Karakterisering og anvendelse af passive samplere for Overvågning af pesticider i vand

1Department of Aquatic Sciences and Assessment, Swedish University of Agricultural Sciences, 2Center for Chemical Pesticides, Swedish University of Agricultural Sciences
Environment

Your institution must subscribe to JoVE's Environment section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water. J. Vis. Exp. (114), e54053, doi:10.3791/54053 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Fem forskellige vand passive samplere blev kalibreret under laboratorieforhold til måling af 124 arv og aktuelle brugte pesticider. Denne undersøgelse giver en protokol for den passive sampler forberedelse, kalibrering, ekstraktion metode og instrumentel analyse. Sampling satser (R S) og passive sampler-vand fordelingskoefficienter (K PW) blev beregnet for silikonegummi, polært organisk kemisk integrativ sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS og C 18 disk. Optagelsen af de udvalgte forbindelser afhang af deres fysisk-kemiske egenskaber, dvs. viste silikonegummi en bedre optagelse for flere hydrofobe forbindelser (log oktanol-vand fordelingskoefficienten (K OW)> 5.3), hvorimod POCIS-A, POCIS-B og SDB- RPS disk var mere egnet til hydrofile forbindelser (log K OW <0,70).

Introduction

Pesticider løbende introduceret til vandmiljøet og kan udgøre en risiko for vandorganismer 1. Overvågning af pesticider i det vandige miljø udføres typisk ved hjælp af grab prøveudtagning, men denne sampling teknik ikke fuldt ud højde for tidsmæssige variationer i koncentrationer på grund af udsving i flow eller episodiske input (f.eks, nedbør, overløb, spildevand lagune release) 2 3. Således overvågningsmetoder skal forbedres for en bedre vurdering af miljørisici forbundet med pesticider. Passiv prøvetagning giver kontinuerlig overvågning over en længere periode med minimal infrastruktur og lave forureningskoncentrationer 4,5.

Passive samplere har vist sig at være et værdifuldt værktøj til overvågning i grundvandet 6, frisk vand 7-10, spildevand 11 og havområder 12. Udover overvågningsformål 15, toksikologi test 16,17, og som et alternativ til sediment og bioovervågning 18. Passive samplere ophobes kemikalier kontinuerligt fra vand og give tidsvægtet gennemsnit (TWA) koncentrationer 14. Optagelsen af det forurenende afhænger samplingfrekvens (R S) og passiv sampler-vand fordelingskoefficienten (K PW), som afhænger af den passive sampler design, sampler materiale, fysisk-kemiske egenskaber forureningsstoffet, og miljømæssige forhold (f.eks, vand turbulens, temperatur) 13,14,19,20.

Den detaljerede video har til formål at vise, hvordan man kalibrere og anvende passive prøvetagere for pesticider i vand. De specifikke mål omfattede i) at udføre forberedelse, udvinding og instrumentel analyse for 124 individuelle pesticider anvender fem forskellige typer af passiv SamplERS, herunder silikonegummi, polært organisk kemisk integrativ sampler (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS og C18 disk, ii) at vurdere R S og K PW for pesticider i et laboratorium uptake undersøgelse, og iii) at vise, hvordan du vælger den passende passive sampler af målforbindelsen af ​​interesse og hvordan man beregner TWA koncentrationer for det respektive passive sampler.

Referencestandarder og passive sampler enheder

Målforbindelser omfattede 124 arv og i øjeblikket anvendes pesticider, herunder herbicider, insekticider og fungicider (tabel 1). Intern standard blanding (IS blanding) inkluderet fenoprop (2,4,5-TP), clothianidin-D3, ethion og terbuthylazin-D 5. Andre anvendte kemikalier inkluderet methanol (MeOH), acetonitril (ACN), acetone (ACE), dichlormethan (DCM), cyclohexan (CH), ethylacetat (EA), petroleum ethende (PE), 2-propanol, 25% ammoniakopløsning, eddikesyre (HAc) og myresyre (FA). Fem forskellige passive sampling anordninger blev karakteriseret, herunder silikonegummi, POCIS-A og POCIS-B, SDB-RPS, og C 18 disk 1,21.

Tabel 1. Passiv sampler sampling rate (R 'S, L dag -1), sampler-vand fordelingskoefficienter (K' PW, L kg -1) og ligninger (ligning.), Der anvendes til beregning af koncentrationer i marken prøver til individuel pesticider a. (Gengivet fra Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Karakterisering af fem passive sampling udstyr til overvågning af pesticider i vand, 1-11, Copyright (2015), med tilladelse fra Elsevier .) 22 klik her for at downloade denne fil.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Passive Sampler Design og klargøring

  1. Silikone gummiplader
    1. Skær silikonegummi plader (600 mm x 600 mm, 0,5 mm tyk) ind striber af 2,5 mm x 600 mm og 2,5 mm x 314 mm under anvendelse af en rustfri stål cutter og forbinde dem ved hjælp af en rustfri stål blindnitte (3,2 mm x 10 mm ) med en nitte pistol til at opnå et samlet sampler stribe størrelse på 2,5 mm x 914 mm (overfladeareal = 457 cm2, sorbent masse = 15,6 g, volumen = 22,9 cm3).
  2. Placer siliconegummier i en ekstraktion kammer i et Soxhlet-apparat. 50 ml EA i udvinding kammer og tilsæt 250 ml EA og tre kogende sten i en 500 ml runde flaske kolbe.
    1. Tilslut brygkammeret med flasken kolbe og en kondensator. Rengør siliconegummier ved Soxhlet ekstraktion i 96 timer ved ca. 80 ° C, og tør dem derefter under blid nitrogen gas.
  3. Sæt silikonegummi stripe til en jern- spider prøveholder rustfrit ved at vikle silikonegummi stribe rundt stængerne på holderen (figur 1). Fastgør hver ende af silikonegummi stribe til en stang på holderen ved hjælp af kabelbindere.

figur 1
Figur 1. Skematisk af siliconegummi. Passiv sampler skematiske for silikonegummi viser fastgørelsen af silikonegummi stribe til en rustfri stål spider prøveholder A) fra toppen og B) sidebillede. Klik her for et større version af dette tal.

  1. POCIS-A og POCIS-B
    1. For POCIS-A, placere 220 ​​mg HLB bulk-sorbent (overfladeareal = 1.78 x 10 6 cm 2) mellem to 9,0 cm med 9,0 cm square polyethersulfon (PES) membraner (Figur 2).
    2. For POCIS-B, placere 220 ​​mg af en sorbent blanding (dvs. hydroxyleret polystyren-divinylbenzen-harpiks (80%) og en carbonholdig adsorbent fordelt på et styrendivinylbenzen-copolymer (20%)) (overfladeareal = 2,82 x 10 6 cm2) mellem to PES membraner (figur 2).
    3. Komprimer sorbenten og to PES mellem to rustfrie stålringe manuelt (indre Ø = 5,4 cm) og fastgør den på en rustfri stål prøveholder (figur 2).

Figur 2
Figur 2. Skematisk af passive sampler diske. Passiv sampler skematiske for POCIS A, POCIS B, SDB-RPS disk og C 18 disk viser A) samling af passive sampler ved hjælp af rustfrit stål ringe, polyethersulfon (PES) membranes, og det modtagende fase, og B) samling på en stål prøveholder rustfrit. Klik her for at se en større version af dette tal.

  1. SDB-RPS disk og C18 disk
    1. Placer SDB-RPS (overfladeareal = 35 cm 2, sorbent masse = 0,34 g, volumen = 1,7 cm 3) og C 18 diske (overfladeareal = 35 cm 2, sorbent masse = 0,58 g, volumen = 1,7 cm 3) mellem to PES membraner (figur 2). Komprimere skiverne og to PES mellem to rustfrie stålringe manuelt (indre Ø = 5,4 cm) og fastgør den på en rustfri stål prøveholder (figur 2).

2. Laboratory Optagelse Eksperimenter

BEMÆRK: Laboratorie uptake blev udført til kvantitativt karakterisere optagelse kinetics til 124 individuelle pesticider til fem forskellige passive sampler enheder under kontrollerede forhold.

  1. Foretage optagelsen studie i rektangulære glasbeholdere (hver ~ 95 L): Tank 1) siliconegummi (n = 16), tanken 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), og tanken 3 ) SDB-RPS disk (n = 16), C 18 disk (n = 16). Fyld naturlige vand ind i de tre tanke.
  2. Udføre alle eksperimenter ved en konstant vandtemperatur (~ 20 ° C) og under turbulente vandforhold (~ 10 cm sek-1) under anvendelse af to elektriske pumper fastgjort til væggen på hver side. Udfør forsøgene i mørke for at minimere effekten af ​​fotonedbrydning.
  3. Spike hver glasbeholder med et pesticid standard blanding indeholdende 124 pesticider ved hjælp af et glas sprøjte (c ≈ 400 ng L -1 for de enkelte pesticider i vandbeholderen). Tag de passive prøvetagere manuelt fra tankene ved tidsintervaller på 5, 11, 20, og 26 days, at bestemme samplinghastigheder af pesticider.
  4. Overvåg koncentrationerne af pesticider i hver tank ved at indsamle 100 ml vandprøver på dag 0, 5, 11, 20 og 26. Analysen af vandprøverne udføres som beskrevet andetsteds 21.
    1. For kvalitetskontrol, udsætte blindprøver til rumluft i 1 time på dag 0 og derefter gemme og behandle dem som rigtige prøver. Opbevar alle ekstrakter samt de 100 ml vandprøver indsamlet fra tankene ved -18 ° C indtil yderligere analyse.

3. Prøve Extraction

  1. Silikone gummi
    1. Før ekstraktion, tørre silikonegummi stribe under en strøm af høj renhed nitrogengas.
    2. For gaschromatografi-massespektrometri (GC-MS) analyse, udføre fast-væske ekstraktion ved hjælp af Soxhlet ekstraktion 22.
      1. Placer silikonegummi i Soxhlet. Tilsæt 250 ml PE / ACE (50/50, vol / vol) og 3 boiLing sten i det runde flaske kolbe.
      2. Spike siliconegummi med 100 pi af en IS blanding (c = 5 ng ml-1) under anvendelse af en glassprøjte. Tilsæt 50 ml PE / ACE (50/50, vol / vol) ind i Soxhlet. Tænd ovnen, og kør Soxhlet ekstraktion i 19 timer og derefter slukke kaminen.
      3. Koncentrer ekstrakterne ved rotationsfordampning efterfulgt af blid nitrogen blow-ned til 1 ml. Ombytte opløsningsmidlet til CH / ACE (90/10, vol / vol) ved at tilsætte tre gange 1 ml CH / ACE (90/10, vol / vol) under nitrogen blow-ned til 1 ml.
    3. For væskekromatografi-tandem massespektrometri (LC-MS / MS) analyse, udføre ekstraktionen ved hjælp Soxhlet ekstraktion 22.
      1. Placer silikonegummi i Soxhlet. Tilføj 250 ml MeOH og 3 kogende sten i det runde flaske kolbe og 50 ml MeOH i Soxhlet. Spike siliconegummi med 100 pi af en IS blanding (c = 5 ng ml-1) under anvendelse af et glas syringe.
      2. Tænd ovnen, og kør Soxhlet ekstraktion i 19 timer og derefter slukke kaminen. Koncentrer ekstrakterne ved rotationsfordampning efterfulgt af blid nitrogen blow-ned til 1 ml. Ombytte opløsningsmidlet til ACN ved tilsætning af 1 ml ACN under nitrogen blow-ned til 1 ml.
  2. POCIS-A og POCIS-B
    1. Åbn POCIS sampler omhyggeligt og overføre sorbenten med ultrarent vand under anvendelse af en tragt i en forud renset tom polypropylen fastfaseekstraktion (SPE) patron (6 ml) indeholdende to polyethylen (PE) frits. Tør sorbenten ved vakuum for at fjerne vand. Noterer vægten af ​​den tomme og pakket SPE indsats for at kontrollere vægten af ​​sorptionsmaterialet. Bemærk venligst, at forskellige patroner anvendes til GC-MS og LC-MS / MS-analyse.
    2. Før eluering, spike sorbenten med 100 pi af en IS blanding (c = 5 ng ml-1) under anvendelse af en glassprøjte. Eluer POCIS-A og POCIS-B sorbenter bruger 5ml EA for GC-MS 22.
      1. Koncentrer ekstrakterne til 1 ml ved forsigtig kvælstof blow-down. Ombytte opløsningsmidlet til CH / ACE (90/10, vol / vol) ved at tilsætte tre gange 1 ml CH / ACE (90/10, vol / vol) under nitrogen blow-ned til 1 ml.
    3. Elute POCIS-A og POCIS-B patroner under anvendelse af 1,5 ml MeOH efterfulgt af 8 ml DCM / MeOH (80/20, vol / vol) for LC-MS / MS-analyse 22. Koncentrer ekstrakterne til 1 ml ved forsigtig kvælstof blow-down. Ombytte opløsningsmidlet til ACN ved tilsætning af 1 ml ACN under nitrogen blow-ned til 1 ml.
  3. SDB-RPS og C18 disk
    1. Overfør individuelle skiver af SDB-RPS og C18 disk i et glasbæger og tørre dem under nitrogengas. Spike diskene med 100 pi af en IS blanding (c = 5 ng ml-1) under anvendelse af en glassprøjte og sonikeres dem to gange i et bægerglas ved stuetemperatur, først med 5 ml EA i 10 minutter og derefter med 3 ml EA i 10 min.
    2. Transfer both ekstrakter i én glasrør, koncentrere dem til 2 ml ved forsigtig kvælstof slag ned, og opdele dem i to 1 ml fraktioner (for GC-MS og LC-MS / MS-analyse, henholdsvis).
    3. Koncentrer ekstrakterne til 0,5 ml ved forsigtig nitrogen blow-down og udveksle opløsningsmidlet til CH / ACE (90/10, vol / vol) til GC-MS-analyse 22. Koncentrer ekstrakterne til 0,5 ml ved forsigtig kvælstof blow-down og udveksle opløsningsmidlet til ACN for LC-MS / MS-analyse 22.

4. vandprøver

  1. Spike 20 ml vandprøve med 100 pi af en IS blanding (c = 5 ng ml-1) under anvendelse af en glassprøjte, tilsættes 3 ​​ml DCM, vortex i 3 minutter, og der dekanteres i en faseseparator til GC-MS-analyse 22.
    1. Efter at de to faser adskilles, percoleres DCM fase i et glasrør. Ekstraktionen gentages under anvendelse af 3 ml DCM, og skyl rør med 2 ml DCM. Endelig koncentrere ekstrakterne til 0,5 ml ved forsigtig kvælstof blow-down og Fondsbørsmedge opløsningsmidlet på CH / ACE (90/10, vol / vol).
  2. Analyser vandprøver benytter store volumen injektion, svarende til fremgangsmåden beskrevet andetsteds ved LC-MS / MS 21-metoden.

5. Instrumental Analysis

  1. GC-MS-analyse
    1. Udfør den instrumentale analyse af CH / ACE ekstrakter bruger GC-MS-systemer i elektron ionisering (El) og negativ kemisk ionisering (NCI) mode, henholdsvis 22.
    2. For GC-MS-metoden ved hjælp af EI, injicere portioner af 1 pi med splitless injektion metode på en HP-5MS UI søjle (30 m, 0,25 mm indvendig diameter, 0,25 um film).
    3. For GC-MS-metoden ved hjælp af CI, injicere portioner af 3 pi på en HP-5MS UI søjle (30 m, 0,25 mm indvendig diameter, 0,25 um film).
  2. HPLC-MS / MS-analyse
    1. Udfør den instrumentel analyse af ACN ekstrakter ved anvendelse af HPLC-MS / MS interface med en elektrospray-ioniseringskilde i negativ ((-) ESI) og positiv-ion mode ((+) ESI) 22.
    2. Til (+) ESI, fortyndes 100 pi af ACN ekstrakter med 900 pi ultrarent vand indstillet til pH 5 ved anvendelse af FA.
    3. For (-) ESI, fortyndes 100 pi af ACN ekstrakter med 900 pi opløsning af 1% FA i ultrarent vand.
    4. Til (+) ESI, brug en binær gradient bestående af 2-propanol / methanol / 10 mM ammoniumformiat (6/2/92, vol / vol / vol) og MeOH ved en strømningshastighed på 0,3 ml min-1.
    5. For (-) ESI, brug en binær gradient bestående af ACN / ultrarent vand 0,1% HAc og ACN + 0,1% HAc ved en strømningshastighed på 0,3 ml min-1.
    6. Injicere alle prøver under anvendelse af et stort volumen injektion af 500 pi under anvendelse af to online SPE-søjler (både 20 x 2 mm id og 20-25 um partikelstørrelse) og en analytisk søjle (C18, 100 x 3 mm, 3,5 um) 21.

6. Teori om Passiv Sampling

BEMÆRK: Optagelsen profil af kemikaliet til den passive sampler medium (PSM) er opdelt i tre sektioner: Lineær, krum og ligevægt (Figur 3).

Figur 3
Figur 3. Passiv sampler optagelseskurven. A) og C) -optagelse kurve for den akkumulerede mængde af acetamiprid og dimethoat i henholdsvis de passive opsamlere (N t) i ng absolut, og B) og D) vandtank koncentration af acetamiprid og dimethoat i henholdsvis ng L - en. klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Beregn den ækvivalente vandmængde (V eq L) for en passiv sampler ved at dividere den akkumulerede målforbindelser i det passive sampler efter t dages eksponering (N 't (c w, ng L -1).
    ligning 1 (1)
  2. Udlede samplingfrekvens (R S, L dag -1) fra den lineære optagelse fase af optagelsen profilen, ved at tage hældningen af V eq versus implementering tid.
  3. Beregn K PW (L kg -1) for de enkelte pesticider ved hjælp Eq. 2.
    ligning 2 (2)
    hvor m p er sorberende masse pr sampler (ng).
  4. I den lineære optagelse fase beregne TWA koncentration af analyt i vand udledt ved den passive sampler (c TWA, ng L -1) ved hjælp af Eq. 3.
    ligning 3 (3)
    hvor R S er sampling sats (L dag -1), og t er indsættelsen tid (dage).
  5. I krum fase, beregne c TWA anvendelse af ligning. Fire.
    ligning 4 (4)
  6. I ligevægt fase beregne c TWA anvendelse af ligning. Fem.
    ligning 5 (5)

7. Statistisk analyse af data

  1. Test ikke-normal fordeling af data ved hjælp af en Shapiro-Wilk test 23. Anvende ikke-parametrisk Spearman rang korrelation for K PW og R S vs fysisk-kemiske egenskaber af de testede pesticider (Spearmans rho området fra -1 til 1) 24.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Fem forskellige passive sampler teknikker blev sammenlignet for optagelsen af 124 arv og aktuelle brugte pesticider, herunder silikonegummi (figur 1), og POCIS A, POCIS B, SDB-RPS og C 18 disk (figur 2). Udførelsen af ​​ekstraktionsprocedure og instrumentel analyse blev optimeret. Resultatet af de laboratorieundersøgelser optagelsesforsøg kan bruges til at beregne R 'S og log K' PW-værdier (tabel 1) baseret på optagelsen profil for de enkelte pesticider (figur 3). Resultaterne viste, at silikonegummi er mere egnet til hydrofobe forbindelser (log oktanol-vand fordelingskoefficienten (K 'OW)> 5.3), hvorimod mere polære forbindelser (log K' OW <0,70) blev bedre taget op af POCIS A, POCIS B og SDB-RPS disk (figur 4). R 'S -1), K 'PW (L kg -1) og ligninger (ligning.) Kan anvendes til beregning af koncentrationer i marken prøver for individuelle pesticider (tabel 1) 22.

Figur 4
Figur 4. K OW vs passiv sampler type. Box-Whisker-Pladser til enkelte pesticider taget op af silikonegummi (n = 86), polært organisk kemisk integrativ sampler (POCIS) -A (n = 106), POCIS-B (n = 110), SDB-RPS disk (n = 65), og C 18 disk (n = 54) i forhold til deres oktanol-vand fordelingskoefficienten (K OW). Bemærk: Pesticiderne blev kun, hvis koncentrationen betyde pesticid i den passive sampler blev mere end 0,1% i forhold til den gennemsnitlige pesticide koncentration i vandet. (Modificeret fra Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Karakterisering af fem passive sampling udstyr til overvågning af pesticider i vand, 1-11, Copyright (2015), med tilladelse fra Elsevier .) 22 klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

For kvalitetskontrol, som standardprocedure, laboratorie emner, detektionsgrænser (LOD), inddrivelser og repeterbarhed blev undersøgt 23. Enkelte pesticider blev påvist i de blindprøver ved lave koncentrationsniveauer. Bestemmelsesgrænseværdier blev sat som værdien af ​​det laveste punkt på kalibreringskurven, der opfylder kriterierne for et signal til støj-forhold på 3. De gennemsnitlige bestemmelsesgrænseværdier var 8,0 pg absolut injiceret på søjlen for silikonegummi, 1,7 pg absolut for POCIS-A, 1,6 pg absolut for POCIS-B, 3,0 pg absolut for SDB-RPS disk, og 1,6 pg absolut for C 18 disk. Alle koncentrationer blev korrigeret af den spikede IS blandingen. Gennemsnitsmetoden inddrivelser baseret på spikede passive prøver af de indfødte pesticider (n = 3) var 68%, 110%, 92%, 89% og 70% for silikonegummi, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS disk og C 18 disk, henholdsvis. Den gennemsnitlige repeterbarhed for de enkelte pesticider (n = 10) var 19%, 20%, 16%, 33% og 36% for silikone rubber, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS disk og C 18 disk, hhv.

De fleste pesticider havde en kort lineær optagelseskurven (5 til 10 dage) og ækvilibreret efter 26 dage, dvs. 89 124 til silikonegummi, 97 124 for POCIS-A, 99 124 for POCIS-B, 32 124 til SDB-RPS disk og 36 124 for C 18 disk. Derfor, for de fleste pesticider en log K 'PW kunne beregnes (tabel 1). Hvis et pesticid ikke ækvilibrere, en log K «blev PW antages at være højere end den beregnede log K 'PW for ækvilibrering fase. Den mediane R 'S (L dag -1) var 0,86 for silikonegummi, 0,22 for POCIS-B, 0,18 for POCIS-A, 0,05 for SDB-RPS disk og 0,02 for C 18 disk. Den høje R 'S for silikonegummi kan forklares ved den højere sorbent masse (m p) siliconegummi (m p (m p = 0,22-0,58 g). Den mediane log K PW (L kg -1) var 4,78 for POCIS-B, 4,56 for POCIS-A, 3,17 for SDB-RPS disk, 3,14 for silikonegummi og 2,71 for C 18 disk. Forskelle kan forklares med forskellige arealer (en p), som var højere for POCIS-A og POCIS-B (a p = 1,78 × 10 6 cm 2 og 2,82 × 10 6 cm 2, henholdsvis) sammenlignet med silikonegummi (en p = 457 cm2), SDB-RPS disk og C18 disk (en p = 35 cm 2 for begge). Det er vigtigt at bemærke, at R 'S kan variere mellem forskellige kalibreringsmetoder og typen af passiv sampler, der er derfor behov for at definere standardiserede protokoller for kalibreringsprocedurerne 25.

Denne undersøgelse blev udført ved anvendelse af statisk depletion som har den fordel at have en simpel opsætning med mange gentagelser, men koncentration udtynding over tid skal overvejes. Fremtidige uptake undersøgelser bør udføres med flow-through tanke eksponering med koncentrationer konstant eksponering eller in-situ under realistiske marken implementering vilkår 19. Naturligt vand blev anvendt i laboratoriet kalibreringsforsøg kan imidlertid DOC have indflydelse på fastsættelsen af samplingfrekvenser. 19 Desuden brugen af ydeevne og referencestoffer (PRCs), som spiket til de passive samplere før indsættelsen, kan anvendes til at beregne in-situ uptake satser og give mulighed for mere præcise estimater af TWA koncentrationer. 26

Loggen K PW af silikone gummi og C 18 disk viste en signifikant positiv sammenhæng med log K OW (Spearman Rho = 0,53 og 0,48, henholdsvis; p <0,0001).For log R S-værdier, blev en signifikant positiv sammenhæng kun findes mellem log R S og log K OW af silikone gummi (Spearman Rho = 0,56, p <0,0001). Generelt har K OW vist sig at være en god parameter til at forudsige egnetheden af den passive sampler til specifikke målforbindelser 14,27. En række forskellige pesticider blev undersøgt i denne undersøgelse med en log K OW området fra -2,6 til 7,0. I almindelighed er de fem testede passive samplere var i stand til at akkumulere pesticider med et bredt udvalg af forskellige K OW for siliconegummi (K OW = 0,70 - 7,0), POCIS A (-1,9 - 5,3), POCIS B (-1,9 - 5,2) , SDB-RPS disk (-1,2 - 4,7) og C 18 disk (1,3 - 5.3) (Figur 4). Vores resultater viste, at siliconegummi er mere egnet til hydrofobe forbindelser (log K OW> 5.3), hvorimodflere polære forbindelser (log K OW <0,70) blev bedre taget op af POCIS A, POCIS B og SDB-RPS disk (figur 4).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Methanol Merck Millipore 1.06035.2500
Acetonitrile Merck Millipore 1.00029.2500 
Acetone Merck Millipore 1.00012.2500
2-propanol Merck Millipore 1.00272.2500
Dichloromethane Merck Millipore 1.06054.2500
Ammoniak Merck Millipore 1.05428.1000 Purity 25%
Formic acid Sigma-Aldrich 94318-50ML-F Purity ~98%
Ethyl acetate  Sigma-Aldrich 31063-2.5L for pesticide residue analysis
Petroleum ether  Sigma-Aldrich 34491-4X2.5L for pesticide residue analysis
Acetic acid  Sigma-Aldrich 320099-500ML Purity ≥99.7%
Cyclohexane  Fisher Chemicals C/8933/17 for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 ml Supelco 57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm Supelco 66883-U Passive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm Supelco 66886-U  Passive sampler
POCIS-A  EST POCIS-HLB Passive sampler
POCIS-B EST POCIS-Pesticide  Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranes EST PES
Silicone rubber sheet Altec 03-65-4516 Passive sampler
Agilent 5975C Agilent Technologies 5975C GC-MS
HP-5MS UI J&W Scientific HP-5MS Analytical column for GC-MS
Agilent 6460 Agilent Technologies 6460 HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata C18–E Online SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata X Online SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18 Agilent Technologies Zorbax Eclipse Plus C18 Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 ml Biotage 120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2x10 mm Ejot & Avdel 951222

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19, (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216, (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32, (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23, (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39, (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158, (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218, (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22, (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41, (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159, (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43, (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24, (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32, (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159, (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40, (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31, (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49, (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93, (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2, (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2, (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics