Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

En procedure for mus dorsal rod ganglion kryosektionering

Published: June 9, 2023 doi: 10.3791/65232
Automatic Translation
*1,2, *1, 2,3, 2,4, 2, 1, 2
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco, 3Department of Anesthesiology, Sun Yat-Sen University, 4University of Washington
* These authors contributed equally

Summary

Præsenteret her er udviklingen for konsekvent at erhverve højkvalitets dorsal rod ganglion kryostatsektioner.

Abstract

Højkvalitets mus dorsal rod ganglion (DRG) kryostat sektioner er afgørende for korrekt immunkemi farvning og RNAscope undersøgelser i forskningen af inflammatoriske og neuropatiske smerter, kløe, samt andre perifere neurologiske tilstande. Det er dog stadig en udfordring konsekvent at opnå intakte og flade kryostatsektioner af høj kvalitet på glasglas på grund af DRG-vævets lille prøvestørrelse. Indtil videre er der ingen artikel, der beskriver en optimal protokol til DRG-kryosektionering. Denne protokol præsenterer en trinvis metode til at løse de ofte opståede vanskeligheder forbundet med DRG-kryosektion. Den præsenterede artikel forklarer, hvordan man fjerner den omgivende væske fra DRG-vævsprøverne, placerer DRG-sektionerne på diaset vendt mod samme retning og flader sektionerne på glasglasset uden at bue op. Selvom denne protokol er udviklet til kryosektionering af DRG-prøverne, kan den anvendes til kryosektionering af mange andre væv med en lille prøvestørrelse.

Introduction

Dorsalrodganglionen (DRG) indeholder de primære sensoriske neuroner, vævsmakrofagerne og satellitcellerne, der omgiver de primære sensoriske neuroner 1,2,3,4. Det er en vigtig anatomisk struktur i behandlingen af uskadelige og skadelige signaler og spiller kritiske roller i smerte, kløe og forskellige perifere nervesygdomme 5,6,7,8,9,10,11,12,13. Selvom der er udviklet flere metoder til at dissekere DRG-væv fra musens rygmarv14,15,16, er kryosektionering af DRG-vævet fortsat udfordrende, da DRG-vævet er ret lille, og kryostatsektioner af DRG-prøver har tendens til at kurve i ruller, hvilket gør det vanskeligt at overføre kryostatsektionerne korrekt til glasglas. Imidlertid er korrekt kryosektion af DRG-vævet afgørende for immunhistokemiske undersøgelser og strukturen af DRG-sensoriske neuroner 17,18,19,20,21,22,23. Da enkeltcellede RNA-sekventeringsresultater desuden har afsløret den bemærkelsesværdige heterogenitet af DRG-sensoriske neuroner hos både mennesker24 og mus25, er korrekt kryosektion af DRG-væv afgørende for at undersøge forskellige DRG-cellers funktionelle rolle under forskellige fysiologiske og patologiske tilstande.

Selvom vævsrensningsteknikken er blevet anvendt til at undersøge 3D-rekonstruktionen af DRG26 som en alternativ teknik til kryosektion af DRG, er vævsrensningsteknikken tids- og arbejdskrævende. Til sammenligning er kryosektion af DRG hurtig og relativt let at udføre, og det er derfor fortsat en nøgleteknik til immunhistokemi og strukturstudier af DRG og andre regioner i centralnervesystemet. Imidlertid er det stadig en udfordring at opnå intakte og flade kryostatsektioner af høj kvalitet på glasglas i neurovidenskabelig forskning på grund af den lille prøvestørrelse af væv, som DRG og visse hjerneområder, og der er ingen artikel, der beskriver den optimale protokol på dette tidspunkt til kryosektionering af små vævsprøver, såsom muse-DRG'er.

Denne protokol giver en nem, trin-for-trin teknik til kryostatsektionering af musens DRG for pålideligt at opnå så mange DRG-sektioner af høj kvalitet på diasene til efterfølgende DRG-undersøgelser. Selvom den er specielt designet til kryosektionering af DRG-prøver, kan denne teknik potentielt bruges til kryosektionering af forskellige andre væv med en lille prøvestørrelse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Til denne undersøgelse blev dyreforsøgene godkendt af UCSF Institutional Animal Care and Use Committee og blev udført i overensstemmelse med NIH Guide for Care and Use of Laboratory animals. Voksne, 8-12 uger gamle C57BL/6 han- og hunmus (internt opdrættet) blev brugt her.

1. Forberedelse af DRG-prøve

  1. Bedøv musene med 2,5% Avertin (se materialetabel). Sørg for tilstrækkelig anæstesi ved manglende respons på smertefuld stimulering. Perfus dyrene transkardialt med 1x fosfatbufret saltvand (PBS) efterfulgt af 4% formaldehyd, som tidligere beskrevet14,15,16.
  2. Dissekere DRG-væv fra rygmarven, som tidligere beskrevet14,15,16.
  3. Fastgør de dissekerede DRG'er i 4% formaldehyd i 3 timer ved stuetemperatur.
  4. DRG hældes i 30% saccharose i PBS ved 4 °C natten over.
  5. Forberedelse af basens optimale skæretemperatur (OCT)
    1. Tilsæt OCT-forbindelsen (se materialetabellen) for at dække aluminiumsblokkens øverste overflade og frys ved -20 °C i 5-10 minutter (figur 1A).
    2. Toppen af OLT afskæres ved hjælp af kryostaten (se materialetabellen) i en tykkelse på 30 μm, indtil overfladen er flad som basis-OCT (figur 1B).
    3. Lav et mærke nederst (klokken seks position) af basen OCT for at markere dens retning, før du tager aluminiumsblokken af kryostaten (figur 1C).
    4. I de følgende trin skal du holde mærket i klokken seks for at opretholde den samme retning, hvilket kan føre til at få flere sektioner af DRG-prøven.
      BEMÆRK: Hvis orienteringen går tabt, og DRG-prøven skæres i en anden vinkel, kan DRG-prøven ikke skæres helt fra top til bund, hvilket efterlader nogle prøver udeladt på basis-OCT og spildt, da basis-OLT vil blive stødt på, mens DRG-prøven forsøges (figur 1C).
  6. Udførelse af OCT-indlejring af DRG'er
    1. Tør DRG-vævet, inden du lægger det på OCT.
      1. Før DRG tilsættes blokken, skal du sørge for at fjerne 30% saccharose/PBS-opløsningen omkring prøven.
      2. DRG-prøven tørres ved at lægge den på en tør petriskål (figur 2A) og flytte den fra et sted til et andet to eller tre gange med en tør pincet (figur 2B).
      3. Tør pincetten med fnugfrit væv, før du flytter endnu en DRG-prøve (figur 2C).
    2. Sæt den tørre DRG på bunden OCT.
      1. Med tør pincet placeres den tørre DRG på bunden OCT klokken 12 (figur 1D).
      2. Der holdes mindst 5 mm mellem DRG'ens overkant og OLT'ens overkant.
      3. Sæt den dorsale del af DRG klokken 12 og den ventrale del i klokken seks (figur 1D).
    3. Integrer DRG-vævet med OCT.
      1. Tilføj mere OCT for at dække hele DRG-prøven i en rund eller oval form med DRG i midten (figur 1E).
      2. Sørg for, at OLT'ets øverste kant dækker DRG ved den øverste kant af basis-OLT (figur 1F), da dette gør det lettere at overføre sektionen til glasobjektglasset (figur 3A).
        BEMÆRK: Hvis dækslet OCT er midt i basis-OLT, blokerer den øverste kant af basis-OCT glasobjektglasset for at samle sektionen (figur 3B).
      3. Dæksel-OCT- og DRG-prøven fryses ved -20 °C i yderligere 5 minutter (figur 1G). Trim ikke OCT omkring DRG-prøven.
      4. Skær toppen af dækslet OCT af med en tykkelse på 30 μm, indtil DRG er synlig.

2. Kryosektionering af DRG

  1. Skift kryostatsektionens tykkelse til 12 μm for at skære DRG-sektioner på diaset (figur 1H).
  2. Hold OCT-sektionen i bunden med en lille pensel afkølet til -20 °C.
    BEMÆRK: Det er vigtigt ikke at skære hele sektionen helt, men at lade 1-3 mm være uskåret (figur 1I).
  3. Brug enden af en pincet ved stuetemperatur til forsigtigt at røre bunden (klokken seks) af sektionen, så den klæber til platformens overflade (figur 1J). Dette forhindrer sektionen i at bue tilbage i en rulle, hvilket gør det vanskeligt at samle sektionen på diaset.
    BEMÆRK: Når bunden af sektionen klæber til platformens overflade, og toppen af sektionen stadig forbinder med dækslet OCT, er sektionen i en flad form (figur 1K), hvilket gør det meget lettere at samle sektionen på diaset.
  4. Tag et ladet glasglas (se Materialetabel), og placer langsomt diaset over sektionen. Så snart sektionen begynder at klæbe til diaset, skal du forsigtigt trække glideren bagud (figur 1L).
  5. Følg den samme proces for at få flere DRG-sektioner på diaset uden at overlappe sektionerne (figur 1M). Sørg for, at en ny DRG-sektion ikke placeres over OCT i en anden DRG-sektion (figur 4), da en sådan sektion ikke kan forblive godt på diaset og kan vaskes væk under immunkemisk farvningsproces.

3. Nissl-farvning af DRG-sektionen på glasglasset

  1. Vask sektionerne i 10 min i PBS plus 0,1% Triton X-10. Derefter vaskes sektionerne to gange med PBS.
  2. Påfør en 1:300 Nissl-plet (se materialetabellen) på objektglasset og inkuber i 20 minutter ved stuetemperatur.
  3. Vask sektionen med PBS plus 0,1% Triton X-100. Derefter vaskes sektionerne to gange med PBS i 5 minutter og derefter i 2 timer ved stuetemperatur.
  4. Påfør 4′,6-diamidino-2-phenylindol (DAPI) fluoromount-G (se materialetabellen) for at dække sektionerne med en dæksel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Den aktuelle undersøgelse indsamlede omkring 16 kontinuerlige DRG-sektioner af høj kvalitet fra en mus L4 DRG. De opnåede sektioner var uden nogen forvrængning. Figur 1 viser den trinvise procedure for kryosektionen. Fjernelse af ekstra væske fra vævssektionerne er vist i figur 2. Processen med OCT-indlejring af vævene er fremhævet i figur 3. Figur 4 viser den korrekte placering af DRG-sektionerne på glasglassene. Figur 5 viser det konfokale fluorescensmikroskopibillede af den fysiologiske struktur af DRG-sektioner med mus. Nissl-farvning viser DRG-sensoriske neuroner i forskellige størrelser, og DAPI-farvning viser cellerne omkring neuronerne. Dette billede viser kvaliteten af DRG-sektionerne opnået med denne protokol. Forskellige antistoffer kan anvendes til immunhistokemiske undersøgelser af DRG, herunder undersøgelse af forskellige neurontyper i DRG.

Figure 1
Figur 1: Trin-for-trin procedure for kryosektionering af DRG'er til mus . (A) OCT fryses på aluminiumsblokkens øverste overflade. B) Toppen af OLT skæres fladt af. (C) Der foretages et mærke nederst (klokken seks) af basen OCT. (D) DRG anbringes på basen OCT med den ventrale del vendt mod mærket. E) Der tilføjes flere OLT for at dække hele DRG-prøven. F) OLT'ets overkant, der dækker DRG, skal være ved overkanten af basis-OLT'et. G) OLT- og DRG-dækprøven fryses. (H) Toppen af dækslet OCT skæres af, indtil DRG-vævet er synligt (markeret med den røde pil). (I) OLT-sektionen holdes i bunden med en forkølet pensel. (J) Bunden af sektionen sidder fast på platformens overflade ved hjælp af enden af pincet ved stuetemperatur. (K) En anden afbildning af (J) viser, at bunden af sektionen klæber til perronoverfladen, og at toppen stadig forbindes med dækslet OCT. (L) Sektionen sidder fast på et glasglas. (M) Den samme proces gentages for at få flere DRG-sektioner på diaset uden overlappende sektioner. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Teknik til fjernelse af ekstra væske fra DRG-vævet. (A) DRG-vævet anbringes på en tør petriplade direkte fra en 30% saccharoseopløsning, som har meget omgivende væske. (B) DRG-vævet flyttes til et nærliggende sted på petripladen ved hjælp af tør pincet for at fjerne den ekstra omgivende væske. (C) Pincetten tørres med en fnugfri serviet hver gang efter flytning af DRG-vævet. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Betydningen af korrekt placering af dækslet OCT på basen OLT. (A) Det ideelle sted for dækslet OCT: (A-1) OLT's øverste kant, der dækker DRG-væv, skal være ved den øverste kant af basis-OLT. (A-2) Sektionen bør ikke skæres helt ud, med en lille del forbundet med den øverste kant af dækslet OCT. (A-3) Sektionen overføres jævnt til glasrutschebanen. (A-4) Tegningen viser, at det med hensyn til sektionen ved overkanten er let at overføre sektionen til glasrutschebanen. Den sorte buede linje angiver den sektion, der er blevet skåret. (B) Forkert placering af dækslet OCT. (B-1) OLT-dækkende DRG-væv placeres i midten af basis-OLT. (B-2) Sektionen er ikke helt skåret, med en lille del forbundet med den øverste kant af dækslet OCT. (B-3) Den øverste kant af aluminiumsblokken forhindrer glasglideren i at røre sektionen. De røde pile angiver afstanden mellem glasobjektglasset og den afskårne sektion. (B-4) Tegningen viser, at glasobjektglasset er blokeret, før det berører sektionen. Den sorte buede linje angiver den sektion, der er blevet skåret. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Den korrekte placering af DRG-sektioner på glasrutschebanen. (A) Den korrekte metode til at placere DRG-sektionerne ved siden af hinanden uden at overlappe DRG-sektionen og OLT for andre DRG-sektioner. B) Den forkerte metode til placering af DRG-afsnittene i OLT i en anden DRG-sektion. Fordi den anden DRG-sektion ikke sidder direkte fast på glasrutschebanen, kan den let vaskes væk under de efterfølgende processer. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 5
Figur 5: Nissl-farvning af mus L4 DRG. Et eksempel på et 20x konfokal billede af en mus L4 DRG sektion. Grøn angiver Nissl (neuron), og rød angiver DAPI (kerne). Vægtbjælken repræsenterer 50 mm. Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne protokol giver en nem trin-for-trin procedure til kryostatsektionering af musens DRG for pålideligt at opnå DRG-sektioner af høj kvalitet på dias. Der er fire kritiske trin i denne protokol. Først skal DRG-prøven og pincetten være tørre, før DRG-prøven lægges på basis-OLT. Enhver væske, der omgiver DRG-prøven, vil danne en isskal omkring den, hvilket resulterer i, at DRG-sektioner adskilles fra OCT og buer op. For det andet, hvis aluminiumsblokken ikke har et mærke, eller hvis basen OCT dækker mærket, er det vigtigt at lave et mærke i bunden (klokken seks position) af basen OCT og holde dette mærke i klokken seks position under hele processen. At holde en konstant orientering hjælper med at få flere DRG-sektioner, da DRG ellers ikke kan skæres helt fra top til bund, og nogle DRG-prøver vil blive udeladt og spildt. For det tredje skal de øverste kanter af både basen OCT og dække OCT være ved aluminiumsblokkens øverste kant. På denne måde blokerer den øverste kant af aluminiumsblokken ikke glasobjektet fra at tage DRG-sektionerne. For det fjerde er det vigtigt at undgå at placere DRG-sektionen inden for OCT af tilstødende DRG-sektioner, fordi den anden DRG-sektion ikke vil klæbe direkte på glasrutsjebanen og dermed let kan vaskes væk i den efterfølgende proces.

DRG kryosektion er en meget vigtig teknologi til undersøgelse af DRG'er i mekanismerne smerte og kløe 1,2. På grund af den meget lille mængde muse-DRG'er er det imidlertid ofte udfordrende at indsamle korrekte kryostatsektioner af DRG-prøver fra mus. Et stort problem er, at de DRG-holdige OCT-sektioner har tendens til at kurve ind i en rulle, hvilket gør det vanskeligt at sætte sektionerne på glasgliderne. Et andet problem er, at fordi musens DRG-prøve er meget tynd, er det vanskeligt at få tilstrækkelige DRG-sektioner fra en DRG-prøve, hvis kryosektionsindstillingerne ikke er optimeret. Her præsenterede vi en trin-for-trin protokol til DRG-kryosektionering med mus, hvilket gør det nemt og praktisk at indsamle DRG-sektioner af høj kvalitet. Med denne protokol er vi i stand til at samle omkring 16 kontinuerlige DRG-sektioner af høj kvalitet fra en mus L4 DRG.

En begrænsning ved denne protokol er, at den ikke kan give direkte 3D-rekonstruktion som vævsrensningsteknik26. Ikke desto mindre, da vi kan få kontinuerlige sektioner af høj kvalitet med denne metode, kan vi tage billeder fra disse kontinuerlige sektioner for at rekonstruere 3D-billeder.

Selvom protokollen for kryosektion af DRG'er er udviklet fra unge voksne mus i alderen 8-12 uger, kan denne protokol anvendes til kryosektionering af humane DRG'er og DRG'er fra mus i yngre eller ældre alder. Faktisk bør denne protokol kunne anvendes til kryosektionering af volumenprøver.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Ingen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Avertin Sigma-Aldrich T48402-25G Anesthetize animal
Epredia Cryotome Cryostat Cryocassettes, 25 mm dia. Crosshatched Fisherbrand 1910 Hold the OCT section at the bottom 
Ergo Tweezers Fisherbrand S95310 Using the end of a tweezer to gently touch the bottom (6 o’clock) of the section so that it sticks to the platform surface to prevent the section from curving back in a roll 
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides Fisherbrand 1255015 To collect the DRG section 
Marking pens Fisherbrand 133794  Mark the orientation of base OCT
Scigen Tissue-Plus O.C.T. Compound Fisherbrand  23730571 Embedding medium for frozen tissue specimens to ensure optimal cutting temperature (O.C.T.).

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Guan, Z., et al. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain. Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).
  2. Yu, X., et al. Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain. Nature Communications. 11 (1), 264 (2020).
  3. Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain. Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).
  4. Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression. Molecular Brain. 15 (1), 44 (2022).
  5. Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice. Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).
  6. Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation. Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).
  7. Chen, X. J., Sun, Y. G. Central circuit mechanisms of itch. Nature Communications. 11 (1), 3052 (2020).
  8. Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways. F1000Research. , (2016).
  9. Boadas-Vaello, P., et al. Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets. Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).
  10. Guha, D., Shamji, M. F. The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain. Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).
  11. Shorrock, H. K., et al. UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy. Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).
  12. Sleigh, J. N., et al. Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).
  13. Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model. Scientific Reports. 12 (1), 7600 (2022).
  14. Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels. BMC Research Notes. 13 (1), 302 (2020).
  15. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9, 82 (2016).
  16. Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2 (1), 100333 (2021).
  17. Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184 (2020).
  18. Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. Common transcriptional signatures of neuropathic pain. Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).
  19. Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception. Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).
  20. Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function. Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).
  21. Neto, E., et al. Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia. PLoS One. 12 (7), e0181612 (2017).
  22. Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function. Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).
  23. Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. The structure of sensory afferent compartments in health and disease. Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).
  24. Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons. eLife. 10, e71752 (2021).
  25. Usoskin, D., et al. Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing. Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).
  26. Hunt, M. A., et al. DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG. Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497 (2022).

Tags

Neurovidenskab udgave 196 Immunokemisk farvning RNAscope-undersøgelser inflammatoriske smerter neuropatisk smerte kløe perifere neurologiske tilstande glasglas prøvestørrelse protokol vanskeligheder væskefjernelse orientering fladning af sektioner kryosektionering af andre væv
En procedure for mus dorsal rod ganglion kryosektionering
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, … More

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, M., Zhao, N., Yang, L., Guan, Z. A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning. J. Vis. Exp. (196), e65232, doi:10.3791/65232 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter