Un método de preparación de muestra eficiente para aumentar carbohidratos señales de iones en espectrometría de masas de desorción/ionización láser asistida por matriz

Chemistry

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Summary

Se demuestra un protocolo para aumentar carbohidratos señales de iones en espectrometría de masas MALDI por reformar estructuras cristalinas durante los procesos de preparación de muestra.

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Ou, Y. M., Kuo, S. Y., Lee, H., Chang, H. T., Wang, Y. S. An Efficient Sample Preparation Method to Enhance Carbohydrate Ion Signals in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (137), e57660, doi:10.3791/57660 (2018).

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Abstract

Preparación de la muestra es un proceso crítico en el análisis de espectrometría de masas (MS) de hidratos de carbono. Aunque la desorción/ionización del laser asistida por matriz (MALDI) MS es el método de elección en el análisis de hidratos de carbono, reproducibilidad de datos y señal pobre ion de muestras de hidratos de carbono siguen siendo problemas graves. Para el análisis cuantitativo de hidratos de carbono, es necesario un protocolo analítico eficaz proporcionando datos de superior calidad. Este video muestra los protocolos de preparación de muestra para mejorar la intensidad de la señal y minimizar la variación de datos de los carbohidratos en MALDI-MS. Después de secado y cristalización de las gotas de la muestra, la morfología cristalina es reformada por el metanol antes de análisis de espectrometría de masa. La mejora en la señal de hidratos de carbono se examina con MALDI imaging espectrometría de masas (IMS). Resultados experimentales demuestran que la reforma de cristal ajusta estructuras cristalinas y redistribuye analitos de hidratos de carbono. En comparación con el método de preparación de gotas secas en MALDI-MS convencionales, reforma morfologías de cristal de hidratos de carbono con metanol muestra intensidad de señal significativamente mejor, ion imagen distribución y estabilidad de los datos. Puesto que los protocolos demostrados en este documento no implican cambios en la composición de la muestra, que son generalmente aplicables a diversos hidratos de carbono y matrices.

Introduction

Análisis de hidratos de carbono es un tema importante y desafiante. Hidratos de carbono y sus derivados desempeñan papeles importantes en vivir organismos1,2,3. Estas moléculas han complicado las estructuras y son propensas a descomponerse. Muchos de ellos no pueden ser claramente caracterizados debido a las dificultades en la separación y detección. Aunque láser asistida por matriz (MALDI) de desorción/ionización espectrometría de masas (MS) se ha aplicado al análisis de una amplia variedad de biomoléculas, debido a su sensibilidad y resultados comprensibles4, análisis de carbohidratos mediante MALDI-MS continúa para ser un gran desafío debido a la eficiencia de baja ionización de tales moléculas5. Derivatización química es una forma común para mejorar la eficiencia de la ionización de hidratos de carbono6,7, pero estos procedimientos son tiempo y consumo de la muestra. Además, la eficacia de la ionización de carbohidratos derivatizados es todavía más baja que la de las proteínas. Por lo tanto, es necesario el desarrollo de métodos para mejorar la señal de hidratos de carbono en MALDI-MS sin procedimientos complicados.

La aplicación del MALDI-MS para análisis cuantitativo es otro tema difícil. Un problema importante de MALDI-MS es que su sensibilidad y datos de reproducibilidad depende críticamente protocolos de preparación de muestra y parámetros experimentales. En muchos casos, análisis cuantitativo por MALDI-MS no es confiable debido a la morfología heterogénea muestra y distribución de analito. Un ejemplo bien conocido es muestras preparadas con la matriz MALDI (DHB) ácida 2, 5-dihydroxybenzoic. Cuando DHB se cristaliza lentamente bajo ambiente, el grado de incorporación de analito en cristales de la matriz es impredecible, ya que las muestras resultantes muestran morfologías irregulares. Dichas muestras normalmente consisten en grandes cristales aciculares y finos. Cuando DHB es preparado usando un disolvente volátil o una placa de la muestra calentada, un secado rápido resulta en cristales finos más homogéneos y mejor resultados cuantitativos8,9,10. Esta técnica se conoce como "recristalización" de muestras MALDI. La mejora se atribuye a la mejor incorporación de analitos en cristales finos matriz durante el proceso de cristalización rápida. También hemos demostrado que ajustar el ambiente de preparación de la muestra reduce la heterogeneidad de la señal de hidratos de carbono y mejores resultados cuantitativos11,12. Los resultados en estos trabajos sugieren que la morfología de la muestra es un factor crítico en la determinación de calidad de la señal de hidratos de carbono. Para desarrollar una estrategia general para el análisis diario, se requiere un método de reforma muestra eficiente proporcionando carbohidratos mayor sensibilidad.

Sistemáticamente hemos examinado la correlación entre la sensibilidad morfología y carbohidratos muestra en MALDI-MS en un reciente informe13. Los resultados obtenidos utilizando varios carbohidratos importantes y mostrar matrices que el mejor realce de la señal se ha cumplido por recristalización secado muestras MALDI. La morfología de muestras preparadas con el método de la gota seca convencional (DD) es reformada por recristalización rápida con metanol (MeOH). Los protocolos de preparación de la muestra detallada se demuestran aquí. El protocolo consta de tres pasos principales, incluyendo muestra placa preacondicionamiento, deposición de la muestra recristalización y análisis de espectrometría de masas. Los hidratos de carbono utilizados incluyen sialil-lewis (SLeA) y maltoheptaose (MH). DHB se utiliza como una matriz de modelo. Los resultados muestran que los carbohidratos señal intensidad y distribución espacial mejoraron marcado después de la recristalización. Este método puede aplicarse a muestras con otras matrices populares, 2,4,6-trihydroxyacetophenone (THAP) y α- ciano-4-hidroxicinámico el ácido. Este método sirve como un enfoque general que se puede integrar fácilmente en la rutina de laboratorio para el análisis de hidratos de carbono.

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Protocol

1. preacondicionamiento de la placa de la muestra

  1. Limpieza de la placa de la muestra
    1. Guantes de nitrilo para evitar la contaminación de la placa de la muestra durante la limpieza.
    2. Lave la placa de la muestra con 100,0 mL de una solución de detergente (1.0 mg/mL).
    3. Lave la placa de la muestra con agua destilada-desionizada (DDW).
    4. Enjuague la superficie de la placa de muestra con 30,0 mL de MeOH.
    5. Poner la placa de la muestra en un vaso de precipitados de 600 mL y llenar con DDW hasta la placa de la muestra se sumerge totalmente en agua.
    6. Poner el vaso en un ultrasonido baño (véase tabla de materiales) y someter a ultrasonidos la placa de la muestra durante 15 minutos (200 W, 40 kHz).
    7. Saque la placa de la muestra y descargue gotas de agua con nitrógeno a presión.
    8. Depósito de 0.2 μl de MeOH en el plato de muestra para comprobar si MeOH se disemina a otros lugares.
      Nota: Si MeOH se combina con otros puntos, repita los pasos 1.1.3-1.1.5; Si no es así, proceder al siguiente paso.
  2. Regulación de la temperatura de la cámara de secado
    1. Utilice una cámara de secado bajo condiciones constantes para secar gotas, como se describió anteriormente11,12,13. En particular, utilice el procedimiento detallado que se describe en pasos 2.1-2.5 de Ou, Y. M. et al. 201612. Brevemente:
      1. Purgar la cámara de secado por temperatura de nitrógeno a un flujo constante para mantener un ambiente de baja humedad relativa.
      2. Mantener la muestra placa temperatura constante y regular - (25 ° C) o condiciones de rápido secado (50 ° C), regulada por un bloque de cobre con control de temperatura en la cámara de secado.
  3. Preparación de soluciones de matriz y analito
    1. Preparación de soluciones de matriz
      1. DHB se disuelven en 50% acetonitrilo (ACN): 50% DDW para preparar una solución de 0,1 M.
    2. Preparación de analitos de hidratos de carbono
      1. Disolver SLeA en DDW para preparar una solución de M-4 10.
      2. Disolver el MH en DDW para preparar una solución de 10-4 M.

2. muestra de deposición y recristalización

Nota: Aquí se describen los procedimientos optimizados para el análisis de cantidades pequeñas y regulares de las muestras. Asegúrese de que la temperatura de la placa muestra se estabiliza en la temperatura deseada antes de depositar las soluciones. Si la muestra se extiende sobre un área grande para cubrir otros puntos de la muestra durante la recristalización, preparar una nueva muestra o repita el paso 1.1.

  1. Para el análisis de una pequeña cantidad (0,1 μl) de muestra
    Nota:
    se han desarrollado los siguientes pasos para minimizar el consumo de muestra y el tiempo. Es conveniente para el análisis cuantitativo de muestras reales con una cantidad limitada o IMS rápido para análisis de cuantificación.
    1. Mezcla preparada de antemano 0.25 μl de solución DHB y 0.25 μl de SLeA o solución de MH en un tubo de microcentrífuga.
    2. Vórtice la solución mezclada con un mezclador de vórtice para 3 s.
    3. Desactivación de la solución mezclada en una mini centrífuga de 2 s (2000 x g).
    4. Utilice una pipeta para extraer 0.1 μl de la solución premezclada y depositarlo inmediatamente en la placa de la muestra.
      Nota: Al depositar una pequeña cantidad de muestra, No se debe mantener la solución premezclada en la punta de la pipeta por más de 10 s.
    5. Espere a que la muestra a secar. Tiempos de secado típico se enumeran en la tabla 1.
    6. Utilice una pipeta depositar 0.2 μl de MeOH derecha en el lugar de la muestra seca. Se obtendrá la muestra húmeda y seque inmediatamente.
      Nota: Asegurar que el procedimiento de deposición se acaba en 3 s para evitar pérdidas por evaporación significativa de MeOH.
    7. Examinar la muestra con un microscopio. Si las morfologías de cristal no son como se esperaba (ver figura 1 , por ejemplo de los resultados deseados), repita los pasos 2.1.1-2.1.6 para preparar una nueva muestra.
    8. Guantes de nitrilo y cuidadosamente saque la placa de la muestra de la cámara de secado.
  2. Para el análisis de una cantidad regular (1 μl) de muestra
    Nota: Se desarrollan los siguientes pasos para maximizar la homogeneidad de las muestras de carbohidratos típicamente utilizado cantidad de muestra MALDI. El proceso es conveniente para la rutina y análisis cuantitativos. El proceso de recristalización redistribuye las muestras y matrices uniformemente a áreas más grandes.
    1. Mezcle 2,5 μl de solución DHB y 2,5 μl SLeA o solución de MH en un tubo de microcentrífuga.
    2. Vórtice de la solución premezclada con un mezclador de tipo vórtex durante 5 s.
    3. Desactivación de la solución mezclada en una mini centrífuga de 2 s (2000 x g).
    4. Utilice una pipeta para extraer 1,0 μL de la solución premezclada y depositarlo inmediatamente en la placa de la muestra.
      Nota: no uso el restante premezclado solución otra vez después de depositar las muestras.
    5. Espere a que la muestra a secar. Tiempos de secado típico se enumeran en la tabla 1.
    6. Utilice una pipeta depositar 1,5 μl de MeOH derecha en el lugar de la muestra seca. Se obtendrá la muestra húmeda y seque inmediatamente.
      Nota: En casos con temperatura de la placa de alto (50 ° C), el paso de recristalización debe hacerse dentro de 5 s para minimizar la evaporación de MeOH en punta de la pipeta.
    7. Examinar la muestra con un microscopio. Si las morfologías de cristal no son como se esperaba (ver figura 1 , por ejemplo de los resultados deseados), repita los pasos 2.2.1-2.2.6 para preparar una nueva muestra.
    8. Guantes de nitrilo y cuidadosamente saque la placa de la muestra de la cámara de secado.

3. datos de espectrometría de masas de adquisición y análisis

Nota: El análisis se realiza utilizando un espectrómetro tiempo-de-vuelo comercial de masas (Tabla de materiales) equipado con una fuente de iones MALDI. El instrumento es operado por el software de control específico (Tabla de materiales) con energía de retardo y láser de extracción previamente optimizado. Los espectros se registran de modo lineal con una gran gama de m/z = 0 – 1500. El potencial de la placa de la muestra es ±25 keV y cada espectro promedio de 10 disparos de láser. Los usuarios deben realizar optimización del instrumento y análisis de muestras usando software compatible y siga las instrucciones del fabricante del instrumento.

  1. Abra el software de control del instrumento (véase Tabla de materiales).
  2. Inserte la placa de la muestra en el espectrómetro de masas.
  3. Seleccione el método de adquisición de datos previamente optimizado en el software.
  4. Registrar la región de toda la muestra para IMS mediante el software de la proyección de imagen (véase Tabla de materiales).
    Nota: Omita este paso si no haciendo IMS.
  5. Inicio de adquisición de datos en el modo por lotes del software de control.
  6. Trama las imágenes de ion usando el software de imágenes después de completar la adquisición de datos.
  7. Analizar espectros de masas utilizando el software de análisis (véase Tabla de materiales) si los datos se graban sin una imagen de ion.

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Representative Results

Imágenes representativas de la SEM de SLeA mezclan con DHB con DD y métodos de la recristalización se muestran en la figura 1. Una morfología típica de DHB, preparado por el método DD es grandes cristales en forma de aguja en el borde y fina estructura cristalina en el centro de puntos de muestra. Las longitudes típicas de tales cristales en forma de aguja son ~ 100 μm. Después de la recristalización por MeOH, la muestra tiene un área más grande cubierto uniformemente con cristales escama finas. La longitud de los cristales de "escama" es aproximadamente 20-50 μm. recristalizado muestras proporcionan mayores superficies eficaces que los producidos por las muestras convencionales de DD.

Los resultados IMS indican que escama como cristales generalmente son el resultado de mayor intensidad de la señal de hidratos de carbono y una distribución espacial más homogénea. En las muestras convencionales de DD, carbohidratos ion señales se distribuyen sobre todo en la periferia de los puntos de muestra. La figura 2 muestra resultados IMS de SLeA y MH con y sin recristalización de MeOH. Después de la recristalización, la distribución de SLeA los MH señales fósforo bien con la imagen de campo claro de muestra puntos. También, todas las muestras de carbohidratos recristalizada muestran mejoras significativas en la intensidad de la señal sobre los resultados obtenidos de muestras DD. Debido a la mayor intensidad de la señal y homogeneidad, recristalización marcado mejora la calidad de los datos en análisis cuantitativo.

Aumento de intensidad de la señal de hidratos de carbono por la recristalización es eficaz para ambos modos de iones positivos y negativos. Figura 3 compara la intensidad de la señal de sodiated (modo de iones positivos) y deprotonated (modo de iones negativos) carbohidratos de muestras recristalizadas con respecto a la de las muestras DD. En promedio, recristalización de muestras MH y SLeA aumenta las señales sodiated por factores de 3,9 y 3,3, respectivamente. Para deprotonated SLeA, señal de ion es realzado típicamente por un factor de aproximadamente 4.7 después de la recristalización.

Figure 1
Figura 1. Imágenes de SEM de SLeA preparan con matriz de DHB. Las muestras se preparan con métodos secos de gotita y recristalización. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2. Resultados representativos de la espectrometría total de la imagen de SLeal y MH preparadas con secado métodos gotita y recristalización. Imágenes de ion representan distribuciones de analitos sodiated o deprotonated. Todas las imágenes de campo claro y ion se muestran en la misma escala. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3. Intensidades de la señal de carbohidratos obtienen con métodos de preparación de muestra diferentes. Barras negras: sodiated SLeA (m/z: 843); barras rojas: deprotonated SLeA (m/z: 819); azul bares: sodiated MH (m/z: 1175). Barras de error representan desviaciones estándar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Muestra Placa de la muestra
temperatura (° C)
Cantidad de muestra
(ΜL)
Secado de muestra
tiempo (s)
MeOH secado
tiempo (s)
Área de muestra adecuada
expansión después de
recristalización (%)
SLeA 25 0.1 100-150 < 5 0-200
1 300-350 < 10
MH 0.1 100-150 < 5
1 200-350 < 10
SLeA 50 0.1 < 5 < 5
1 < 10 < 10
MH 0.1 < 5 < 5
1 < 10 < 10

Tabla 1. Parámetros experimentales y secadoras condiciones diferentes de la muestra placa temperatures.x

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Discussion

Heterogeneidad de la muestra es que un problema crucial en MALDI-Sra. DD es el más comúnmente utilizado método de preparación de la muestra, pero los cristales resultantes son altamente heterogéneos. Dichas muestras demostración reproductibilidad pobre señal de tiro a tiro y muestra a muestra. Por lo tanto, buscar "puntos" en áreas de la muestra durante la adquisición de datos es un procedimiento común en los experimentos MALDI. Dichas muestras heterogéneas no son adecuadas para la cuantificación en análisis de rutina.

En el estudio actual, morfología de muestra MALDI es optimizado por recristalización. La mejora en la intensidad de la señal de hidratos de carbono y estabilidad de los datos por la recristalización se atribuye a la mejor incorporación entre hidratos de carbono y matrices. Debido a las propiedades hidrofílicas de la mayoría de los hidratos de carbono y matrices, MeOH eficientemente puede desintegrar carbohidratos y cristales MALDI. Observación demuestra que la deposición y la evaporación rápida de MeOH reformas grandes cristales aciculares de DHB en pequeñas escamas cristalinas estructuras. Este proceso también reduce al mínimo la segregación de la muestra y aumenta el área superficial. Según datos IMS, los cristales reformados proporcionan un microambiente mejor para ionización de hidratos de carbono. En particular, utilización de la cámara de secado es proporcionar una condición de referencia con precisión parámetros experimentales controlados. Para análisis de rutina, usuarios en general MS pueden seguir los protocolos en un ambiente para lograr similares resultados de mejora.

Realce de la señal por recristalización también puede ser debido a un aumento de área superficial eficaz, puesto que MALDI es dominada por reacciones químicas superficie14,15. Se ha estudiado la correlación entre la intensidad de la señal y la superficie efectiva de cristales MALDI por preparación de muestras diferentes de la muestra placa temperaturas11,12. En comparación con un gran cambio en el tamaño de cristal utilizando el método de recristalización, ajuste de tamaño de los cristales se logra regulando la temperatura de la placa de muestra durante el secado de la gotita. Al usar THAP como una matriz, el tamaño promedio de cristales aciculares de THAP reduce 10 veces cuando se reduce la temperatura de la placa de muestra de 40 ° C. Observaciones muestran que la intensidad de la señal de hidratos de carbono aumenta como disminuye de tamaño de cristal13. Sin embargo, reducir la temperatura de la placa de muestra es inadecuado para análisis de rutina debido a no puede cambiar la morfología de DHB eficientemente y se requiere de tiempos largos de preparación.

Para asegurar el mejor resultado de la recristalización, procesos de preparación se deben realizar con cuidado. En primer lugar, mezclas de muestra fresca proporcionan el mejor realce de la señal utilizando el método de recristalización. Una vez que soluciones premezcladas son expuestas al medio ambiente, la cristalización se produce en la solución, que cambia el tamaño final del cristal y morfología. Este cambio de la morfología es probablemente debido a un cambio en la relación matriz/analito. Observaciones demuestran que la recristalización de las muestras no pueden proporcionar el mejor realce de señal. Por lo tanto, debe utilizarse el procedimiento de pipeteo con alta eficiencia para proteger a la gota de la muestra de la cristalización en la punta de la pipeta. En segundo lugar, debe aplicarse una cantidad adecuada de MeOH a muestras de reforma totalmente. Durante el proceso de recristalización, MeOH debe ser depositado en la superficie de la muestra lo antes posible para evitar pérdidas por evaporación considerable. Cristales de muestra MALDI no se disuelven completamente si el volumen de MeOH depositado no es suficiente. Por el contrario, un gran volumen de MeOH se extiende y reducir la densidad de las muestras. Se recomienda observar morfologías de muestra bajo un microscopio para asegurarse de que morfologías de cristal están reformados correctamente antes de MS análisis. Si morfologías de cristal no modifiquen completamente (ver figura 1 y tabla 1 para la referencia), es necesario preparar una nueva muestra con los mismos procedimientos.

El mejor método de análisis cuantitativo en MALDI-MS está analizando muestras reformadas con IMS. Aunque reforma minimiza significativamente la heterogeneidad de la muestra, la intensidad de la señal de analitos en diferentes áreas puede variar todavía (figura 2). En comparación con el examen manual de las posiciones de la muestra seleccionada, el análisis de toda muestra áreas con IMS promedio incertidumbres y variación de datos. Observaciones demuestran que la recristalización de muestras preparadas con un regular cantidad (solución de la muestra de 1,0 μL) proporciona homogeneidad de carbohidratos superior muestra en análisis cuantitativo (criterio 2.2). Sin embargo, el análisis IMS de tales muestras consume más tiempo de análisis que el método de examen manual. Para lograr el rápido análisis IMS, preparación de muestras con soluciones de muestra de 0,1 μl (paso 2.1) puede producir áreas de muestra pequeños y reducir el tiempo de análisis.

Recristalización de muestras MALDI proporciona morfología superior muestra para análisis cuantitativo en MALDI-MS y sensibles. El principio básico detrás de este método se demuestra claramente. Los procesos experimentales desarrollados en este trabajo son convenientes y eficaces para las condiciones experimentales generales. Estos procesos experimentales pueden aplicarse fácilmente al análisis de rutina sin extra coste.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Los autores no tienen ninguna agradecimientos.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagent
Detergent powder Alconox 242985
Methanol Merck 106009
Acetonitrile Merck 100003
2,5-dihydroxybenzoic acid (DHB) Alfa Aesar A11459
sialyl-lewis A (SLeA) Sigma-Aldrich S1782
Maltoheptaose Sigma-Aldrich M7753
Pipette tips Mettler Toledo 17005091
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C
Equipment
Milli-Q water purification system Millipore ZMQS6VFT1
Powder-free nitrile gloves Microflex SU-690
600 mL beaker Duran 2110648
Ultrasonic cleaner Delta DC300H
Hygrometer Wisewind 5330
Nitrogen gas flowmeter Dwyer RMA-6-SSV
K-type thermocouples Digitron 311-1670
Vortex mixer Scientific Industries  SI-0236
Mini centrifuge Select BioProducts Force Mini 
Pipette Rainin pipet-lite XLS
Stereomicroscope Olympus SZX16
Temperature controllable drying chamber This lab
Ultraflex II TOF/TOF mass spectrometer Bruker Daltonics
MTP 384 target plate polished steel BC Bruker Daltonics 8280781
Flexcontrol Version 3.4 Bruker Daltonics Control software
Fleximaging Version 2.1 Bruker Daltonics Imaging software
Flexanalysis Version 3.4 Bruker Daltonics Analysis software

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References

  1. Holme, D. J., Peck, H. Analytical Biochemistry. 3rd edn, Addison Wesley Longman Limited. (1998).
  2. Costello, C. E. Time, life ... and mass spectrometry - New techniques to address biological questions. Biophysical Chemistry. 68, (1-3), 173-188 (1997).
  3. Caroff, M., Karibian, D. Structure of bacterial lipopolysaccharides. Carbohydrate Research. 338, (23), 2431-2447 (2003).
  4. Marvin, L. F., Roberts, M. A., Fay, L. B. Matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry in clinical chemistry. Clinica Chimica Acta. 337, (1), 11-21 (2003).
  5. Harvey, D. J. Matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry of carbohydrates. Mass Spectrometry Reviews. 18, (6), 349-450 (1999).
  6. Ciucanu, I., Kerek, F. A simple and rapid method for the permethylation of carbohydrates. Carbohydrate Research. 131, (2), 209-217 (1984).
  7. Lamari, F. N., Kuhn, R., Karamanos, N. K. Derivatization of carbohydrates for chromatographic, electrophoretic and mass spectrometric structure analysis. Journal of Chromatography B. 793, (1), 15-36 (2003).
  8. Nishikaze, T., Amano, J. Reverse thin layer method for enhanced ion yield of oligosaccharides in matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 23, (23), 3787-3794 (2009).
  9. Williams, T. I., Saggese, D. A., Wilcox, R. J., Martin, J. D., Muddiman, D. C. Effect of matrix crystal structure on ion abundance of carbohydrates by matrix-assisted laser desorption/ionization Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 21, (5), 807-811 (2007).
  10. Nicola, A. J., Gusev, A. I., Proctor, A., Jackson, E. K., Hercules, D. M. Application of the fast-evaporation sample preparation method for improving quantification of angiotensin II by matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 9, (12), 1164-1171 (1995).
  11. Lai, Y. H., et al. Reducing Spatial Heterogeneity of MALDI Samples with Marangoni Flows During Sample Preparation. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27, (8), 1314-1321 (2016).
  12. Ou, Y. -M., et al. Preparation of Homogeneous MALDI Samples for Quantitative Applications. Journal of Visualized Experiments. (116), e54409 (2016).
  13. Lee, H., et al. Enhancing carbohydrate ion yield by controlling crystalline structures in matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. Analytica Chimica Acta. 49-55 (2017).
  14. Allwood, D. A., Perera, I. K., Perkins, J., Dyer, P. E., Oldershaw, G. A. Preparation of 'near' homogeneous samples for the analysis of matrix-assisted laser desorption/ionisation processes. Applied Surface Science. 103, (3), 231-244 (1996).
  15. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Applied Surface Science. 127, (Supplement C), 226-234 (1998).

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