Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

En procedur för kryosektion av dorsalrotsganglioner hos möss

Published: June 9, 2023 doi: 10.3791/65232
Automatic Translation
*1,2, *1, 2,3, 2,4, 2, 1, 2
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco, 3Department of Anesthesiology, Sun Yat-Sen University, 4University of Washington
* These authors contributed equally

Summary

Här presenteras utvecklingen för att konsekvent förvärva högkvalitativa kryostatsektioner för dorsalrotsganglioner.

Abstract

Högkvalitativa kryostatsektioner av musdorsalrotsganglion (DRG) är avgörande för korrekt immunkemisk färgning och RNAscope-studier vid forskning om inflammatorisk och neuropatisk smärta, klåda och andra perifera neurologiska tillstånd. Det är dock fortfarande en utmaning att konsekvent få högkvalitativa, intakta och platta kryostatsektioner på glasskivor på grund av den lilla provstorleken på DRG-vävnaden. Än så länge finns det ingen artikel som beskriver ett optimalt protokoll för DRG-kryosektion. Detta protokoll presenterar en steg-för-steg-metod för att lösa de ofta förekommande svårigheterna i samband med DRG-kryosektion. Den presenterade artikeln förklarar hur man tar bort den omgivande vätskan från DRG-vävnadsproverna, placerar DRG-sektionerna på objektglaset i samma riktning och plattar till sektionerna på glasglaset utan att böja sig. Även om detta protokoll har utvecklats för kryosektionering av DRG-proverna, kan det användas för kryosektion av många andra vävnader med en liten provstorlek.

Introduction

Dorsalrotsgangliet (DRG) innehåller de primära sensoriska neuronerna, vävnadsmakrofagerna och satellitcellerna som omger de primära sensoriska neuronerna 1,2,3,4. Det är en viktig anatomisk struktur vid bearbetning av ofarliga och skadliga signaler och spelar avgörande roller vid smärta, klåda och olika perifera nervsjukdomar 5,6,7,8,9,10,11,12,13. Även om flera metoder har utvecklats för att dissekera DRG-vävnad från musens ryggmärg14,15,16, är kryosektionering av DRG-vävnaden fortfarande utmanande eftersom DRG-vävnaden är ganska liten, och kryostatsektioner av DRG-prover tenderar att kröka sig till rullar, vilket gör det svårt att korrekt överföra kryostatsektionerna till glasskivor. Korrekt kryosektion av DRG-vävnaden är dock avgörande för immunhistokemiska studier och strukturen hos DRG-sensoriska neuroner 17,18,19,20,21,22,23. Dessutom, eftersom resultat från encells-RNA-sekvensering har avslöjat den anmärkningsvärda heterogeniteten hos DRG-sensoriska neuroner hos både människor24 och möss25, är korrekt kryosektion av DRG-vävnad avgörande för att undersöka den funktionella rollen hos olika DRG-celler vid olika fysiologiska och patologiska tillstånd.

Även om vävnadsrensningstekniken har använts för att undersöka 3D-rekonstruktionen av DRG26 som en alternativ teknik för kryosektion av DRG, är vävnadsrensningstekniken tids- och arbetskrävande. I jämförelse är kryosektionering av DRG snabb och relativt enkel att utföra, och därför är det fortfarande en nyckelteknik för immunhistokemi och strukturstudier av DRG och andra regioner i centrala nervsystemet. Att få högkvalitativa, intakta och platta kryostatsektioner på glasskivor är dock fortfarande en utmaning inom neurovetenskaplig forskning på grund av den lilla provstorleken av vävnader, som DRG och vissa hjärnregioner, och det finns ingen artikel som beskriver det optimala protokollet vid denna tidpunkt för kryosektion av små vävnadsprover, såsom mus-DRG.

Detta protokoll ger en enkel, steg-för-steg-teknik för kryostatsnittning av musens DRG för att på ett tillförlitligt sätt erhålla så många högkvalitativa DRG-sektioner på objektglasen för efterföljande DRG-studier. Även om den är speciellt utformad för kryosektionering av DRG-prover, kan denna teknik potentiellt användas för kryosektion av olika andra vävnader med en liten provstorlek.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

För den aktuella studien godkändes djurförsöken av UCSF Institutional Animal Care and Use Committee och utfördes i enlighet med NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Vuxna, 8-12 veckor gamla C57BL/6 han- och honmöss (egenuppfödda) användes här.

1. Beredning av DRG-prov

  1. Bedöva mössen med 2,5 % Avertin (se Materialförteckning). Säkerställ adekvat anestesi genom brist på svar på smärtsam stimulering. Perfundera djuren transkardiellt med 1x fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS) följt av 4% formaldehyd, som tidigare beskrivits14,15,16.
  2. Dissekera DRG-vävnad från ryggmärgen, som tidigare beskrivits14,15,16.
  3. Fixera de dissekerade DRG:erna i 4 % formaldehyd i 3 timmar vid rumstemperatur.
  4. Lägg DRG i 30 % sackaros i PBS vid 4 °C över natten.
  5. Förbereda den grundläggande optimala skärtemperaturen (OCT)
    1. Tillsätt OCT-blandningen (se materialtabell) för att täcka aluminiumblockets ovansida och frys vid -20 °C i 5-10 minuter (Figur 1A).
    2. Skär av ovansidan av OCT med kryostaten (se Materialtabell) med en tjocklek på 30 μm tills dess yta är lika jämn som OCT-basen (figur 1B).
    3. Gör en markering längst ner (klockan sex) på basen OCT för att markera dess orientering, innan du tar bort aluminiumblocket från kryostaten (Figur 1C).
    4. I följande steg håller du markeringen vid klockan sex för att behålla samma orientering, vilket kan leda till att du får fler delar av DRG-provet.
      OBS: Om orienteringen går förlorad och DRG-provet skärs i en annan vinkel, kan DRG-provet inte skäras helt uppifrån och ned, vilket kommer att lämna några prover utelämnade på bas-OCT och bortkastade, eftersom bas-OCT kommer att påträffas när man försöker skära DRG-provet (Figur 1C).
  6. Utföra OCT-inbäddning av DRG:er
    1. Torka DRG-vävnaden innan du lägger den på OCT.
      1. Innan du tillsätter DRG på blocket, se till att ta bort 30 % sackaros/PBS-lösningen runt provet.
      2. Torka DRG-provet genom att placera det på en torr petriskål (Figur 2A) och flytta det från en plats till en annan två eller tre gånger med en torr pincett (Figur 2B).
      3. Torka pincetten med luddfri vävnad innan du flyttar ett nytt DRG-prov (Figur 2C).
    2. Lägg den torra DRG på basen OCT.
      1. Med en torr pincett placerar du den torra DRG:en på basen OCT vid klockan 12 (Figur 1D).
      2. Håll minst 5 mm mellan DRG:s övre kant och den övre kanten på basens OCT.
      3. Sätt den dorsala delen av DRG vid klockan 12 och den ventrala delen vid klockan sex (Figur 1D).
    3. Bädda in DRG-vävnaden med OCT.
      1. Tillsätt mer OCT för att täcka hela DRG-provet i en rund eller oval form, med DRG i mitten (figur 1E).
      2. Se till att OCT:s övre kant täcker DRG vid den övre kanten av bas-OCT (Figur 1F), eftersom detta gör det lättare att överföra sektionen till glasglaset (Figur 3A).
        OBS: Om locket OCT är i mitten av basens OCT, kommer den övre kanten av basens OCT att blockera glasglaset för att samla upp sektionen (Figur 3B).
      3. Frys locket OCT och DRG sample vid -20 °C i ytterligare 5 minuter (Figur 1G). Trimma inte OCT runt DRG-sample.
      4. Skär av toppen av locket OCT med en tjocklek på 30 μm tills DRG är synligt.

2. Kryosektionering av DRG

  1. Ändra kryostatsektionens tjocklek till 12 μm för att skära DRG-sektioner på objektglaset (Figur 1H).
  2. Håll OCT-delen i botten med en liten pensel som kylts till -20 °C.
    OBS: Det är viktigt att inte kapa hela sektionen helt, utan att lämna 1-3 mm oskuren (Figur 1I).
  3. Använd änden av en rumstempererad pincett för att försiktigt vidröra sektionens botten (klockan sex) så att den fastnar på plattformsytan (Figur 1J). Detta förhindrar att sektionen böjer sig tillbaka i en rulle, vilket gör det svårt att samla sektionen på sliden.
    OBS: När sektionens botten fastnar på plattformsytan och sektionens överdel fortfarande ansluter till locket OCT, är sektionen i en platt form (Figur 1K), vilket gör det mycket lättare att samla sektionen på rutschkanan.
  4. Ta en laddad glasskiva (se materialförteckning) och placera långsamt glaset över sektionen. Så snart sektionen börjar fastna på sliden, dra försiktigt sliden bakåt (Figur 1L).
  5. Följ samma process för att få fler DRG-sektioner på bilden utan att överlappa sektionerna (Figur 1M). Se till att en ny DRG-sektion inte placeras över OCT för en annan DRG-sektion (Figur 4), eftersom en sådan sektion inte kan sitta bra på objektglaset och kan tvättas bort under immunkemifärgningsprocessen.

3. Nissl-färgning av DRG-sektionen på glasskivan

  1. Tvätta sektionerna i 10 min i PBS plus 0,1% Triton X-10. Tvätta sedan sektionerna två gånger med PBS.
  2. Applicera en 1:300 Nisl-fläck (se materialtabell) på objektglaset och inkubera i 20 minuter i rumstemperatur.
  3. Tvätta sektionen med PBS plus 0.1% Triton X-100. Tvätta sedan sektionerna två gånger med PBS i 5 minuter och sedan i 2 timmar i rumstemperatur.
  4. Applicera 4′,6-diamidino-2-fenylindol (DAPI) fluorfäste-G (se materialförteckning) för att täcka sektionerna med ett täckglas.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

I den aktuella studien samlades cirka 16 kontinuerliga, högkvalitativa DRG-sektioner in från en mus L4 DRG. De erhållna sektionerna var utan någon förvrängning. Figur 1 visar steg-för-steg-proceduren för kryosektioneringen. Avlägsnandet av extra vätska från vävnadssnitten visas i figur 2. Processen för OCT-inbäddning av vävnaderna är markerad i figur 3. Figur 4 visar den korrekta placeringen av DRG-sektionerna på glasskivorna. Figur 5 visar den konfokala fluorescensmikroskopibilden av den fysiologiska strukturen hos DRG-sektioner hos möss. Nissl-färgning visar DRG-sensoriska neuroner av olika storlek, och DAPI-färgning visar cellerna som omger neuronerna. Den här bilden visar kvaliteten på DRG-avsnitten som erhålls med det här protokollet. Olika antikroppar kan användas för immunhistokemiska studier av DRG, inklusive studier av olika neurontyper i DRG.

Figure 1
Figur 1: Steg-för-steg-procedur för kryosektion av DRG-enheter på möss . (A) OCT fryses på aluminiumblockets ovansida. B) Ovansidan av det utomeuropeiska landet eller territoriet skall skäras av plant. (C) En markering görs längst ner (klockan sex) av basen OCT. (D) DRG sätts på basen OCT, med den ventrala delen vänd mot märket. E) Mer OCT läggs till för att täcka hela DRG-provet. F) Det utomeuropeiska landets eller territoriets övre kant som täcker DRG ska befinna sig vid den övre kanten av det utomeuropeiska landet eller territoriet. G) Det utomeuropeiska landet eller territoriet och DRG-provet på omslaget skall vara frysta. (H) Toppen av locket OCT skärs av tills DRG-vävnaden är synlig (markerad med den röda pilen). (I) OCT-sektionen hålls i botten med en förkyld pensel. (J) Sektionens botten sitter fast på plattformsytan med hjälp av änden av en rumstempererad pincett. (K) En annan vy av (J) visar att sektionens botten fastnar på plattformens yta och att den övre delen fortfarande ansluter till locket OCT. (L) Sektionen är fastsatt på en glasskiva. (M) Samma process upprepas för att få fler DRG-sektioner på objektglaset utan överlappande sektioner. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: Teknik för att avlägsna överflödig vätska från DRG-vävnaden. (A) DRG-vävnaden placeras på en torr petriskål direkt från en 30-procentig sackaroslösning, som har mycket omgivande vätska. (B) DRG-vävnaden flyttas till en närliggande plats på petriplattan med hjälp av en torr pincett för att avlägsna den extra omgivande vätskan. (C) Pincetten torkas med en luddfri trasa varje gång efter att DRG-vävnaden har flyttats. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 3
Figur 3: Vikten av att placera locket OCT korrekt på basen OCT. (A) Den idealiska platsen för OCT: (A-1) Den övre kanten av OCT-höljet DRG-vävnad bör vara vid den övre kanten av bas-OCT. (A-2) Sektionen ska inte skäras helt, med en liten del ansluten till lockets övre kant OCT. (A-3) Sektionen överförs smidigt till glasglaset. (A-4) Ritningen visar att det när det gäller sektionen i överkant är lätt att överföra sektionen till glasskivan. Den svarta böjda linjen visar vilken sektion som har klippts. (B) Felaktig placering av locket OCT. (B-1) OCT-täcket DRG-vävnad placeras i mitten av basen OCT. (B-2) Sektionen är inte helt kapad, med en liten del ansluten till lockets övre kant OCT. (B-3) Aluminiumblockets övre kant förhindrar att glassliden vidrör sektionen. De röda pilarna anger avståndet mellan glasskivan och den skurna sektionen. (B-4) Ritningen visar att glasskivan är blockerad innan den vidrör sektionen. Den svarta böjda linjen visar vilken sektion som har klippts. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 4
Figur 4: Korrekt placering av DRG-sektioner på glasskivan. A) Rätt metod för att placera DRG-sektionerna bredvid varandra utan att överlappa DRG-sektionen och OCT för andra DRG-sektioner. B) Den felaktiga metoden att placera DRG-sektionerna på ULT i ett annat DRG-avsnitt. Eftersom den andra DRG-sektionen inte fäster direkt på glasskivan kan den enkelt tvättas bort under de efterföljande processerna. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 5
Figur 5: Nissl-färgning av mus L4 DRG. Ett exempel på en 20x konfokal bild av en mus L4 DRG-sektion. Grönt indikerar Nissl (neuron) och rött indikerar DAPI (kärna). Skalstrecket representerar 50 mm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Detta protokoll ger en enkel steg-för-steg-procedur för kryostatsektionering av musens DRG för att få högkvalitativa DRG-sektioner på objektglas på ett tillförlitligt sätt. Det finns fyra viktiga steg i detta protokoll. Först måste DRG-provet och pincetten vara torra innan DRG-provet sätts på bas-OCT. All vätska som omger DRG-provet kommer att bilda ett isskal runt det, vilket resulterar i att DRG-sektioner separeras från OCT och kröker sig. För det andra, om aluminiumblocket inte har ett märke, eller om bas-OCT täcker märket, är det viktigt att göra ett märke längst ner (klockan sex) på bas-OCT och att hålla detta märke vid klockan sex under hela processen. Att hålla en konstant orientering hjälper till att få fler DRG-sektioner, eftersom DRG annars inte kan skäras helt från topp till botten, och vissa DRG-prover kommer att utelämnas och gå till spillo. För det tredje måste de övre kanterna på både bas-OCT och lock-OCT vara vid aluminiumblockets övre kant. På så sätt kommer aluminiumblockets övre kant inte att blockera glasglaset från att ta DRG-sektionerna. För det fjärde är det viktigt att undvika att placera DRG-sektionen inom OCT för angränsande DRG-sektioner, eftersom den andra DRG-sektionen inte kommer att fastna direkt på glasskivan och därför lätt kan tvättas bort i den efterföljande processen.

DRG-kryosektion är en mycket viktig teknik för att undersöka DRG i mekanismerna för smärta och klåda 1,2. Men på grund av den mycket lilla volymen av mus-DRG är det ofta en utmaning att samla in korrekta kryostatsektioner av mus-DRG-prover. Ett stort problem är att de DRG-innehållande OCT-sektionerna tenderar att böja sig till en rulle, vilket gör det svårt att sätta sektionerna på glasskivorna. Ett annat problem är att eftersom musens DRG-prov är mycket tunt är det svårt att få tillräckligt med DRG-sektioner från ett DRG-prov om kryosektionsinställningarna inte är optimerade. Här presenterade vi ett steg-för-steg-protokoll för DRG-kryosektion av möss, vilket gör det enkelt och praktiskt att samla in DRG-sektioner av hög kvalitet. Med detta protokoll kan vi samla in cirka 16 kontinuerliga, högkvalitativa DRG-sektioner från en mus L4 DRG.

En begränsning med detta protokoll är att det inte kan tillhandahålla direkt 3D-rekonstruktion som vävnadsrensningsteknik26. Men eftersom vi kan få kontinuerliga, högkvalitativa sektioner med denna metod kan vi ta bilder från dessa kontinuerliga sektioner för att rekonstruera 3D-bilder.

Även om protokollet för kryosektion av DRG är utvecklat från unga vuxna möss i åldern 8-12 veckor, kan detta protokoll tillämpas för kryosektion av mänskliga DRG och DRG från möss i yngre eller äldre åldrar. Faktum är att detta protokoll bör kunna användas för kryosektion av alla volymprover.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Ingen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Avertin Sigma-Aldrich T48402-25G Anesthetize animal
Epredia Cryotome Cryostat Cryocassettes, 25 mm dia. Crosshatched Fisherbrand 1910 Hold the OCT section at the bottom 
Ergo Tweezers Fisherbrand S95310 Using the end of a tweezer to gently touch the bottom (6 o’clock) of the section so that it sticks to the platform surface to prevent the section from curving back in a roll 
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides Fisherbrand 1255015 To collect the DRG section 
Marking pens Fisherbrand 133794  Mark the orientation of base OCT
Scigen Tissue-Plus O.C.T. Compound Fisherbrand  23730571 Embedding medium for frozen tissue specimens to ensure optimal cutting temperature (O.C.T.).

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Guan, Z., et al. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain. Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).
  2. Yu, X., et al. Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain. Nature Communications. 11 (1), 264 (2020).
  3. Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain. Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).
  4. Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression. Molecular Brain. 15 (1), 44 (2022).
  5. Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice. Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).
  6. Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation. Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).
  7. Chen, X. J., Sun, Y. G. Central circuit mechanisms of itch. Nature Communications. 11 (1), 3052 (2020).
  8. Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways. F1000Research. , (2016).
  9. Boadas-Vaello, P., et al. Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets. Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).
  10. Guha, D., Shamji, M. F. The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain. Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).
  11. Shorrock, H. K., et al. UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy. Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).
  12. Sleigh, J. N., et al. Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).
  13. Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model. Scientific Reports. 12 (1), 7600 (2022).
  14. Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels. BMC Research Notes. 13 (1), 302 (2020).
  15. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9, 82 (2016).
  16. Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2 (1), 100333 (2021).
  17. Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184 (2020).
  18. Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. Common transcriptional signatures of neuropathic pain. Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).
  19. Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception. Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).
  20. Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function. Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).
  21. Neto, E., et al. Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia. PLoS One. 12 (7), e0181612 (2017).
  22. Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function. Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).
  23. Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. The structure of sensory afferent compartments in health and disease. Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).
  24. Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons. eLife. 10, e71752 (2021).
  25. Usoskin, D., et al. Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing. Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).
  26. Hunt, M. A., et al. DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG. Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497 (2022).

Tags

Neurovetenskap utgåva 196 Immunkemifärgning RNAscope-studier Inflammatorisk smärta Neuropatisk smärta Klåda perifera neurologiska tillstånd glasglas provstorlek protokoll svårigheter vätskeborttagning orientering tillplattningssektioner kryosektionering av andra vävnader
En procedur för kryosektion av dorsalrotsganglioner hos möss
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, … More

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, M., Zhao, N., Yang, L., Guan, Z. A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning. J. Vis. Exp. (196), e65232, doi:10.3791/65232 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter