Summary
يظهر هنا التطوير للحصول باستمرار على أقسام تبريد العقدة الجذرية الظهرية عالية الجودة.
Abstract
تعد أقسام العقدة الجذرية الظهرية للفأر (DRG) عالية الجودة ضرورية لتلطيخ الكيمياء المناعية المناسبة ودراسات RNAscope في البحث عن الألم الالتهابي والاعتلال العصبي والحكة بالإضافة إلى الحالات العصبية الطرفية الأخرى. ومع ذلك ، لا يزال من الصعب الحصول باستمرار على أقسام كريوستات عالية الجودة وسليمة ومسطحة على شرائح زجاجية بسبب حجم العينة الصغير لأنسجة DRG. حتى الآن ، لا توجد مقالة تصف البروتوكول الأمثل للتشريح بالتبريد DRG. يقدم هذا البروتوكول طريقة خطوة بخطوة لحل الصعوبات التي تواجهها بشكل متكرر والمرتبطة بالتقسيم بالتبريد DRG. تشرح المقالة المقدمة كيفية إزالة السائل المحيط من عينات أنسجة DRG ، ووضع أقسام DRG على الشريحة التي تواجه نفس الاتجاه ، وتسطيح الأقسام الموجودة على الشريحة الزجاجية دون التقويس. على الرغم من أن هذا البروتوكول قد تم تطويره للتشريح بالتبريد لعينات DRG ، إلا أنه يمكن تطبيقه على التشريح بالتبريد للعديد من الأنسجة الأخرى ذات حجم العينة الصغير.
Introduction
تحتوي العقدة الجذرية الظهرية (DRG) على الخلايا العصبية الحسية الأولية ، والبلاعم النسيجية ، والخلايا الساتلية التي تحيط بالخلايا العصبية الحسية الأولية1،2،3،4. إنه هيكل تشريحي رئيسي في معالجة الإشارات غير الضارة والضارة ، ويلعب أدوارا حاسمة في الألم والحكة واضطرابات الأعصاب الطرفية المختلفة5،6،7،8،9،10،11،12،13. على الرغم من تطوير عدة طرق لتشريح أنسجة DRG من الحبل الشوكي للفأر14،15،16 ، إلا أن التشريح بالتبريد لأنسجة DRG لا يزال يمثل تحديا لأن أنسجة DRG صغيرة جدا ، وتميل أقسام cryostat من عينات DRG إلى الانحناء إلى لفات ، مما يجعل من الصعب نقل أقسام cryostat بشكل صحيح إلى شرائح زجاجية. ومع ذلك ، فإن التشريح بالتبريد المناسب لأنسجة DRG أمر بالغ الأهمية لدراسات الكيمياء الهيستولوجية المناعية وهيكل الخلايا العصبية الحسية DRG17،18،19،20،21،22،23. علاوة على ذلك ، نظرا لأن نتائج تسلسل الحمض النووي الريبي أحادي الخلية قد كشفت عن عدم التجانس الملحوظ للخلايا العصبية الحسية DRG في كل من البشر24 والفئران25 ، فإن التقسيم بالتبريد المناسب لأنسجة DRG أمر بالغ الأهمية للتحقيق في الدور الوظيفي لخلايا DRG المختلفة في مختلف الحالات الفسيولوجية والمرضية.
على الرغم من أن تقنية إزالة الأنسجة قد تم تطبيقها للتحقيق في إعادة بناء 3D ل DRG26 كتقنية بديلة للتشريح بالتبريد DRG ، فإن تقنية إزالة الأنسجة تستغرق وقتا طويلا وعمالة. وبالمقارنة ، فإن التقسيم بالتبريد ل DRG سريع وسهل الأداء نسبيا ، وبالتالي يظل تقنية رئيسية للكيمياء المناعية ودراسات بنية DRG ومناطق أخرى من الجهاز العصبي المركزي. ومع ذلك ، فإن الحصول على أقسام كريوستات عالية الجودة وسليمة ومسطحة على شرائح زجاجية لا يزال يمثل تحديا في أبحاث علم الأعصاب بسبب حجم العينة الصغير للأنسجة ، مثل DRG وبعض مناطق الدماغ ، ولا توجد مقالة تصف البروتوكول الأمثل في هذه المرحلة للتشريح بالتبريد لعينات الأنسجة صغيرة الحجم ، مثل DRGs الفأر.
يوفر هذا البروتوكول تقنية سهلة خطوة بخطوة لتقسيم cryostat للماوس DRG للحصول بشكل موثوق على أكبر عدد ممكن من أقسام DRG عالية الجودة على الشرائح لدراسات DRG اللاحقة. في حين أن هذه التقنية مصممة خصيصا للتشريح بالتبريد لعينات DRG ، إلا أنه يمكن استخدامها للتشريح بالتبريد لمختلف الأنسجة الأخرى ذات حجم العينة الصغير.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
بالنسبة للدراسة الحالية ، تمت الموافقة على التجارب على من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة كاليفورنيا في سان فرانسيسكو وتم إجراؤها وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام المختبر. تم استخدام الفئران البالغة من العمر 8-12 أسبوعا C57BL / 6 من الذكور والإناث (المرباة في المنزل) هنا.
1. إعداد عينة DRG
- تخدير الفئران بنسبة 2.5٪ Avertin (انظر جدول المواد). ضمان التخدير الكافي من خلال عدم الاستجابة للتحفيز المؤلم. قم بتغذية عبر القلب بمحلول ملحي مخزن بالفوسفات 1x (PBS) متبوعا ب 4٪ فورمالديهايد ، كما هو موضح سابقا14،15،16.
- تشريح أنسجة DRG من الحبل الشوكي ، كما هو موضح سابقا14،15،16.
- بعد إصلاح DRGs تشريح في 4 ٪ الفورمالديهايد لمدة 3 ساعات في درجة حرارة الغرفة.
- ضع DRGs في 30٪ سكروز في برنامج تلفزيوني عند 4 درجات مئوية طوال الليل.
- تحضير درجة حرارة القطع المثلى للقاعدة (OCT)
- أضف مركب OCT (انظر جدول المواد) لتغطية السطح العلوي لكتلة الألومنيوم وقم بتجميده عند -20 درجة مئوية لمدة 5-10 دقائق (الشكل 1 أ).
- اقطع الجزء العلوي من OCT باستخدام cryostat (انظر جدول المواد) بسمك 30 ميكرومتر حتى يصبح سطحه مسطحا مثل OCT الأساسي (الشكل 1B).
- ضع علامة في الجزء السفلي (موضع الساعة السادسة) من OCT الأساسي لتحديد اتجاهه ، قبل إزالة كتلة الألومنيوم من cryostat (الشكل 1C).
- في الخطوات التالية ، احتفظ بالعلامة عند موضع الساعة السادسة للحفاظ على نفس الاتجاه ، مما قد يؤدي إلى الحصول على المزيد من أقسام عينة DRG.
ملاحظة: إذا فقد الاتجاه وتم قطع عينة DRG بزاوية مختلفة ، فلا يمكن قطع عينة DRG بالكامل من أعلى إلى أسفل ، مما سيترك بعض العينات متروكة على قاعدة OCT وتضيع ، حيث سيتم مواجهة OCT الأساسي أثناء محاولة قطع عينة DRG (الشكل 1C).
- إجراء تضمين OCT ل DRGs
- جفف أنسجة DRG قبل وضعها على OCT.
- قبل إضافة DRG إلى الكتلة ، تأكد من إزالة محلول السكروز / PBS بنسبة 30٪ حول العينة.
- جفف عينة DRG عن طريق وضعها على طبق بتري جاف (الشكل 2 أ) ونقلها من مكان إلى آخر مرتين أو ثلاث مرات باستخدام ملاقط جافة (الشكل 2 ب).
- جفف الملقط بمنديل خال من النسالة قبل نقل عينة DRG أخرى (الشكل 2C).
- ضع DRG الجاف على القاعدة OCT.
- باستخدام الملقط الجاف ، ضع DRG الجاف على قاعدة OCT عند موضع الساعة 12 (الشكل 1 د).
- احتفظ بما لا يقل عن 5 مم بين الحافة العلوية ل DRG والحافة العلوية للقاعدة OCT.
- ضع الجزء الظهري من DRG في موضع الساعة 12 والجزء البطني في موضع الساعة السادسة (الشكل 1D).
- قم بتضمين أنسجة DRG مع OCT.
- أضف المزيد من OCT لتغطية عينة DRG بأكملها في شكل دائري أو بيضاوي ، مع وجود DRG في المنتصف (الشكل 1E).
- تأكد من أن الحافة العلوية ل OCT تغطي DRG عند الحافة العلوية للقاعدة OCT (الشكل 1F) ، لأن هذا يسهل نقل القسم إلى الشريحة الزجاجية (الشكل 3 أ).
ملاحظة: إذا كان غطاء OCT في منتصف OCT الأساسي ، فإن الحافة العلوية للقاعدة OCT ستسد الشريحة الزجاجية لتجميع القسم (الشكل 3B). - قم بتجميد عينة الغطاء OCT و DRG عند -20 درجة مئوية لمدة 5 دقائق أخرى (الشكل 1G). لا تقم بقص OCT حول عينة DRG.
- اقطع الجزء العلوي من الغطاء OCT بسمك 30 ميكرومتر حتى يصبح DRG مرئيا.
- جفف أنسجة DRG قبل وضعها على OCT.
2. التقسيم بالتبريد ل DRG
- قم بتغيير سمك مقطع cryostat إلى 12 ميكرومتر لقطع أقسام DRG على الشريحة (الشكل 1H).
- أمسك قسم OCT في الأسفل بفرشاة رسم صغيرة مبردة إلى -20 درجة مئوية.
ملاحظة: من المهم عدم قطع القسم بأكمله تماما ، ولكن ترك 1-3 مم غير مقطوع (الشكل 1I). - استخدم نهاية الملقط بدرجة حرارة الغرفة للمس الجزء السفلي (موضع الساعة السادسة) برفق من القسم بحيث يلتصق بسطح المنصة (الشكل 1J). هذا يمنع القسم من التقويس مرة أخرى في لفة ، مما يجعل من الصعب جمع القسم على الشريحة.
ملاحظة: عندما يلتصق الجزء السفلي من القسم بسطح المنصة ، ولا يزال الجزء العلوي من القسم متصلا بالغطاء OCT ، يكون القسم في شكل مسطح (الشكل 1K) ، مما يسهل جمع القسم على الشريحة. - خذ شريحة زجاجية مشحونة (انظر جدول المواد) وضع الشريحة ببطء فوق القسم. بمجرد أن يبدأ القسم في الالتصاق بالشريحة ، اسحب الشريحة برفق للخلف (الشكل 1L).
- اتبع نفس العملية للحصول على المزيد من أقسام DRG على الشريحة دون تداخل الأقسام (الشكل 1M). تأكد من عدم وضع قسم DRG جديد فوق OCT لقسم DRG آخر (الشكل 4) ، لأن هذا القسم لا يمكن أن يبقى جيدا على الشريحة ويمكن غسله أثناء عملية تلطيخ الكيمياء المناعية.
3. تلطيخ نيسل لقسم DRG على الشريحة الزجاجية
- اغسل الأقسام لمدة 10 دقائق في PBS بالإضافة إلى 0.1٪ Triton X-10. ثم اغسل الأقسام مرتين باستخدام برنامج تلفزيوني.
- ضع بقعة 1: 300 Nissl (انظر جدول المواد) على الشريحة واحتضانها لمدة 20 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
- اغسل القسم باستخدام PBS بالإضافة إلى 0.1٪ Triton X-100. ثم ، اغسل الأقسام مرتين باستخدام PBS لمدة 5 دقائق ، ثم لمدة 2 ساعة في درجة حرارة الغرفة.
- قم بتطبيق 4 ′،6-دياميدينو -2-فينيليندول (DAPI) فلوروماونت-G (انظر جدول المواد) لتغطية الأقسام بغطاء غطاء.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
جمعت الدراسة الحالية حوالي 16 قسما مستمرا وعالي الجودة DRG من ماوس واحد L4 DRG. كانت الأقسام التي تم الحصول عليها دون أي تشويه. يوضح الشكل 1 الإجراء خطوة بخطوة للتشريح بالتبريد. يوضح الشكل 2 إزالة السائل الزائد من أقسام الأنسجة. يتم تسليط الضوء على عملية تضمين OCT للأنسجة في الشكل 3. يوضح الشكل 4 الموضع المناسب لأقسام DRG على الشرائح الزجاجية. يوضح الشكل 5 صورة المجهر الفلوري متحد البؤر للتركيب الفسيولوجي لأقسام DRG للماوس. يظهر تلطيخ Nissl الخلايا العصبية الحسية DRG ذات الأحجام المختلفة ، ويظهر تلطيخ DAPI الخلايا المحيطة بالخلايا العصبية. توضح هذه الصورة جودة أقسام DRG التي تم الحصول عليها باستخدام هذا البروتوكول. يمكن تطبيق أجسام مضادة مختلفة لدراسات الكيمياء الهيستولوجية المناعية ل DRG ، بما في ذلك دراسة أنواع الخلايا العصبية المختلفة في DRG.
الشكل 1: إجراء خطوة بخطوة ل DRGs للفأر بالتبريد (أ) يتم تجميد OCT على السطح العلوي لكتلة الألومنيوم. (ب) الجزء العلوي من OCT مقطوع بشكل مسطح. (ج) يتم عمل علامة في الجزء السفلي (موضع الساعة السادسة) من OCT الأساسي. (د) يتم وضع DRG على القاعدة OCT ، مع الجزء البطني الذي يواجه العلامة. (ه) يضاف المزيد من OCT لتغطية عينة DRG بأكملها. (F) يجب أن تكون الحافة العلوية ل OCT التي تغطي DRG عند الحافة العلوية للقاعدة OCT. (G) يتم تجميد عينة OCT و DRG للغطاء. (H) يتم قطع الجزء العلوي من الغطاء OCT حتى يصبح نسيج DRG مرئيا (مميزا بالسهم الأحمر). (I) يتم تثبيت قسم OCT في الأسفل بفرشاة رسم مبردة مسبقا. (ي) الجزء السفلي من القسم عالق على سطح المنصة باستخدام نهاية ملاقط درجة حرارة الغرفة. (K) منظر آخر ل (J) يوضح أن الجزء السفلي من القسم يلتصق بسطح المنصة وأن الجزء العلوي لا يزال متصلا بالغطاء OCT. (L) القسم عالق بشريحة زجاجية. (M) تتكرر نفس العملية للحصول على المزيد من أقسام DRG على الشريحة دون تداخل الأقسام. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: تقنية إزالة السائل الزائد من أنسجة DRG. (أ) يوضع نسيج DRG على صفيحة بتري جافة مباشرة من محلول سكروز بنسبة 30٪، يحتوي على الكثير من السائل المحيط به. (ب) ينقل نسيج DRG إلى مكان مجاور على صفيحة بتري باستخدام ملاقط جافة لإزالة السائل المحيط الزائد. (ج) تجفف الملقط بمنديل خال من النسالة في كل مرة بعد تحريك أنسجة DRG. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: أهمية وضع الغطاء OCT بشكل صحيح على القاعدة OCT. (أ) المكان المثالي للغطاء OCT: (A-1) يجب أن تكون الحافة العلوية لنسيج OCT الذي يغطي DRG عند الحافة العلوية للقاعدة OCT. (أ-2) لا ينبغي قطع القسم بالكامل ، مع توصيل جزء صغير بالحافة العلوية للغطاء OCT. (أ-3) يتم نقل القسم إلى الشريحة الزجاجية بسلاسة. (أ-4) يوضح الرسم أنه من حيث القسم الموجود في الحافة العلوية ، من السهل نقل القسم إلى الشريحة الزجاجية. يشير الخط الأسود المنحني إلى القسم الذي تم قطعه. (ب) الموقع غير الصحيح للغطاء أكتوبر. (ب-1) يتم وضع نسيج OCT الذي يغطي DRG في وسط القاعدة OCT. (ب -2) لم يتم قطع القسم بالكامل ، مع توصيل جزء صغير بالحافة العلوية للغطاء OCT. (B-3) تمنع الحافة العلوية لكتلة الألومنيوم الشريحة الزجاجية من لمس القسم. تشير الأسهم الحمراء إلى المسافة بين الشريحة الزجاجية وقسم القطع. (ب-4) يوضح الرسم أن الشريحة الزجاجية مسدودة قبل لمس القسم. يشير الخط الأسود المنحني إلى القسم الذي تم قطعه. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: الموضع الصحيح لأقسام DRG على الشريحة الزجاجية . (أ) الطريقة الصحيحة لوضع أقسام DRG بجانب بعضها البعض دون تداخل قسم DRG و OCT لأقسام DRG الأخرى. (ب) الطريقة غير الصحيحة لوضع أقسام DRG على OCT لقسم DRG آخر. نظرا لأن قسم DRG الثاني لا يلتصق مباشرة بالشريحة الزجاجية ، فيمكن غسله بسهولة أثناء العمليات اللاحقة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: تلطيخ نيسل للفأر L4 DRG. مثال على صورة متحدة البؤر 20x لقسم الماوس L4 DRG. يشير اللون الأخضر إلى Nissl (الخلايا العصبية) ، ويشير اللون الأحمر إلى DAPI (النواة). يمثل شريط المقياس 50 مم. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
يوفر هذا البروتوكول إجراء سهلا خطوة بخطوة لتقسيم cryostat للماوس DRG للحصول على أقسام DRG عالية الجودة على الشرائح بشكل موثوق. هناك أربع خطوات حاسمة في هذا البروتوكول. أولا ، يجب أن تكون عينة DRG والملاقط جافة قبل وضع عينة DRG على OCT الأساسي. أي سائل يحيط بعينة DRG سيشكل قشرة جليدية حولها ، مما يؤدي إلى فصل أقسام DRG عن OCT وانحناءها. ثانيا ، إذا لم يكن لكتلة الألومنيوم علامة ، أو إذا كانت قاعدة OCT تغطي العلامة ، فمن المهم وضع علامة في الجزء السفلي (موضع الساعة السادسة) من OCT الأساسي والحفاظ على هذه العلامة في موضع الساعة السادسة طوال العملية. يساعد الحفاظ على اتجاه ثابت في الحصول على المزيد من أقسام DRG ، وإلا فلن يتم قطع DRG بالكامل من أعلى إلى أسفل ، وسيتم ترك بعض عينات DRG وإهدارها. ثالثا ، يجب أن تكون الحواف العلوية لكل من OCT الأساسي وغطاء OCT عند الحافة العلوية لكتلة الألومنيوم. بهذه الطريقة ، لن تمنع الحافة العلوية لكتلة الألومنيوم الشريحة الزجاجية من أخذ أقسام DRG. رابعا ، من المهم تجنب وضع قسم DRG داخل OCT لأقسام DRG المجاورة ، لأن قسم DRG الثاني لن يلتصق مباشرة بالشريحة الزجاجية ، وبالتالي يمكن غسله بسهولة في العملية اللاحقة.
يعد التقسيم بالتبريد DRG تقنية مهمة جدا في التحقيق في DRGs في آليات الألم والحكة 1,2. ومع ذلك ، نظرا للحجم الصغير جدا من DRGs للفأر ، فإن جمع أقسام cryostat المناسبة لعينات DRG للفأر غالبا ما يكون أمرا صعبا. تتمثل إحدى المشكلات الرئيسية في أن أقسام OCT المحتوية على DRG تميل إلى الانحناء إلى لفة ، مما يجعل من الصعب وضع الأقسام على الشرائح الزجاجية. مشكلة أخرى هي أنه نظرا لأن عينة DRG للماوس رقيقة جدا ، فمن الصعب الحصول على أقسام DRG كافية من عينة DRG واحدة إذا لم يتم تحسين إعدادات التقسيم بالتبريد. هنا ، قدمنا بروتوكولا خطوة بخطوة للتقسيم بالتبريد DRG للماوس ، مما يجعل جمع أقسام DRG عالية الجودة أمرا سهلا وعمليا. باستخدام هذا البروتوكول ، يمكننا جمع حوالي 16 قسما مستمرا وعالي الجودة من DRG ماوس واحد L4 DRG.
أحد قيود هذا البروتوكول هو أنه لا يمكن أن يوفر إعادة بناء 3D مباشرة كتقنية تطهير الأنسجة26. ومع ذلك ، نظرا لأنه يمكننا الحصول على أقسام مستمرة وعالية الجودة بهذه الطريقة ، يمكننا التقاط صور من هذه الأقسام المستمرة لإعادة بناء صور 3D.
على الرغم من أن بروتوكول التقسيم بالتبريد ل DRGs تم تطويره من الفئران الشابة البالغة التي تتراوح أعمارها بين 8 و 12 أسبوعا ، إلا أنه يمكن تطبيق هذا البروتوكول على التقسيم بالتبريد DRGs البشرية و DRGs من الفئران من الأعمار الأصغر أو الأكبر سنا. في الواقع ، يجب أن يكون هذا البروتوكول قادرا على تطبيقه على التقسيم بالتبريد لأي عينات حجم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
اي.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Avertin | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Anesthetize animal |
| Epredia Cryotome Cryostat Cryocassettes, 25 mm dia. Crosshatched | Fisherbrand | 1910 | Hold the OCT section at the bottom |
| Ergo Tweezers | Fisherbrand | S95310 | Using the end of a tweezer to gently touch the bottom (6 o’clock) of the section so that it sticks to the platform surface to prevent the section from curving back in a roll |
| Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides | Fisherbrand | 1255015 | To collect the DRG section |
| Marking pens | Fisherbrand | 133794 | Mark the orientation of base OCT |
| Scigen Tissue-Plus O.C.T. Compound | Fisherbrand | 23730571 | Embedding medium for frozen tissue specimens to ensure optimal cutting temperature (O.C.T.). |
References
- Guan, Z., et al. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain. Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).
- Yu, X., et al. Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain. Nature Communications. 11 (1), 264 (2020).
- Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain. Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).
- Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression. Molecular Brain. 15 (1), 44 (2022).
- Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice. Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).
- Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation. Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).
- Chen, X. J., Sun, Y. G.
- Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways. F1000Research. , (2016).
- Boadas-Vaello, P., et al. Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets. Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).
- Guha, D., Shamji, M. F. The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain. Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).
- Shorrock, H. K., et al. UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy. Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).
- Sleigh, J. N., et al. Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).
- Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model. Scientific Reports. 12 (1), 7600 (2022).
- Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels. BMC Research Notes. 13 (1), 302 (2020).
- Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9, 82 (2016).
- Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2 (1), 100333 (2021).
- Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184 (2020).
- Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. Common transcriptional signatures of neuropathic pain. Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).
- Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception. Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).
- Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function. Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).
- Neto, E., et al. Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia. PLoS One. 12 (7), e0181612 (2017).
- Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function. Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).
- Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. The structure of sensory afferent compartments in health and disease. Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).
- Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons. eLife. 10, e71752 (2021).
- Usoskin, D., et al. Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing. Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).
- Hunt, M. A., et al. DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG. Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497 (2022).
