Isolement des cellules épithéliales salivaires des glandes salivaires humaines pour la croissance in vitro comme Salispheres ou Monolayers

Immunology and Infection

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Summary

Nous présentons une méthode pour isoler et cultiver les cellules épithéliales salivaires humaines primaires dérivées. Ces cellules présentent des modèles d'expression génique compatibles avec le fait qu'elles soient d'origine épithéliale salivaire et peuvent être cultivées sous forme de salisphères sur des matrices de membrane de sous-sol dérivées de cellules tumorales Engelbreth-Holm-Swarm ou comme monocouches sur des plats de culture traités.

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Beucler, M. J., Miller, W. E. Isolation of Salivary Epithelial Cells from Human Salivary Glands for In Vitro Growth as Salispheres or Monolayers. J. Vis. Exp. (149), e59868, doi:10.3791/59868 (2019).

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Abstract

Les glandes salivaires sont un site d'intérêt significatif pour les chercheurs intéressés par de multiples aspects de la maladie humaine. L'un des objectifs des chercheurs est de restaurer la fonction des glandes endommagées par les radiothérapies ou en raison de pathologies associées au syndrome de Sjâgren. Un deuxième objectif des chercheurs est de définir les mécanismes par lesquels les virus se répliquent dans les tissus glandulaires où ils peuvent ensuite accéder à des fluides salivaires importants pour la transmission horizontale. Ces objectifs soulignent la nécessité d'un modèle robuste et accessible de glande salivaire in vitro qui peut être utilisé par les chercheurs intéressés par ce qui précède ainsi que les domaines de recherche connexes. Ici nous discutons un protocole simple pour isoler les cellules épithéliales des glandes salivaires humaines et les propager in vitro. Notre protocole peut être optimisé pour répondre aux besoins des études individuelles. En bref, le tissu salivaire est séparé mécaniquement et enzymatiquement pour isoler les cellules simples ou les petits groupes de cellules. La sélection des cellules épithéliales se fait en placage sur une matrice de membrane de sous-sol en présence de médias optimisés pour favoriser la croissance épithéliale de cellules. Ces cultures résultantes peuvent être maintenues sous forme d'amas tridimensionnels, appelés « salispheres », ou cultivées en monocouche sur des plats de culture de tissus plastiques traités. Ce protocole entraîne la croissance d'une population hétérogène de cellules principalement épithéliales qui peuvent être propagées pour 5-8 passages (15-20 doubles de population) avant de subir la sénescence cellulaire.

Introduction

Chez les mammifères, les glandes salivaires sont organisées en 3 paires de glandes salivaires majeures : les glandes parotide, submandibulaires et sublinguales. Il existe également une série de glandes mineures situées sur la langue et dispersées dans la cavité buccale1. Les principales glandes sont responsables du volume de salive produite2. En plus de fournir une protection antimicrobienne par des facteurs sécrétés, la salive est importante dans le processus de mastication et de lubrification des aliments comme il passe à travers l'œsophage2. En tant que tel, le dysfonctionnement des glandes salivaires représente un problème médical où les personnes atteintes qui sont incapables de produire suffisamment de salive sont plus enclins à développer des maladies telles que les caries dentaires ou la candidose orale3. De plus, la réduction de la salive entraîne une plus grande difficulté à manger et à digérer les aliments ayant un impact significatif sur la qualité de vie.

Le dysfonctionnement salivaire de glande est principalement trouvé dans les patients souffrant du syndrome de Sjàgren, un désordre autoimmun, ou dans les patients présentant le cancer de tête et de cou qui ont subi la thérapie d'irradiation3,4,5, 6. Acini sécréteur endommagé dans les glandes à la suite de l'auto-immunité ou la radiothérapie ne subissent pas l'auto-renouvellement, ce qui entraîne un patient vivant avec des dommages irréversibles6. L'étude des glandes salivaires a également attiré l'attention ou les chercheurs intéressés par les mécanismes de la pathogénie virale. Certains agents pathogènes, comme le cytomégalovirus humain (HCMV), se reproduisent constamment dans les glandes salivaires, ce qui permet ensuite la transmission du virus naissant à un nouvel hôte via la salive7,8. Ainsi, il y a un besoin non satisfait de développer des modèles in vitro robustes et reproductibles du tissu salivaire de glande pour aborder et comprendre un éventail divers de problèmes médicaux.

Plusieurs modèles du système salivaire de glande saurine ont été employés comme point de départ pour comprendre et caractériser les différentes cellules épithéliales qui forment les glandes salivaires9,10. Il existe des différences évidentes et majeures entre les glandes salivaires humaines et maurines11. Plus particulièrement la glande parotide humaine est plus grande par rapport à la glande submandibulaire tandis que la souris submandibulaire et parotide sont beaucoup semblables dans la taille1,2,11. Bien qu'il existe des lignées cellulaires sous-mandibulaires humaines immortalisées, il existe des préoccupations majeures quant au fait que les cellules immortalisées ne maintiennent pas avec précision le phénotype du tissu primaire et les préoccupations secondaires selon lesquelles les cellules immortalisées ne sont pas réellement dérivées épithélium salivaire lui-même12. Pour ces raisons, il ya un intérêt et un besoin d'étudier les tissus salivaires primaires de l'homme.

Ici nous décrivons un protocole pour isoler les cellules épithéliales primaires des glandes salivaires humaines pour la culture de tissu. Notre protocole est basé sur les travaux de Pringle et coll. et Tran et coll. avec des modifications apportées pour simplifier généralement leurs procédures13,14. Tout d'abord, alors que le protocole de Tran et coll. exige une longue incubation de cinq heures pour digérer enzymatiquement le tissu salivaire, notre protocole modifié a été couronné de succès avec aussi peu qu'une heure d'incubation, semblable à celle de Pringle et al. Deuxièmement, nous utilisons différentes enzymes pour la digestion des tissus, plus particulièrement nous n'utilisons pas la trypsine comme il est utilisé dans le protocole original Tran et al., mais plutôt utiliser un mélange de dispase et de collagène. Nous préférons éviter la trypsine dans les étapes initiales de digestion comme une étude récente a suggéré que la digestion initiale du tissu salivaire par trypsine a comme conséquence la viabilité réduite de cellules, probablement par la perte d'une population rare de cellules souches15. Enfin, nous culture les salispheres sur la surface de la matrice de membrane de sous-sol (BMM) en utilisant un support disponible dans le commerce à l'origine formulé pour la propagation des cellules épithéliales bronchiques. Notre protocole peut être employé pour isoler des cellules salivaires des glandes parotides, submandibulaires, et sublinguales. Ces cellules expriment l'amylase salivaire et d'autres gènes spécifiques salivaires indiquant qu'ellesmaintiennent un phénotype semblable à celui des cellules épithéliales acinar salivaires 7. Nous avons réussi à générer des cultures salivaires à partir d'échantillons de tissus humains primaires à partir de cette méthodologie. En outre, les cellules salivaires primaires peuvent facilement être cryoconservées pour une utilisation ultérieure.

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Protocol

Ces protocoles et études ont été examinés et approuvés par la Commission d'examen institutionnel de l'Université de Cincinnati (#00003152 d'assurance à l'échelle fédérale, protocole de la CISR 2016-4183). Le tissu salivaire est généralement réséqué dans beaucoup de procédures chirurgicales de tête et de cou et est habituellement non impliqué par le processus malin. Typiquement, le tissu salivaire fraîchement réséqué de glande est employé dans les 2-4 h après déplacement du patient (figure 1A).

1. Préparation de réactif

  1. Milieu de croissance épithélial bronchique (BEGM)
    1. Ajouter les composants du kit fourni par le fabricant (voir le Tableau des matériaux).
    2. Laver chaque tube une fois avec le support de base pour assurer le transfert complet des composants. Ajouter ensuite le sérum bovin fœtal dépouillé de charbon de bois pour faire une concentration finale de 4% de sérum.
  2. Tampon de lyse de globule rouge (RBC)
    1. Pour faire 10x stock, ajouter 40,15 g de NH4Cl, 5,0 g de NaHCO3, et 0,186 g d'acide éthylènediaminetetraacetic (EDTA) et porter jusqu'à un volume final de 200 ml en utilisant dH2O. Puis filtrer la stérilisation et le stocker à 4 oC.
    2. Diluer à une concentration de travail de 1x en dH2O stérile avant utilisation.
  3. Solution de dissociation
    1. À une bouteille de 100 ml de solution de dispase (voir le tableau des matériaux)ajouter 0,15 g de collagène de type III. Une fois que la collagène est complètement dissoute, filtre stériliser la nouvelle solution et aliquot. Conserver à -20 oC.

2. Digestion des tissus

  1. À l'aide d'une plaque de culture tissulaire de 100 mm, émincer mécaniquement le tissu en fines pièces de 1 à 2 mm de taille à l'aide de ciseaux disséqueurs et de forceps chirurgicaux (figure1B,C). Le tissu conjonctif entre les morceaux doit être coupé pour assurer une séparation et une facilité appropriées dans d'autres étapes.
  2. Ajouter 6 ml de la solution dispase/collagenase au tissu haché. Puis incuber à 37 oC pendant environ 30 min à 1 h.
  3. Perturber le tissu en pipetilage avec une pipette sérologique de 5 ml 15-20 fois.
  4. Incuber à 37 oC pendant 30 min à 1 h.
  5. Répétez les étapes 2.3 et 2.4 deux-trois fois de plus ou jusqu'à ce que le tissu ressemble à une boue et peut facilement passer par l'ouverture de pipette (Figure 1D).
    REMARQUE: La taille de départ du spécimen de tissu et comment la finesse du tissu hacher déterminera combien de fois on doit répéter des étapes 2.3 et 2.4. Typiquement, nous recevons le tissu approximativement 1 cm x 1 cm dans la taille. En outre, on peut surveiller la dissociation des tissus à l'aide d'un microscope standard de culture tissulaire inversée pour suivre les progrès de la dissociation cellulaire du tissu. Les petits amas de cellules sont idéaux pour la croissance initiale des cellules salivaires comme salispheres.

3. Puits de revêtement avec matrice de membrane de sous-sol

REMARQUE : La matrice de membrane du sous-sol (BMM) doit être décongelée pendant la nuit à 4 oC la veille de son utilisation. Une fois décongelé, le BMM doit être constamment maintenu sur la glace ou à 4 oC, car il se solidifiera rapidement (c.-à-d. former un gel) à des températures plus chaudes. En outre, il faut faire attention si des échantillons ont été refroidis sur la glace avant de placage sur BMM car les échantillons froids « fondent » le BMM et exposeront les cellules au plat en plastique.

  1. Pipette BMM (voir la Table des Matériaux) dans chaque puits à enrober. Répartir uniformément et lentement le BMM sur le puits.
    REMARQUE : En général, nous utilisons 500 L par puits d'une plaque de six puits, mais ce volume peut être ajusté pour être utilisé sur d'autres variantes de plaques telles que 12-bien ou 24-bien, ou comme désiré pour les hydrogels plus épais ou plus minces.
  2. Incuber les plaques enduites à 37 oC pendant au moins 15 minutes avant de les utiliser pour permettre au BMM de se solidifier.

4. Filtrage des tissus non digérés, lyse RBC et placage cellulaire

  1. Transférer l'homogénéisme tissulaire de l'étape 2.5 à un tube conique de 15 ml. Laver la plaque une fois avec 6 ml de salin tamponné par le phosphate de Dulbecco (DPBS) pour transférer les cellules restantes.
  2. Filtrer l'homogénéisme dans un tube conique de 50 ml à travers une passoire à cellules en nylon de 70 m pour enlever les tissus non digérés. Centrifugeuses cellules tendues pendant 5 min à 500 x g.
  3. Diluer 10x TAMPON de lyse RBC en dH2O stérile pour faire une solution de travail 1x.
  4. Aspirez le supernatant. Puis resuspendre la pastille cellulaire dans 10 ml de 1x tampon de lyse RBC. Incuber pendant 5 min à 37 oC.
  5. Ajouter 20-25 ml de DPBS pour neutraliser le tampon de lyse RBC et minimiser la lyse des cellules salivaires. Centrifugeuse de 5 min à 500 x g.
    REMARQUE : Après traitement avec le tampon de lyse de RBC, la granule de cellules devrait être blanche. La couleur rouge dans la pastille indique que tous les RBC n'ont pas été complètement lysés. Répétez les étapes 4.4 à 4.5 si nécessaire pour une lyse complète de tous les RBC.
  6. Aspirez le supernatant. Resuspendre la pastille dans 1-2 ml de BEGM par puits, puis placer les cellules suspendues sur des puits enduits de BMM. Incuber à 37 oC.
  7. Une fois plaquées sur BMM, les cellules se formeront en structures sphériques ou « salispheres » sur une période de 2-3 jours. Les cellules peuvent être maintenues comme salispheres pendant environ 5-7 jours avant que le BMM commence à se dégrader permettant aux cellules d'accéder et d'adhérer au plastique et de croître comme une monocouche.

5. Subculturing les salispheres et l'entretien sur BMM

  1. Aspirez les médias des puits, puis ajoutez 1 ml de solution dispase/collagenase à chaque puits et incubez à 37 oC pendant 15 min ou jusqu'à ce que BMM soit la plupart du temps dissous.
  2. Transférer les cellules dans un tube conique de 15 ml et laver les puits une fois avec dPBS pour obtenir les cellules restantes. Centrifugeuse de 5 min à 500 x g.
  3. Aspirez le supernatant. Resuspendre la pastille dans 2 ml de trypsine puis incuber à 37 oC pendant 15 min.
  4. Neutraliser la trypsine à l'aide de tout support complet contenant 10% de sérum. Centrifugeuse de 5 min à 500 x g.
  5. Aspirez le supernatant. Resuspendre les cellules dans DPBS pour enlever les médias résiduels, la trypsine et le sérum. Centrifugeuse de 5 min à 500 x g.
  6. Aspirez le supernatant. Resuspendre dans BEGM et déposer les cellules resuspension sur des plats de culture solidifiés enduits de BMM. Les cellules suspendues peuvent également être plaquées directement sur la culture cellulaire des plats traités pour la prolifération comme une monocouche. Pour plus d'informations sur la croissance des cellules salivaires en tant que monocouche, voir la section 6. Les cellules cultivées sur BMM ou sur plastique doivent être nourries avec du BEGM frais tous les 2 à 3 jours.
  7. Culture les cellules dans un incubateur humidifié maintenu à 37 oC avec 5% CO2.

6. Subculturing les salispheres sur les plats traités de culture de tissu plastique

REMARQUE : Si vous maintenez les cellules en tant que monocouche sur plastique, commencez à cette étape. Le protocole suivant s'applique aux cellules qui poussent dans un plat de 100 mm.

  1. Aspirez les médias. Laver une fois avec DPBS pour enlever les supports résiduels.
  2. Ajouter 2 ml de trypsine puis incuber à 37 oC pendant 15 min, ou jusqu'à ce que les cellules se soient complètement détachées.
  3. Neutraliser la trypsine à l'aide de 4 ml de tout support complet contenant 10% de sérum. Transférer les cellules dans un tube conique de 15 ml.
  4. Laver la plaque une fois avec environ 5 ml de DPBS pour recueillir les cellules restantes. Centrifugeuse de 5 min à 500 x g.
  5. Aspirez le supernatant. Resuspendre les cellules dans 6-10 ml de DPBS pour enlever les médias résiduels.
  6. Centrifugeuse de 5 min à 500 x g.
  7. Aspirez le supernatant et resuspendez dans BEGM. Cellules d'assiette sur les plats traités de culture de tissu plastique. Nourrissez avec du BEGM frais tous les 2-3 jours.
  8. Culture les cellules dans un incubateur humidifié maintenu à 37 oC avec 5% CO2.

7. Cryoconservation des cellules

REMARQUE : La cryoconservation des cellules peut être accomplie à partir d'une suspension de cellules simples provenant de cellules cultivées de salisphere ou de monocouches.

  1. Compter les cellules sur un hématocytomètre pour calculer la quantité totale de cellules présentes.
  2. Centrifugeuse de 5 min à 500 x g.
  3. Aspirez le supernatant. Resuspendre la pastille dans BEGM avec 10% de sulfoxide de diméthyle (DMSO). La concentration des cellules devrait être de 2 x 106 cellules/mL à 10 x 106 cellules/mL.
  4. Cellules Aliquot dans des tubes de stockage cryogéniques stériles. Placer les tubes dans un support en mousse isolé et couver à -80 oC pendant la nuit pour congeler lentement les cellules.
  5. Le lendemain, placer les tubes dans l'azote liquide pour le stockage à long terme.
    REMARQUE : Les cellules doivent être décongelées rapidement à 37 oC. Lors de la décongélation, les cellules doivent être granulées à 500 x g et le support contenant du DMSO enlevé avant le placage.

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Representative Results

Deux à trois jours après le placage des cellules du tissu digéré sur le BMM, les cellules formeront facilement de petits amas qui continueront d'augmenter en taille jusqu'à 15-20 cellules par grappe (figure 2A). Les débris cellulaires et les cellules mortes détachées sont généralement vus et doivent être enlevés en s'améliorant et en se réapprovisionnant avec des milieuis frais. Les cellules continueront de proliférer sous forme de salisphères pendant environ 3-10 jours, ou tant que la couche de BMM reste intacte. De temps en temps, en raison de la panne partielle du BMM, les cellules s'attachent au plastique sous-jacent et commencent à proliférer en tant que monocouche. Les salisphères cultivées sur BMM présenteront une variabilité de la taille et de la complexité structurelle. Les salisphères peuvent être maintenues en les transmettant sur bMM fraîchement préparé comme décrit dans le protocole. Dans les 2-3 jours après le passage sur BMM frais, les cellules se reformeront en sphères. Les cellules de la salisphère peuvent également être plaquées sur du plastique traité par la culture cellulaire et cultivées comme monocouche où elles présentent une morphologie compatible avec les cellules d'origine épithéliale, comme le montre la figure 2B. Tandis que les cellules de salisphere ont grandi sur BMM comme salispheres sont susceptibles de maintenir un phénotype plus caractéristique du tissu salivaire, les cellules cultivées comme monocouche peuvent être avantageuses pour quelques protocoles expérimentaux. Une caractérisation plus étendue devra être effectuée pour déterminer dans quelle mesure les cellules maintiennent un phénotype salivaire lorsqu'elles sont cultivées sur une monocouche par rapport aux cellules cultivées sous forme de salisphères.

Figure 1
Figure 1 : Traitement initial des glandes sous-mandibulaires humaines pour la préparation de la salisphere. Le tissu des glandes salivaires excisées d'environ 1 cm de diamètre (A) est émincé mécaniquement en petits morceaux à l'aide de ciseaux pointus (B) jusqu'à ce que la glande soit séparée en morceaux digestibles d'environ 1-2 mm de taille (C). Les morceaux glandulaires sont ensuite incubés dans la solution dispase/collagenase pendant 30-90 min avec passage périodique par des pipettes sérologiques jusqu'à ce que l'échantillon soit digéré à la plupart des cellules simples ou de petits amas de cellules (D). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2 : Les cellules de salisphère humaine primaire peuvent être cultivées comme des sphères sur la matrice de membrane de sous-sol ou comme monocouche sur les plats de culture cellulaire traités. Après la digestion initiale du tissu salivaire, les glandes digérées sont plaquées directement sur BMM et cultivées pendant 3-10 jours. Les cellules sont nourries tous les 2-3 jours pour fournir des nutriments frais. Une fois que les salisphères primaires se développent, les matrices peuvent être digérées dans la solution de dispase/collagenase, trypsinized pour produire des cellules simples, et re-plaquées sur le BMM frais où elles se réforment en sphères (A) ou plaquées sur des plats de culture cellulaire où elles former facilement une morphologie pavée typique d'une monocouche épithéliale (B). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Discussion

Le dysfonctionnement salivaire représente une préoccupation pour la qualité de vie des personnes souffrant du syndrome de Sjâgren ainsi que de ceux qui subissent une radiothérapie pour les cancers adjacents aux glandes salivaires3,4,5, 16. Une thérapie proposée pour traiter ces patients est de développer des cellules souches salivaires fonctionnelles ou des organoïdes in vitro, qui peuvent ensuite être insérés dans la glande salivaire endommagée pour remplacer les tissus affectés9. En outre, les glandes salivaires sont souvent un site pour la persistance et la transmission des agents pathogènes humains. Par exemple, les herpèsvirus humains tels que le cytomégalovirus humain (HCMV) sont connus pour infecter et utiliser les glandes salivaires et la salive pour transmettre le virus aux nouveaux hôtes7,8,17. Les mécanismes moléculaires sous-jacents à la persistance virale dans la glande salivaire et le mouvement à la salive restent inconnus. Le développement de systèmes cellulaires salivaires in vitro constituera un système modèle essentiel pour explorer cette information mécaniste.

Nous rapportons ici un protocole robuste pour produire des « salispheres » salivaires primaires qui peuvent être cultivées in vitro sous forme de grappes sur BMM ou en monocouches sur plastique. La capacité de culture et de propagation des cellules épithéliales primaires de glande salivaire humaine représente une plate-forme importante sur laquelle les chercheurs peuvent (1) potentiellement développer des thérapies de remplacement pour des patients présentant des insuffisances salivaires de glande pour qui aucune autre option existent; (2) mieux comprendre la physiologie de base sous-jacente au développement des glandes salivaires, la prolifération, la sécrétion, etc.; et (3) définir les mécanismes utilisés par les agents pathogènes pour se répliquer et se propager à de nouveaux hôtes.

En utilisant ces cultures de cellules salivaires, nous avons rapporté que HCMV nécessite le complexe de glycoprotéine phérique pour l'infection primaire et aussi que le virus persiste pendant une période prolongée, rappelant ce qui se produit avec HCMV in vivo7. En outre, nos études fonctionnelles ont révélé que les cultures salivaires ne contiennent pas de fibroblastes contaminants car les virus troptiques et adaptés au laboratoire ne parviennent pas à infecter et à se répliquer dans les cellules salivaires primaires dérivées7. Bien que nous ayons utilisé ce protocole pour générer des cellules pour l'évaluation de la réplication du HCMV et la propagation dans un système salivaire primaire, ce protocole pourrait facilement être adapté pour générer des cellules salivaires utiles pour le large éventail de sujets de recherche mentionnés ci-dessus. En outre, ce protocole pourrait être adapté aux besoins et au budget de chaque chercheur. Tandis que nous n'avons pas validé d'autres conditions nous-mêmes, d'autres ont rapporté le succès augmentant des cellules épithéliales salivaires dans différentes conditions de médias. Par exemple, le milieu d'aigle modifié de Dulbecco (DMEM) : Le mélange de F12 complété avec le facteur de croissance épidermique et le facteur de croissance de fibroblaste-2 a été rapporté pour favoriser la croissance robuste des cellules salivaires18. Alternativement, Nam et autres emploient le support essentiel minimal complété avec le sérum bovin foetal avant de transférer les cellules à une version sérique-libre d'un support de croissance de kératine et ont rapporté la croissance robuste des cellules salivaires sur le plastique15. Ainsi, il ne semble pas que les cellules épithéliales salivaires présentent une exigence absolue pour un type de média particulier, mais semblent plutôt se développer et proliférer sur un certain nombre de types de médias disponibles dans le commerce.

En plus de la formulation des médias, différentes formulations de membrane de sous-sol pourraient être évaluées pour leurs capacités à soutenir la croissance épithéliale épithéliale salive robuste. La croissance des cellules sur les matrices contenant des membranes de membrane de sous-sol disponibles dans le commerce produisent facilement des salispheres et fournit un système de culture simple, quoique coûteux7,19. Semblable à celui discuté ci-dessus concernant le choix des médias pour la croissance cellulaire, les chercheurs ont rapporté la croissance et le développement des salispheres sur un certain nombre de matrices différentes et des systèmes hydrogel. Les hydrogels fabriqués à partir d'acide hyaluronique ont l'avantage supplémentaire de créer une matrice extracellulaire en lien avec les constituants chimiques souhaités pour étudier leurs interactions et leurs effets sur les cellules. Utilisant les cellules salivaires dérivées de tissu humain primaire, Srinivasan et autres ont rapporté le succès dans la croissance et le maintien d'une population salivaire de cellules d'ancêtre dans les hydrogels hyaluronic d'acide ; La croissance accrue de cellules d'ancêtre a été plus loin observée quand les hydrogels ont été incorporésavec des peptides dérivés des protéines de membrane de sous-sol telles que perlecan et laminin20. Un autre système récemment développé par Foraida et coll. rapporte avoir utilisé des « électrospinning » pour développer un échafaudage nanofibre fait de poly (acide co-glycolique lactique) (PLGA). Les hydrogels De PLGA avec l'élastine ajoutée se sont avérés pour favoriser facilement le développement d'un système sous-mandibulaire polarisé de cellules, qui peut être utile en vérifiant comment la polarisation cellulaire influence la biologie salivaire et la biochimie21.

Dans ce protocole, nous avons présenté une méthode simple pour l'isolement et la croissance des cellules épithéliales salivaires primaires dérivées de glande. Ce protocole entraîne la croissance rapide d'une population épithéliale de cellules qui peut être maintenue en moyenne pendant 5-8 passages. Il est essentiel de surveiller le tissu pendant le traitement avec le dispase/collagenase pour assurer la digestion appropriée comme mentionné dans le protocole. Une digestion incomplète diminuera considérablement le nombre de salisphères qui survivent. Il est également important de surveiller les cultures pour la croissance des fibroblastes qui ont une forme allongée et sont très distincts des cellules épithéliales polygonales qui se développent généralement dans des taches ou des amas discrets. Nous avons utilisé ce protocole pour l'isolement des cellules épithéliales des humains et des souris, mais il semble probable qu'il pourrait être adapté pour une utilisation avec d'autres systèmes de mammifères. En outre, ce protocole pourrait être modifié en utilisant des étapes de purification supplémentaires basées sur l'expression des marqueurs de surface cellulaire et la cytométrie du débit qui pourraient conduire à la génération de populations cellulaires initiales plus homogènes. De même, ce protocole pourrait être utilisé pour déterminer comment différents médias ou matrice / hydrogels formulation conduire à la croissance de types de cellules spécifiques lors de la première génération des salispheres. En conclusion, ce protocole devrait servir de plate-forme de départ robuste pour l'isolement et la croissance des cellules salivaires primaires qui peuvent facilement être adaptées pour une grande variété de protocoles expérimentaux et de domaines de recherche.

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Disclosures

Les auteurs ne rapportent rien à divulguer.

Acknowledgments

Nous tenons à remercier James P. Bridges d'avoir fourni des conseils significatifs sur les méthodologies impliquées pour la culture des cellules primaires. Matthew J. Beucler a reçu le soutien de la Subvention T32-ES007250 des National Institutes of Health Training Grant. Ce travail a également été soutenu par les subventions R01-AI121028 et R21-DE026267 des National Institutes of Health accordées à William E. Miller.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
100 mm culture dishes Thermo Scientific 172931
15 mL conical tubes Thermo Scientific 339651
50 mL conical tubes Thermo Scientific 339653
Bronchial Epithelial Cell Growth Media Lonza CC-3171 Add bullet kit as per manufacturer's instructions. Supplement with 20 mL of charcoal stripped serum.
Cell strainer 70 µm nylon mesh Fisher 22-363-548
Charcoal stripped fetal bovine serum Gibco 12676-029
Collagenase type III Worthington LS004182 Store at 4 °C.
Cryogenic Tube Fisher 5000-0020
Dispase Cell Applications 07923 Dissolve collagenase to make a 0.15% (w/v) stock. Filter sterilize then store at -20 °C.
Dissecting scissors Fisher 08-940
Dulbecco phosphate buffered saline Corning 55-031-PC
General Chemicals Sigma
PathClear Basement membrane extract Cultrex 3432-005-01 Thaw at 4 °C at least 24 hr prior to use. Always handle on ice.
Six-well culture dishes Falcon 353046
Surgical forceps Fisher 22-079-742
Trypsin-EDTA solution Corning 25-052-CI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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