Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Процедура криосекции ганглия заднего корешка мыши

Published: June 9, 2023 doi: 10.3791/65232
Automatic Translation
*1,2, *1, 2,3, 2,4, 2, 1, 2
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco, 3Department of Anesthesiology, Sun Yat-Sen University, 4University of Washington
* These authors contributed equally

Summary

Здесь представлена разработка для стабильного получения высококачественных срезов криостата ганглия заднего корешка.

Abstract

Высококачественные криостатные срезы ганглия заднего корешка мыши (DRG) имеют решающее значение для правильного иммунохимического окрашивания и РНК-скопических исследований при исследовании воспалительной и нейропатической боли, зуда, а также других периферических неврологических состояний. Тем не менее, по-прежнему остается сложной задачей получение высококачественных, неповрежденных и плоских срезов криостата на предметных стеклах из-за крошечного размера образца ткани DRG. До сих пор нет статьи, описывающей оптимальный протокол криосекции DRG. Данный протокол представляет собой пошаговый метод разрешения часто встречающихся трудностей, связанных с криосекционированием DRG. В представленной статье объясняется, как удалить окружающую жидкость из образцов тканей DRG, разместить секции DRG на предметном стекле, обращенные к одной и той же ориентации, и сплющить срезы на предметном стекле, не искривляя его. Несмотря на то, что этот протокол был разработан для криосекции образцов DRG, он может быть применен для криосекции многих других тканей с небольшим размером образца.

Introduction

Ганглий дорсального корешка (DRG) содержит первичные сенсорные нейроны, тканевые макрофаги и клетки-сателлиты, которые окружают первичные сенсорные нейроны 1,2,3,4. Он является ключевой анатомической структурой в обработке безобидных и вредных сигналов и играет решающую роль в боли, зуде и различных заболеваниях периферических нервов 5,6,7,8,9,10,11,12,13. Несмотря на то, что было разработано несколько методов для препарирования ткани DRG из спинного мозга мыши14,15,16, криосекция ткани DRG остается сложной задачей, поскольку ткань DRG довольно мала, а криостатные срезы образцов DRG имеют тенденцию изгибаться в рулоны, что затрудняет правильный перенос срезов криостата на предметные стекла. Тем не менее, правильное криосекционирование ткани DRG имеет решающее значение для иммуногистохимических исследований и структуры сенсорных нейронов DRG 17,18,19,20,21,22,23. Более того, поскольку результаты секвенирования одноклеточной РНК выявили замечательную гетерогенность сенсорных нейронов DRG как у людей24, так и у мышей25, правильное криосекционирование ткани DRG имеет решающее значение для изучения функциональной роли различных DRG-клеток в различных физиологических и патологических состояниях.

Несмотря на то, что метод очистки тканей был применен для исследования 3D-реконструкции DRG26 в качестве альтернативного метода криосекции DRG, метод очистки тканей является трудоемким и трудоемким. Для сравнения, криосекция DRG выполняется быстро и относительно легко, и, таким образом, она остается ключевым методом иммуногистохимии и структурных исследований DRG и других областей центральной нервной системы. Тем не менее, получение высококачественных, неповрежденных и плоских криостатных срезов на предметных стеклах остается проблемой в исследованиях в области неврологии из-за крошечного размера выборки тканей, таких как DRG и определенные области мозга, и на данный момент нет статьи, описывающей оптимальный протокол для криосекции образцов тканей небольшого размера, таких как мышиные DRG.

Этот протокол обеспечивает простую, пошаговую технику криостатного секционирования DRG мыши, чтобы надежно получить как можно больше высококачественных срезов DRG на предметных стеклах для последующих исследований DRG. Несмотря на то, что этот метод специально разработан для криосекции образцов DRG, он потенциально может быть использован для криосекции различных других тканей с небольшим размером образца.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Для настоящего исследования эксперименты на животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию UCSF и проводились в соответствии с Руководством NIH по уходу и использованию лабораторных животных. Здесь использовали взрослых 8-12-недельных самцов и самок мышей C57BL/6 (собственного выведения).

1. Подготовка проб DRG

  1. Обезболивайте мышей 2,5% Авертином (см. таблицу материалов). Обеспечьте адекватную анестезию отсутствием реакции на болевую стимуляцию. Транскардиально проводят животным 1x фосфатно-солевой буфер (PBS) с последующим введением 4% формальдегида, как описано ранее 14,15,16.
  2. Рассекают ткань ДРГ из спинного мозга, как описано ранее 14,15,16.
  3. После закрепления рассеченных ДРГ в 4% формальдегиде в течение 3 ч при комнатной температуре.
  4. Поместите DRG в 30% сахарозу в PBS при температуре 4 °C на ночь.
  5. Подготовка базовой оптимальной температуры резания (OCT)
    1. Добавьте компаунд OCT (см. Таблицу материалов), чтобы покрыть верхнюю поверхность алюминиевого блока, и заморозьте при -20 °C в течение 5-10 минут (Рисунок 1A).
    2. Отрежьте верхнюю часть ОКТ с помощью криостата (см. Таблицу материалов) толщиной 30 мкм до тех пор, пока его поверхность не станет плоской, как у базового ОКТ (Рисунок 1B).
    3. Сделайте отметку в нижней части (положение «шесть часов») базового ОКТ, чтобы отметить его ориентацию, прежде чем снимать алюминиевый блок с криостата (рис. 1C).
    4. На следующих шагах удерживайте метку в положении «шесть часов», чтобы сохранить ту же ориентацию, что может привести к получению большего количества срезов образца DRG.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если ориентация потеряна и образец DRG разрезается под другим углом, образец DRG не может быть разрезан полностью сверху вниз, что приведет к тому, что некоторые образцы останутся на базовом ОКТ и будут потрачены впустую, так как базовая ОКТ будет встречена при попытке разрезать образец DRG (Рисунок 1C).
  6. Выполнение встраивания ДРГ методом ОСТ
    1. Высушите ткань DRG перед тем, как положить ее на ОКТ.
      1. Перед добавлением DRG в блок убедитесь, что 30% раствор сахарозы/PBS вокруг образца удален.
      2. Высушите образец DRG, поместив его на сухую чашку Петри (рис. 2A) и переместив его из одного места в другое два или три раза сухим пинцетом (рис. 2B).
      3. Высушите пинцет безворсовой тканью, прежде чем перемещать другой образец DRG (Рисунок 2C).
    2. Положите сухую ДРГ на базовый ОКТ.
      1. Сухим пинцетом поместите сухой DRG на основание OCT в положении «12 часов» (рис. 1D).
      2. Держите не менее 5 мм между верхним краем DRG и верхним краем базового OCT.
      3. Поставьте дорсальную часть ДРГ в положение «12 часов», а брюшную — в положение «шесть часов» (рис. 1D).
    3. Внедрите ткань DRG с помощью ОКТ.
      1. Добавьте больше ОКТ, чтобы покрыть весь образец DRG круглой или овальной формы с DRG в центре (рис. 1E).
      2. Убедитесь, что верхний край ОКТ перекрывает ДРГ на верхнем крае базового ОКТ (Рисунок 1F), так как это облегчает перенос секции на предметное стекло (Рисунок 3A).
        ПРИМЕЧАНИЕ: Если ОКТ крышки находится в середине базового ОКТ, верхний край базового ОКТ будет блокировать предметное стекло для сбора секции (Рисунок 3B).
      3. Заморозьте крышку образца ОКТ и ДРГ при температуре -20 °C еще на 5 мин (рис. 1G). Не обрезайте ОКТ вокруг образца DRG.
      4. Срежьте верхнюю часть крышки OCT толщиной 30 мкм до тех пор, пока DRG не станет видна.

2. Криосекционирование ДРГ

  1. Измените толщину секции криостата на 12 мкм, чтобы вырезать секции DRG на предметном стекле (Рисунок 1H).
  2. Держите секцию ОКТ внизу маленькой кистью, охлажденной до -20 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Важно не разрезать всю секцию полностью, а оставить 1-3 мм неразрезанным (Рисунок 1I).
  3. С помощью пинцета комнатной температуры осторожно коснитесь нижней части секции (положение «шесть часов») так, чтобы она прилипла к поверхности платформы (рис. 1J). Это предотвращает обратное изгибание секции в рулоне, что затрудняет сбор секции на салазках.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Когда нижняя часть секции прилипает к поверхности платформы, а верхняя часть секции все еще соединяется с OCT крышки, секция имеет плоскую форму (Рисунок 1K), что значительно облегчает сбор секции на салазках.
  4. Возьмите заряженное предметное стекло (см. Таблицу материалов) и медленно поместите предметное стекло на секцию. Как только секция начнет прилипать к направляющей, осторожно потяните затвор назад (Рисунок 1L).
  5. Выполните тот же процесс, чтобы разместить на слайде больше секций DRG, не перекрывая секции (рис. 1M). Следите за тем, чтобы новый участок DRG не располагался поверх ОКТ другого участка DRG (рис. 4), так как такой участок не может хорошо держаться на предметном стекле и может быть смыт в процессе иммунохимического окрашивания.

3. Окрашивание по Нисслю секции DRG на предметном стекле

  1. Промойте срезы в течение 10 мин в ПБС плюс 0,1% Triton X-10. Затем дважды промойте срезы ПБС.
  2. Нанесите на предметное стекло морилку по Нисслю в масштабе 1:300 (см. Таблицу материалов) и инкубируйте в течение 20 минут при комнатной температуре.
  3. Промойте срез препаратом PBS plus 0,1% Triton X-100. Затем дважды промыть срезы ПБС в течение 5 мин, а затем в течение 2 ч при комнатной температуре.
  4. Нанесите 4′,6-диамидино-2-фенилиндол (DAPI) фторомаунт-G (см. Таблицу материалов) для покрытия срезов покровным покрытием.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

В текущем исследовании было собрано около 16 непрерывных, высококачественных срезов DRG от одной мыши L4 DRG. Полученные участки были без каких-либо искажений. На рисунке 1 изображена пошаговая процедура криосекции. Удаление лишней жидкости из срезов тканей показано на рисунке 2. Процесс ОКТ-внедрения тканей показан на рисунке 3. На рисунке 4 показано правильное размещение секций DRG на предметных стеклах. На рисунке 5 представлено изображение конфокальной флуоресцентной микроскопии физиологической структуры срезов DRG мышей. Окрашивание по Нисслю показывает сенсорные нейроны DRG разного размера, а окрашивание DAPI показывает клетки, окружающие нейроны. На этом изображении показано качество секций DRG, полученных с помощью этого протокола. Для иммуногистохимических исследований DRG могут применяться различные антитела, в том числе для изучения различных типов нейронов в DRG.

Figure 1
Рисунок 1: Пошаговая процедура криосекции мышиных ДРГ . (А) ОКТ замораживается на верхней поверхности алюминиевого блока. (Б) Верхняя часть ОКТ срезается плашмя. (C) Отметка делается в нижней части (шестичасовая позиция) базовой ОКТ. (D) ДРГ надевается на базовый ОКТ брюшной частью к отметке. (E) Добавляется больше ОКТ для покрытия всего образца DRG. (F) Верхний край ОКТ, покрывающий ДРГ, должен находиться на верхнем краю базового ОКТ. (G) Покровный образец ОКТ и ДРГ замораживается. (H) Верхняя часть покровного ОКТ отрезается до тех пор, пока не станет видна ткань DRG (отмечена красной стрелкой). (I) Секция ОКТ удерживается внизу с помощью предварительно охлажденной кисти. (J) Нижняя часть секции приклеивается к поверхности платформы с помощью пинцета комнатной температуры. (K) На другом изображении (J) видно, что нижняя часть секции прилипает к поверхности платформы, а верхняя часть по-прежнему соединяется с крышкой OCT. (L) Секция приклеена к предметному стеклу. (M) Тот же процесс повторяется, чтобы получить больше секций DRG на слайд без перекрытия секций. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Техника удаления лишней жидкости из ткани DRG. (A) Ткань DRG помещается на сухую чашку Петри непосредственно из 30%-ного раствора сахарозы, который содержит много окружающей жидкости. (B) Ткань DRG перемещается в соседнее место на планшете Петри с помощью сухого пинцета для удаления лишней окружающей жидкости. (C) Пинцет сушат безворсовой салфеткой каждый раз после перемещения ткани DRG. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Важность правильного размещения ОКТ крышки на основании ОКТ. (А) Идеальное место для ОКТ крышки: (А-1) Верхний край ткани ОКТ, покрывающей ДРГ, должен находиться на верхнем краю базовой ОКТ. (А-2) Секция не должна быть разрезана полностью, при этом небольшая часть должна быть соединена с верхним краем крышки ОКТ. (А-3) Секция плавно переносится на предметное стекло. (А-4) На рисунке видно, что с точки зрения сечения по верхнему краю легко перенести секцию на предметное стекло. Черная изогнутая линия обозначает сечение, которое было вырезано. (B) Неправильное расположение крышки OCT. (B-1) Ткань OCT, покрывающая DRG, помещается в центр базовой OCT. (B-2) Секция разрезана не полностью, небольшая часть соединена с верхним краем крышки OCT. (B-3) Верхний край алюминиевого блока предотвращает соприкосновение предметного стекла с секцией. Красные стрелки обозначают расстояние между предметным стеклом и вырезанной секцией. (В-4) На рисунке видно, что предметное стекло блокируется до того, как касается секции. Черная изогнутая линия обозначает сечение, которое было вырезано. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Правильное размещение секций DRG на предметном стекле. (A) Правильный метод размещения секций DRG рядом друг с другом, не перекрывая секцию DRG и OCT других секций DRG. (Б) Неверный метод размещения секций ДРГ на ОКТ другого участка ДРГ. Поскольку вторая секция DRG не прилипает непосредственно к предметному стеклу, она может быть легко смыта во время последующих процессов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Окрашивание по Нисслю мыши L4 DRG. Пример 20-кратного конфокального изображения сечения мыши L4 DRG. Зеленым цветом обозначен Nissl (нейрон), а красным — DAPI (ядро). Масштабная линейка соответствует 50 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Этот протокол обеспечивает простую пошаговую процедуру криостатного секционирования DRG мыши для надежного получения высококачественных DRG срезов на предметных стеклах. В этом протоколе есть четыре критически важных шага. Во-первых, образец DRG и пинцет должны быть сухими, прежде чем помещать образец DRG на базовый ОКТ. Любая жидкость, окружающая образец DRG, образует вокруг него ледяную оболочку, в результате чего секции DRG отделяются от ОКТ и искривляются вверх. Во-вторых, если алюминиевый блок не имеет метки или если базовый ОКТ перекрывает метку, важно сделать отметку в нижней части (шестичасовое положение) базового ОКТ и удерживать эту метку в шестичасовом положении на протяжении всего процесса. Сохранение постоянной ориентации помогает получить больше секций DRG, так как в противном случае DRG не может быть полностью разрезана сверху вниз, и некоторые образцы DRG будут опущены и потрачены впустую. В-третьих, верхние края как базового, так и покровного ОКТ должны находиться на верхнем краю алюминиевого блока. Таким образом, верхний край алюминиевого блока не будет блокировать предметное стекло от захвата секций DRG. В-четвертых, важно избегать помещения секции DRG в ОКТ соседних секций DRG, потому что вторая секция DRG не будет непосредственно прилипать к предметному стеклу и, таким образом, может быть легко смыта в последующем процессе.

Криосекция ДРГ является очень важной технологией в исследовании ДРГ в механизмах боли и зуда 1,2. Однако из-за очень малого объема мышиных DRG сбор надлежащих криостатных срезов образцов DRG мышей часто бывает сложной задачей. Одна из основных проблем заключается в том, что секции ОКТ, содержащие DRG, имеют тенденцию изгибаться в рулон, что затрудняет размещение секций на предметных стеклах. Другая проблема заключается в том, что, поскольку образец DRG мыши очень тонкий, трудно получить достаточное количество срезов DRG из одного образца DRG, если настройки криосекции не оптимизированы. Здесь мы представили пошаговый протокол криосекции DRG мыши, который делает сбор высококачественных DRG-срезов простым и практичным. С помощью этого протокола мы можем собрать около 16 непрерывных, высококачественных DRG-секций из одной мыши L4 DRG.

Одним из ограничений этого протокола является то, что он не может обеспечить прямую 3D-реконструкцию в качестве метода очищения тканей26. Тем не менее, поскольку с помощью этого метода мы можем получить непрерывные высококачественные сечения, мы можем взять изображения из этих непрерывных участков для реконструкции 3D-изображений.

Несмотря на то, что протокол криосекции DRG разработан на молодых взрослых мышах в возрасте 8-12 недель, этот протокол может быть применен для криосекции DRG человека и DRG мышей младшего или старшего возраста. Фактически, этот протокол должен быть применим для криосекции любых объемных образцов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Никакой.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Avertin Sigma-Aldrich T48402-25G Anesthetize animal
Epredia Cryotome Cryostat Cryocassettes, 25 mm dia. Crosshatched Fisherbrand 1910 Hold the OCT section at the bottom 
Ergo Tweezers Fisherbrand S95310 Using the end of a tweezer to gently touch the bottom (6 o’clock) of the section so that it sticks to the platform surface to prevent the section from curving back in a roll 
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides Fisherbrand 1255015 To collect the DRG section 
Marking pens Fisherbrand 133794  Mark the orientation of base OCT
Scigen Tissue-Plus O.C.T. Compound Fisherbrand  23730571 Embedding medium for frozen tissue specimens to ensure optimal cutting temperature (O.C.T.).

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Guan, Z., et al. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain. Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).
  2. Yu, X., et al. Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain. Nature Communications. 11 (1), 264 (2020).
  3. Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain. Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).
  4. Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression. Molecular Brain. 15 (1), 44 (2022).
  5. Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice. Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).
  6. Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation. Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).
  7. Chen, X. J., Sun, Y. G. Central circuit mechanisms of itch. Nature Communications. 11 (1), 3052 (2020).
  8. Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways. F1000Research. , (2016).
  9. Boadas-Vaello, P., et al. Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets. Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).
  10. Guha, D., Shamji, M. F. The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain. Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).
  11. Shorrock, H. K., et al. UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy. Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).
  12. Sleigh, J. N., et al. Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).
  13. Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model. Scientific Reports. 12 (1), 7600 (2022).
  14. Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels. BMC Research Notes. 13 (1), 302 (2020).
  15. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9, 82 (2016).
  16. Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2 (1), 100333 (2021).
  17. Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184 (2020).
  18. Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. Common transcriptional signatures of neuropathic pain. Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).
  19. Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception. Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).
  20. Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function. Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).
  21. Neto, E., et al. Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia. PLoS One. 12 (7), e0181612 (2017).
  22. Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function. Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).
  23. Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. The structure of sensory afferent compartments in health and disease. Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).
  24. Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons. eLife. 10, e71752 (2021).
  25. Usoskin, D., et al. Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing. Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).
  26. Hunt, M. A., et al. DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG. Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497 (2022).

Tags

Неврология Выпуск 196 Иммунохимическое окрашивание РНК-исследования Воспалительная боль Нейропатическая боль Зуд Периферические неврологические состояния Предметные стекла Размер образца Протокол Трудности Удаление жидкости Ориентация Сплющивание срезов Криосекция других тканей
Процедура криосекции ганглия заднего корешка мыши
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, … More

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, M., Zhao, N., Yang, L., Guan, Z. A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning. J. Vis. Exp. (196), e65232, doi:10.3791/65232 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter