In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Aquí presentamos un protocolo con el que el calcio pre y/o postsináptico se puede visualizar en el contexto del aprendizaje y la memoria de Drosophila. La imagen de calcio in vivo utilizando sensores de calcio localizados sinaptically se combina con un paradigma de acondicionamiento olfativo clásico de tal manera que se puede determinar la plasticidad sináptica subyacente a este tipo de aprendizaje asociativo.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Hancock, C. E., Bilz, F., Fiala, A. In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (152), e60288, doi:10.3791/60288 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Décadas de investigación en muchos organismos modelo han llevado al concepto actual de plasticidad sináptica subyacente al aprendizaje y la formación de la memoria. Los cambios inducidos por el aprendizaje en la transmisión sináptica a menudo se distribuyen a través de muchas neuronas y niveles de procesamiento en el cerebro. Por lo tanto, se necesitan métodos para visualizar la plasticidad sináptica dependiente del aprendizaje a través de las neuronas. La mosca de la fruta Drosophila melanogaster representa un organismo modelo particularmente favorable para estudiar los circuitos neuronales subyacentes al aprendizaje. El protocolo presentado aquí demuestra una manera en que los procesos subyacentes a la formación de memorias olfativas asociativas, es decir, la actividad sináptica y sus cambios, pueden ser monitoreados in vivo. Utilizando la amplia gama de herramientas genéticas disponibles en Drosophila,es posible expresar específicamente indicadores de calcio codificados genéticamente en poblaciones celulares determinadas e incluso células individuales. Mediante la fijación de una mosca en su lugar, y la apertura de la cápsula de la cabeza, es posible visualizar la dinámica de calcio en estas células mientras se entregan estímulos olfativos. Además, demostramos una configuración en la que la mosca puede ser sometida, simultáneamente, a descargas eléctricas al cuerpo. Esto proporciona un sistema en el que las moscas pueden someterse a un acondicionamiento olfativo clásico - por el cual se aprende a asociar un olor previamente ingenuo con el castigo por descarga eléctrica - al mismo tiempo que la representación de este olor (y otros olores no entrenados) es observada en el cerebro a través de una microscopía de dos fotones. Nuestro laboratorio ha informado previamente de la generación de sensores de calcio localizados sinaptically, lo que permite limitar las señales de calcio fluorescente a compartimentos pre o postsinápticos. La microscopía de dos fotones proporciona una manera de resolver espacialmente estructuras finas. Ejemplificamos esto centrándonos en las neuronas que integran información del cuerpo de la seta, un centro de orden superior del cerebro de insectos. En general, este protocolo proporciona un método para examinar las conexiones sinápticas entre las neuronas cuya actividad se modula como resultado del aprendizaje olfativo.

Introduction

Descifrar dónde y cómo se adquiere la información en el cerebro a través del aprendizaje y posteriormente se almacena como memoria constituye una de las tareas más desafiantes en neurociencia1. La investigación neurocientífica ha llevado al concepto de un cambio en la transmisión sináptica como el sustrato neuronal que subyace al aprendizaje y la formación de la memoria2,3. Se presume que, durante el aprendizaje, las conexiones sinápticas entre los conjuntos neuronales que están activos durante la percepción de un estímulo se modifican de tal manera que su patrón de actividad combinado puede ser recuperado durante la memoria, instruyendo así acción conductual futura4. Estas "células de engrama" y sus sinapsis se distribuyen a menudo entre las regiones cerebrales y los niveles de procesamiento, lo que hace difícil asignar los cambios observados en la transmisión sináptica al aprendizaje de una tarea o un estímulo. Para localizar y visualizar los cambios sinápticos que están vinculado causalmente a una tarea de aprendizaje específica se necesita un sistema modelo adecuado que permita precisamente el confinamiento de esas sinapsis.

Para tal esfuerzo, Drosophila melanogaster es particularmente adecuado porque combina simplicidad cerebral relativa, riqueza conductual y accesibilidad experimental. Entre los organismos modelo bien establecidos, Drosophila está situado entre el nematodo C. elegans y mamíferos genéticamente tractables como ratones en términos de complejidad neuronal. El número estereotípico de neuronas (300) y el repertorio de comportamiento limitado se observa en C. elegans. Los mamíferos, por otro lado, tienen millones de neuronas y una complejidad conductual asombrosa. El cerebro de la mosca de la fruta es, con sus 100.000 euros, neuronas significativamente más pequeñas que los cerebros de la mayoría de los vertebrados, y muchas de las neuronas son identificables individualmente5. Sin embargo, Drosophila demuestra un amplio espectro de comportamientos complejos, incluyendo la capacidad de exhibir un sólido aprendizaje olfativo asociativo y la formación de la memoria, descrito por primera vez hace más de 40 años6. En el curso de este procedimiento de acondicionamiento clásico, los grupos de moscas son sometidos a un olor como estímulo condicionado (CS+) mientras reciben una descarga eléctrica castigadora como estímulo incondicional (EE.UU.). Un segundo olor (CS-) se presenta sin ningún castigo. De este modo, los animales aprenden a evitar el olor asociado con el castigo, que se puede probar en una situación de elección posterior entre los dos olores, CS+ y CS-. El trabajo en la disección del sustrato neuronal subyacente a este comportamiento en Drosophila ha identificado los cuerpos de setas (MB) como el sitio primario del "engram"7,8,9,10 y, por lo tanto, el circuito de esta región cerebral fue y es objeto de intensa investigación con el fin de descubrir la lógica por la que se adquiere y almacena un engrama de memoria (revisado recientemente en11,12).

La Drosophila MB se compone de 2.000 neuronas intrínsecas (células de Kenyon) por hemisferio, organizadas en proyecciones axonales paralelas13. Los axones de neuronas de proyección olfativa se extienden a la protocerebra lateral y a los cálices MB, el principal sitio de entrada dendrítica del MB y reciben la entrada olfativa de los lóbulos antenales. El largo y paralelo haz de axons de células Kenyon constituyen el pedúnculo y los lóbulos. La mayoría de las células de Kenyon se bifurcan formando lóbulos horizontales de los lóbulos de la parte media del cerebro, y los lóbulos verticales de los lóbulos de la línea central de la región, extendiendo la segunda proyección colateral en la dirección dorsal-anterior. El otro grupo de células de Kenyon forma los lóbulos horizontales13 del MB donde el proceso de aprendizaje y la posterior formación de la memoria a corto plazo podrían ser localizados10. Los lóbulos MB reciben una entrada aferente y proporcionan una salida eferente, que normalmente están restringidas a subregiones compartimentales distintas a lo largo de los axons de celda Kenyon14,15,16. En particular, se ha demostrado que las neuronas de entrada dopaminérgicas aferentas MB median en medios basados en valores, por ejemplo, efectos punitivos y de refuerzo en el aprendizaje olfativo asociativo15,17. Las neuronas de salida estereotípicas efusivas y efusivas MB de los lóbulos del cuerpo de la seta integran información a través de un gran número de células Kenyon, se dirigen a diversas áreas cerebrales y llevan información apologiva o aversiva al comportamiento15 . Esta arquitectura neuronal ha llevado a un concepto de la organización del engrama asociativo. Los olores son codificados con relativa precisión por conjuntos escasamente activados de células Kenyon. La actividad coincidente de estos conjuntos celulares de Kenyon y la liberación de dopamina - evocado por estímulos castigadores - modula la transmisión de la célula de Kenyon presinapnaftas en las neuronas de salida MB de modo que los animales posteriormente evitarán este olor en particular10 ,12. Usamos este engrama bastante preciso definido y localizado como un caso paradigmático para ilustrar cómo se pueden determinar y supervisar estos cambios dependientes del aprendizaje en la actividad sináptica.

El valor de Drosophila como sistema modelo se basa en gran medida en la caja de herramientas genética sin igual que permite expresar transgenes para identificar, monitorear y controlar neuronas individuales dentro de circuitos complejos18. El advenimiento de técnicas para el monitoreo de la actividad neuronal -como la toma de imágenes de calcio, discutida aquí- ha permitido la determinación de patrones de actividad neuronal en respuesta a un estímulo específico. Mediante la combinación de la expresión específica impulsada por Gal4 de indicadores de calcio codificados genéticamente (GECI) con estimulación olfativa, se puede visualizar la dinámica de calcio evocada por olores de las neuronas de interés19. En este protocolo, se demuestra que al acoplar aún más esta técnica con un paradigma de acondicionamiento clásico, es posible examinar estas respuestas olfativas en el contexto del aprendizaje. La plasticidad inducida por el aprendizaje se puede diseccionar aún más utilizando GECI que no solo se localizan en una sola neurona específica, sino también en subcompartimentos específicos de una neurona. 20 establecieron una selección de herramientas que permiten exactamente esto. Al dirigir setrata de GCaMP321 a la pre- o postsina) - a través de la vinculación con el vertebrado Synaptophysin o dHomer, respectivamente20- se puede distinguir la modulación diferencial de estos sitios. Esta localización confiere, en este contexto, una ventaja sobre la mayoría de las GECI que están presentes omnipresentes en todo el citosol - por ejemplo, GCaMP22,GCaMP321o GCaMP623 - porque significa que los transitorios pre y postsinápticos pueden ser transitorios distinguida de la influjo de calcio integrado general que se produce como resultado de la activación de la neurona. Esto puede proporcionar pistas sobre la ubicación y los tipos de plasticidad que se producen como resultado de o que causan el aprendizaje y la formación de la memoria. Como ejemplo, el protocolo proporcionado aquí muestra el valor de esta herramienta para descifrar la modulación de las neuronas de salida MB durante el aprendizaje asociativo olfativo dirigiendo la expresión del sensor de calcio a sólo la postsinapsis. Mediante el monitoreo, dentro de una mosca individual, la actividad evocada por olores antes y después del acondicionamiento olfativo se puede extraer una comparación directa entre una respuesta de olor ingenua y una respuesta de olor aprendido. Mientras se fijan en la misma cámara de imágenes, las moscas se exponen a una selección de olores. A continuación, reciben un protocolo de acondicionamiento asociativo aversivo en el que uno de estos olores se combina con la descarga eléctrica (convirtiéndose en el CS+) y otro olor se presenta sin refuerzo (convirtiéndose en el CS-). Finalmente, las moscas se exponen de nuevo a los mismos olores que en el primer paso. La dinámica del calcio se observa mediante microscopía de dos fotones.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Moscas de la fruta transgénicas, Drosophila melanogaster

  1. Cruzar moscas vírgenes y machos hembras (elevadas a 25oC en 60% de humedad relativa en un ciclo de luz/oscuridad de 12 h) llevando las construcciones deseadas de Gal4 y UAS25,respectivamente, para producir moscas en las que neuronas específicas de interés expresan una indicador de calcio.
  2. Envejecer la progenie femenina de la cruz anterior hasta que estén en el rango de 3-6 días después de la eclosión. Las moscas hembra son preferibles debido a su tamaño ligeramente más grande.

2. Preparación de la mosca de la fruta para imágenes de calcio in vivo

  1. Seleccione una sola mosca hembra y anestetizar en hielo durante no más de 5 min.
  2. Con fórceps finos, coloque la mosca en la cámara de imágenes (demostrada en la Figura 1c). Asegúrese de que el tórax y las patas estén en contacto con los cables eléctricos en la parte inferior de la cámara y que la cabeza quede plana. Fije la posición de la mosca usando cinta adhesiva transparente.
    NOTA: Este protocolo requiere una cámara construida a medida en la que las moscas estén fijas, con la cápsula de la cabeza accesible para su apertura, y las moscas capaces de recibir tanto estimulaciones de olor a las antenas como descargas eléctricas en el tórax y las piernas(Figura 1).
  3. Usando una cuchilla quirúrgica de bisturí fijada a la manija del bisturí (ver Tabla de Materiales),corta una ventana en la cinta alrededor de la cabeza de la mosca, dejando las antenas cubiertas y sólo la porción anterior del tórax expuesta.
  4. Rodea los lados y la parte posterior de la cabeza con pegamento de curado de luz azul, cuidadosamente manipulado usando un alfiler de insectos sostenido por mandíbulas cóncava-convexas. Ajuste el pegamento con una lámpara LED azul emisor de luz.
  5. Compruebe que el pegamento está completamente ajustado y borre cualquier pegamento residual sin endurecer de la superficie dorsal de la cabeza de la mosca.
  6. Aplique una gota de la solución24 de Ringer (ver Tabla de Materiales)para cubrir la cutícula expuesta de la cabeza.
  7. Usando un cuchillo de apuñalamiento muy fino, corta la cutícula. Para la eliminación más eficiente de la cutícula, primero corte a través de la parte posterior de la cabeza utilizando el ocelli como punto de partida. Luego, corte cada lado, medial a los ojos, para formar una solapa de la cutícula que se puede arrancar fácilmente usando fórceps.
  8. Retire cualquier exceso de cutícula que pueda bloquear la región cerebral de interés.
  9. Limpie cuidadosamente la superficie dorsal de cualquier tráquea usando fórceps finos, evitando la interrupción del propio tejido cerebral. Retire y refresque la solución24 de Ringer (ver Tabla de Materiales)según sea necesario para limpiar el área de los desechos de tejido.
  10. Coloque la aguja de entrega de olor hipodérmico en posición, aproximadamente a 1 cm de la cabeza de la mosca. Asegúrese de que no haya nada que pueda obstruir la entrega de olores a las antenas.
  11. En el microscopio, conecte la cámara de imágenes al sistema de suministro de olores a través de la aguja de entrega de olor hipodérmico.
  12. Para permitir que la mosca se recupere completamente de la anestesia y la cirugía, y para adaptarse al flujo de aire, implemente un período de descanso de 10 minutos en esta etapa.

3. Imágenes de calcio in vivo

  1. Utilice un microscopio multifotón equipado con un láser infrarrojo y un objetivo de inmersión en agua (ver Tabla de Materiales),instalado en una mesa aislada por vibración. Para la visualización de indicadores de calcio basados en GFP, ajuste el láser a una longitud de onda de excitación de 920 nm e instale un filtro de paso de banda GFP.
  2. Usando la perilla de ajuste Z gruesa, escanee a través del eje Z del cerebro y localice la región cerebral de interés. Utilice la función de recorte para enfocar el escaneo solo en esta área para minimizar el tiempo de escaneo y para girar la vista de escaneado de modo que la parte anterior de la cabeza esté orientada hacia abajo.
  3. Ajusta el tamaño del marco a 512 x 512 px, la velocidad de escaneo a > 4 Hz y la región de escaneo (en la dimensión Y) para que las neuronas de interés estén cubiertas.

4. Visualización de transitorios de calcio con olor escondedos a través del condicionamiento olfativo

  1. Utilice un sistema de suministro de olores19,26 que pueda suministrar varios estímulos de olor de una manera temporalmente precisa.
    1. Utilice un ordenador adicional para controlar el dispositivo y para comunicarse con el software del microscopio de imágenes para coordinar las estimulaciones de olores con la captura de imágenes durante los experimentos.
    2. Iniciar un paquete de macros preprogramado capaz de vincular el software de adquisición de imágenes y el programa de entrega de olores (por ejemplo, un paquete de macros VBA instalado en el software de control del microscopio, consulte Tabla de materiales)que responde a una entrada externa activador proporcionado por la iniciación de un protocolo de entrega de olores en un programa separado).
  2. Comience la medición monitoreando los transitorios de calcio "preentrenamiento"/olor ingenuo evocado a una resolución de 512 x 512 px y una velocidad de fotogramas de 4 Hz. Proporcione un estímulo de olor de 2,5 s flanqueado por la adquisición de imágenes adicionales para 6,25 s antes del inicio del olor (para establecer una F 0 valor basal) y 12,5 s después del desplazamiento del olor. Repita esto con un segundo olor y luego con un tercer olor.
  3. Continúe 3 minutos después de esta medición con el acondicionamiento clásico ("entrenamiento") la mosca.
    1. Seleccione uno de los olores presentados en la fase de "preentrenamiento" para convertirse en el CS+ olor y otro para convertirse en el CS- olor. Presente el CS+ olor utilizando el sistema de entrega de olores controlado por computadora para 60 s junto con doce descargas eléctricas de 90 V.
    2. Después de una rotura de 60 s, presentar la CS- olor solo para 60 s. Usar como olorantes 4-metilciclohexanol y 3-octanol. No presente el tercer olor (por ejemplo, 1-octen-3-ol) durante este entrenamiento, ya que se utiliza como control sólo antes (paso 4.2.) y después (paso 4.4) de la fase de entrenamiento.
  4. Mida de nuevo los transitorios de calcio con olor "post-entrenamiento" repitiendo el protocolo de estimulación del olor "preentrenamiento" (paso 4.2.) 3 min después de terminar la fase de entrenamiento (paso 4.3).
    NOTA: El tiempo de este paso debe reflejar el tiempo de interés después de la formación de la memoria (por ejemplo, llevar a cabo este paso 3-4 min después del paso de acondicionamiento para investigar la memoria a corto plazo). Típicamente, las moscas pueden sobrevivir durante varias horas en esta preparación.
  5. Guarde los archivos de imágenes en un formato adecuado (por ejemplo, Tiff) para un análisis de imagen posterior.

5. Análisis de imágenes

  1. Para analizar imágenes, abra archivos Tiff (o similares) en el software de análisis de imágenes como Fiji27.
  2. Alinee las pilas utilizando un algoritmo de corrección de movimiento para garantizar un movimiento mínimo en las direcciones X e Y. Deseche las grabaciones que muestren un movimiento fuerte en el eje Z.
  3. Seleccione la herramienta del software utilizado para marcar una región de interés (ROI) alrededor del área que se va a examinar. Esto debe ser lo más preciso posible para limitar la influencia de la fluorescencia de fondo.
  4. Utilice la herramienta respectiva del software para extraer datos de intensidad de fluorescencia temporal como archivos de datos del ROI seleccionado, de modo que se genere un valor para cada fotograma de la grabación.
  5. Abra los datos utilizando un programa de análisis de datos para calcular los valores de F/F0 para cada seguimiento de olor. F0 - fluorescencia media en los 2 s antes de la aparición del olor. •F : la diferencia entre la fluorescencia en bruto en un fotograma determinado y F0. A partir de estos valores, calcule un valor de F/F0 para cada fotograma que se puede trazar contra el tiempo para reflejar la fluorescencia relativa durante todo el período de estímulo del olor.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Un ejemplo de las imágenes adquiridas con el protocolo antedicho se puede ver en el cuadro 2. d Homer-GCaMP3 se expresa en una neurona de salida MB cuyas dendritas infunden el compartimiento 1 del lóbulo MB (la neurona se denomina MVP228,29)y está dirigida genéticamente utilizando la línea split-Gal4 MB112C16. También, se demuestra la diferencia en la localización subcelular de un indicador de calcio citosólico y post-sinaptically localizado. Al comparar las Figuras 2a y la Figura 2f, se puede observar claramente la expresión específica y compartimentada del sensor dHomer-GCaMP314 - sin expresión en los compartimentos axonales de la neurona, y una señal puntuada visible en el compartimiento dendrítico. Las respuestas claras - aunque la amplitud más baja - de olor se pueden ver en moscas que expresan dHomer-GCaMP3(Figura 2, paneles inferiores), en comparación con las moscas que expresan citosólico GCaMP6f23 (Figura 2, paneles superiores). Esto demuestra que la herramienta es eficaz para la visualización de las respuestas olfativas a nivel de la postsinapsis y, por lo tanto, proporciona una especificidad adicional al examen de los circuitos neuronales subyacentes, en este caso, a la codificación de olores y aprendizaje olfativo.

Un ejemplo de esto último se puede ver en la Figura 3. En este experimento, dHomer-GCaMP3 se expresa como en la Figura 2 - en la neurona de salida del cuerpo de setas MVP2. Esta es una neurona conocida por ser modulada a través del aprendizaje olfativo de tal manera que la depresión presináptica como resultado del acondicionamiento olfativo aversivo se refleja en una respuesta postsináptica fallecida al olor entrenado28,29 y aquí un la confirmación de este resultado se muestra utilizando este protocolo de imágenes de calcio in vivo. Los rastros de calcio que se muestran en la Figura 3 representan datos ejemplares de una mosca individual. Tenga en cuenta que el nivel de ruido y la amplitud pueden variar entre preparaciones individuales (por ejemplo, comparar la Figura 2e y la Figura 3c-e). Por lo tanto, una comparación dentro de los animales de la pre- frente a la post-entrenamiento proporciona una manera de tener en cuenta la variabilidad interindividual. Por supuesto, el protocolo es adecuado para ser transferido a imágenes de otras neuronas de interés.

Figure 1
Figura 1: Construcción de una cámara de montaje y preparación de una mosca para la toma de imágenes. (a ) Pasos para la construcción de la cámara de montaje con mosca. La base está formada por una corredera de microscopio estándar (1) cubierta con una fina malla de plástico (2). Dos cables eléctricos que transportan cargas opuestas (3) están pegados a la corredera a cada lado. Los cables se despojan y se doblan para cruzar la diapositiva (4) corriendo paralelamente entre sí, pero no en contacto. Se añaden capas de cinta adhesiva transparente (5) hasta alcanzar la altura de una mosca (aproximadamente 1 mm). Un canal se corta a través de la cinta verticalmente (6), aproximadamente 1 mm de ancho para ajustarse a la anchura de una mosca. Una plataforma elevada hecha de cinta adhesiva transparente (7) está construida justo encima de los cables eléctricos para formar una almohada para la cabeza de la mosca mientras que el tórax está en la parte superior de los cables. (b) Ilustración esquemática de la mosca colocada bajo el microscopio de dos fotones. La estimulación del olor se logra a través de una aguja hipodérmica colocada delante de la cabeza de la mosca (insertada a través del canal en la cinta (6) y en la parte superior de la plataforma (7) para dirigir los olores a las antenas). (c)-(h) Fijación y apertura de la cabeza de vuelo. (c) Una mosca fijada dentro de la cámara de imágenes, dentro del canal (Barra de escala de 1 mm) y sujetada en su lugar por una nueva pieza de cinta adhesiva transparente sobre toda la mosca. (d) Vista ampliada de la mosca en posición. Barra de escala a 0,1 mm. (e) Se corta una ventana en la cinta alrededor de la cabeza de la mosca. (f) La cabeza se fija aún más con pegamento azul de curado de luz. (g) La cápsula de la cabeza está cubierta con la solución de Ringer y abierta. (h) Preparación completa del cerebro con exceso de tejido y tráquea (tejido blanco visible en (g) extirpado). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Calcio localizado postsinánicamente visualizado con dHomer-GCaMP3. (a ) Imágenes de microscopía confocal que muestren la expresión de GCaMP6f (i) localizadocito y localizado postsinónicamente dHomer-GCaMP3 (ii) en la neurona de salida MB MVP2. La flecha verde indica la subregión n.o 1 del lóbulo de MB. Barras de escala de 15 m. (b)-d) Imágenes capturadas mediante microscopía de excitación de dos fotones de los genotipos anteriores, mostrando la fluorescencia in vivo de los sensores de calcio respectivos. (b) F0 (fluorescencia basal), demostrada como una proyección de intensidad media de los 2 s antes del inicio del olor. Barras de escala a 10 m. (c) Imágenes deolor F (fluorescencia durante la estimulación del olor), demostradas como una proyección de intensidad media durante el período de respuesta al olor (2,5 s). (d) Imágenes F generadas por la restado de la imagen F0 de la imagen deolor F, para mostrar la señal de respuesta de olor real. (e) - F/F0 traza de las moscas anteriores de los genotipos respectivos a través de una estimulación del olor (barra gris). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Plasticidad postsináptica inducida por el aprendizaje visualizada a través de dHomer-GCaMP3. (a ) Esquema de los protocolos de acondicionamiento utilizados en estos experimentos. Las respuestas de olor ingenuo, antes del acondicionamiento ("pre") se miden primero. A continuación, cada mosca experimenta uno de los tres posibles protocolos de acondicionamiento: "Emparejado", donde un olor (CS+) se empareja con descargas eléctricas (EE.UU.) y otro (CS-) no se refuerza; "Sólo olores", donde sólo se presentan los olores, ambos sin refuerzo, para controlar los efectos de exposición al olor; y "Solo choques", donde sólo se presentan descargas eléctricas sin ningún estímulo de olor, para controlar los efectos de exposición a golpes. Después de esta fase de acondicionamiento, las moscas se exponen de nuevo a los olores "Pre" para probar la actividad alterada evocada por el olor ("Post"). (b) Un ejemplo de modulación de la respuesta al olor como resultado de la presentación emparejada de olor/choque. Se puede ver una fuerte supresión de la respuesta al olor CS+ en la subregión n.o 1 (línea de puntos). (c)-(e) Las trazas de respuesta de olor de la misma mosca que en (b), lo que demuestra que este efecto de supresión sólo se observa en el caso del olor entrenado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

La disección de los circuitos neuronales subyacentes al aprendizaje y la memoria es un objetivo prominente en el campo de la neurociencia. La accesibilidad genética de Drosophila y la amplitud y facilidad de las pruebas conductuales hacen de esta una herramienta ideal para investigar este tipo de fenómenos. Aquí, se presenta un método con el que es posible visualizar, dentro de moscas individuales, la modulación que se produce a un nivel subcelular como resultado del acondicionamiento olfativo. Mediante la realización de la visualización tanto previa como posterior al entrenamiento de la dinámica de calcio evocada por olores, establecida por primera vez por nuestro grupo17,es posible realizar una comparación directa dentro de los animales entre las respuestas de olor ingenuas y aprendidas y, por lo tanto, examinar la plasticidad de las neuronas de interés. Esto confiere una ventaja a este protocolo sobre las evaluaciones en masa (utilizadas en el condicionamiento olfativo clásico) porque los estados pre y post-entrenamiento se pueden evaluar cuantitativamente para los individuos, lo que permite determinar Variabilidad. Además, el procedimiento de entrenamiento realizado directamente bajo el microscopio es en gran medida equivalente al paradigma clásico de acondicionamiento olfativo utilizado típicamente en experimentos conductuales y no implica la estimulación optogenética artificial de las neuronas. Por supuesto, manejar las moscas pequeñas y abrir cuidadosamente la cápsula de la cabeza sin dañar el tejido cerebral mientras se mantiene los órganos sensoriales intactos requiere un nivel de experiencia que se puede obtener mediante un entrenamiento meticuloso y repetido, no muy diferente de la extensión vista en evaluaciones fisiológicas como la electrofisiología.

Además, se demuestra el potencial de utilizar indicadores de calcio localizados para examinar la plasticidad a nivel de neurona única, lo que añade una mayor precisión a la disección del circuito neuronal. Esto se ejemplifica mostrando una depresión inducida por el aprendizaje de una respuesta postsináptica en una neurona de salida MB bien investigada28,29. Las cepas de Drosophila que expresan una variedad de sensores de fluorescencia localizados sinónicamente bajo control UAS están disponibles, por ejemplo, expresando el sensor localizado presinaptically Synaptophysin-GCaMP3 o el sensor fluorescente rojo de sináptico transmisión Synaptophysin-pHTomato20. Por supuesto, la variedad de proteínas del sensor de fluorescencia se puede implementar utilizando el protocolo descrito anteriormente.

En general, las técnicas de imagen óptica están limitadas por la resolución temporal y espacial del sistema de adquisición de imágenes microscópicas (por ejemplo, un microscopio de dos fotones) y la resolución temporal del propio sensor (por ejemplo, la cinética del sensor de calcio). Las grabaciones electrofisiológicas, por ejemplo, utilizando electrofisiología de abrazaderas de parches de somatas de neuronas en el cerebro Drosophila, todavía ofrecen una resolución temporal sin igual, pero sin proporcionar ninguna precisión espacial. Debido a la especificidad de la expresión génica en las neuronas de interés combinada con la localización subcelular del sensor, las técnicas de imágenes ópticas pueden complementar potencialmente las técnicas electrofisiológicas para descubrir la plasticidad neuronal subyacente aprendizaje y la formación de la memoria. El progreso continuo en el desarrollo de sensores de fluorescencia tal vez proporcionará la posibilidad de fusionar proteínas del sensor con cinética más rápida o relaciones señal-ruido más altas (por ejemplo, variantes GCaMP623)con proteínas localizadas sináficamente como dHomero. Además, los recientes avances en el establecimiento de técnicas microscópicas con tasas de adquisición más rápidas o una resolución espacial más alta resultarán invaluables en un mayor ajuste de nuestro enfoque.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo fue apoyado por el Consejo Alemán de Investigación a través del Centro de Investigación Colaborativa SFB 889 "Mecanismos de Procesamiento Sensorial" y la Unidad de Investigación PARA 2705 "Disección de un Circuito Cerebral: Estructura, Plasticidad y Función Conductual de la Drosophila Mushroom Body".

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1-Octen-3-ol Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA O5284 Chemical used as odorant
3-Octanol Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA 218405 Chemical used as odorant
4-Methylcyclohexanol Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA 153095 Chemical used as odorant
Bandpass filter for EGFP (525/50 nm) Carl Zeiss Microscopy GmbH, Jena, Germany
Clear adhesive tape Tesa SE, Norderstedt, Germany Standard claer adhesive tape
Concave-convex jaws Fine Science Tools, North Vancouver, Canada 10053-09 Blade Holders with concave-convex jaws
Fine forceps Fine Science Tools, North Vancouver, Canada 11412-11 Forceps with tip 0.1 x 0.06mm
Hypodermic needle Sterican - B. Braun, Melsungenk, Germany 4665120 1.20x40mm
Insect Minutien pins Fine Science Tools, North Vancouver, Canada 26002-10 Diameter 0.1mm, tip 0.0125mm
Kentoflow Kent Express Dental Supplies, Gillingham, UK 953683 Blue light-curing glue
Microscope slide Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Germany 0656.1 Standard objective slide 76 x 26 mm
Mineral oil Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA M8410 Used as diluent for odorants
Mode-locked Ti-Sapphire laser Chameleon Vision 2 Coherent Inc., Santa Clara, CA, USA Tunable infrared femtosecond laser
Multiphoton Microscope LSM 7MP equipped with BiG detectors Carl Zeiss Microscopy GmbH, Jena, Germany Multiphoton microscope, multiple companies provide similar devices.
Plan-Apochromat 20x (NA = 1.0) water immersion objective Carl Zeiss Microscopy GmbH, Jena, Germany 421452-9900-000 Objective W "Plan-Apochromat" 20x/1.0 DIC M27 70mm
Ringer's solution n.a. n.a. 5mM KCl, 130mM NaCl, 2mM MgCl2, 2mM CaCl2, 5mM Hepes-NaOH, 36mM sucrose, pH = 7.4
Stab knife Sharpoint, Surgical Specialties Corporation, Reading, PA, USA 72-1551 5.0mm Straight restricted blade depth
Surgical scalpel blade Swann-Morton, Sheffield, UK 0303 Product No. 11
Surgical scalpel handle Swann-Morton, Sheffield, UK 0907 Product No. 7S/S
Visual Basics of Applicatons (VBA) software to receive a trigger
from the odor-delivery device and the electric shock
application device (power supply) to interact with the
ZEN software from Zeiss that controls the microscope.
Custom-written and available upon request n.a. n.a.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Poo, M. M., et al. What is memory? The present state of the engram. BMC Biology. 14, 40 (2016).
  2. Martin, S. J., Grimwood, P. D., Morris, R. G. Synaptic plasticity and memory: an evaluation of the hypothesis. Annual Review of Neuroscience. 23, 649-711 (2000).
  3. Takeuchi, T., Duszkiewicz, A. J., Morris, R. G. The synaptic plasticity and memory hypothesis: encoding, storage and persistence. Philosophical Transactions of the Royal Society London B: Biological Sciences. 369, (1633), (2013).
  4. Josselyn, S. A., Frankland, P. W. Memory Allocation: Mechanisms and Function. Annual Review of Neuroscience. 41, 389-413 (2018).
  5. Chiang, A. S., et al. Three-dimensional reconstruction of brain-wide wiring networks in Drosophila at single-cell resolution. Current Biology. 21, (1), 1-11 (2011).
  6. Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. Conditioned behavior in Drosophila melanogaster. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 71, (3), 708-712 (1974).
  7. Heisenberg, M., Borst, A., Wagner, S., Byers, D. Drosophila mushroom body mutants are deficient in olfactory learning. Journal of Neurogenetics. 2, (1), 1-30 (1985).
  8. de Belle, J. S., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, (5147), 692-695 (1994).
  9. Gerber, B., Tanimoto, H., Heisenberg, M. An engram found? Evaluating the evidence from fruit flies. Current Opinion in Neurobiology. 14, (6), 737-744 (2004).
  10. Fiala, A., Riemensperger, T. Localization of a memory trace: aversive associative olfactory learning and short-term memory in Drosophila. In: Learning and Memory: A Comprehensive Reference. editors, edition.,R. .M. enzelandJ. .H. .B. yrne, 1, Academic Press. Oxford. 475-482 (2017).
  11. Cognigni, P., Felsenberg, J., Waddell, S. Do the right thing: neural network mechanisms of memory formation, expression and update in Drosophila. Current Opinion in Neurobiology. 49, 51-58 (2018).
  12. Hige, T. What can tiny mushrooms in fruit flies tell us about learning and memory. Neuroscience Research. 129, 8-16 (2018).
  13. Aso, Y., Grübel, K., Busch, S., Friedrich, A. B., Siwanowicz, I., Tanimoto, H. The mushroom body of adult Drosophila characterized by GAL4 drivers. Journal of Neurogenetics. 23, (1-2), 156-172 (2009).
  14. Pech, U., Pooryasin, A., Birman, S., Fiala, A. Localization of the contacts between Kenyon cells and aminergic neurons in the Drosophila melanogaster brain using SplitGFP reconstitution. Journal of Comparative Neurology. 521, (17), 3992-4026 (2013).
  15. Aso, Y., et al. The neuronal architecture of the mushroom body provides a logic for associative learning. Elife. 3, (2014).
  16. Aso, Y., et al. Mushroom body output neurons encode valence and guide memory-based action selection in Drosophila. Elife. 3, (2014).
  17. Riemensperger, T., Völler, T., Stock, P., Buchner, E., Fiala, A. Punishment prediction by dopaminergic neurons in Drosophila. Current Biology. 15, (21), 1953-1960 (2005).
  18. Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly. Neuron. 72, (2), 202-230 (2011).
  19. Riemensperger, T., Pech, U., Dipt, S., Fiala, A. Optical calcium imaging in the nervous system of Drosophila melanogaster. Biochimica et Biophysica Acta. 1820, (8), 1169-1178 (2012).
  20. Pech, U., Revelo, N. H., Seitz, K. J., Rizzoli, S. O., Fiala, A. Optical dissection of experience-dependent pre- and postsynaptic plasticity in the Drosophila brain. Cell Reports. 10, (12), 2083-2095 (2015).
  21. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nature Methods. 6, 875-881 (2009).
  22. Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. A high signal-to-noize Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein. Nature Biotechnology. 19, (2), 137-141 (2001).
  23. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499, (7458), 295-300 (2013).
  24. Estes, P. S., Roos, J., vander Bliek, A., Kelly, R. B., Krishnan, K. S., Ramaswami, M. Traffic of dynamin within individual Drosophila synaptic boutons relative to compartment-specific markers. The Journal of Neuroscience. 16, (17), 5443-5456 (1996).
  25. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, (2), 401-415 (1993).
  26. Dipt, S., Riemensperger, T., Fiala, A. Optical calcium imaging using DNA-encoded fluorescence sensors in transgenic fruit flies, Drosophila melanogaster. Methods in Molecular Biology. 1071, 195-206 (2014).
  27. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9, (7), 676-682 (2012).
  28. Hige, T., Aso, Y., Modi, M. N., Rubin, G. M., Turner, G. C. Heterosynaptic Plasticity Underlies Aversive Olfactory Learning in Drosophila. Neuron. 88, (5), 985-998 (2015).
  29. Owald, D., et al. Activity of defined mushroom body output neurons underlies learned olfactory behavior in Drosophila. Neuron. 86, (2), 417-427 (2015).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics