIS-A, 1,6 pg absolut för POCIS-B, 3,0 pg absolut för SDB-RPS disk, och 1,6 pg absolut för C 18 disk. Alla koncentrationer korrigerades av spetsade IS blandning. Genomsnittsmetoden återvinningar baserat på spetsade passiva prover av de nativa bekämpningsmedel (n = 3) var 68%, 110%, 92%, 89% och 70% för silikongummi, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS disk och C 18 disk, respektive. Den genomsnittliga repeterbarhet för enskilda pesticider (n = 10) var 19%, 20%, 16%, 33% och 36% för silikon rubber, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS disk och C 18 disk, respektive.

De flesta bekämpningsmedel hade en kort linjär upptag kurva (5 till 10 dagar) och jämviktades efter 26 dagar, det vill säga 89 av 124 för silikongummi, 97 124 för POCIS-A, 99 124 för POCIS-B, 32 av 124 för SDB-RPS skiva och 36 av 124 för C 18 disk. Därför, för de flesta pesticider ett log K 'PW kunde beräknas (tabell 1). Om ett bekämpningsmedel inte jämvikt, ett log K 'var PW antas vara högre än den beräknade log K' PW för jämviktfasen. Median R S (L dag -1) var 0,86 för silikongummi, 0,22 för POCIS-B, 0,18 för POCIS-A, 0,05 för SDB-RPS disk och 0,02 för C 18 disk. Den höga R 'S för silikongummi kan förklaras av den högre sorbent massa (m p) av silikongummi (m p (m p = 0,22-0,58 g). Median log K PW (L kg -1) var 4,78 för POCIS-B, 4,56 för POCIS-A, 3,17 för SDB-RPS disk, 3,14 för silikongummi och 2,71 för C 18 disk. Skillnader kan förklaras av olika ytor (Ap) som var högre för POCIS-A och POCIS-B (en p = 1,78 x 10 6 cm 2 och 2,82 x 10 6 cm 2, respektive) jämfört med silikongummi (en p = 457 cm 2), SDB-RPS disk och C 18 disk (en p = 35 cm 2 för båda). Det är viktigt att notera att R 'S kan variera mellan olika kalibreringsmetoder och vilken typ av passiva provtagaren, sålunda finns det ett behov att definiera standardiserade protokoll för kalibreringsprocedurer 25.

Denna studie genomfördes med hjälp av statisk depletion som har fördelen att ha en enkel installation med många replikat men koncentration utarmning över tid måste övervägas. Framtida upptagsstudier ska utföras med genomflödesexponeringstankar med konstant exponering koncentrationer eller in situ under realistiska fältdistributionsförhållanden 19. Naturligt vatten användes i laboratoriekalibreringsexperiment, kan dock DOC ha ett inflytande på fastställandet av samplingsfrekvenser. 19 Vidare användningen av prestanda och referensföreningar (prcs), som är preparerade med passiva provtagare innan driftsättning, kan användas för att beräkna in situ upptagningshastigheterna och möjliggöra mer exakta uppskattningar av TWA koncentrationer. 26

Log K PW av silikongummi och C 18 disk visade en signifikant positiv korrelation med log K OW (Spearmans rho = 0,53 och 0,48, respektive; p <0,0001).För log R S-värdena, var en signifikant positiv korrelation bara finns mellan log R S och log K OW av silikongummi (Spearmans rho = 0,56, p <0,0001). I allmänhet har K OW visat sig vara en bra parameter för att förutsäga lämplighet passiva provtagare för specifika målföreningar 14,27. En mängd olika bekämpningsmedel undersöktes i denna studie med en log K OW som sträcker sig från -2,6 till 7,0. I allmänhet är de fem testade passiva provtagare var kapabla att ackumulera pesticider med ett brett spektrum av olika K OW för silikongummi (K OW = 0,70 - 7,0), POCIS A (-1,9 - 5,3), POCIS B (-1,9 - 5,2) , SDB-RPS disk (-1,2 - 4,7) och C 18 disk (1,3-5,3) (Figur 4). Våra resultat visade att silikongummi är mer lämplig för hydrofoba föreningar (log K OW> 5,3), medanmer polära föreningar (log K OW <0,70) var bättre tas upp av POCIS A, POCIS B och SDB-RPS disk (Figur 4).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Methanol Merck Millipore 1.06035.2500
Acetonitrile Merck Millipore 1.00029.2500 
Acetone Merck Millipore 1.00012.2500
2-propanol Merck Millipore 1.00272.2500
Dichloromethane Merck Millipore 1.06054.2500
Ammoniak Merck Millipore 1.05428.1000 Purity 25%
Formic acid Sigma-Aldrich 94318-50ML-F Purity ~98%
Ethyl acetate  Sigma-Aldrich 31063-2.5L for pesticide residue analysis
Petroleum ether  Sigma-Aldrich 34491-4X2.5L for pesticide residue analysis
Acetic acid  Sigma-Aldrich 320099-500ML Purity ≥99.7%
Cyclohexane  Fisher Chemicals C/8933/17 for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 ml Supelco 57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm Supelco 66883-U Passive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm Supelco 66886-U  Passive sampler
POCIS-A  EST POCIS-HLB Passive sampler
POCIS-B EST POCIS-Pesticide  Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranes EST PES
Silicone rubber sheet Altec 03-65-4516 Passive sampler
Agilent 5975C Agilent Technologies 5975C GC-MS
HP-5MS UI J&W Scientific HP-5MS Analytical column for GC-MS
Agilent 6460 Agilent Technologies 6460 HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata C18–E Online SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata X Online SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18 Agilent Technologies Zorbax Eclipse Plus C18 Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 ml Biotage 120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2x10 mm Ejot & Avdel 951222

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19, (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216, (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32, (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23, (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39, (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158, (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218, (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22, (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41, (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159, (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43, (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24, (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32, (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159, (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40, (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31, (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49, (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93, (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2, (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2, (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics