Bir Fare Modelinde Tedavi Edici Kök Hücrelerin Glioblastomaya İntranazal Dağıtımı

JoVE Journal
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Kök hücreler tümör tropizminden ötürü beyin tümörlerini tedavi etmek için terapötik taşıyıcıları umut vericidir. Non-invaziv intranazal kök hücre iletimi kan beyin bariyerini atlar ve klinik çeviri için güçlü bir potansiyel gösterir. Bu makale, glioma fare modelinde intranazal kök hücre sunumunun temel ilkelerini özetlemektedir.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Yu, D., Li, G., Lesniak, M. S., Balyasnikova, I. V. Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model. J. Vis. Exp. (124), e55845, doi:10.3791/55845 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Beyin malignitelerine karşı içsel tropizm kök hücreleri malign tümörlere karşı terapötik ajanlar taşıyan vaat eden taşıyıcılar haline getirir. Burun içi yol yoluyla terapötik kök hücrelerin verilmesi, intrakranyal implantasyon veya sistemik rotalar yoluyla verilmeyle karşılaştırıldığında, invaziv olmayan doğası nedeniyle, klinik çeviri için güçlü potansiyele sahip yeni keşfedilen bir alternatif strateji. Kan beyin bariyeri eksikliği, burun içine beyin girişine giren kök hücrelerin terapötik potansiyelini daha da güçlendirir. Bu makale, çalışmalarımızda kullanılan temel teknikleri özetlemekte ve bir intrakranyal glioma ksenograftı fare modeli kullanılarak kök hücre nakli için burun içi stratejinin temel ilkelerini özetlemektedir. Belirli önceden belirlenmiş deneysel parametrelerle tutarlı ve tekrarlanabilir sonuçlar üreten en iyileştirilmiş prosedürleri gösteriyoruz ve etkili yürütme ve güvenilir deneyime imkân tanıyan aerodinamik iş akışı için rehberler sunuyoruzSonuç. Makale, hipotez, kök hücre tipleri veya tümör spesifiklerine dayalı ileri deneysel uyarlama için bir taban çizgisi görevi görecek şekilde tasarlanmıştır.

Introduction

İnsan kök hücrelerinin düşük toksisitesi, düşük immünojenisitesi ve intrinsik beyin tümörü tropizmi, terapötik araçların taşınması için cazip özelliktedir 1 . Kök hücre kökenli habis beyin tümörleri için kullanılan terapötikler, son yıllarda gelişmekte olan umut verici yeniliklerdir ve bu terapötik stratejinin burun içe adaptasyonu, klinik çeviriye doğru bir sıçramayı temsil etmektedir; bu da, non-invaziv ve tekrarlanan uygulama, hasta başvuruları için bariyeri önemli ölçüde azaltabilir ve Invaziv cerrahi prosedürler 1 , 2 , 3 , 4 ile ilişkili olarak genel anestezi veya uzun süre yatan hasta içi servis olmaksızın ayakta hasta hizmetleri için uyarlanabilir olabilir.

Biz ve diğerleri, beyin tümörlerine kök hücre verilmesinin burun içi yoluna öncülük ettik ve bazı temel prensiplerin temel çalışmalarını yaptık.2 , 3 , 4 fare ksenograft modelleri kullanılarak yapılan translasyonel araştırmaların yanı sıra, manyetik rezonans görüntüleme (MRI) reaktif taşıyıcıları vasıtasıyla kök hücrelerin in vivo migrasyonunu incelemiştir. Bu pilot keşifler sayesinde önemli deneyimler elde ettik ve kötü huylu gliomun köklü hasta kaynaklı xenograft (fare modeli) fare modellerini kullanarak güçlü bir klinik öncesi değerlendirme stratejisi oluşturmak için en iyi yolu nasıl edineceğimiz konusunda fikir sahibi olduk ve araştırmacı kararı inceleyerek Burun boşluğuna gönderilen terapötik kök hücrelerin burun içi beyin girişinin sofistike biyolojik fenomeninin nüanslı mekanik ayrıntıları. Burada, iyi kurulmuş bir insan sinir kök hücre hattı HB1.F3.CD 5 kullanarak deneysel araştırmaların mevcut durumunu gösteren standart bir işletim protokolünün prensiplerini açıklıyoruz. 6 , 7 , 8 , terapötik taşıyıcılar olarak insan kök hücrelerini kullanan spesifik tümör modellerine veya stratejilere uyum sağlamak için kolaylıkla modifiye edilebilir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Tüm hayvansal prosedürler, Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) veya eşdeğeri tarafından onaylanmış olmalıdır. Burada açıklanan özel prosedürler konusunda herhangi bir belirsizlik varsa, devam etmeyin. Kurumun IACUC ve belirlenmiş bir veteriner personeli ile açıklayın.

1. Kültürlü Hücrelerin Sterilitesini Sağlama ve Aseptik Tekniğin Esaslarını Takip Edin

  1. Tüm hücre kültürü prosedürlerinde standart iyi laboratuar uygulamalarını ve farelere 9 , 10 uygulanmadan önce hücre testi ve patojensiz statü onayı için IACUC şartlarını izleyin.
  2. Yeniden üretilebilir sonuçlar elde etmek için NIH'nin hücre kimlik doğrulama şartını izleyin 11 .
  3. Bu el yazmasında özetlenen kurulan küçük hayvan cerrahisi aseptik tekniklerine uyun.

2. Glioma Hücrelerinin <Em> In Vivo Deney 2 , 4

  1. Serum içeren (Dulbecco'nun Modifiye Kartal ortamında [DMEM]% 10 sığır fetüsü serumu) veya serum içermeyen ortamda (B27, N2, heparin, epidermal büyüme faktörü takviyeli Neurobasal ortamı [ EGF], bazik fibroblast büyüme faktörü [bFGF], antibiyotikler ve L-glutamin 12 ) nemlendirilmiş bir CO 2 hücre kültürü inkübatöründe kuluçkaya yatırılmıştır.
    1. Tüm hücre hatlarını, ticari servis sağlayıcılarından çalıştırılan fare temizleme paneli aracılığıyla test edin.
  2. Kültür ortamı çıkarılarak yapışkan hücreler toplayın. Oda sıcaklığında (T25 şişesi için 1 mL tripsin, T75 şişesi için 2 mL, büyük yüzey alanlı kültür şişeleri için buna göre ölçeklendirme) oda sıcaklığında 5 dakika boyunca% 0,05 tripsin ile inkübe edin ve daha sonra hücreleri Ca 2+ ve Mg 2+ serbest fosfat ile yıkayın Tamponlu salin (PBS).
    1. DokununŞişeyi boşaltın ve hemen serum içeren bir ortamdan (8 - 9 mL) nötralize edin. Daha sonra hücre süspansiyonunu santrifüj tüplerine aspire etmek için serolojik pipetler kullanın.
    2. 5 dakika 400 xg'de hücre süspansiyonu santrifüjleyin. Tekrarlayan santrifüjleme ile hücrenin en az iki kez 10 mL PBS ile yıkanması.
    3. Serumsuz ortamda tümör küreleri olarak yetiştirilen glioma hücrelerini, santrifüjleme yoluyla toplayın (aynı hız ve süre yukarıda); Santrifüj (400 xgx 5 dakika) ile 10 mL PBS ile iki kez yıkamadan önce, 37 ° C'de 1 - 2 mL hücre ayrılma solüsyonunda inkübe ederek hücre peletini ayırın.
    4. 2.5 uL'de 50.000 - 200.000 hücre konsantrasyonunda gliomayı steril tuzlu suda tekrar süspansiyon haline getirin. Fare beynine enjeksiyon için kullanılan hücre sayıları, her bir glioma hücre dizisi için belirlenen büyüme hızına bağlıdır. Burada, sırasıyla GBM43 ve GBM6 hasta türetilmiş tümör hücreleri için 25.000 ve 100.000 kullanın.
    5. Nece miktarını iki katına hazırlaİşlem sırasında bir fraksiyon kaybını hesaba katmak için implantasyon için ssary hücre sayısı. Enjekte edilebilir hücre süspansiyonunu steril bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın ve buz üzerine yerleştirin. Ameliyatlar sırasında hücreleri buzda maksimum 2 saat tutun, uzun ameliyatlar planlanırsa yeni seri hazırlayın.

3. Xenograft Fare Modelleri Oluşturmak İçin İntrakranyal İmplantasyon ( Şekil 1A ) 2 , 4 , 13

  1. Ameliyat gününden önce bir otoklavdaki bütün cerrahi araçları sterilize edin ve IACUC tarafından onaylanan protokol uyarınca ameliyat öncesi ve sonrası tüm hayvan bakım materyallerini hazırlayın. İntraoperatif aseptik koşulları sağlamak için stereotaksik çerçeve ve periferik ekipmanları sterilize edin, böylece komplikasyonları en aza indirin.
  2. Operasyon alanını dağınıklığı ve kirlenme olasılığını en aza indirgemek için düzenleyin.
  3. Uygun kişisel koruyucu ekipman giyinIACUC gerekliliklerine göre (PPE)
  4. Uygun post-operatif kurtarma odası ayarlayın. Anesteziklerin ve analjeziklerinizin bekarsız reaktifler kullanılarak taze hazırlandığından emin olun. IACUC onaylı protokol uyarınca uygun vücut ısısı bakım araçlarını kurun.
  5. Insan NSC'lerin burun içinden verilmesinin testi için insan hastadan türetilmiş glioma hücre ksenograftlarını oluşturmak için, yaklaşık 6 haftalık yaştaki herhangi bir cinsiyette nu / nu atimik fare gibi bağışıklığı baskılanmış fare türlerini kullanın.
  6. Hayvanı onaylanmış reaktifleri kullanarak, yani bir ketamin karışımı (50-100 mg / kg intraperitoneal (ip) enjeksiyonu yoluyla onaylanmış doz aralığı için kurumsal IACUC ile görüşün) ve ksilazin (5-10 mg / Kg; onaylanmış doz aralığı için kurumsal IACUC ile görüşün) 200-250 μL steril tuzlu suda veya inhalasyon cihazı kullanarak% 4-5 izofluran anestezi ile.
    1. Hayvanın cerrahi anestezi düzlemine geldiğinden emin olun bCilt kesilmesinden önce sıkıştırın. Hayvanın korneanın nemli halini sağlamak için bol steril oftalmik jel uygulayın.
  7. Pritchett-Corning ve ark.na göre betadin ve izopropil alkolün tekrarlanan ve dönüşümlü dairesel mendillerini kullanarak kafatasını sterilize edin . 14 .
  8. Cerrahi bıçak kullanarak insizyona başlamadan önce pre-insizyon analjezi, Buprenex'in (0.05-2 mg / kg) sc enjeksiyonu ile sağlanır.
  9. Kafatasını ortaya çıkarırken hemostata yardımcı olmak için steril pamuk uçlu aplikatörü kullanın; Tesadüfi kanamanın temizlenmesini kolaylaştırmak için% 3 hidrojen peroksit kullanın.
  10. Orta hatta 2 mm yanal ya da sağdan sola ve Bregma'nın 2 mm gerisinde (konum koordinatları isteğe göre uyarlanabilir) pervane bir el elektrikli bilyalı matkap kullanın (eni 1 mm'den az) Belirli bir çalışma için tasarlanmış tümör modelinde).
  11. Hayvanı stereataksik çerçeveye uyguna monte edinE kafa pozisyonu, böylece yerleştirilen Hamilton mikro şırıngası, çapak deliğinin etrafındaki kafatasının yüzeyine dik olur. Hayvanın anestezi düzleminin ayak parmaklarının sıkıştırılmasıyla iyi durumda olmasına dikkat edin. Aşağıdaki aşamalarda hayvanın ağrı stresine maruz kalmadığından emin olmak için solunum hızını gözleyin.
    * Kulak içi çubuk yerleşimlerini vurgulamıyoruz, çünkü:
    1. İğneyi konumlandırmak için çapak deliğini önceden hazırladık ve bu nedenle, kesin kafatası koordinatları gereksizdir;
    2. Fare kulak kanalları kırılgandır ve kulak çubuklarının kulak içi yerleştirilmesinin amacına uygun olmayan daha kapsamlı bir eğitim gerektirir. Kemirgen kulak kanallarının hasar görme riski hassas bir yerleştirmenin faydalarından daha ağır basar;
    3. Yanak desteğinin gerçekleştirilmesi daha kolaydır ve konumlandırma sırasında aynı düzeyde fare başı dengesi ve dengesi elde etme kabiliyeti vardır. Zamana duyarlı birden fazla ameliyatın ekstra bir fayda sağlamasıIyi bir hücre canlılığı ile zamanında tamamlanma.
  12. Stereotaksik çerçeve düğmelerini düz uçlu mikro şırıngayı çapak deliğine konumlandırmak için kullanın, sonra dura yüzeyinin 3 mm altına yavaşça indirin. İğnenin ucunu duranın 2,5 mm altında tutmak için 0,5 mm geri çekin.
  13. 1 dakika boyunca önceden yerleştirilmiş gliom hücrelerinin 2.5 uL'sini enjekte edin. İğne yavaş yavaş 1-2 dakika önce pozisyonunu koruyun ve 1 dakika boyunca iğne beyninden çekip hücre geri akışını en aza indirgeye dikkat edelim. Ekstrakranial tümör gelişimini önlemek için steril kemik mumu uygulayın.
  14. Yarayı, paslanmaz çelik yara klipsleri (7 mm) kullanarak kapatın. Steril laktated Ringer solüsyonu (önceden 37 ° C'ye kadar ısıtılan) 1 mL'lik bir subkütanöz (sc) enjeksiyon yapın ve hayvanı bir ısıtma pedi üzerinde yarım kalan bir geri kazanım odasına yerleştirin.
  15. Hareket kabiliyetini tekrar kazandıklarında hayvanları havalandırılan rafa geri gönderin ve pürüzsüzleşmeyi sağlamak için rutin operasyon sonrası bakıma uyunKurtarma.

4. Tümör Büyümesinin İn Vivo Biyolüminesans Görüntüleme (BLI) ( Şekil 1B ) 15

NOT: Hastadan türetilen glioma hücreleri, ateşböceği lüsiferazını ifade edecek şekilde modifiye edilir. Bu, intrakranyal implantasyondan sonra tümör ilerlemesini izlememizi sağlar.

  1. Görüntüleme oturumundan 10 dakika önce, hayvanlara D-luciferase, potasyum tuzu (150 mg / kg) ile ip enjeksiyonu yapın.
  2. Hayvanları derhal IACUC tarafından onaylanmış oksijenli izofluran indüksiyon odasına yerleştirin.
  3. Hayvanları, yazılım ayarlarını kullanarak BLI sinyalini yakalamak için ısıtmalı (37 ° C) görüntüleme bölmesine yerleştirin (ayrıntılar için, üreticinin talimatlarına bakın).

5. Bütün Beyin Işınlaması ( Şekil 1C ) 2 , 4 , 13

4 .

  1. Farelerde anestezi indüklemek için sub-cerrahi anestezi düzlemi ile bir ketamin ve xylazine karışımı (50-100 mg / kg ve 5-10 mg / kg sırasıyla; ipotek enjeksiyonu kullanın; onaylanmış doz aralığı için kurumsal IACUC ile görüşün).
  2. Fareleri kurşun kalkan blokları arasındaki odacık içine konumlandırmak için bir örnek tepsiden faydalanın, sadece radyasyon yoluna kafaya maruz kalmak için izin verin ( Şekil 2 ).
  3. Farelere, tümör büyümesinin pozitif BLI teyidi (normalde glioma hücrelerinin implanasyonundan sonra 7-8. Günde) verin, ard arda beş gün boyunca günlük 2 Gy radyasyon dozu yapın. Son ışınlama dozundan sonra tümörün BLI değerlendirmesi yapın.

6. İnsan Sinirsel Kök Hücrelerinin Genetik Modifikasyonu (NSC'ler;E 3A) 4

  1. % 95 oda havası ve% 5 C02 ( N NSC'ler) altında nemli 37 ° C inkübatörde% 10 FBS ve% 1 penisilin-streptomisin ile DMEM ortamında insan NSC'lerini (klon HB1.F3.CD) koruyun.
  2. CXC motif kemokin reseptörü 4 (CXCR4) gibi kemotaksik reseptörlerin, insan CXCR4'ü için lentivirüs kodlayan transdüksiyon ile hNSC'lerde gen aşırı ekspresyonunu gerçekleştirin.
    1. NSC'ler% 75-80 konfluansa yaklaştırdığında, polibren (8 μg / mL) ile birlikte kültür ortamına CXCR4 lentivirüs ekleyin ve 8 saat veya gece boyunca inkübe edin.
    2. Transdüser hücrelerin pozitif seçimi için virüs içeren besiyeri 4 μg / mL'de blastikidin içeren taze besiyeri ile değiştirin.
    3. Modifiye edilmiş hNSC'lerdeki ( CXCR4 NSC'lerdeki) CXCR4 ekspresyon seviyesini, anti-CXCR4 antikorunu ve eşleşen izotip antikoru ve vi'yi kullanarak akış sitometrisi vasıtasıyla doğrulayınCXCR4 ve gliseraldehid-3-fosfat dehidrogenaz (GAPDH) cDNA'ları çoğaltan bir çift primer kullanılarak kantitatif bir RT-PCR 4 .
    4. Aynı strateji kullanarak RFC'nin CXCR4 genini değiştirerek vektör kontrol NSC'lerini ( VC NSC'ler) üretin ve RFP floresansının varlığı nedeniyle mikroskopla veya akış sitometrisiyle doğrulayın.

7. İnsan NSC'lerinin Hipoksik Ön Şartlandırma ( Şekil 3A ) 4

  1. Plaka,% 90 birleşene kadar yukarıda tarif edildiği gibi T75 kültür şişelerinde NSC'leri kültürledi.
  2. Otomatikleştirilmiş yerleşik akış sayacı ile kontrol edilen N 2 gazı kaynağı ile 24 saat süreyle% 1 O 2 seviyelerinde muhafaza edilen nemli bir CO 2 odası / inkübatör içine hücre kültürü şişeleri yerleştirin. Bu hücrelere H NSC'ler denir. Kontrol N NSC'leri adım 7.1'de anlatılmıştır.

8. Hu'nun yüklenmesiOnkolitik Virüslü İnsan NSC'leri ( Şekil 3B -3H ) 5

  1. 8.1 Koşullu replikatif adenovirüs (CRAd) -S-pk7 viral partikülleri / hücre 4 , 16 ile N NSC, HNSK, VC NSC ve CXCR4 NSC'leri enfekte edin.
  2. 8.2. Periyodik musluklarla oda sıcaklığında 2 saat inkübasyondan sonra, bağlanmamış viral partikülleri çıkarmak için hücreleri üç kez medya ile yıkayın ve hücreleri, enjeksiyonluk steril salin içinde süspanse edin.
    DİKKAT: BSL2 gibi uygun biyogüvenlik düzeyi tanımlamaları ile tesislerdeki virüsle ilgili tüm in vitro hücre kültürü prosedürlerini uygulayın. Uygun kişisel koruyucu ekipman, kurumsal hayvan tesisleri talimatlarına göre onkolitik virüsü tutan araştırmacılar tarafından giyilmelidir 4 , 16 .

9. Kök Hücrelerin Mikro İle YüklenmesiManyetik Rezonans Görüntüleme (MRI; Şekil 3B- 3H ) vasıtasıyla In-Vivo İzlem için n-boyutlu Paramanyetik Demir Oksitler (MPIO'lar)

  1. Köpek hücrelerini etiketlemek için, ~% 80 konfluende, gece boyunca inkübasyon için transfeksiyon reaktifi varlığında hücre kültürlerini kökleştirmek için MPIO'ları ekleyin. MPIO'lar (flaş kırmızı konjüge) ile kök hücre etiketlemenin (NSC'ler 4 veya MSC'ler 2 ) etkinliği, akış sitometrisi ile belirlenir.
  2. Glioma taşıyan hayvanların beyinlerinde kök hücre göçünü ve dağılımını görselleştirmek için hem çok dilimli, hem de yüksek çözünürlüklü T2 ağırlıklı Hızlı Gevşeme Geliştirme spin eko görüntüleri ve çok dilimli T1 ağırlıklı Hızlı Düşük Açılı Atış (FLASH) gradyan eko serileri elde edin Yapıyı, fare beyninin koronal ve eksenel düzlemleri vasıtasıyla değerlendirin 2 .

10. Terapötik NSC'lerin burun içi teslimi ( Şekil 3D ) 2 , 4

  1. Bölüm 3'te açıklanan protokole göre NSC'leri ( N NSC'ler, H NSC'leri, VC NSC'leri ve CXCR4 MGK'larını) toplayın ve toplayın.
    DİKKAT: OV yüklü NSC'leri içeren tüm hayvan prosedürleri, BL2 veya BSL2 tesisleri gibi biyogüvenlik düzeyi belirlenmiş olan tesislerde yapılmalıdır.
  2. 3. adıma göre bir ketamin ve ksilazin karışımının ip enjeksiyonu yoluyla farelere anestezi uygulayın.
  3. Fareleri, vücut sıcaklığını korumak için altındaki bir ısıtma pedi ile yüzü yukarı bakan açık bir örtünün üzerine yerleştirin. Fare başlığının altına yerleştirildiğinde burun deliklerinin dik durmasını sağlamak için rulo kağıt havlularından yapılmış yastıklı bir yastığı bantlarla ayarlayın.
    NOT: Hiyalüronidaz ön muamelesi (burun ezisinin 5 dakikalık aralıklarla dört tekrarlanan aşılama, her burun deliğinde 3 uL) toplam 100 UPithelium daha önce 2 , 17'de tanımlanmıştır.
  4. Bir mikropipet kullanarak, farenin her burun deliğine NSC süspansiyon 2 mcL dağıtın. Bir sonraki fareye geçmeden önce damlacıktaki aspirasyonu görsel olarak teyit edin. Teslim edilen toplam hücre sayısı kullanıcı tarafından belirlenebilir; 0.5-1 milyon hücre 4 x 2 μL dozlarda verilebilecek şekilde 62.500-125.000 hücre / μL kullanın.
  5. Her hücre süspansiyonu uygulaması arasında 5 dakikalık aralıklarla 4 kata kadar bir zamanlayıcı kullanın.
  6. Sırt üstü pozisyonu korunurken, hayvanlara bir iyileştirme odasında hareketlilik kazandırın.

11. Hayatta Kalma Analizi ( Şekil 3E )

  1. Hayvanların hayatta kalma süresini istatistiksel yazılımda girin ve log-rank testini kullanarak aşağıdaki önem belirtmeleri ile istatistiksel karşılaştırmalar yapın: * p < 0.05, ** p <0.01, *** p <0.001.

12. İntranazal Kök Hücre Beyin Girişinde Doku Toplama ve Histoloji / İmmünositokimya Doğrulaması 2 , 4

  1. Çalışmanın bitim noktasında, fareleri IACUC onaylı protokollerle euthanize edin. Standart bir uygulama, birincil ötanazi stratejisi olarak hayvanları feda etmek için perfüzyon fiksasyonuyla tahliye sonrası bir akış hızı kontrollü CO 2 odası kullanmaktadır.
  2. Kurban edildikten hemen sonra, kan damarlarındaki kan kalıntılarının yok edilmesi ve dokuların daha sonraki histolojik analizler için korunması için hayvan üzerinde PBS ile intrakardiyak bir perfüzyon gerçekleştirin.
  3. CO 2 -euhanized hayvan yatar pozisyonda bir emici ped üstüne koyun, kalp maruz kalma, göğüs kafesi ile birlikte disseke diyafram kas ortaya maruz bir laparotomi ile devam edin.
  4. Baba sonraSağ atriyumda bir çift kesme makas kullanarak bir kral yapın, apsende sol ventrikül aracılığıyla 3-5 mL'lik bir PBS enjeksiyonu ile kan kaybını hızlandırın. Bir şırınga kullanarak buz soğukluğunda% 4 paraformaldehid (PFA) dolaşıma enjekte edin; Periferik kas spazmları, dolaşımda düzgün doku fiksasyonunu engelleyecek önemli bir blokaj olmadığını görsel olarak teyit eder.
  5. Cerrahi olarak karkasın başını çıkarın ve gece boyunca 4 ° C'de% 4 PFA içinde 50 mL santrifüj tüpünde saklayın. Çözümü bir sonraki gün 24 saat sonra beyin dokusu diseksiyonundan önce% 30 sakroza değiştirin.
  6. Beyin dokusunu OCT bileşiğine yerleştirin ve kuru buz üzerinde izopentan üzerinde hızlı dondurun. Histoloji ve immünositokimya uygulamaları için 10-20 μm'lik doku kesitleri oluşturmak için nihai doku bloğunun kriyoteksiyon işlemi yapın.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Hem hipoksik ön-muamele ( Şekil 4A ) hem de CXCR4 aşırı ekspresyonu ( Şekil 4B ve 4C ) 4 , akış sitometrisi ile gösterildiği gibi, CXCR4 reseptörlerinin hücre zarı varlığını önemli derecede yukarı düzenler. NSC'ler tarafından gösterilen tümör tropizmi (mavi oklar), tümör dokusu histolojisinde (kırmızı daire) gösterilmektedir. Tümördeki MPIO-işaretli ( Şekil 4D ) kök hücrelerin varlığı, Prusya mavisi lekelenmesiyle doğrulanır ( Şekil 4E ). 4

Bir doku analizi, sadece baş radyasyonun ( Şekil 2 ) tümör hacminde azalmanın yanı sıra tümör ve çevresindeki dokuda SDF-1 upregülasyonunu indüklediğini göstermektedir ( Şekil 5A ve 5B )Bu, NSC'lerde CXCR4 reseptörünün upregüle edilmiş ekspresyonunun, XRT'den sonra tümör tropizmini kolaylaştırabileceği hipotezini teyit eder.

Hayatta kalma analizi, tek başına ışınlama (XRT), tümör taşıyan hayvanların hayatta kalması için faydalı olmasına rağmen ( Şekil 6A ) 4 , XRT bağlamında OV ile yüklenmiş N NSC'ler üzerinde OV ile yüklenmiş H NSC'leri kullanarak ilave faydalar elde edilebilir 6B ) 4 . Aynı bağlamsal tedavi rejiminde ( Şekil 6C ) genetik olarak tasarlanmış CXCR4 NSC'lerde önemli sağkalım faydaları da görülebilir 4 .

Doku analizi, H NSC'lerin ve CXCR4 NSC'lerin, tümör ile hedeflenen OV'lerin sağlanmasını önemli ölçüde arttırdığını teyit eder,Bir viral hekson proteini ( Şekil 7A ve 7B ) için ining 4 .

Şekil 1
Şekil 1: İlgili Genel Hayvan Prosedürlerinin Şematik Akış Şeması. ( A ) Tümör modelleri, hasta tarafından türetilmiş gliom hücrelerinin ksenogrefti vasıtasıyla oluşturulmuştur. ( B ) Tümör büyümesi BLI vasıtasıyla izlenir. ( C ) Baş-sadece ışın tedavisi Prosedür 6'da açıklandığı gibi verilir. ( D ) Prosedür 11'de detaylandırıldığı gibi, terapötik intranazal kök hücre verme sırasında sırtüstü ve baş eğik duruş korunur. ( E ) Tedavi sonrası sağkalım izlemesi, küçük hayvan Gerektiğinde doku görüntüleme ve histolojik analizler takip edilir. Görmek için lütfen tıklayınızBu rakamın daha büyük bir versiyonu.

şekil 2
Şekil 2: Işınlama için Hayvanların Kurulması. Anestezi uygulanmış fareler, sadece başın ışınlanması için örnek tepsisinde kurşun kalkanları arasına yerleştirilir. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

Şekil 3
Şekil 3: Burun içinden önce verilen Genel Kök Hücre Hazırlama İşlemleri İçin Bir Akış Şeması. ( AC ) CXCR4'ü aşırı ifade etmek için kök hücrelerin hipoksik ön-muamelesi veya genetik modifikasyonları. ( BD ) Yıkama, enzimatik ayrışma, hücre toplama ve sayma basamakları başınaKök hücrelerin terapötik veya teşhise yönelik kargo ile daha sonra yüklenmesi için oluşturulmuştur. ( E ) Onkolitik virüsler veya MPIO parçacıkları gibi teşhis edici izleyiciler gibi terapötik reaktifler, toplanan kök hücrelerine periyodik sallama ve yumuşak ajitasyon ( F ) ile uygun konsantrasyonlarda yüklenebilir. ( GI ) Yüklenen kök hücreler daha sonra yıkanabilir ve farelere intranazal uygulama için sayılabilir. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

Şekil 4
Şekil 4: Kök Hücre Modifikasyonlarının CXCR4 İfadesi ve MPIO Yüklemesi için Analizi. ( AC ) Akım sitometrisi, hipoksik ön tedavi veya genetik bir sonuç olarak kök hücrelerin fenotipik modifikasyonlarını doğrulamak için kullanılabilirmühendislik. (Detaylar Dey ve ark.4'te bulunabilir) ( DE ) Kök hücrelerin başarılı MPIO yüklenmesinin saptanması ve in vivo sonuçlar sırasıyla akış sitometrisi ve Prusya mavisi boyama yoluyla elde edilebilir. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

Şekil 5
Şekil 5: Işınlamanın Glioma ve Çevresindeki Dokuda SDF-1'i (Yeşil Sinyaller) Yukarı Düzenlemeyi Kolaylaştırdığı Hiposu Onaylandı Doku Bölümlerinin Histopatolojisi ve İmmünositokimyası aracılığıyla. Işınlama, GBM43 ksenograftında SDF-1 ekspresyonunu arttırır. Kontrollü ve ışınlanmış farelerden beyin doku kesitlerinin H & E boyanması ve immünositokimyasının analizi,XRT tedavisinden sonra tümör yükünü azalttı ancak tümör bölgelerinde artmış SDF-1 düzeylerini artırdı. ( A ) SDF-1 ekspresyonu (yeşil), XRT sonrası tümör alanına (beyaz kutular) güçlü bir şekilde lokalizedir. ( B ) Görüntüleme alanlarının yoğunluk ölçümü, XRT ile tedavi edilen hayvanlarda SDF-1 ekspresyonunda kontrol hayvanlarına kıyasla dört kat artışı göstermektedir (n = 3 deney, *** p <0.001, Öğrencinin t-testi). Detaylar Dey ve ark. 4 Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

Şekil 6
Şekil 6: Modifiye NSC'lerin hayatta kalma faydaları gözlemlendi (Detaylar Dey ve ark.4 ). ( A ) XRT'nin terapötik yararları bağlamı oluşturuldu (*** p <0.001, log rank testi). ( B ) OV ile yüklü kök hücrelerin hipoksik ön tedavisi hayvan sağkalımını arttırır (* p <0.05). C. CXCR4 genetik zenginleştirmesi hayvanların hayatta kalmasını daha da geliştirir (** p = 0.0013). Detaylar Dey ve ark. 4 Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

Şekil 7
Şekil 7: Hipoksi veya CXCR4 ile güçlendirilmiş NCS'lerin Beyin Tümörü Xenograftlarına OV Tesliminin Onaylanması, her iki H ile tedavi edilen Farelerin Beyinlerinden Doku Bölümlerinin İmmunositokimyası (Yeşil Nokta) ile Viral Hexon Proteini Algılanması ile Elde Edilir A ) veya CXCR4 NSC'leri ( B ), *** p <0.001 t testi. Detaylar Dey ve ark. 4 Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

İlacın intranazal yolu, küçük moleküller, nanomedikal ilaçlar ve protein bileşikleri için yaygın olarak araştırılmış olmasına rağmen, intranazal beyin tümörü hedeflemesi için terapötik kök hücrelerin uygulanması, gelişmekte olan beyin tümörü terapötik spektrumunda çok yeni 2 , 3 , 4 . Burun boşluğundaki kök hücrelerin davranışları ile ilgili karmaşık karmaşıklıklar bulunmaktadır ve moleküler ayrıntılar halen belirsizdir. Kök hücrelerin büyüklüğü ve kraniyal sinirler boyunca bunların dağılım mekanizmaları, hücre dışı biyologların veya küçük moleküllerinkinden önemli derecede farklıdır ve şu anda nazal epitelyumda terapötik kök hücrelerin davranışlarını içeren ayrıntılı mekanik araştırmalara giriyoruz. Kök hücre yüzeyinde sitokin reseptör ekspresyon profilleri ve ayrıca ekstraselüler matriks içeren moleküler etkileşimler(ECM) adezyon molekülleri, örneğin kök hücrelerin burun içi beyin girişinin temelini aydınlatmak için araştırılıyor. Mevcut protokolün kritik adımları çok yönlüdür: 1) Tümör yerleşimi ve büyüme düzenindeki değişiklikler, NSC'lerin tümöre göç etmek için kullandıkları kemotaksiyi etkileyebileceğinden, intrakranyal glioma zenograftının düzgün bir şekilde oluşturulması; 2) NSC'lerin doğru hazırlanması ve bunların kemotaksik göç davranışlarını etkileyen sağlık durumu ve fenotipleri; 3) Burun boşluğunun beyine 17 göç eden kök hücrelerini iyileştirdiği gösterilen, hiyalüronidaz ile burun boşluğunun yeterli hazırlanması; Ve 4) Burun içinden kök hücre nakli sırasında, burun deliklerindeki hücre kaybını ve hayvanların NSC sonrası doğum bakımı önlemek için farelerin doğru sırtüstü duruşunu. Canlı hayvanlardaki MR görüntüleme teknikleri veya radyotracer tabanlı görüntüleme teknikleri, Burun içi doğumdan sonra in vivo kök hücre göçünün gerçek zamanlı değerlendirilmesi.

Hayvan modellerini kullanarak yapılan klinik öncesi bir çalışma için, klinik insan hasta çalışmalarına yapılan tercüme sırasında terapötik sonucu tahmin etmek için sınırlamalar vardır. Kemirgenler ve insanlar arasında kranyal sinir son bulan dağıtım modellerinde önemli farklılıklar vardır 19,20; Dolayısıyla, terapötik kök hücrelerin burun içi yol boyunca insan beyni girişine daha çok yakın gelecek şekilde sinir uç ağları boyunca dağılımını sağlamak için yapılacak stratejiler, gelecek araştırmalar için odak noktası olmalıdır. Bu ayrıntılar, başarılı klinik çeviri çabalarının anahtarıdır ve burada açıklanan ilkeler, moleküler ipuçlarını ve fare modelleri ile insan uygulama spesifikasyonları arasındaki işlevsel ve anatomik farklılıkları ayırmak üzere tasarlanmış araştırma parametrelerinin daha da çeşitlendirilmesi için temel oluşturmak için gereklidir.

Insan gliomasının fare PDX modellerini kullanmanın temel prensiplerini gösteren bu pilot demonstrasyonda, hipoksik ön koşullandırma ve kemotropizmde genetik zenginleştirme yoluyla CNSCR4 reseptör ekspresyonunu teşvik ederek hNSC'lerin tümör tropizmini arttırmak için çeşitlendirilmiş stratejilerin potansiyelini gösteriyoruz, (CNS) alternatif bir terapötik kök hücre verme stratejisini tipik olarak invaziv yaklaşımlar olmadan açıklayan ilk adım-adım protokol olduğu için, intranazal terapötik kök hücre verme tekniklerinin bu kapsamlı tanımlamasının önemi açıktır CNS bozuklukları için gereklidir. Habis beyin tümörleri için gelişimsel tıbbın ön planına güçlü bir deneysel terapötik platform getirmeyi, daha büyük mekanik ayrıntıların bilimsel çevredeki geniş araştırma araştırmalarından ortaya çıkmasını sağlamayı hedefliyoruz. Geniş kapsamlı CNS bozukluklarını tedavi etmek için gelecekte genişletilmiş uygulamalar Karmaşıklık ve mekanik çeşitlilik bİlgili alanlardaki araştırmacılar tarafından araştırılmıştır.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Yazarların beyan etmek için çıkar çatışması yoktur.

Acknowledgments

Bu çalışma NIH R01NS087990 (MSL, IVB) tarafından desteklenmiştir.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Stereotaxic frame Kopf Instruments Model 900
Hypoxic Cell Culture Incubator ThermoFisher Scientific VIOS 160i
Cell culture supplies (Plastics) ThermoFisher Scientific Varies Replaceable with any source
Legend Micro 21R Refrigerated Microcentrifuge ThermoFisher Scientific 75002490 Replaceable with any source
Bench centrifuge Sorvall ST16R  ThermoFisher Scientific 75004240 Replaceable with any source
Micro syringe 702N 25 µl (22S/2"/2) Hamilton Company 80400 Flat tip
Sample Tray for Irradiator Best Theratronics A13826 To set up mice protection with lead shield
Leica DMi8 Microscope Leica Microsystem Custom setup
Leica CM1860 UV cryostat Leica Microsystem Custom setup
Exel International Insulin Syringe ThermoFisher Scientific 14-841-31
Corning Phosphate Buffer Saline Corning Cellgro/ThermoFisher 21-031-CV
Dulbecco's Modified Eagle Medium  Corning Cellgro/ThermoFisher 11965-084
Trypsin 0.05% Corning Cellgro/ThermoFisher 25300054
Hyaluronidase from bovine testes MilliporeSigma H3506

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Shah, K. Stem cell-based therapies for tumors in the brain: are we there yet? Neuro Oncol. 18, (8), 1066-1078 (2016).
  2. Balyasnikova, I. V., et al. Intranasal delivery of mesenchymal stem cells significantly extends survival of irradiated mice with experimental brain tumors. Mol Ther. 22, (1), 140-148 (2014).
  3. Reitz, M., et al. Intranasal delivery of neural stem/progenitor cells: a noninvasive passage to target intracerebral glioma. Stem Cells Transl Med. 1, (12), 866-873 (2012).
  4. Dey, M., et al. Intranasal Oncolytic Virotherapy with CXCR4-Enhanced Stem Cells Extends Survival in Mouse Model of Glioma. Stem Cell Reports. 7, (3), 471-482 (2016).
  5. Ahmed, A. U., et al. A preclinical evaluation of neural stem cell-based cell carrier for targeted antiglioma oncolytic virotherapy. J Natl Cancer Inst. 105, (13), 968-977 (2013).
  6. Kim, S. K., et al. Human neural stem cells target experimental intracranial medulloblastoma and deliver a therapeutic gene leading to tumor regression. Clin Cancer Res. 12, (18), 5550-5556 (2006).
  7. Lee, D. H., et al. Targeting rat brainstem glioma using human neural stem cells and human mesenchymal stem cells. Clin Cancer Res. 15, (15), 4925-4934 (2009).
  8. Lesniak, M. S. Targeted therapy for malignant glioma: neural stem cells. Expert Rev Neurother. 6, (1), 1-3 (2006).
  9. Robinson, K. GLPs and the Importance of Standard Operating Procedures. BioPharm International. 16, (8), (2003).
  10. World Health Organization on behalf of the Special Programme for Research and Training in Tropical Diseases. Handbook: Good Laboratory Practice (GLP). (2009).
  11. NIH. Number: NOT-OD-16-011. Implementing Rigor and Transparency) in NIH & AHRQ Research Grant Applications. (2015).
  12. Wakimoto, H., et al. Maintenance of primary tumor phenotype and genotype in glioblastoma stem cells. Neuro Oncol. 14, (2), 132-144 (2012).
  13. Cheng, S. H., et al. Dynamic In Vivo SPECT Imaging of Neural Stem Cells Functionalized with Radiolabeled Nanoparticles for Tracking of Glioblastoma. J Nucl Med. 57, (2), 279-284 (2016).
  14. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J Vis Exp. (47), (2011).
  15. Clark, A. J., Fakurnejad, S., Ma, Q., Hashizume, R. Bioluminescence Imaging of an Immunocompetent Animal Model for Glioblastoma. J Vis Exp. (107), (2016).
  16. Ulasov, I. V., et al. Survivin-driven and fiber-modified oncolytic adenovirus exhibits potent antitumor activity in established intracranial glioma. Hum Gene Ther. 18, (7), 589-602 (2007).
  17. Danielyan, L., et al. Intranasal delivery of cells to the brain. Eur J Cell Biol. 88, (6), 315-324 (2009).
  18. Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations. J Pharm Sci. 99, (4), 1654-1673 (2010).
  19. Gross, E. A., Swenberg, J. A., Fields, S., Popp, J. A. Comparative morphometry of the nasal cavity in rats and mice. J Anat. 135, (Pt 1), 83-88 (1982).
  20. Marieb, E. N., Hoehn, K. Human Anatomy & Physiology. Pearson. (2007).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.

    Usage Statistics