Name: Gentransfer in Hühnerembryonen durch Ältere Ex ovo Die Elektroporation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-27T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 10 s
Description: Erfahren Sie Gentransfer in ältere Hühnerembryonen mittels Ex ovo-Elektroporation zur Untersuchung von Genfunktionen in späteren Entwicklungsstadien. Diese Methode ermöglicht effiziente Genexpression und Regulation.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft (; LU1455/1-1 DFG) gefördert.

1. Ex ovo Kultur <ol><li> Frische befruchtete Eier werden auf ihrer langen Seite in einem Zwangs-Entwurf Inkubator (BSS160, Ehret, Deutschland) bei 37,5 ° C mit 60% Luftfeuchtigkeit für die Inkubation gelegt. Eier bei 12 ° C für länger als eine Woche gelagert sollten nicht verwendet werden. </li><li> Nach einer Inkubationszeit von 2,5 Tage (ca. Stadium HH17), nehmen Sie die Eier und beschriften Sie die oben mit einem Bleistift die Richtung für das Knacken geben. </li><li> Vor dem Brechen, gießen Sie etwa 20 ml sterilem destilliertem Wasser in einem sauberen großen Petrischale (Durchmesser von 145 mm; Greiner Bio-One GmbH, Deutschland). </li><li> Legen Sie einen weiteren kleinen sterilen Petrischale (Durchmesser 94 mm; Greiner Bio-One GmbH) in die große Petrischale. </li><li> Die Eier auf dem Boden gegen scharfe Kanten, öffnen Sie vorsichtig die Eier und den gesamten Inhalt der einzelnen Eier in den kleinen Petrischale. </li><li> Decken Sie die große Petrischale mit einem Deckel und steckte es in einen anderen Inkubator (BINDER GmbH, Tuttlinge, Deutschland)für die weitere Kultur bei 37,5 ° C mit etwa 60% Luftfeuchtigkeit. Nach der Inkubation für die gewünschte Anzahl von Tagen, können die Embryonen für die Elektroporation verwendet werden. </li></ol> 2. Vorbereitung für die ex ovo Elektroporation <ol><li> Ziehen von Glaskapillaren mit einer Mikroelektrode Abzieher (PUL-100 Feinpipettenziehvorrichtung, World Precision Instruments, Berlin, Deutschland) mit Glasröhren von 1,0 mm Durchmesser (TW100F-4; World Precision Instruments) und brechen Sie die Spitze der Glaskapillare in eine geeignete Durchmesser. </li><li> Einrichten geeigneter Parameter (dh unterschiedliche Spannungen für die verschiedenen Gewebe und hat eine Größe von Embryonen) zur Elektroporation und eine Verbindung Elektroden mit einer Elektroporator (CUY21-Korrektur, Nepa Gene, Chiba, Japan) gemäß dem Zielgewebe und eine Größe von Embryonen. </li><li> Vorbereiten einer Lösung, die Plasmid pCAGGS Plasmide in Vektor, der ein Zielgen, zB cadherin7 (Cad7; pCAGGS-Cad7 mit einer Konzentration von 2,0 ug / ul) und ein Markergen,z. B. grün fluoreszierendes Protein (GFP; pCAGGS-GFP mit einer Konzentration von 0,25 ug / ul). Fügen Fast Green mit einer Endkonzentration von 0,1% (Sigma)-Lösung, um das Plasmid mit der grünen Farbe zu markieren. </li><li> Laden Sie die Glaskapillare mit dem Plasmid-Lösung mit einer Pipette Mund. </li></ol> 3. Gentransfer in Huhn Tectum opticum von ex ovo Elektroporation <ol><li> Nach ex ovo Kultur, zB durch Inkubation Tag (E) 6 werden die Hühnerembryonen für ex ovo Elektroporation verwendet. </li><li> Reißen Sie die Vitellin und Amnion-Membranen über die optische Tectum mit feinen Pinzetten und 3 Tropfen steriler 0,9% Natriumchlorid-Lösung auf der Oberfläche des Tectum. </li><li> Injizieren der Plasmid-Lösung in den Hohlraum des Tectum durch Glaskapillare mit dem Mund Pipette. </li><li> Platzieren Sie die Elektroden mit einem Wolfram-Nadel Kathode und einer Anode Rechteck Platte (CUY 661-3x7, Nepa Gene) neben dem Tectum undunmittelbar gelten elektrischen Impulsen (sechs Impulse, 25 V, 60 ms Impulslänge, 100 ms Intervallen in jedem Fall) durch die Elektroporator der Tectum hergestellt. </li><li> Decken Sie die große Petrischale mit dem Deckel und senden Sie es in den Inkubator. Nach Inkubation für geeignete Tagen (z. B. 2 oder 3 Tage nach der Elektroporation) werden die Tectum gesammelt und für die Immunfärbung (Abbildung 1) und biologische Detektion befestigt. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse Erfolgreiche Überexpression der exogenen Proteine ​​Cad7 und GFP durch ex ovo Elektroporation ist in Abbildung 1 als Beispiel gezeigt. Wenn Cad7 Plasmid zusammen mit GFP-Plasmid in die Tectum war bei E6 elektroporiert, zwei oder drei Tage nach der Elektroporation wurden die Embryonen wurden und fixiert. Bei E8 wird das GFP-Protein stark im Tectum in whole mount Bilder (Abbildung 1a-c) zum Ausdruck gebracht. Ferner wird in den Abschnitten des Tectum bei E9,GFP-Protein (grün in 1D) und Cad7 Protein (rot in 1E) sind coexprimierten (gelb in 1F), was darauf hindeutet, dass ex ovo Elektroporation ein erfolgreiches Verfahren für den Gentransfer in den älteren Hühnerembryonen in vivo ist. <img src="/files/ftp_upload/4078/4078fig1.jpg" alt="1"/> 1. Wenn die Plasmide GFP-codierende und Cad7 in die Hühner Tectum sind bei E6 cotransfiziert, zwei oder drei Tage nach ex ovo Elektroporation wird GFP-Protein (grün) stark exprimiert, wie in wholemount Bilder (AC) bei E8 gezeigt. In den Abschnitten des Tectum bei E9, sind GFP-Protein (grün in D) und Cad7 Protein (rot E) coexprimierten (gelb F). BF, Hellfeldbild. Maßstabsbalken: 200 um in A für AC; 100 um in D für DF.

<ol><li>Momose, T., Tonegawa, A., Takeuchi, J., Ogawa, H., Umesono, K., Yasuda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+targeting+of+gene+expression+in+chick+embryos+by+microelectroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Growth+Differ%22%5BJournal%5D)">Efficient targeting of gene expression in chick embryos by microelectroporation.</a> Dev. Growth Differ. 41, 335-344 (1999).</li>
<li>Luo, J., Ju, M. J., Lin, J., Yan, X., Markus, A., Mix, E., Rolfs, A., Redies, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cadherin-20+expression+by+motor+neurons+is+regulated+by+Sonic+hedgehog+during+spinal+cord+development%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroReport%22%5BJournal%5D)">Cadherin-20 expression by motor neurons is regulated by Sonic hedgehog during spinal cord development.</a> NeuroReport. 20, 365-370 (2009).</li>
<li>Luo, J., Ju, M. J., Redies, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regionalized+cadherin-7+expression+by+radial+glia+is+regulated+by+Shh+and+Pax7+during+chicken+spinal+cord+development%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Regionalized cadherin-7 expression by radial glia is regulated by Shh and Pax7 during chicken spinal cord development.</a> Neuroscience. 142, 1133-1143 (2006).</li>
<li>Nakamura, H., Katahira, T., Sato, T., Watanabe, Y., Funahashi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gain-+and+loss-of-function+in+chick+embryos+by+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Mech.+Dev%22%5BJournal%5D)">Gain- and loss-of-function in chick embryos by electroporation.</a> Mech. Dev. 121, 1137-1143 (2004).</li>
<li>Dai, F., Yusuf, F., Farjah, G. H., Brand-Saberi, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNAi-induced+targeted+silencing+of+developmental+control+genes+during+chicken+embryogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">RNAi-induced targeted silencing of developmental control genes during chicken embryogenesis.</a> Dev. Biol. 258, 80-90 (2005).</li>
<li>Rao, M., Baraban, J. H., Rajaii, F., Sockanathan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+comparative+study+of+RNAi+methodologies+by+in+ovo+electroporation+in+the+chick+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">In vivo comparative study of RNAi methodologies by in ovo electroporation in the chick embryo.</a> Dev. Dyn. 231, 592-600 (2004).</li>
<li>Kos, R., Tucker, R. P., Hall, R., Duong, T. D., Erickson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+introducing+morpholinos+into+the+chicken+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Methods for introducing morpholinos into the chicken embryo.</a> Dev. Dyn. 226, 470-477 (2003).</li>
<li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Morphol%22%5BJournal%5D)">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> J. Morphol. 88, 49-92 (1951).</li>
<li>Auerbach, R., Kubai, L., Knighton, D., Folkman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+procedure+for+the+long-term+cultivation+of+chicken+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">A simple procedure for the long-term cultivation of chicken embryos.</a> Dev. Biol. 10, 391-394 (1974).</li>
<li>Luo, J., Treubert-Zimmermann, U., Redies, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cadherins+guide+migrating+Purkinje+cells+to+specific+parasagittal+domains+during+cerebellar+development%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cadherins guide migrating Purkinje cells to specific parasagittal domains during cerebellar development.</a> Mol. Cell. Neurosci. 25, 138-152 (2004).</li>
<li>Luo, J., Redies, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+ovo+electroporation+for+gene+transfer+into+older+chicken+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Ex ovo electroporation for gene transfer into older chicken embryos.</a> Dev. Dyn. 233, 1470-1477 (2005).</li>
<li>Treubert-Zimmermann, U., Heyers, D., Redies, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+axons+to+specific+fiber+tracts+in+vivo+by+altering+cadherin+expression%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Targeting axons to specific fiber tracts in vivo by altering cadherin expression.</a> J. Neurosci. 22, 7617-7626 (2002).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Dieses Protokoll stellt einen Leitfaden für den Gentransfer in älteren Hühnerembryonen (z. B. in das Tectum opticum bei E6) von ex ovo Elektroporation. Diese Methode erweitert die Verwendung von Elektroporation, um älteren Hühnerembryonen und kann leicht an vielen Labors zur Untersuchung von Genfunktionen in vivo in späteren Stadien angewendet. Embryonen aus der E4 bis E7 zumindest kann erfolgreich mit dieser Methode elektroporiert werden, und die Embryonen können elektroporierte Überleben sein, bis E1...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Zahl </td></tr><tr><td> Electroporator </td><td> Nepa Gene, Japan </td><td> CUY21-Edit </td></tr><tr><td> Elektroden </td><td> Nepa Gene, Japan </td><td> CUY661-3x7 </td></tr><tr><td> Egg Brutkasten </td><td> Ehret, Deutschland </td><td> BSS160 </td></tr><tr><td> Embryo Inkubator </td><td> BINDER GmbH, Deutschland </td><td></td></tr><tr><td> Fluoreszenzmikroskop </td><td> Keyence, Deutschland GmbH </td><td> BZ-8000 </td></tr><tr><td> Petrischale </td><td> Greiner Bio-One GmbH, Deutschland </td><td></td></tr><tr><td> Mikroelektroden-Abzieher </td><td> World Precision Instruments, Deutschland </td><td> PUL-100 </td></tr></tbody></table>

gentransfer in hühnerembryonen durch Ältere<em&gt; ex ovo</em&gt; die elektroporation

Gene Transfer into Older Chicken Embryos by ex ovo Electroporation

Der Hühnerembryo bietet ein exzellentes Modellsystem zur Untersuchung von Gen-Funktion und Regulation während der embryonalen Entwicklung. In ovo Elektroporation ist eine leistungsfähige Methode, um Over-Express exogenen Genen oder unten zu regulieren endogene Gene in vivo in Hühnerembryonen 1. Unterschiedliche Strukturen wie DNA-Plasmide kodierenden Gene 2-4, small interfering RNA (siRNA) Plasmide 5, kleine synthetische RNA Oligos 6 und 7 Morpholino Antisense-Oligonukleotide können problemlos in Hühnerembryonen werden durch Elektroporation transfiziert. Allerdings ist die Anwendung der in-ovo-Elektroporation von Embryonen in frühen Stadien Inkubation (jünger als Bühne HH20 - nach Hamburg und Hamilton) beschränkt 8 und gibt es einige Nachteile für die Anwendung in Embryonen in späteren Stadien (älter als Stadium HH22 - rund 3,5 Tag der Entwicklung). Zum Beispiel ist die Vitellin-Membran in einem späteren Stadium USUVerbündete hielt sich an die Membran shall und Öffnen eines Fensters in der Schale verursacht Bruch der Gefäße, was zu dem Tod der Embryonen; älteren Embryonen werden durch Dottergang und Allantois-Gefäße, in denen es schwierig ist, zugreifen und sie manipulieren die Embryonen fallen; älteren Embryonen bewegen kräftig und es ist schwierig, die Orientierung durch eine relativ kleine Fenster in der Schale zu kontrollieren. In diesem Protokoll zeigen wir eine ex ovo Elektroporation Methode für den Gentransfer in Hühnerembryonen in späten Stadien (älter als Stadium HH22). Für ex ovo Elektroporation werden Embryonen in Petrischalen kultiviert und 9 die Vitellin und Allantois-Gefässe sind weit verbreitet. Unter diesen Bedingungen werden die älteren Hühnerembryonen leicht zugänglich und manipulierbar. Daher überwindet dieses Verfahren die Nachteile der in-ovo-Elektroporation, die auf die älteren Hühnerembryonen. Mit dieser Methode können Plasmide leicht in verschiedenen Teilen transfiziert werdender älteren Hühnerembryonen 12.10.

Verfahren zum Gentransfer in Hühnerembryos in späteren Stufen der Inkubation (älter als Hamburger und Hamilton Stufe (HH) 22) beschrieben. Dieses Verfahren überwindet die Nachteile der<em&gt; In-ovo-</em&gt; Elektroporation angewendet, um älteren Hühnerembryonen und ist eine nützliche Technik, um Gen-Funktion und Regulation bei älteren Entwicklungsstadien zu studieren.

Gentransfer in Hühnerembryonen durch Ältere<em&gt; Ex ovo</em&gt; Die Elektroporation

Das Hühnerembryo stellt ein hervorragendes Modellsystem zur Untersuchung der Genfunktion und -regulation während der embryonalen Entwicklung dar. Die In-ovo-Elektroporation ist ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine Genübertragung in ältere Hühnerembryonen in vivo durchzuführen, um die Genfunktion und -regulation in fortgeschrittenen Entwicklungsstadien zu untersuchen. Dies wird erreicht, indem zunächst ein Ei nach etwa 2,5 Tagen Inkubation geöffnet und das gesamte Embryo in ein Petrischalen-System übertragen wird. Der zweite Schritt besteht darin, das Plasmid, das das Gen von Interesse kodiert, in den geeigneten Bereich des Embryos zu injizieren.Nach der Injektion des Plasmids Elektroden neben das Embryo legen und eine X-ovo-Elektroporation durchführen, ist der letzte Schritt das Sammeln der elektroporierten Embryonen zur Analyse. Abschließend wird die Immunhistochemie verwendet, um die Expression der übertragenen Gene im Embryo nachzuweisen. Heute zeigen wir Ihnen, wie man die X-ova-Elektroporation mit Hühner-BULs durchführt.Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass X gegenüber der Elektroporation die Probleme der Elektroporation bei der Genübertragung in älteren Hühnerembryonen überwinden kann. Für eine erfolgreiche X-ovo-Kultur von Hühnerembryonen ist die Verwendung frischer befruchteter Eier erforderlich. Verwenden Sie keine Eier, die länger als eine Woche bei 12 Grad Celsius gelagert wurden. Legen Sie die Eier nach einer Inkubation von 2,5 Tagen in einem Umluftinkubator bei 37,5 Grad Celsius mit 60 % Luftfeuchtigkeit auf ihre lange Seite. Wenn sich die Embryonen im Hamburger- und Hamilton-Entwicklungsstadium 17 befinden, nehmen Sie die Eier aus dem Inkubator.Beschriften Sie die Oberseite jedes Eies mit einem Bleistift, um die Bruchrichtung für jedes Ei anzugeben. Gießen Sie etwa 20 Milliliter sterilem destilliertem Wasser in eine saubere, große Petrischale mit einem Durchmesser von 145 Millimetern. Stellen Sie eine kleine sterile Petrischale mit einem Durchmesser von 94 Millimetern in die große Petrischale.Nächster Schritt: Schlagen Sie jedes Ei am Boden gegen eine scharfe Metallkante. Öffnen Sie das Ei vorsichtig und überführen Sie den gesamten Inhalt in die kleine Petrischale. Um die gute Qualität des Embryos sicherzustellen, sollte der gesamte Inhalt des Eis in einem normalerweise runden Form in einem Petrischalen-System aufbewahrt werden, ohne die Vilinmembran zu verletzen.Nachdem der Inhalt jedes Eies in die kleine Schale überführt wurde, bedecken Sie die große Schale mit einem Deckel. Stellen Sie die Petrischalen-Systeme vor der ex ovo-Elektroporation in einen weiteren Inkubator zur weiteren Kultivierung bei 37,5 Grad Celsius mit einer Luftfeuchtigkeit von etwa 60 %. Verwenden Sie eine Mikroelektrodenziehvorrichtung, um Glaskapillaren aus Glasröhrchen mit einem Durchmesser von 1,0 Millimeter zu ziehen.Zerbrechen Sie die Spitze der Glas-Kapillaren auf einen geeigneten Durchmesser. Stellen Sie anschließend die geeigneten Parameter für die Elektroporation ein, wie beispielsweise unterschiedliche Spannungen für unterschiedliches Gewebe und Embryogrößen. Verbinden Sie die geeigneten Elektroden mit dem Elektroporator entsprechend dem Zielgewebe und der Größe der Embryonen.Stellen Sie eine Plasmidlösung her, die Plasmide enthält, welche ein Zielgen und ein Markergen kodieren. In dieser Demonstration ist Cadherin sieben oder CAD sieben das Zielgen und grünes fluoreszierendes Protein oder GFP das Markergen. Geben Sie Schnellgrün in einer Endkonzentration von 0,1 % hinzu, um die Plasmidlösung grün zu färben.Verwenden Sie abschließend eine Mundpipette, um die Glaskapillare mit der Plasmidlösung zu befüllen. Für die X-ovo-Elektroporation werden Hühnerembryonen aus der X-ovo-Kultur verwendet, die sechs Tage lang inkubiert wurden. Um dieses Verfahren zu beginnen, benutzen Sie feine Pinzette, um die Tylonschicht und das Amnion über dem Opticulobus vorsichtig zu öffnen, und geben Sie drei Tropfen sterile 0,9%ige Natriumchloridlösung auf die Oberfläche des Lobus.Übertragen Sie mithilfe einer Mundpipette die Plasmidlösung aus der Glas-Kapillare in den Hohlraum des Tectums. Bringen Sie die Elektroden – mit einer Wolframelektronen-Kathode und einer rechteckförmigen Platten-Anode – neben dem Tectum an. Wenden Sie unverzüglich elektrische Impulse auf das Tectum an.Decken Sie die große Petrischale mit dem Deckel ab und stellen Sie sie zwei oder drei Tage nach der Elektroporation von Plasmiden, die GFP und CAD7 in den Hühnchentectum am E6 kodieren, wieder in den Inkubator zurück. Der Tectum wird am E8 gesammelt, fixiert und für die Immunfärbung vorbereitet. Die Ergebnisse sind in dieser Abbildung am E8 dargestellt. Das GFP-Protein wird im Tumor stark exprimiert, wie diese Ganzpräparataufnahmen hier zeigen.Panel A zeigt ein Helligfeldbild. Panel B ist ein GFP-Bild und Panel C ist eine Überlagerung. Außerdem werden im Bereich des Tectums bei E9 das GFP-Protein in grün in Panel D und das CAD7-Protein in rot in Panel E dargestellt, wobei ihre gemeinsame Expression durch die gelbe Färbung in Panel F angezeigt wird. Bei korrekter Durchführung liegt die Effizienz der X-ovo-Elektroporation zwischen 60 und 100 %. Diese Ergebnisse legen nahe, dass die X-ovo-Elektroporation eine erfolgreiche Methode für die Genübertragung in ältere Hühnerembryonen in vivo darstellt.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine Genübertragung in ältere Hühnerembryonen durchführt, und viel Erfolg bei Ihrem Experiment.

gene-transfer-into-older-chicken-embryos-by-ex-ovo-electroporation

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Küken in ovo Elektroporation ist eine Technik, die genetische Manipulation der Vogelembryo ermöglicht. Typische Anwendungen für diese Technik sind die funktionelle Analyse von Genen und vermeintlichen Enhancer-Elemente. Dieses Video zeigt Neuralrohr Elektroporation in HH 10 Hühnerembryonen. Injektionstechnik und ordnungsgemäße Eibehandlung werden diskutiert.

In Ovo Electroporations von HH Stage 10 Hühnerembryonen

Das übergeordnete Ziel dieses Videos ist zu zeigen, wie die gezielte Injektion Netzhaut führen...

In ovo Elektroporation in embryonalen Hühnchenretina

Um die Funktion und die Regulation von Genen während der Entwicklung der dopaminergen Neurone im Mittelhirn zu bewerten, beschreiben wir eine Methode, die...

In ovo Elektroporation in Mittelhirn-Küken für Studien über Genfunktion in dopaminergen Neuronen Entwicklung

Embryonale Küken Netzhautzellkulturen stellen wertvolle Werkzeuge für das Studium der Photorezeptorbiologie. Wir haben ein effizientes Gentransfertechnik, die auf ex ovo Elektroporation von Plasmid der Netzhaut vor der Kultur entwickelt. Diese Technik wesentlich erhöht Transfektionseffizienzen über derzeit verfügbaren Protokolle, was die genetische Manipulation möglich für dieses System.

Effizienten Gentransfer in Küken Netzhäute für primäre Zellkulturstudien: Eine Ex-ovo Elektroporation Ansatz

Das Hörorgan vermittelt das Hören. Hier stellen wir eine modifizierte In-Ovo-Mikroelektroporationsmethode vor, die für die Untersuchung der Proliferation und Differenzierung von Vorläuferzellen im sich entwickelnden Hühner-Hörorgan optimiert ist.

Gentransfer in das Huhn Hörorgan von<em&gt; In Ovo</em&gt; Micro-Elektroporation

Auditorische Hirnstamm Neuronen von Vogel und Säugetiere sind spezialisiert auf schnelle neuronale Kodierung, ein grundlegendes Verfahren für normale Hörfunktionen. Diese Neuronen entstehen aus verschiedenen Vorläufern des embryonalen Hinterhirns. Wir präsentieren Techniken, die die Elektroporation verwenden, um Gene im Hirnhirn von Hühnerembryonen zu exprimieren, um die Genfunktion während der auditorischen Entwicklung zu untersuchen.

In Ovo Electroporation im Hühnchen auditorischen Hirnstamm

Wir berichten von der Botal-RNA-Elektroporation (mRNA) als methode, die eine schnelle und effiziente Expression mehrerer Proteine im Wachtel-Embryo-Modellsystem ermöglicht. Diese Methode kann verwendet werden, um Zellen fluoreszierend zu kennzeichnen und ihre In-vivo-Bewegungen durch Zeitraffermikroskopie kurz nach der Elektroporation aufzuzeichnen.

Schnelle und effiziente Expression mehrerer Proteine in Aviären Embryonen mit mRNA-Elektroporation

Hier boten wir eine Methode zur Erreichung einer stabilen Transfektion von Eimeria-Parasiten durch Nukleofektive Sporozoite oder Merozoitder der zweiten Generation. Genetisch veränderte eimerische Parasiten, die heterologe antigene Gene exdrücken, könnten als Impfstoff-Liefervehikel verwendet werden.

Nukleofection und In Vivo Propagation von Hühner Eimeria Parasiten

Das übergeordnete Ziel dieses Papiers ist es, zu beschreiben, wie bei der intrazellulären Injektion von exogenen Materialien in Hühnerembryonen durchgeführt werden kann. Dieser Ansatz ist sehr nützlich, um die Entwicklungsbiologie von Hühnerembryonen zu untersuchen.

In Ovo Intravaskuläre Injektion in Hühnerembryonen

Das Küken ist ein kostengünstiger, zugänglicher und weit verbreiteter Modellorganismus für eine Vielzahl von Studien. Hier wird eine Reihe von Protokollen detailliert beschrieben, um die molekularen Mechanismen zu verstehen, die der Entwicklung und Regeneration des Vogelinnenohrs zugrunde liegen.

In Ovo und Ex Ovo Methoden zur Untersuchung der Entwicklung des Vogelinnenohrs

Erfahren Sie Gentransfer in ältere Hühnerembryonen mittels Ex ovo-Elektroporation zur Untersuchung von Genfunktionen in späteren Entwicklungsstadien. Diese Methode ermöglicht effiziente Genexpression und Regulation.

Gentransfer in Hühnerembryonen durch Ältere

Weitere Videos entdecken