Summary
Das vorliegende Protokoll beschreibt eine neue Technik der Aortenbandbildung bei Mäusen, um eine Drucküberlastung der Herzhypertrophie zu induzieren. Zum Banderolieren wird ein Gummiring mit festem Innendurchmesser verwendet. Diese neue Technik verspricht weniger Varianz und reproduzierbarere Daten für zukünftige Experimente.
Abstract
Aortenbanding bei Mäusen ist eines der am häufigsten verwendeten experimentellen Modelle für Herzdrucküberlastung induzierte Herzhypertrophie und die Induktion von Herzinsuffizienz. Die bisher verwendete Technik basiert auf einer Fädelnaht um den Aortenbogen, die über eine abgestumpfte 27 G-Nadel gebunden wird, um eine Stenose zu erzeugen. Diese Methode hängt davon ab, dass der Chirurg den Faden manuell festzieht und führt somit zu einer hohen Varianz in der Durchmessergröße. Eine neu verfeinerte Methode, die von Melleby et al. beschrieben wurde, verspricht weniger Varianz und mehr Reproduzierbarkeit nach der Operation. Die neue Technik, O-Ring-Aortenband (ORAB), verwendet einen rutschfesten Gummiring anstelle einer Naht mit einem Faden, was zu einer reduzierten Variation der Drucküberlastung und reproduzierbaren Phänotypen der Herzhypertrophie führt. Während der Operation wird der O-Ring zwischen den brachiozephalen und linken Halsschlagadern platziert. Die erfolgreiche Verengung wird durch Echokardiographie bestätigt. Nach 1 Tag führt die korrekte Platzierung des Rings zu einer erhöhten Strömungsgeschwindigkeit in der Queraorta gegenüber der O-Ring-induzierten Stenose. Nach 2 Wochen wird eine beeinträchtigte Herzfunktion durch verminderte Ejektionsfraktion und erhöhte Wandstärke nachgewiesen. Wichtig ist, dass ORAB neben einer geringeren Varianz in der Durchmessergröße mit niedrigeren intra- und postoperativen Mortalitätsraten im Vergleich zur transversalen Aortenkonstriktion (TAC) verbunden ist. Somit stellt ORAB eine überlegene Methode gegenüber der häufig verwendeten TAC-Operation dar, was zu reproduzierbaren Ergebnissen und einer möglichen Reduzierung der Anzahl der benötigten Tiere führt.
Introduction
Während physiologische Herzhypertrophie während der Entwicklung, des Trainings und der Schwangerschaft beobachtet werden kann, reagiert die pathologische Herzhypertrophie auf hämodynamische Stresszustände wie arterielle Hypertonie, Herzklappenerkrankungen oder Genmutationen. Zunächst wird das Herz einem Umbau unterzogen, der durch eine erhöhte Kardiomyozytengröße und eine Verdickung der Ventrikelwände gekennzeichnet ist, um die Herzfunktion aufrechtzuerhalten 1,2. Auf der anderen Seite ist ein pathologischer Herzumbau mit einem erhöhten Risiko für Arrhythmie, plötzlichen Tod und hohe Mortalität verbunden. Schließlich führt dies mit der Zeit zu einer ventrikulären Dilatation, einer starken Abnahme der kontraktilen Funktion und schließlich zu einer Progression zur Herzinsuffizienz (HF), die mit hoher Morbidität, Mortalität und gesellschaftlichen Kosten verbunden ist3. Daher ist es dringend notwendig, die molekularen Hintergründe zu verstehen, um neue therapeutische Strategien zu entwickeln4.
Aortenbanding ist ein Modell, das Drucküberlastung induzierte linksventrikuläre (LV) Hypertrophie und Herzinsuffizienz bei Mäusennachahmt 5. Mit dieser Methode ist es möglich, die Pathomechanismen des Drucküberlastung-induzierten kardialen Umbaus in vivo zu untersuchen. Das erste Aortenbanding-Verfahren bei Mäusen wurde von Rockman et al.6 beschrieben. Die Drucküberlastung wird durch eine fadennahtbasierte Ligatur um die Aorta (zwischen der brachiozephalen und der linken gemeinsamen Halsschlagader) induziert. Um eine Stenose mit einem Durchmesser von 0,4 mm zu erzeugen, wird eine Naht um eine 27 G Nadel und die Aorta gelegt. Nach der Ligatur wird die Nadelentfernt 6,7.
Obwohl der Nadeldurchmesser fest ist, hängt die Dichtheit des Fadens stark vom Chirurgen ab und beeinflusst daher den induzierten Phänotyp der Herzhypertrophie. Darüber hinaus gibt es bei der faden-/nahtbasierten Methode einen variablen Grad des Stenosedurchmessers nach der Operation, verbunden mit einer hohen Varianz der Mortalität 8,9. Darüber hinaus ist das Training dieser Methode eine Herausforderung, insbesondere in Bezug auf das Finden des richtigen Niveaus und der Konsistenz beim Anziehen des Fadens. Schließlich kommt es zu Beginn des Trainings zu einer hohen intra- und postoperativen Mortalität aufgrund einer Störung der Aorta oder einer anderen Gewebeverletzung sowie zu einer hohen Variation des Ausmaßes der Stenose bei den überlebenden Tieren.
Kürzlich wurde ein optimiertes Verfahren der Aortenbandbildung von Melleby et al.10 beschrieben. Sie präsentierten die ORAB-Methode (O-Ring-Aortenbanding) mit geringerer Stenosevarianz und hochreproduzierbarer Drucküberlastung durch Verwendung eines rutschfesten Gummi-O-Rings mit einem festen Innendurchmesser von 0,71 mm, 0,66 mm und 0,61 mm. Kurz gesagt, der O-Ring wird aufgeschnitten, um den aufsteigenden Bogen gelegt und durch Fäden wieder geschlossen. Andere Wissenschaftler, die diese O-Ringe verwendeten, berichteten über eine geringere Variabilität der induzierten Herzhypertrophie9. Sie beobachteten auch eine intra- und postoperative Mortalität sowie eine bessere Reproduzierbarkeit und geringere Varianz im induzierten hypertrophen Phänotyp 9,11. Der vorliegende Artikel beschreibt die Vorgehensweise dieser einzigartigen Strategie in einem Schritt-für-Schritt-Protokoll. Das in diesem Bericht geteilte Fachwissen wird anderen Wissenschaftlern helfen, ihre Techniken auf diesem Gebiet zu verbessern.
Um eine Herzhypertrophie zu induzieren, die nach 6 Wochen zu Herzinsuffizienz führt, werden 12 Wochen alte männliche C57BL / 6N-Mäuse für die Operation empfohlen. Ein Vergleich 2 Wochen nach der Aortenbandbildung zwischen den Maussubstämmen C57BL/6N und C57BL/6J zeigte eine schwere kardiale Dysfunktion und eine damit verbundene erhöhte Mortalität bei C57BL/6N-Mäusen. Daher eignen sich diese besser für Modelle der Herzinsuffizienz12. Zwölfwochen alte männliche und weibliche Mäuse haben eine optimale Größe für die Exposition der Aorta und die Platzierung des O-Rings mit speziellen Instrumenten.
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Protocol
Die Tierversuche wurden nach den Grundsätzen des Regionalkomitees (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, Genehmigungsnummer: V242-21249/2020 [38-4/20]) durchgeführt. Die für die vorliegende Studie verwendeten Mäuse wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen (siehe Materialtabelle). Die Tiere wurden unter Standardbedingungen mit einem 12 h Licht, 12 h Nachtzyklus gehalten; Wasser und Nahrung wurden ad libitum angeboten.
1. Tierpflege
- Unterbringung der Mäuse in speziellen Käfigen mit Einstreu, Nistmaterial, einem Versteck und angemessenem Zugang zu Trinkwasser und Nahrung.
- Halten Sie die Tiere unter ständiger tierärztlicher Kontrolle und Behandlung.
HINWEIS: Für Mäuse, die von externen Lieferanten bestellt wurden, versichern Sie bitte 7 Tage Akklimatisierung, bevor Sie mit dem Verfahren beginnen.
2. Vorbereitung des O-Rings
HINWEIS: Ein O-Ring mit einem festen Durchmesser von 0,4 mm wird empfohlen, um nach 2 Wochen eine Herzhypertrophie zu induzieren. Das Ausmaß und der Schweregrad des induzierten Herzphänotyps hängen von der Größe des O-Ring-Durchmessers ab.
- Führen Sie zunächst einen Schnitt des O-Rings (siehe Materialtabelle) unter dem Mikroskop mit einer Schere oder einem Skalpell durch, um die Platzierung um die Aorta zu ermöglichen (Abbildung 1A, B).
- Durchbohren Sie jede Ringseite in der Nähe des Schnitts mit einer Nadel, die mit einem 8-0 verbunden ist Nicht resorbierbare Naht und ziehen Sie den Faden. Schneiden und lassen Sie 2-3 cm auf der einen Seite und 2 cm auf der anderen Seite, um den O-Ring im letzten Schritt um die Aorta zu befestigen (Abbildung 1C, D).
- Nehmen Sie vor der Operation die Ligaturhilfe (Speziesinstrument, siehe Materialtabelle) und ziehen Sie das Ende des Fadens (der länger gehalten wird) einer Ringseite durch das Loch der Verengung (Abbildung 1E, F). Legen Sie die Ligationshilfe mit dem angebrachten O-Ring zur Seite, um sie im folgenden Schritt (Schritt 6) zu platzieren.
- Zur Desinfektion des Rings mit den Fäden legen Sie den Ring für eine halbe Stunde in eine Alkohollösung. Danach legen Sie es zum Trocknen auf Zellulose. Bewahren Sie den getrockneten Ring bis zum Gebrauch in einer geschlossenen Wanne oder Hülle auf. Während der Operation, nachdem Sie den Faden durch die Ligaturhilfe gezogen haben, legen Sie den Ring bis zur Verwendung auf eine saubere Oberfläche.
Abbildung 1: Durchführen der O-Ring-Vorbereitung für die Ligatur . (A) Ein O-Ring mit festem Durchmesser wird einseitig mit einer Schere oder einem Skalpell geschnitten. (B) Bild eines O-Rings. (C) Jede O-Ring-Seite wird mit einem 8-0 durchstochen Prolenfaden. (D) O-Ring mit zwei Fäden durchbohrt. (E) Die Fäden einer Ringseite des O-Rings werden durch das Loch der Ligationshilfe gezogen. (F) Endlage vor der Platzierung: Die Fäden der einen Seite werden durch das Loch der Ligaturhilfe gelegt, während die Fäden der anderen Seite locker gehalten werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
3. Prämedikation der Mäuse und Vorbereitung des Operationsfeldes
- Um während der Operation eine ausreichende Analgesie zu erhalten, injizieren Sie das Analgetikum Buprenorphin (0,1 mg/kg, siehe Materialtabelle) intraperitoneal 20 min vor Beginn der Operation.
HINWEIS: Für die vorliegende Studie wurde das Schmerzmittel nach den Empfehlungen der Gesellschaft für Versuchstierkunde (GV-SOLAS) eingesetzt. - Nach der Prämedikation betäuben Sie die Maus in einer Induktionskammer mit 2% -4% Isofluran, gemischt mit 0,5-1,0 l / min 100%O2.
- Rasieren Sie das Fell auf der linken Thoraxseite der sedierten Maus. Nach der Rasur bringen Sie die Maus zurück in die mit Isofluran gefüllte Kammer und warten Sie auf eine ausreichende Sedierung, bevor Sie das Tier intubieren.
HINWEIS: Der richtige Zeitpunkt der Sedierung zeigt langsames Atmen, vermeidet aber eine schnelle Atmung. Abhängig von der Einstellung des Isoflurangases dauert es 2-3 Minuten, um den richtigen Sedierungsgrad zu erreichen. - Schalten Sie das Heizkissen vor der Operation ein, um die Körpertemperatur des Tieres (37 °C) zu halten. Schließen Sie das Heizkissen an eine rektale Sonde an (siehe Materialtabelle), um die Körpertemperatur der Maus automatisch zu halten.
4. Intubation der Mäuse
- Bereiten Sie die erforderlichen Instrumente vor (Abbildung 2A). Desinfizieren Sie das Laryngoskop vor der Operation, indem Sie es für ca. 1-3 Minuten in Alkohol legen und dann über Nacht zum Trocknen aufbewahren.
- Spannen Sie ein Gummiband um das Heizkissen, um die Maus mit den Frontzähnen auf der Platte zu fixieren. Legen Sie die sedierte Maus in Rückenlage auf das Heizkissen.
- Legen Sie das Gummiband über die Vorderzähne des Tieres, um den Hals auf der Platte zu verlängern.
- Fokussieren Sie eine Lichtquelle auf den Hals, um die Öffnung der Luftröhre für die endotracheale Intubation gut sichtbar zu machen (Abbildung 2B).
- Öffnen Sie den Mund vorsichtig, indem Sie mit einer Hand eine Intubationshilfe (handgefertigtes Laryngoskop, siehe Materialtabelle) positionieren (Abbildung 2A[3]).
- Bewegen Sie mit der anderen Hand und einer kleinen Pinzette vorsichtig die Zunge, um die Öffnung der Luftröhre freizumachen.
- Verwenden Sie diese Hand auch, um den Endotrachealtubus in die Luftröhre einzuführen. Auf der anderen Seite halten Sie noch die Intubationshilfe. Verwenden Sie zur Intubation eine 22-G-Kanüle (siehe Materialtabelle) (Abbildung 2A[1]).
- Verbinden Sie die Position des Endotrachealtubus über einen Drei-Wege-Absperrhahn mit einem Beatmungsgerät (siehe Materialtabelle), damit Mäuse die korrekte Position des Endotrachealtubus bestätigen können.
- Überwachen Sie die richtige Belüftung gemäß den Anweisungen des Herstellers (Tidalvolumen von 200 μL und Atemfrequenz zwischen 100-150 Atemzügen/min) (Abbildung 2C).
- Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch eine Zehenklemmreflexkontrolle (keine Reflexreaktion).
- Drehen Sie die Anästhesieeinstellung auf 2% Isofluran gemischt mit 0,5-1,0 l / min 100%O2.
- Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Operation zu vermeiden.
- Desinfizieren Sie den Operationsbereich mit einem Wattestäbchen 3 Mal mit einer handelsüblichen Desinfektionslösung (siehe Materialtabelle).
Abbildung 2: Intubation der Maus. (A) Intubationsinstrumente: (1) Eine 22 G i.v. Kanüle wird als Endotrachealtubus (ohne Mandarine) verwendet; (2) Pinzette; (3) Handgefertigtes Laryngoskop (deformierte / abgeflachte Kanüle, die mit Holzstiften und Klebeband verklebt ist). (B) Intubation auf dem positionierten Heizkissen. (C) Intubierte Maus, die an ein Beatmungsgerät angeschlossen ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
5. Operation und Vorbereitung der Ringpositionierung
HINWEIS: Verwenden Sie sterile Materialien und Instrumente, um Infektionen zu vermeiden.
- Verwenden Sie eine Schere, um einen 0,5-1 cm langen Hautschnitt in der Mitte einer Linie zwischen dem Xyphoidfortsatz und der linken Achselhöhle zu machen. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Muskelschicht von den darunter liegenden Rippen zu trennen, und legen Sie zwei Retraktoren (5 mm lang, siehe Materialtabelle) in den Einschnitt, um den Brustkorb freizulegen.
- Um die linke Thorakotomie zu beginnen, führen Sie einen kleinen Schnitt (~ 1-2 mm) in den Interkostalmuskeln zwischen der zweiten und dritten Rippe mit einer Mikrofederschere durch. Öffnen Sie die Brusthöhle und spreizen Sie den Schnitt mit einer um 45° abgewinkelten Pinzette.
- Platzieren Sie drei Brustretraktoren (1,0-2,5 mm Länge) in den Einschnitt, um die Brusthöhle zu öffnen, um die Visualisierung zu verbessern.
- Um den Aortenbogen freizulegen, versuchen Sie, den Thymus und das Fettgewebe mit einer feinen 45° abgewinkelten Pinzette anzuheben und vorsichtig vom Bogen zu trennen.
6. Ligatur der Queraorta mit dem O-Ring
- Belichten Sie den Aortenbogen mit einer 45° abgewinkelten Pinzette in einer Hand. Positionieren Sie mit der anderen Hand den O-Ring, der über die Fäden einer Seite mit der Ligaturhilfe verbunden ist (Schritt 2).
- Führen Sie die Fäden mit der Ligaturhilfe unter dem Aortenbogen von der kaudalen Seite zur kranialen Seite der Queraorta zwischen den brachiozephalen und der linken gemeinsamen Halsschlagadern (Abbildung 3A).
- Nehmen Sie beide Fäden zwischen der Ligaturhilfe und dem Aortenbogen mit der Pinzette vorsichtig ein. Ziehen Sie die Ligaturhilfe zurück, entfernen Sie sie, und positionieren Sie den O-Ring vorsichtig um den Bogen, indem Sie die Fäden auf jeder Seite ziehen (Abbildung 3B).
- Nach erfolgreicher Positionierung fixieren Sie den O-Ring mit den Gewinden und einem chirurgischen Knoten. Machen Sie einen zusätzlichen, um zu vermeiden, dass sich der Knoten auf jeder Seite öffnet (Abbildung 3C).
Abbildung 3: Durchführung der O-Ring-Implantation . (A) Der Aortenbogen wird von drei Retraktoren von 1,0-2,5 mm freigelegt. Beide langen Fäden einer Ringseite werden unter der Aorta geführt. (B) Der O-Ring wird durch leichtes Drücken des Rings und Ziehen der Gewinde platziert. (C) Der O-Ring ist in der richtigen Position, und ein Schädelfaden ist mit Schwanzfaden auf jeder Seite verknotet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
7. Naht und postoperative Erholung
- Entfernen Sie die drei Brustretraktoren (2,5 mm Länge) aus dem Einschnitt.
- Beseitigen Sie bei Bedarf die Restluft aus dem Thorax, indem Sie ihn mit einer warmen 0,9% igen isotonischen Salzlösung füllen.
- Um den Thoraxschnitt für die Naht freizulegen, nehmen Sie erneut zwei Retraktoren (5 mm Länge), um die Haut an der Seite zu halten.
- Schließen Sie den Thorax mit zwei oder drei 6-0 nicht resorbierbaren Nähten (siehe Materialtabelle) und kneifen Sie den Abfluss des Beatmungsgeräts für 2 s ab, um die Lunge wieder aufzublasen.
- Entfernen Sie die beiden Retraktoren und schließen Sie die Haut mit drei bis fünf 4-0-resorbierbaren Nähten.
- Schalten Sie Isofluran aus und überwachen Sie. Wenn das Tier anfängt, sich selbst zu atmen, bewegen sich die Schnurrhaare und die Zehenklemmreflexe können ausgelöst werden, die Maus extubieren. Legen Sie die Maus auf die linke Seite unter die Wärmelampe in ihrer Pflegeeinheit und beobachten Sie sie, bis sie vollständig wach ist.
- Lassen Sie ein Tier nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder ausreichend zu Bewusstsein gekommen ist.
HINWEIS: Ein Tier, das operiert wurde, sollte eine eigene Pflegeeinheit (Käfig) für eine bessere Genesung erhalten. - Führen Sie die Schmerzbehandlung mit Tramadol (1 mg/ml) im Trinkwasser für 7 Tage und Buprenorphin (0,1 mg/kg, 3x täglich) durch intraperitoneale Injektion für 3 Tage nach der Operation durch, falls erforderlich.
HINWEIS: Befolgen Sie die Empfehlungen der örtlichen Tierethikkommission für postoperative Analgesie. - Überprüfen Sie die Medikamente, indem Sie die Wasserflaschen täglich wiegen und das Verhalten des Tieres beobachten.
8. Bestätigung der erfolgreichen Einschnürung und richtigen Position des Rings
- Überprüfen Sie die Stenose einen Tag nach der Operation mit Ultraschall, indem Sie die maximale Fließgeschwindigkeit über der Stenose messen.
- Verwenden Sie für Messungen die Echokardiographie mit einem Ultraschallsystem und einer Schallkopfsonde mit einer Frequenz von 30 MHz (siehe Materialtabelle).
- Wie oben beschrieben, halten Sie die Anästhesie mit einer Maske bei 1,5% -2% Isofluran mit 0,5-1,0 l / min von 100%O2 aufrecht.
- Legen Sie das betäubte Tier in Rückenlage auf das Heizkissen. Verbinden Sie das Heizkissen mit einer rektalen Sonde, um die Körpertemperatur auf 37 °C ± 1 °C zu halten, und überwachen Sie die Herzfrequenz mit einem EKG mit vier Mauspfotensensoren (siehe Materialtabelle).
- Verwenden Sie zur besseren Visualisierung eine Enthaarungscreme.
- Ein erfolgreich durchgeführtes ORAB führt zu einer erhöhten Strömungsgeschwindigkeit über der Stenose, gemessen durch Ultraschall (~2.400 mm/s) (Abbildung 4C). Für diese Messung positionieren Sie den Schallkopf parasternal auf der rechten Thoraxseite, um den Aortenbogen durch zweidimensionale (2D) Bildgebung ("B-Mode") zu lokalisieren.
- Verwenden Sie den Farbdoppler, um den Blutfluss in der Aorta zu visualisieren und messen Sie mit der gepulsten Welle Doppler die Blutflussgeschwindigkeit über die Stenose.
HINWEIS: Sham-operierte Mäuse (Kontrolloperation ohne Verengung) zeigen eine Blutflussgeschwindigkeit von ~600-900 mm/s. Darüber hinaus führt ein erfolgreiches ORAB auch zu einem erhöhten Geschwindigkeitsflussverhältnis zwischen der rechten Halsschlagader (~150 mm/s) (RC, Abbildung 4A) und der linken Halsschlagader (~300 mm/s) LC, Abbildung 4B) in der Maus.
- Verwenden Sie den Farbdoppler, um den Blutfluss in der Aorta zu visualisieren und messen Sie mit der gepulsten Welle Doppler die Blutflussgeschwindigkeit über die Stenose.
- Visualisieren Sie die rechte und linke Arteria carotis interna durch zweidimensionale (2D) Bildgebung (B-Modus). Positionieren Sie den Schallkopf horizontal auf der linken und rechten Seite des Halses in einem Winkel von 45° und verwenden Sie den gepulsten Wellendoppler, um die Blutflussgeschwindigkeit zu bestimmen.
HINWEIS: Bei scheinoperierten Mäusen ist der Geschwindigkeitsfluss in beiden Arterien ähnlich.
Abbildung 4: Bestätigung der transversalen Aortenligatur mittels Pulswellen-Dopplergeschwindigkeitsmessung in den Halsschlagadern . (A) Repräsentative gepulste Wellen-Dopplergeschwindigkeitssignale der rechten Halsschlagader. (B) Die Stenose führt zu einer höheren Strömungsgeschwindigkeit in der rechten Halsschlagader als in der linken. (C) Die durch Verengung induzierte Stenose führt zu einer Strömungsgeschwindigkeit in der absteigenden Aorta von mehr als 2.400 mm/s. Scheinmäuse zeigen eine Strömungsgeschwindigkeit von 600-900 mm/s. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Representative Results
Im Allgemeinen ahmt das Aortenband die menschliche Aortenstenose nach und induziert bei Mäusen eine Herzhypertrophie. Ein erfolgreicher Eingriff zeichnet sich durch einen Umbau des Herzgewebes aus, der sich in einer Herzhypertrophie und einer verminderten Herzfunktion widerspiegelt 5,6.
Direkt 1 Tag nach der Operation kann die Wirkung der O-Ring-Verengung der Queraorta in vivo mittels Echokardiographie13 bestimmt werden. Die erfolgreiche Induktion der Aortenstenose zeigt sich durch eine erhöhte Blutflussgeschwindigkeit über die Stenose in der Aorta, gemessen durch gepulsten Doppler-Ultraschall (Abbildung 4C). Zusätzlich bestimmen wir, wie oben beschrieben, das Blutflussgeschwindigkeitsverhältnis zwischen den rechten und linken inneren Halsschlagadern als funktionellen Marker von ORAB (Abbildung 4A,B).
Zwei Wochen nach Platzierung des 0,4 mm O-Rings kann die erfolgreiche Induktion der Herzhypertrophie durch Echokardiographie festgestellt werden. Der zweidimensionale (2D) Zeit-Bewegungs-Modus (M-Modus) zeigt die visualisierten Herzstrukturen an, wie sie sich im Laufe des Herzzyklus verändern. Zwei Wochen nach der Operation können erhöhte Durchmesser der linken Ventrikel (LV) der hinteren Wand (LVPW) und des interventrikulären Septums (IVS) in der Diastole beobachtet werden (Abbildung 5B). Zusätzlich kann eine fortschreitende Verschlechterung der Herzfunktion durch Messung einer verminderten linksventrikulären Ejektionsfraktion (LVEF) dokumentiert werden.
Abbildung 5: Bestätigung der induzierten Herzhypertrophie nach 2 Wochen nach der Operation durch Echokardiographie . (A) Repräsentatives M-Mode-Bild einer scheinoperierten Maus 2 Wochen nach der Operation. (B) M-Mode-Bildgebung einer ORAB-operierten Maus 2 Wochen nach der Operation mit erhöhtem Durchmesser der linken ventrikulären Hinterwand (LVPW) und des interventrikulären Septums (IVS) in der Diastole. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Faden-/Naht-basiertes Aortenband wird seit vielen Jahren verwendet, um eine Drucküberlastung der Herzhypertrophie bei Mäusen zu induzieren. Es ist eine etablierte Methode, um die Pathomechanismen des kardialen Umbaus und des Krankheitsverlaufs in vivo zu untersuchen. Die Einschränkungen sind die relativ hohe Varianz im Stenosengrad und folglich der Umbau. Die kürzlich eingeführte ORAB-Technik, die erstmals von Melleby et al.10 beschrieben wurde, optimiert die herkömmliche Methode durch die Verwendung eines Gummi-O-Rings.
Der wertvollste Vorteil dieser Technik ist der feste Durchmesser des O-Rings, der zu einer geringeren Variabilität des Grades der Stenose und folglich zu reproduzierbaren Phänotypen der Herzhypertrophie nach der Operation führt. Ein weiterer Vorteil ist das schnellere Lernen und die einfachere Platzierung in dieser Methode. Mit dem Faden-/Naht-basierten Prozess erfordert das Finden des richtigen Grades der Ligatur um die Aorta in der Regel Zeit und Erfahrung. Im Gegensatz dazu ist dies beim O-Ring-Ansatz wegen des festen Durchmessers oder des O-Rings nicht in gleichem Maße notwendig.
Die Operation des offenen Brustkorbs ist ein kritischer Punkt in der ORAB-Technik, die für das Tier schmerzhaft ist, aber für die O-Ring-Ligatur notwendig ist. Um eine bessere Genesung zu erreichen und das Auftreten von Atelektase zu vermeiden, ist es wichtig, Lungenverletzungen vorzubeugen und die Beatmung durch das Beatmungsgerät zu überwachen. Für die faden-/nahtbasierte Methode besteht die Möglichkeit einer minimalinvasiven Technik. Bei diesem Verfahren wird das Gewebe nur mit einer Pinzette verteilt, um den Faden um die Aorta 7,13 zu legen. Der Nachteil dieses Verfahrens ist jedoch immer noch die mögliche Verletzung der Aorta durch die Ligatur.
Kürzlich berichteten Nakao et al.9 über eine ähnliche Technik wie der ORAB-Ansatz. Die sogenannte O-Ring-induzierte transversale Aortenkonstriktion (OTAC) wird mit einer Mini-Stereotomie ohne Intubation durchgeführt. Ähnlich wie in der vorliegenden Studie zeigen die Ergebnisse eine hohe Reproduzierbarkeit. Die Sternotomie bei Mäusen könnte jedoch für Tiere schmerzhafter sein als das Verteilen des Gewebes mit Retraktoren.
Die einzigartige ORAB-Technik ist eine Verbesserung der Faden-/Naht-basierten Technik. Mit dem festen Durchmesser des O-Rings ist die Variabilität der Stenose und der nachfolgenden Herzhypertrophie geringer, was zu reproduzierbaren Ergebnissen führt. Darüber hinaus erfordert das Training in dem Verfahren weniger Mäuse. Die niedrige Sterblichkeitsrate dieser Methode deutet darauf hin, dass sie eine potenziell bessere Alternative zum Faden-/Naht-TAC-Modell darstellt.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) an L.L., N.F. und O.J.M. (IVOLADMT-HF; FKZ 01KC2006A).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 x long Fixators, 6 cm | 18200-01 | ||
| 2 x Blunt Retractors, 5 mm wide | 18200-11 | ||
| 2 x Short Fixators, 3 cm | 18200-02 | ||
| 2 x fine tip 45° angled forceps | FST (fine sience tools) | 11160-10 | |
| 3 x Blunt Retractors, 2.5 mm wide | 18200-10 | ||
| 3 x Retractor Wires | 18200-05 | ||
| 4-0 absorbable suture (Vicryl) | ETHICON | SABBKLT0 | Used to suture skin |
| 6-0 suture (Prolene), needle size:13 mm | ETHICON | JDP879 | Used to suture chest muscle |
| 8-0 suture (Prolene), needle size: 6.5 mm | ETHICON | RHBECH | Used to fast the Ring |
| Anesthetizing Box, Small | Havard apparatus | 50-0108 | |
| C57BL/6N mice | Charles River | ||
| Fluosorber Activated Charcoal Filter Canister | Havard apparatus | 34-0415 | Used to induce and maintain anesthesia |
| Handmade laryngsopcope | Intubationshelp | ||
| Harvard Apparatus Anesthetic Vaporizer | Havard apparatus | Used to induce and maintain anesthesia | |
| Heating pad + rectal probe (LSI Letica Scientific Instruments:Temperature control unit HB 101/2 ) | Panlab/ Havard apparatus | Used to control and maintain body temperature | |
| i.v. cannula blue 22-gauge (Vasofix Braunüle 0.9 x 25 mm) | B/Braunsharing Expertise | 4268091B | intubation |
| isofluran | Baxter | Anesthesia | |
| Kodan (betadine solution) | Schülke | 20003960-A | Desinfection |
| ligation aid | FST (fine sience tools) | 18062-12 | Used to perform liagtion with O-ring |
| Microscope Lighting: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ controller) | SCHOTT | Ligth | |
| Microscope camera (Leica IC80 HD) | Leica | Used for visualiation operating field | |
| MiniVac Complete Anesthesia Systems for small rodents | Havard apparatus | 75-0233 | Used to induce and maintain anesthesia |
| Mouse Ventilator MiniVent Type 845 | Havard Apparatus | 73-0044 | Used to ventilation during surgery |
| Needle holder | FST (fine sience tools) | TE-10804 | |
| O-ring, non-slip rubber (0.0018 mm x 0.020 mm) | Apple Rubber Products | Liagtion of the aortic arch | |
| Scissors | FST (fine sience tools) | 14040-09 | Used to cut the skin and threads |
| Small Animal Retraction System (Kit for Animals up to 200 g) | FST (fine sience tools) | 18200-20 | |
| Small Base Plate, 20 x 30 cm | 18200-03 | ||
| Table intgerated with heating pad + rectal probe + ECG and transducer tripod | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Echocardiography | |
| Temgesic (Buprenorphin) | Indivior UK Limited | 997.00.00 | Pain pre-medication |
| three-way stop cock (blue) | |||
| Tramal (Tamadol) | Grünental | Pain post-medication | |
| transducer probe MS400 (Visual Sonics) | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Echocardiography | |
| Ultrasound system with cardioligy package | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Echocardiography | |
| Vannas Spring Scissors - 2.5 mm Cutting Edge | FST (fine sience tools) | 15000-08 | Used to cut intercostal chest muscle |
| vet ointment | Bepanten | Used to prevent eyes from drying out |
References
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