Author Produced

קביעת אזור שרירים חתך הרוחב אופטי שרירי תעופה עקיף למבוגרים דרוזופילה Melanogaster

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

. מדווחים שיטה לכמת שרירים באזור, אשר היא שיטה עקיפה כדי לקבוע את מסת השרירים במבוגרים דרוזופילה . נדגים היישום של המתודולוגיה שלנו על-ידי ניתוח הטיסה עקיף השרירים במודל דרוזופילה ממחלת ניוון שרירים חולים Myotonic.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Selma-Soriano, E., Artero, R., Llamusi, B. Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles. J. Vis. Exp. (133), e56179, doi:10.3791/56179 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

מסת השריר, מבזבז את המכונה ניוון שרירים, הוא הפנוטיפ הנפוץ דרוזופילה דגמים של מחלות נוירומוסקולריות. השתמשנו השרירים טיסה עקיף (IFMs) של זבובים, במיוחד dorso-האורך השרירים (DLM), כמו ניסיוני על מידה פנוטיפ מנוונת הביא על ידי גורמים גנטיים שונים. ב פרוטוקול זה, אנו מתארים כיצד להטביע את שרירי החזה לטוס חלוקתה דק חצי כיצד להשיג קונטרסט טוב בין השריר ואת הרקמה הסובבת, כיצד לעבד תמונות מיקרוסקופ אופטי עבור רכישת חצי אוטומטי של מידע כמיתים, ניתוח. אנו מתארים שלושה יישומים ספציפיים של הצינור מתודולוגי. ראשית, אנו מראים איך ניתן להחיל את שיטת לכמת ניוון שרירים במודל לטוס ניוון חולים myotonic; שנית, מדידה של שטח חתך הרוחב שריר יכול לעזור לזהות גנים לקדם או למנוע ניוון שרירים ו/או ניוון שרירים; שלישית, פרוטוקול זה יכול להיות מיושם כדי לקבוע אם תרכובת המועמד הוא אפשרות לשנות באופן משמעותי את הפנוטיפ מנוונת נתון המושרה על ידי מוטציה גורמי מחלותאו על-ידי של גורם סביבתי.

Introduction

בית החזה של זבוב הפירות מכיל שתי מחלקות שונות של שרירי תעופה, אשר הן מבחינה תפקודית, פיזיולוגית והן מבחינה אנטומית נפרדות. שרירים אלו: השרירים טיסה עקיף (IFM), אשר מורכבים של אורכי-דורסו (DLM) dorso-הגחוני / (DVM) השרירים (איור 1), ואת הטיסה סינכרונית לשלוט בשרירים1,2. השרירים האלה יחד ליצור את הכוח מכני מוגברות הדרושים עבור הטיסה. תפוצה וגודל, הוצאת rostro-סימטרית IFMs מאפשרים התמצאות קלה עבור אופטים ואלכסוני3 (איור 2 א). מסיבה זו, בחרנו את השרירים האלה ללמוד הניוון שרירים melanogaster דרוזופילה.

Figure 1
איור 1. תרשים של בית החזה של זבוב הפירות מציג השרירים טיסה עקיף סידור (IFMs). (משמאל) מייצג תצוגה לרוחב ו (מימין) מייצג חתך רוחב של בית החזה. IFMs מורכבים של השרירים האורך דורסו (DLM) (באדום), Dorso-הגחוני / (DVM) השרירים (בירוק).

שימור מבנה רקמות והשליטה dorso-הגחוני / ציר הכיוון של מקטעים היסטולוגית הם קריטיים כדי להבטיח הערכה נכונה של שטח חתך הרוחב שריר. כדי לשמר את מבנה השריר שהשתמשנו תערובת קיבוע שונה טומלינסון. et al. 4 . יתר על כן, בגלל שרירי רקמות פנימיות, אטימות של שלד של דרוזופילההוא בעיה קיבוע תערובות לא מצליח לחדור לרקמות היעד. כדי לעקוף בעיה זו, הסרנו בראש לעוף, רגליים, כנפיים, לאחרונה שני מגזרים של הבטן ליצירת חורים אשר איפשר את התערובת קיבוע להיכנס. במסגרת פרוטוקול קיבוע שכללנו טיפול עם אוסמיום ארבע-חמצני (OsO4)5, המשמש בהרחבה בשל יכולתה נתקן שומנים, לרבות טריגליצרידים. OsO4 שומר על רוב המבנים מאוד טוב, במיוחד ברמה cytological, באותו זמן ומספק החדות של התמונה. לאחר קיבוע, דרוזופילה thoraces הוטבעו שרף על חציה למחצה דק אופטים (1.5 מיקרומטר). ' ניגוד ' משופר, רקמות יכול להיות בנוסף מוכתם טולדין כחול. תמונות של thoraces מלאה צולמו ב-10 X, שרירים באזור הייתה לכמת על-ידי binarizing תמונות (של ממדים שווים) וכימות אחוז של פיקסלים על רקמת השריר (פיקסלים שחורים) מתוך סה כ, בעזרת תוכנת ImageJ.

שינויים רקמות קיבוע והכנה תערובות, כמו עליית ריכוז OsO פתרון4 ו גלוטראלדהיד, הציג את פרוטוקול זה, מותר ייחודי שימור רקמת השריר. זה כי הפרוטוקול מונע את ההשפלה ואת דפורמציה של הרקמה, ביצוע ניתוח האחורי של הדגימות אמין יותר גם בתנאים מאוד מנוונת המשויך neuromuscular מחלות ניווניות כגון ניוון חולים Myotonic (DM). בצורתו נפוץ יותר, מיט סוג 1, הפרעה גנטית נדירה זו הוא הביא על ידי חזרה CUG המורחב של תעתיקים ניוון חולים myotonic קינאז (DMPK). מוטציה DMPK RNA אגרגטים מוקדים ribonuclear טופס זה sequester את Muscleblind כמו גרעיני RNA מחייב חלבונים (MBNL1-3; Muscleblind (Mbl) בדרוזופילה)6. יצרנו מודל דרוזופילה של ניוון חולים Myotonic בהבעת 250 חזרה CTG תחת מקדם מכירות שרשרת כבדה שרירים צולבות הקישור חוטים שרירן (Mhc-Gal4). זבובים דגם היו לעוף עם פנוטיפ אופייני 'שנערך למעלה כנפיים' והיו שרירים חמורה להתנוון ב שלהם IFMs (איור 2B). מחקרים קודמים שבוצעו במעבדה שלנו הראו כי קביעת אזור שרירים של IFMs היא שיטה אמינה לכמת את השפעות שונות כימי או גנטי מודיפיקטורי הניוון שרירים אלה זבובים דגם7. לדוגמה, ביטוי של isoform Mbl C בזבובים לבטא את CTG 250 חוזר לשריר, מושגת הצלה של שרירים באזור, כמו דלדול Mbl מאת פחמיות הוא גורם מפעילה DM1 פתוגנזה8 (איור 2C). שרירים באזור חולץ גם לאחר האכלה דגם DM טס עם Abp1, האקסאפאפטיד עם פעילות מוכחת אנטי-DM19 (איור דו-ממדי).

Figure 2
באיור 2. כימות של קטעים dorsoventral של שרף-מוטבע thoraces למבוגרים. (י-ם) טיסה עקיף שרירי דרוזופילה melanogaster עם אחרים רלוונטיים המצוין. (א) שליטה זבובים (yw). (ב) ביטוי של 250 ללא קידוד CTG חוזר בשריר (UAS-CTG(250)x) גרמה ירידה של שרירים באזור של DLMs לעומת שליטה זבובים. (ג) זה פנוטיפ ניוון שרירים ניצל ע י ביטוי של Muscleblind (MblC) (UAS-CTG (250) x UAS-MblC) (D) מאכילים את הזבובים דגם עם האקסאפאפטיד Abp1 (UAS-CTG (250) x Abp1). כל התמונות הצד הגבי הוא על העליונה. Transgenes גורשו אל שריר באמצעות מקדם כבד-שרשרת צולבות הקישור חוטים שרירן (Mhc)-Gal4. (ה) כימות אחוזי השריר באזור יחסית הזבובים שליטה אישר כי ההבדלים היו משמעותיים. ההיסטוגרמה מציגה אמצעי ± S.E.M. * *p< 0.01 ו * p < 0.05 (Student´s-t-test). סרגל קנה מידה: 200 מיקרומטר. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

שיטת דיווח כאן יהיה עניין לחוקרים התמקדות פיתוח שרירים, תחזוקה, הזדקנות, המחלה פתולוגיה, בדיקות סמים כפי שהיא מספקת מידע אמין על כיצד רקמת השריר יגיב לגורמים אנדוגניים וחיצוניים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. קיבוע והטבעה שרף

  1. עזים ומתנגד הזבובים עם פחמן דו-חמצני (CO2) או באמצעות היפותרמיה באמצעות של בלוק קרח. השתמש ויבתר מיקרוסקופ (עם הגדלה נמוכה כדי לראות את הזבוב שלם) מספריים כדי להסיר את הרגליים, כנפיים, הראש והחלק מסוף של הבטן כדי להקל על חדירת מקבע. טיפול זהיר הגוויות נדרש בשלב זה להימנע להרכב של בית החזה.
    הערה: להתחיל עם זבובים לפחות 12 לכל גנוטיפ כדי להבטיח מספר מספיק של אנשים מעובד כראוי בסופו של ההליך.
  2. להעביר את הגוויות צינור 1.5 מ ב- µL 200 המכילה קרח (הצבת מספר מרבי של יחידים 6 למחזור) של פתרון 1.
    הערה: הגוויות לא נשארים בתמיסה 1 עבור יותר מ- 20 דקות.
    1. עבור פתרון 1, לערבב מרכיבים אלה הפרופורציות נפח: ¼ paraformaldehyde 4%, 8% ¼ גלוטראלדהיד, ¼ 0.2 מ' נה2HPO4 ו- ¼ 0.2 מ' NaH2PO4.
  3. להוסיף 200 µL של פתרון 2, דגירה על קרח למשך 30 דקות.
    1. פתרון 2: לערבב פתרון 1 OsO4 ביחס 1:1 (v/v).
      התראה: OsO4 רעיל מאוד. להפעלתו בשכונה fume אמצעי בטיחות וסילוק המתאים.
  4. הסר את כל הנוזל. להוסיף 200 µL של פתרון 2, דגירה על קרח במשך 1-2 h.
  5. הסר את הפתרון, מייבשים את הדגימות דרך סדרה מדורגת אתנול כדלקמן: פעם אחת ב- 30%, 50%, 70%, 90% ופעמיים בתוך אתנול מוחלט; 5 דקות כל אחד. להוסיף 1 מ"ל אתנול כדי לכסות את הדגימות.
    הערה: לאחר הרקמה ממוקמת 90% אתנול, והשלבים הבאים יכול להתבצע בטמפרטורת החדר.
  6. דגירה הדגימות פעמיים בפרופילן אוקסיד 10 דקות כל הדגירה.
    התראה: פרופילן אוקסיד רעיל, להשתמש בו בשכונה fume.
  7. להחליף את תחמוצת פרופילן על ידי תערובת 1:1 (v/v) של אפוקסי שרף, פרופילן אוקסיד, דגירה בטמפרטורת החדר למשך הלילה.
    התראה: השרף רעיל מאד במצב נוזלי. השרף זמין כערכה של ארבעה מרכיבים (A, B, C ו- D).
    1. שרף אפוקסי, להוסיף בתוך חד פעמיות 54 גר' שרף (א), 44.5 גר' במינראליים (B), 2.5 g של האצה (ג), 10 גרם של מרכך ומגמיש (ד). לשלב את כל המרכיבים שרף בשכונה fume. לאחסן השרף aliquots ב-20 ° C (עבור עד 6 חודשים) או ב- 80 ° C (מספר שנים).
    2. כדי למחוק את השרף, אופים אותו ב- 70 מעלות צלזיוס במשך 24 שעות ביממה כי שרף מוצק אינה רעילה. למחוק את כל הפתרונות הקודמים בקבוצה מתכות כבדות על פי הנהלים הבינלאומיים המתאימים, מכיוון פתרונות יכולים להכיל עקבות OsO4.
  8. החלף את התערובת הקודמת 100% שרף, דגירה בדגימות במשך 4 שעות.
  9. להעביר את הגוויות תבניות פלסטיק המכילים שרף חדש (אחד קארקאס היטב כל התבנית). השתמש מקל עץ מחודדים או מחט כדי להעביר, אוריינט את הגוויות ב הבארות ולהשאיר לשרף פולימריזציה במשך הלילה בתנור פסטר-70 מעלות צלזיוס.
    הערה: כדי להבטיח כיוון המתאים הגוויות זמירה האחורי ואת חלוקתה, הגוויות צריך לשכב בצד הארוך שלהם, עם החלק הקדמי של הגופה מאוד קרוב לקצה הטוב.

2. קיצוץ ואת חלוקתה של בלוקים

  1. הסר את גושי שרף polymerized התבניות. השתמש סכיני לקיטום השרף, צורה הבסיסי המקיף את הגווייה, נכנע הכיוון המתאים האזמל הקטן. התחל חלוקתה את כל הגוויות לאחר התפר רוחבי כדי להשיג תוצאות דומות.
    הערה: הסעיף חייב להיות בניצב לציר anteroposterior DLMs כדי לקצץ את הדגימה כראוי ( איור 3).

Figure 3
איור 3 . קטעים dorsoventral של שרף-מוטבע thoraces למבוגרים של ניוון חולים Myotonic מודל זבובים. ב- (א), הגזם המדגם לא היתה נכונה, היות הסעיף בחלקו הגבי-השמאלי של התמונה לא היה לגמרי ואלכסוני לשרירים. כתוצאה מכך, שלוש שריר חבילות בצד ימין עליון נראה גדול יותר מאשר אלה של צד שמאל. טעות זו תגרום הערכה מופרזת של אזור שרירים. (ב) סעיף ממאגר שרף החתוך כראוי. סרגל קנה מידה: 200 מיקרומטר.

  1. לחתוך קטעים עבה עם ultramicrotome 1.5-מיקרומטר, להעביר את המקטעים לתוך טיפות מים על שקופיות gelatinized.
    1. השג את הסעיפים קטע mesothorax על כל הדגימות להשיג תוצאות דומות.
  2. מקם את השקופיות המכיל את המקטעים על בלוק חימום ב 70-80 ° C עד H2O מתאדה. בשלב זה, ניתן לצפות את הדגימות עם הניגוד4 OsO (איור 4A).

3. צביעת חלקים IFM

  1. לכסות את הסעיפים עם מספיק טולדין כחול כ 30 s על הבלוק חימום.
    1. הפתרון טולדין כחול, להמיס 1% של טולדין כחול ל- 1% של בורקס H2O.
  2. לשטוף עם H2O ולהשאיר את השקופיות צלחת חמה מתמוססות במים. חזור על ההכתמה עם טולדין כחול אם הניגוד צריך להיות משופרת (איור 4B).

Figure 4
איור 4 . קטעים dorsoventral של שרף-מוטבע thoraces למבוגרים עם ניגודיות שונה stainings. בשתי החלוניות מראים תמונות של זבובים דגם DM1 נמאס Abp1 כמו איור דו-ממדי. (א) תמונה של מקטע עם הניגוד4 OsO. (ב) סעיף מוכתם טולדין כחול מאפשר הדמיה טובה יותר של חבילות שריר. סרגל קנה מידה: 200 מיקרומטר.

4. התגברות IFM מקטעים

  1. יבש את השקופיות עם הרחוב חימום עד H2O מתאדה.
  2. לשים טיפות 1 או 2 של הרכבה בינונית על הסעיפים ולהניח על coverslip.
    התראה: לבצע שלב זה בשכונה fume כי המדיום הרכבה הוא רעיל.

5. רכישת תמונות, כימות של שרירים באזור

  1. קח את התמונות בהגדלה נמוכה כך כל קבוצת שרירים DLM נמצא בפוקוס. אנו משתמשים בדרך כלל 10 X.
    1. לשם ניתוח סטטיסטי לקחת לפחות 5 תמונות טורי לכל זבוב ולנתח זבובים לפחות 5 לכל קבוצה ניסיונית.
  2. בחר את התמונה המכיל את כל השרירים (איור 5A). בדוק את ציר או הכיוון של המקטע ולמחוק את הדגימות עם אוריינטציה לא הולם, אשר לעוות את התוצאות (להשוות דמויות 3A / 3B להבחין בין רע ומקטעים מונחה היטב, בהתאמה).
  3. להשתמש בתוכנה ImageJ כדי לבחור אזור (בפיקסלים) הכולל רק את DLMs (איור 5A/5B). לשם השוואה בין קבוצות שונות ניסיוני, אזור הפניה כדי לשמש שתמיד יהיה לטוס עם השרירים הגדולים. כל התמונות של אחרים שונים להשוות, בחר אזור הכולל DLMs של ממדים שווים התייחסות לאזור (איור 5B).
  4. Binarize את התמונות באמצעות הפקודה תמונה-J: תהליך/בינארי/הפוך בינארי ולמחוק את האזורים או פיקסלים שאינן מתאימות לשרירים עניין (איור 5C).
    1. במקרה artefactual כתמים שחורים מופיעים באזורים שאינם שריר, למחוק אותם באמצעות הפקודה כלי ציור ובחר סמל המחק.

Figure 5
איור 5 . תמונה ניתוח נוהל קביעת אזור שרירים. (א) סעיף חציה של חולים Myotonic ניוון שרירים מסוג 1 מודל לטוס החזה עם מלבן המכיל את DLM. (B) האזור שנבחר עם רק טיסה עקיף השרירים של המעי (*). (ג) Binarized תמונה. שחור באזורים תואמים השרירים של עניין. המעי נמחק על כימות מדויק של שרירים באזור. סרגל קנה מידה: 200 מיקרומטר.

  1. לכמת אחוז של פיקסלים על רקמת השריר (פיקסלים שחורים) מתוך סה עם הפקודה: ניתוח/מדידה ולאחר מכן בחרו אפשרות אזור השבר. אחוז זה של האזור הוא הערכת DLM ומסת שרירים כל זבוב.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

כדי לכמת אם את ביטוי של MblC או הממשל של Abp1 הייתה השפעה כלשהי פנוטיפ מנוונת של המודל לטוס ניוון חולים Myotonic התמקדנו DLMs, אשר מהווים חלק IFMs (איור 1). קבענו כי המודל זבובים, אשר אקספרס 250 ללא קידוד CTG חזרה לאורך מערכת השרירים מונע על ידי האמרגן צולבות הקישור חוטים שרירן כבד-שרשרת (Mhc)-Gal4, היתה ירידה 50% משטח השריר בהשוואה לשלוט זבובים. לעומת זאת, ביטוי משותף של MblC, חזרה CTG מורחבת עם הנהג אותו, לדכא בחריפות פנוטיפ כזה, crossectional שרירים באזור היה 70% שליטה זבובים (רגילה). מינהל האקסאפאפטיד Abp1 של המדיה התזונתי דיכא באופן דומה על פנוטיפ מנוונת, וכן זבובים דגם שלקחה את המתחם הראה כ-60% משטח שרירים תקין (במקום 50% זה אופייני של זבובים DM1; איור 2E). עבור כימות הדוגמאות הללו, השתמשנו סעיפים מוכתמים טולדין כחול כדי לשפר את הניגודיות (איורים 4 ו- 5).

נציין כי במהלך ההליך מספר תקלות טכניות עלולים באופן משמעותי להפריע כימות הסופי. אחת מהן היא כי גושי שרף לא כראוי, נסגרים, אשר ייתכן misorient המדגם, להוביל חלוקתה עקיפה של DLMs. כתוצאה מכך, כמה שרירים DLM עשוי להיראות גדול יותר מצד אחד, לעומת זאת contralateral (ראה לדוגמה איור 3), אשר מציג שגיאת משמעותי בכימות הסופי. טעות נוספת שעלולה להתרחש הוא לקוי חדירת מקבע ברקמת השריר (איור 6), אשר נראה מפורק מעוותים עושה כימות מדויק של אזור שרירים בלתי אפשרי.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

הוכח כי melanogaster דרוזופילה הוא מודל שימושי ללמוד האנושית מחלות נוירומוסקולריות7,10,11, כולל Dystrophies חולים Myotonic, אשר מאופיינים במראה ניוון שרירים. פרוטוקול המוצג כאן הוא כלי שימושי עבור לכימות ניוון שרירים שנגרם על ידי התפרצות או התקדמות של מחלה מסוימת במודל לעוף. לדוגמה, זה גם אפשרי לעקוב אחר ולכמת את ניוון של סיבי השריר על-ידי ביצוע ניתוח זה בזבובים בגילאים שונים.

יש שלבים קריטיים בפרוטוקול. יש למזער את הזמן הדרוש כדי לנתח את הזבובים לפני קיבוע שלהם כדי למנוע ההשפלה של הרקמה. חדירה של הפתרון מקבע שרירים (איור 6), חשוב להסיר את הראש, הכנפיים והרגליים של הזבובים כדי להבטיח גישה של הפתרונות אל הפנים של הזבוב. זה חיוני כדי להשיג מקטעים ואלכסוני שבו השרירים של עניין גלויים לגמרי. Binarization של הדגימות עבור כימות הוא קריטי כך הערה כי הפיקסלים שנבחר (פיקסלים שחורים) שיתאימו הרקמה של עניין, כל האזור של עניין נבחר.

Figure 6
איור 6. החזה דרוזופילה למבוגרים עם חדירה לקוי של מקבע שרירים (*), הגורמת השפלה דפורמציה של הרקמה במהלך העיבוד של המדגם. סרגל קנה מידה: 200 מיקרומטר.

אחד ריאגנטים בשימוש פרוטוקול זה הוא OsO4, אשר שומרת על רוב המבנים מאוד טוב, במיוחד ברמה cytological, ומספק בו זמנית בניגוד תמונה5. אולם, חיסרון חשוב של השיטה היא הרעילות של OsO4, אשר יש להשתמש תמיד ברדס fume ודורש טיפול בטוח וסילוק. פרוטוקול זה לא רק מאפשר כימות מדויק של רקמת השריר בשל התיקונים ואת הטמעת הליך, זה יכול לשמש גם עבור יישום אחר כגון מיקרוסקופ אלקטרונים (EM) הכנה. עם זאת, היא סובלת הגבלה מהותי כי הסעיפים היסטולוגית וכתוצאה מכך אין אפשרות להשתמש במבחני עוקבות, כגון אימונוהיסטוכימיה.

לבסוף, שיטה זו גם ממוטבת כדי לזהות הבדלים באזור שריר קטן ובכך מאפשר את זיהוי אמין של מכפילי בגנטי או כימי מסכי8,9. בכל זאת, מאז שרירים מוגבר באזור אינה בהכרח מעידה על תפקוד טוב יותר של שריר, השריר חתך אזור נחישות צריך אידיאלי בקורלציה עם מבחני פונקציונליות כגון מבחני הטיסה12.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

שאין ניגודי אינטרסים הכריז.

Acknowledgements

המחברים רוצה להודות חברי קבוצה גנומיקה Translational ו קתרין J הנסון עבור ההזנה-הגב ושיפורים על פרוטוקול זה. הפרויקט בוצע עם מענק מחקר SAF2015-64500-R, הכולל האירופית קרנות לפיתוח אזורי, מוענק R.A מאת y Ministerio דה Economia Competitividad.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Image-J software National Institutes of Health https://imagej.nih.gov/ij/
Ultramicrotome Leica Leica UC6
Microscope Leica Leica MZ6 Bright field technique.
Razor blades Electron Microscopy Sciences 71970 Several alternative providers exist.
Scissors World Precision World 14003 Several alternative providers exist.
Embedding molds Electron Microscopy Sciences 70900 Several alternative providers exist.
Glutaraldehyde Fluka (Sigma) 49624 Toxic.
OsO4 Polyscience 0972A Extremely toxic.
Propylene oxide Sigma Aldrich 82320-250ML Extremely toxic.
resin (Durcupan) Sigma Aldrich 44611-44614 Carcinogenic when it is unpolymerized.
Toluidine blue Panreac 251176 Toxic.
Mountant Medium (DPX) Sigma Aldrich 44581 Dangerous.
Paraformaldehyde Sigma Aldrich P6148-500G Harmful.
Na2HPO4 Panreac 122507 0.2 M dilution.
NaH2PO4 Panreac 121677 0.2 M dilution.
Borax Panreac 3052 Toxic.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fernandes, J., Bate, M., Vijayraghavan, K. Development of the indirect flight muscles of Drosophila. Development. 113, 67-77 (1991).
  2. Fernandes, J. J., Keshishian, H. Patterning the dorsal longitudinal flight muscles (DLM) of Drosophila: insights from the ablation of larval scaffolds. Development. 122, 3755-3763 (1996).
  3. Hartenstein, V. Atlas of Drosophila Development. Atlas Drosoph. Dev. 1-57 (1993).
  4. Tomlinson, A., Ready, D. F. Cell fate in the Drosophila ommatidium. Dev. Biol. 123, 264-275 (1987).
  5. Griffith, W. P. Osmium Tetroxide And Its Applications. Platin Met Rev. 18, 94-96 (1974).
  6. Bird, T. D. Myotonic Dystrophy Type 1. GeneReviews. 1, 1-23 (1993).
  7. Bargiela, A., et al. Increased autophagy and apoptosis contribute to muscle atrophy in a myotonic dystrophy type 1 Drosophila model. Dis Model Mech. 8, 679-690 (2015).
  8. Llamusi, B., et al. Muscleblind, BSF and TBPH are mislocalized in the muscle sarcomere of a Drosophila myotonic dystrophy model. Dis. Model. Mech. 6, 184-196 (2012).
  9. García-López, A., Llamusí, B., Orzáez, M., Pérez-Payá, E., Artero, R. D. In vivo discovery of a peptide that prevents CUG-RNA hairpin formation and reverses RNA toxicity in myotonic dystrophy models. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 11866-11871 (2011).
  10. van der Plas, M. C., et al. Drosophila Dystrophin is required for integrity of the musculature. Mech. Dev. 124, 617-630 (2007).
  11. Lloyd, T. E., Taylor, J. P. Flightless flies: Drosophila models of neuromuscular disease. Ann New York Acad Sci. 1184 (2010).
  12. Babcock, D. T., Ganetzky, B. An improved method for accurate and rapid measurement of flight performance in Drosophila. J. Vis. Exp. e51223 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics