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Bioengineering

« Avatar », une boucle de travail ex vivo modifiée Expérimente l’utilisation de la contrainte et de l’activation in vivo

Published: August 18, 2023 doi: 10.3791/65610
Automatic Translation
1, 1
1Northern Arizona University

Summary

Cet article détaille la méthodologie d’émulation de la production de force musculaire in vivo lors d’expériences ex vivo en boucle de travail à l’aide d’un muscle « avatar » d’un rongeur de laboratoire afin d’évaluer les contributions des transitoires de contrainte et de l’activation à la réponse de la force musculaire.

Abstract

Les comportements de mouvement sont des caractéristiques émergentes des systèmes dynamiques qui résultent de la production de force musculaire et de la production de travail. L’interaction entre les systèmes neuronaux et mécaniques se produit simultanément à tous les niveaux de l’organisation biologique, depuis le réglage des propriétés musculaires des jambes pendant la course jusqu’à la dynamique des membres qui interagissent avec le sol. Comprendre les conditions dans lesquelles les animaux modifient leurs stratégies de contrôle neuronal vers la mécanique musculaire intrinsèque (« preflex ») dans la hiérarchie de contrôle permettrait aux modèles musculaires de prédire la force musculaire in vivo et de travailler avec plus de précision. Pour comprendre la mécanique musculaire in vivo, il est nécessaire d’étudier ex vivo la force musculaire et de travailler dans des conditions de contrainte et de charge variant dynamiquement, similaires à la locomotion in vivo. Les trajectoires de déformation in vivo présentent généralement des changements brusques (c’est-à-dire des transitoires de déformation et de vitesse) qui résultent d’interactions entre l’activation neuronale, la cinématique musculo-squelettique et les charges appliquées par l’environnement. L’objectif principal de notre technique « avatar » est d’étudier le fonctionnement des muscles lors de changements brusques de vitesse de déformation et de charge lorsque la contribution des propriétés mécaniques intrinsèques à la production de force musculaire peut être la plus élevée. Dans la technique de l’avatar, l’approche traditionnelle de la boucle de travail est modifiée à l’aide de trajectoires de déformation mesurées in vivo et de signaux électromyographiques (EMG) provenant d’animaux lors de mouvements dynamiques pour conduire les muscles ex vivo à travers de multiples cycles d’étirement et de raccourcissement. Cette approche est similaire à la technique de la boucle de travail, sauf que les trajectoires de déformation in vivo sont mises à l’échelle de manière appropriée et imposées à des muscles de souris ex vivo attachés à un servomoteur. Cette technique permet de : (1) émuler in vivo la déformation, l’activation, la fréquence de foulée et les modèles de boucle de travail ; (2) faire varier ces modèles pour correspondre le plus précisément possible aux réponses de force in vivo ; et (3) faire varier les caractéristiques spécifiques de la déformation et/ou de l’activation dans des combinaisons contrôlées pour tester des hypothèses mécanistes.

Introduction

Les animaux en mouvement réalisent des exploits athlétiques impressionnants d’endurance, de vitesse et d’agilité dans des environnements complexes. La locomotion animale est particulièrement impressionnante par rapport aux machines conçues par l’homme - la stabilité et l’agilité des robots, des prothèses et des exosquelettes à pattes actuelles restent médiocres par rapport aux animaux. La locomotion sur pattes en terrain naturel nécessite un contrôle précis et des ajustements rapides pour modifier la vitesse et manœuvrer les caractéristiques environnementales qui agissent comme des perturbations inattendues 1,2,3,4. Pourtant, la compréhension de la locomotion non stationnaire est intrinsèquement difficile car la dynamique dépend d’interactions complexes entre l’environnement physique, la mécanique musculo-squelettique et le contrôle sensorimoteur 1,2. La locomotion sur pattes nécessite de réagir à des perturbations inattendues par un traitement multimodal rapide de l’information sensorielle et un actionnement coordonné des membres et des articulations 1,5. En fin de compte, le mouvement est rendu possible par les muscles produisant de la force via les propriétés mécaniques intrinsèques du système musculo-squelettique ainsi que par le contrôle neuronal 1,5,6,7. Une question en suspens de la neuromécanique est de savoir comment ces facteurs interagissent pour produire un mouvement coordonné en réponse à des perturbations inattendues. La technique suivante utilise la réponse mécanique intrinsèque du muscle à la déformation à l’aide de trajectoires de déformation in vivo lors d’expériences ex vivo contrôlables avec un muscle « avatar ».

La technique de la boucle de travail musculaire a fourni un cadre important pour comprendre la mécanique musculaire intrinsèque lors de mouvements cycliques 8,9,10. La technique traditionnelle de boucle de travail entraîne les muscles à travers des trajectoires de déformation prédéfinies, généralement sinusoïdales, à l’aide de fréquences et de modèles d’activation mesurés lors d’expériences in vivo 2,8,9,11. L’utilisation de trajectoires de longueur sinusoïdale permet d’estimer de manière réaliste le travail et la puissance de sortie pendant le vol12 et la nage2 dans des conditions où les animaux ne subissent pas de changements rapides dans les trajectoires de déformation en raison de l’interaction avec l’environnement et la cinématique musculo-squelettique. Cependant, les trajectoires de tension musculaire in vivo pendant la locomotion sur pattes résultent dynamiquement d’interactions entre l’activation neuronale, la cinématique musculo-squelettique et les charges appliquées par l’environnement 5,7,13,14. Une technique de boucle de travail plus réaliste est nécessaire pour émuler les charges, les trajectoires de déformation et la production de force qui correspond à la dynamique muscle-tendon in vivo et donne un aperçu de la façon dont la mécanique musculaire intrinsèque et le contrôle neuronal interagissent pour produire un mouvement coordonné face aux perturbations.

Ici, nous présentons une nouvelle façon d’émuler les forces musculaires in vivo pendant la locomotion sur tapis roulant en utilisant un muscle « avatar » d’un rongeur de laboratoire lors d’expériences ex vivo contrôlées avec des trajectoires de déformation in vivo qui représentent des charges in vivo variant dans le temps. L’utilisation des trajectoires de déformation mesurées in vivo d’un muscle cible sur des muscles d’un animal de laboratoire lors d’expériences ex vivo contrôlées émulera les charges subies pendant la locomotion. Dans les expériences décrites ici, le muscle extenseur des doigts de souris (EDL) ex vivo est utilisé comme « avatar » du muscle gastrocnémien médial (MG) in vivo du rat lors de la marche, du trot et du galop sur un tapis roulant13. Cette approche est similaire à la technique de la boucle de travail, sauf que les trajectoires de déformation in vivo sont mises à l’échelle de manière appropriée et imposées à des muscles de souris ex vivo attachés à un servomoteur. Bien que les muscles EDL de souris diffèrent par leur taille, leur type de fibres et leur architecture par rapport à ceux du rat MG, il est possible de contrôler ces différences. La technique de l’avatar permet de : (1) émuler in vivo la déformation, l’activation, la fréquence de foulée et les modèles de boucle de travail ; (2) faire varier ces modèles pour correspondre le plus précisément possible aux réponses de force in vivo ; et (3) faire varier les caractéristiques spécifiques de la déformation et/ou de l’activation dans des combinaisons contrôlées pour tester des hypothèses mécanistes.

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Protocol

Toutes les études sur les animaux ont été approuvées par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Nord de l’Arizona. Des muscles extenseurs des doigts (EDL) de souris mâles et femelles de type sauvage (souche B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), âgées de 60 à 280 jours, ont été utilisés pour la présente étude. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux) et établis dans une colonie de l’Université du Nord de l’Arizona.

1. Sélection de la trajectoire de déformation in vivo et préparation à l’utilisation lors d’expériences ex vivo en boucle de travail

NOTE : Dans ce protocole, des mesures préalables de la locomotion dynamique in vivo , fournies directement aux auteurs (Nicolai Konow, UMass Lowell, communication personnelle), ont été utilisées dans des expériences ex vivo . Les données originales ont été recueillies pour Wakeling et al.15. Des données de temps, de durée ou de déformation, d’EMG/d’activation et de force sont nécessaires pour reproduire le protocole.

  1. Segmentez l’ensemble de l’essai in vivo en foulées individuelles à l’aide de n’importe quelle plate-forme de programmation (code MATLab fourni dans le fichier de codage supplémentaire 1).
    1. Tracez les changements de longueur par rapport à l’ensemble de l’essai in vivo . Ceci est utilisé pour visualiser les foulées individuelles (position à la position) et pour évaluer la variabilité entre les foulées (Figure 1).
    2. Calculer la déformation pour l’ensemble de l’essai (Longueur (L) /Force isométrique maximale à la longueur optimale L0).
    3. Sélectionnez une foulée de l’ensemble de l’essai qui est représentative de toutes les foulées, et qui commence et se termine à des longueurs similaires. Cela peut être fait visuellement en représentant graphiquement les longueurs les unes sur les autres pour comparer chaque foulée.
    4. Une fois qu’une foulée représentative est sélectionnée, séparez les données de tension, d’EMG/d’activation et de force de l’ensemble de l’essai à l’aide de n’importe quelle plate-forme de programmation (voir le fichier de codage supplémentaire 1 pour les codes utilisés dans MATLab16).
    5. Si la fréquence d’échantillonnage diffère en termes de déformation, d’EMG/activation ou de force, interpolez les points de données de manière à ce qu’ils soient tous échantillonnés à la même fréquence.
      REMARQUE : Les chercheurs peuvent déterminer la fréquence de capture en fonction des intervalles de temps entre chaque point échantillonné dans l’ensemble de l’essai. Si les variables sont saisies à la même fréquence, les temps d’échantillonnage seront les mêmes.
  2. Calculez la fréquence des foulées segmentées.
    1. Calculez la fréquence en déterminant la durée d’une foulée segmentée en secondes et en divisant 1 (seconde) par la durée (1/durée = # foulées par seconde).
    2. Déterminez manuellement le nombre de points de données qui doivent être acquis dans les expériences ex vivo pour correspondre à la fréquence.
    3. Calculez le temps nécessaire pour deux foulées. Répétez les foulées au moins une fois pour estimer l’erreur de mesure musculaire, qui sera nécessaire pour l’analyse statistique ultérieure.
  3. Déterminer la phase de stimulation par rapport à l’entrée de tension à l’aide de l’activité EMG mesurée pour déterminer le début et la durée de la stimulation pour les boucles de travail ex vivo . N’importe quelle plate-forme de programmation peut être utilisée (voir le fichier de codage supplémentaire 1 pour le code utilisé dans cette étude).
    1. Visualisez le signal EMG sur la même plage (temps) de l’axe des x que le changement de contrainte (Figure 1). Agrandissez le signal EMG pour qu’il soit visible ; cela peut être fait en multipliant le signal EMG par un nombre arbitraire, en redimensionnant la tension et l’EMG pour qu’ils soient sur la même échelle, et/ou en ajoutant le signal EMG à la tension.
      REMARQUE : Les auteurs ont redimensionné la souche et l’EMG pour qu’ils soient sur la même échelle à l’aide de la fonction « rescale » de MATLab (voir Figure 1 supplémentaire).
    2. Trouvez où l’activité EMG commence et s’arrête, comme indiqué par un changement d’intensité de deux écarts-types17,18.
      REMARQUE : Selon l’animal et le muscle, l’apparition de l’EMG peut ou non correspondre au contact du pied (Monica Daley, UC Irvine, communication personnelle) (voir la section Discussion).
    3. Calculez le pourcentage du cycle d’effort (p. ex., 40 %) auquel l’activation de l’EMG commence et pendant combien de temps la stimulation se produira (p. ex., 222 ms).
      REMARQUE : Les chercheurs devront tenir compte d’un délai de couplage excitation-contraction (ECC) qui diffère entre les boucles de mouvement in vivo et de travail ex vivo et qui peut être différent pour chaque animal et chaque muscle (p. ex., l’ECC in vivo est de 24,5 ms pour la MG de rat, la CPE ex vivo est de ~5 ms pour la EDL de souris).
  4. Préparer des entrées de déformation représentatives pour le programme de contrôleur de boucle de travail. N’importe quel programme capable de capturer la sortie de force avec une entrée pour la contrainte et la stimulation peut être utilisé pour le programme de contrôleur de boucle de travail (voir la section Discussion).
    1. Prenez la foulée sélectionnée et interpolez jusqu’au nombre approprié de points nécessaires pour que le pas soit capturé à une fréquence in vivo pendant deux cycles (voir étape 1.2).
    2. Redimensionnez la foulée pour commencer et vous arrêter à « zéro effort » (par exemple, L 0 ou 95 % L0) après l’étirement d’une excursion de longueur prédéterminée (voir étape 3.3).
    3. « Echelle » foulée sélectionnée, si nécessaire, à utiliser comme entrée pour les changements de souche dans l’EDL de la souris (voir la section Discussion). Pour mettre à l’échelle, sélectionnez une excursion de longueur à laquelle l’EDL de la souris peut être étirée sans dommage (par exemple, nous étirons généralement l’EDL de la souris de 10 % L0 , quelle que soit l’espèce in vivo ). Il faudra peut-être modifier cette situation en fonction des résultats préliminaires (voir l’étape 3.3).

Figure 1
Figure 1 : Durée dans le temps de l’essai in vivo complet. Longueur (mm) tracée en fonction du temps du rat MG. Les foulées sont délimitées par des cercles, de la longueur la plus courte à la longueur la plus courte, considérées comme une seule foulée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Évaluation ex vivo de la force isométrique maximale du muscle de souris

  1. Mise en place de l’équipement et de la chirurgie.
    REMARQUE : Voir la section Discussion pour une explication de l’équipement nécessaire pour la boucle de travail ex vivo .
    1. Préparez un bain de tissus d’organes en insérant la valve à pointeau de l’oxytube dans le bain de tissus de la chemise d’eau (voir le tableau des matériaux). Connectez l’oxytube à une bouteille de gaz avec 95% 0 2-5% CO2. Laissez 20 psi remplir le bain de tissu de la chemise d’eau.
    2. Préparez la zone de chirurgie en faisant passer un oxytube supplémentaire de la conduite de gaz à une boîte de cristallisation remplie de solution de Krebs-Henseleit (étape 2.1.3) près de la zone de chirurgie. Cela sera utilisé pour garder les muscles aérés et hydratés pendant et après les chirurgies.
      REMARQUE : Les muscles peuvent également être stockés dans cette solution aérée jusqu’à 4 h, si plus d’un muscle est retiré de la souris à la fois.
    3. Préparer 1 L de solution de Krebs-Henseleit contenant (en mmol l-1) : NaCl (118) ; KCl (4,75) ; MgSO4 (1,18) ; KH2PO4 (1,18) ; CaCl 2 (2,54) ; et le glucose (10,0) à température ambiante et pH à 7,4 en utilisant HCl et NaOH (voir le tableau des matériaux). Lors de la manipulation de HCl et de NaOH, portez l’EPI approprié composé de lunettes de protection et de gants.
    4. Remplissez le bain avec la solution de Krebs-Henseleit à température ambiante et à pH 7,4. Immergez complètement le muscle et l’hameçon dans la solution.
    5. Allumez tous les équipements ; système de levier musculaire bimode, stimulateur et interface de signal (carte DAQ) (voir le tableau des matériaux).
  2. Dissection musculaire EDL.
    1. Anesthésiez profondément la souris, puis procédez à l’euthanasie par luxation cervicale. Posez la souris en position couchée latérale droite ou gauche, le membre postérieur supérieur tendu et les orteils touchant la planche de dissection. Retirez la fourrure de la cheville jusqu’au-dessus de l’articulation du genou.
    2. Tentez la peau avec une pince et coupez de l’articulation de la cheville à la zone de la hanche. Une fois le muscle exposé, coupez autour de la cheville comme un « ourlet » de pantalon. Tirez la peau vers le haut pour exposer plus clairement les muscles des jambes.
    3. Localisez la ligne de fascia qui sépare le tibial antérieur (TA) et le gastrocnémien, séparez-les à l’aide de ciseaux de dissection pour exposer les tendons du genou. Placez des ciseaux de dissection entre les deux tendons du genou exposés. Les ciseaux « s’accrochent » à une poche juste en dessous des tendons du genou exposés. Disséquez une « poche » tout en éloignant les ciseaux de la jambe jusqu’à ce que les ciseaux atteignent la cheville pour exposer l’EDL.
    4. À l’aide d’un nœud de boucle pré-noué dans une suture chirurgicale en soie de taille 4-0 (voir le tableau des matériaux), lacez une extrémité de la suture sous le tendon le plus proche du genou. Faites un double nœud carré au-dessus de la jonction proximale muscle-tendon sans le placer sur le muscle ni inclure le tendon. Couper au-dessus du nœud. Tirez doucement sur la boucle attachée au tendon, et l’EDL émergera de la « poche ».
    5. Collez la boucle sur la zone de dissection pour créer une tension dans l’EDL. Faites un double nœud carré à l’aide d’un autre nœud à boucle pré-noué à la jonction distale muscle-tendon sans le placer sur le muscle ni inclure le tendon. Coupez le nœud sur le côté le plus proche de la jambe pour retirer l’EDL entière de la souris. Coupez la suture supplémentaire loin des doubles nœuds carrés sur les côtés proximal et distal du muscle et placez le muscle dans le bain aéré près de la zone de chirurgie.
      REMARQUE : Assurez-vous de noter quel côté est proximal et/ou distal si vous placez le muscle dans un bain aéré.
    6. Pour le placer sur la plate-forme de levier du servomoteur, fixez l’EDL verticalement entre les électrodes en platine suspendues. Fixez le nœud de boucle distale au crochet fixe et fixez le nœud de boucle proximale au crochet fixé au bras du servomoteur. Soulevez le bain de tissu pour immerger le muscle dans la solution aérée de Krebs-Henseleit.
      REMARQUE : L’aération ne doit pas perturber le muscle lorsqu’il est immergé. Si c’est le cas, baissez la pression du gaz. Laissez le muscle s’équilibrer pendant 10 minutes avant de commencer la stimulation.
  3. Mesurez la force isométrique maximale du muscle EDL.
    REMARQUE : Reportez-vous au tableau 1 pour connaître le protocole de mesure de la force isométrique maximale à l’aide de la contraction et du tétanos. Voir la figure supplémentaire 1 pour une illustration du programme utilisé par les auteurs.
    1. Stimulez le muscle avec une contraction supramaximale pour vous assurer que le muscle n’a pas été endommagé pendant la chirurgie (80 V, 1 pps, 1 ms ; Tableau 1 ; voir la figure supplémentaire 2). Si aucun dommage ne s’est produit, utilisez le bouton de longueur du système de levier musculaire pour trouver une longueur musculaire à l’aide d’une stimulation par contraction à laquelle la tension active est de ~1V / 0,1271 N avec une tension passive inférieure à ~0,1V / 0,01271N.
    2. Notez la longueur de départ du muscle d’un nœud de suture à l’autre en volts et en millimètres. Entrez les mesures dans la partie étalonnage du programme pour la longueur de départ (voir la figure supplémentaire 1).
    3. Déterminer la force isométrique maximale de contraction supramaximale à la longueur optimale (L0) de l’EDL (Tableau 1). Aucune période de repos n’est techniquement nécessaire, mais attendre 1 minute entre les stimulations stabilisera la tension passive. Enregistrez la durée (en volts) à laquelle la contraction supramaximale est maximale. Il s’agit de la longueur optimale du muscle (L0) pour la contraction.
    4. Mesurez le muscle avec des pieds à coulisse à cette longueur. Mesurez le muscle d’un nœud de suture à l’autre. Une fois que L 0 a été trouvé, raccourcissez le muscle à la longueur de départ (tension active ~1V / 0,1271 N).
    5. Trouver la force isométrique maximale du tétanos supramaximal de l’EDL (80 V, 180 pps, 500 ms ; Tableau 1). Noter la longueur (en volts et en millimètres) de la force tétanique supramaximale à L0 et mesurer à nouveau les fibres d’un nœud de suture à l’autre avec des pieds à coulisse.
      REMARQUE : L’augmentation de la longueur musculaire par pas de 0,5 V/0,65 mm se traduira par un L0 plus précis pour les contractions et le tétanos.
    6. Déterminer la force isométrique sous-maximale de l’EDL (45 V, 110 pps, 500 ms ; Tableau 1) à L0 avant et après l’expérience pour s’assurer qu’il n’y a pas de fatigue due au protocole de stimulation. Une diminution de 10 % de la force est considérée comme un muscle « fatigué ».
Expérience Intensité de simulation (V) Fréquence d’impulsion (pps / Hz) Durée de la stimulation (ms) Commentaires
1. « Échauffement » 80 1 1 Augmentez ou diminuez la longueur de 0,50 V pour trouver une tension passive de 1 V
2. Contraction optimale de la longueur musculaire (L0) 80 1 1 Augmentez ou diminuez la longueur de 0,50 V pour trouver une tension passive de ~1 V
3. Longueur musculaire optimale du tétanos (L0) 80 180 500 Repos 3 min entre les changements de longueur de 0,50 V
4. Pré-expérience sous-maximale L0 45 110 500 À la longueur de L0
6. Expériences d’avatar 45 110 Utilisation cyclique de changements de longueur représentatifs pour l’EDL de la souris
7. L0 sous-maximal post-expérience 45 110 500 Revenir à L0 après l’expérience et mesurer L0

Tableau 1 : Protocole de stimulation. Protocole de stimulation pour trouver la durée optimale des contractions supramaximales et sous-maximales et du tétanos. Le protocole varie en fonction de l’intensité de la stimulation, du moment et des impulsions par seconde.

3. Compléter la technique de la boucle de travail « avatar » à l’aide de trajectoires de déformation in vivo sélectionnées

  1. Mettre en place le logiciel nécessaire pour compléter les techniques de boucle de travail « avatar » (voir Tableau des matériaux).
    REMARQUE : Un fichier d’entrée (.csv ou similaire) qui spécifie la longueur du muscle à chaque pas de temps est nécessaire (voir étape 1.4). Il est nécessaire d’indiquer le pourcentage du cycle auquel la stimulation commence et la durée de la stimulation (voir la figure supplémentaire 3 par exemple).
  2. Complétez la technique de la boucle de travail « avatar ».
    REMARQUE : Bien que nous utilisions un programme LabView personnalisé, les chercheurs peuvent utiliser n’importe quel programme qui permet de contrôler les changements de longueur dans l’EDL de la souris sur un levier servomoteur, de contrôler le début (% du cycle) et la durée (ms) de la stimulation à des moments spécifiés, et de mesurer la force musculaire. Voir la figure supplémentaire 3 pour une illustration du programme utilisé par les auteurs.
    1. Téléchargez les changements de déformation mis à l’échelle avec l’excursion de longueur mise à l’échelle dans le programme à partir de l’étape 1.4. Reportez-vous aux étapes 1.4, 3.3 et à la section Discussion pour plus d’informations sur les « changements de déformation à l’échelle ».
    2. Ajustez la longueur de départ du muscle si nécessaire (voir rubrique 3.3). Entrez la longueur de départ en V et en mm pour calibrer les résultats (voir la figure supplémentaire 3).
    3. Utilisez le début et la durée de la stimulation calculés à l’étape 1.3.
    4. Faites passer le muscle à travers les changements de longueur mis à l’échelle avec une excursion de longueur déterminée pendant deux cycles.
    5. Enregistrer les données. Si plusieurs protocoles de stimulation sont collectés sur un même muscle, attendez 3 min entre chaque stimulation.
    6. Stimuler à la longueur optimale (L0) en utilisant une activation sous-maximale pour déterminer si de la fatigue s’est produite. Si la force diminue de plus de 10%, les muscles sont considérés comme fatigués. Voir le tableau 1 pour les protocoles de stimulation.
    7. Retirez le muscle du bain. Coupez les nœuds en boucle du muscle et tamponnez l’excès de solution du muscle. Pesez le muscle. Déterminer l’aire transversale physiologique à l’aide de la formule standard : masse musculaire/(L0*1,06)19.
  3. Régler les paramètres de la technique de boucle de travail « avatar » (voir la section Discussion).
    1. Déterminer la longueur de départ et l’excursion de longueur en faisant correspondre l’élévation de tension passive ex vivo à l’élévation de tension passive observée in vivo (Figure 2).
      NOTA : Cette étude a utilisé le pourcentage L 0 pour mettre à l’échelle la longueur de départ (mm) et l’excursion (% L0 ; voir l’étape 1.4 et la section Discussion). Pour faire correspondre l’élévation de tension dans l’EDL de souris ex vivo à celle de la MG de rat in vivo, les auteurs ont constaté que la longueur de départ à L0 produisait le meilleur ajustement (Figure 2).
    2. Choisissez trois longueurs de départ (par exemple, -5 % L 0, L 0 et +5 % L0). Effectuez la boucle de travail « avatar » à chacune de ces longueurs de départ avec une excursion de longueur spécifiée (par exemple, 10 % L0).
      NOTE : Dans les présentes expériences « avatar » utilisant la LEDA de souris, une excursion de longueur de 10 % L0 a été utilisée.
    3. Répétez l’opération avec de nouvelles longueurs de départ et/ou d’excursion jusqu’à ce que le taux d’élévation de la tension passive ex vivo soit similaire au taux d’élévation de la tension passive in vivo (voir Figure 2B).
    4. En fonction des types de fibres et de la dynamique d’activation des muscles sollicités, augmentez ou diminuez la durée de la stimulation pour optimiser l’adéquation entre la force ex vivo et in vivo . Ainsi, il peut être nécessaire de modifier le début et/ou la durée de la stimulation pour qu’elle corresponde au mieux à la production de force in vivo lors d’expériences « avatar ».
    5. Pour décider si cela est nécessaire (voir la section Discussion), tracez la force au cours du temps de l'« avatar » et du muscle in vivo (Figure 3) et calculez le coefficient de détermination R2 en mettant au carré la corrélation mise à l’échelle entre la force musculaire de la cible et celle de l'« avatar » (voir Résultats représentatifs).

Figure 2
Figure 2 : Montée de tension passive correspondante. Boucles de travail montrant l’élévation in vivo et ex vivo de la tension passive (flèches). Boucle de travail à l’échelle in vivo d’un rat MG (noir) marchant à 2,9 Hz (données de Wakeling et al.15). Boucles de travail à l’échelle ex vivo de l’EDL de souris (vert) à 2,9 Hz. (A) La longueur de départ du muscle EDL de la souris est de +5% L0. (B) La longueur de départ du muscle EDL de la souris est L0. Notez que l’élévation de tension passive ex vivo correspond à l’augmentation de tension in vivo en A mais pas en B. Des lignes plus épaisses indiquent une stimulation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Optimisation de la durée de stimulation de l’EDL de souris pour correspondre à la force in vivo de la MG du rat (ligne noire). La force générée par l’EDL de souris à l’aide de la stimulation basée sur l’EMG (ligne pointillée verte) diminue plus tôt que la force in vivo, probablement en raison d’une désactivation plus rapide de l’EDL de la souris par rapport à la MG du rat. Pour optimiser l’ajustement entre les forces in vivo et ex vivo, l’EDL de la souris a été stimulée pendant une durée plus longue (ligne verte continue). Stimulation basée sur l’EMG R 2 = 0,55, stimulation optimisée R2 = 0,91. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Representative Results

L’objectif des expériences « avatar » est de reproduire le plus fidèlement possible la production de force in vivo et le rendement du travail lors d’expériences ex vivo en boucle de travail. Cette étude a choisi d’utiliser l’EDL de souris comme « avatar » de la MG du rat parce que l’EDL de la souris et la MG du rat sont toutes deux composées principalement de muscles à contraction rapide20,21. Les deux muscles sont des moteurs primaires de l’articulation de la cheville (EDL cheville dorsiflexor, MG cheville plantaire fléchisseur) avec des angles de pennation similaires (souris EDL 12,4 + 2,12°22, rat MG 20° utilisé dans cette étude15). Des boucles de travail représentatives à l’échelle du rat MG15 ont été comparées à des expériences ex vivo « avatar » (Figure 4) en utilisant deux protocoles de stimulation différents (l’un à partir de l’activité EMG mesurée et l’autre optimisé comme à l’étape 3.3). Les valeurs R 2 présentées ici ont été calculées à partir de l’ensemble du cycle d’étirement-raccourcissement mis à l’échelle (2 cycles/condition), chaque cycle ayant plus de 2000 points correspondant à la vitesse locomotrice (pas = 5521 points, trot = 5002, galop = 2502 points). Les boucles de travail ont été mises à l’échelle pour tenir compte des différences de taille musculaire, de P0 et de PCSA. La mise à l’échelle a été effectuée en cartographiant linéairement la force et la déformation sur une échelle similaire (0-1) pour comparer la MG du rat et l’EDL de la souris. Visuellement, il est évident que l’optimisation du protocole de stimulation (Figure 4B) pour tenir compte des différentes dynamiques d’activation des muscles EDL de souris et MG de rat améliore l’ajustement à la force MG in vivo du rat par rapport à l’activation basée sur l’EMG (voir la section Discussion). Pour l’EDL de souris, le doublement approximatif de la durée de stimulation pour les trajectoires d’effort plus lentes (pas et trot) a augmenté le R2 de 62 % au pas et de 109 % au trot. Pour la trajectoire de contrainte plus rapide (galop), l’augmentation du temps de stimulation de la moitié du temps observé a augmenté le R2 de 22%.

Figure 4
Figure 4 : Comparaison des boucles de travail in vivo et ex vivo. Boucles de travail de la MG de rat in vivo (noir) et de l’EDL de souris ex vivo (vert) pendant la marche (2,9 Hz) en utilisant des trajectoires de déformation in vivo. La ligne plus épaisse indique la stimulation dans les boucles de travail in vivo et ex vivo. (A) Boucle de travail du rat in vivo MG (noir) et de l’EDL de souris ex vivo (pointillé vert) pendant la marche en utilisant le protocole de stimulation basé sur l’EMG. (B) Boucle de travail du rat in vivo MG (noir) et de l’EDL de souris ex vivo (vert fixe) pendant la marche (2,9 Hz) en utilisant une stimulation optimisée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Un R2 élevé entre la production de force ex vivo de l’EDL chez la souris et la production de force in vivo du gastrocnémien médial (MG)15 chez le rat indique une bonne réplication (Figure 5). Dans les expériences de stimulation basées sur l’EMG, les valeurs moyennes de R2 étaient de 0,535, 0,428 et 0,77 pour le pas, le trot et le galop, respectivement. Dans les expériences de stimulation optimisées, les valeurs moyennes de R2 étaient de 0,872, 0,895 et 0,936 au pas, au trot et au galop, respectivement. Comme nous l’avons vu précédemment (étape 3.3, Figure 5), en fonction de la dynamique d’activation des muscles sollicités, il peut également être nécessaire d’optimiser le protocole de stimulation. La prédiction de la force MG in vivo à l’aide de l’EDL ex vivo de souris a été améliorée pour toutes les vitesses locomotrices en optimisant la stimulation, en augmentant R2 (Figure 5A, B) et en diminuant l’erreur quadratique moyenne (RMSE). L’EMR a diminué après optimisation pour toutes les vitesses (Figure 6). L’EMSE moyenne pour la stimulation basée sur l’EMG était de 0,31, 0,43 et 0,158 pour le pas, le trot et le galop. L’EMSE moyenne pour une stimulation optimisée était de 0,181, 0,116, 0,101 pour le pas, le trot et le galop.

Figure 5
Figure 5 : Valeurs R 2 pour la production de force in vivo et ex vivo : Boîte à moustaches des valeurs R2 pour les comparaisons de force in vivo et ex vivo. Observations individuelles tracées, médianes, 25 e et 75e percentiles indiquées. (A) Valeurs R 2 pour la production de force in vivo et ex vivo à l’aide d’un protocole de stimulation basé sur le signal EMG in vivo mesuré pendant la marche à 2,9 Hz (vert), le trot à 3,2 Hz (magenta) et le galop à 6,2 Hz (cyan). (B) Valeurs R 2 pour la production de force in vivo et ex vivo à l’aide d’une stimulation optimisée (voir Figure 2). L’optimisation de l’apparition et de la durée de la stimulation a augmenté R2 pour toutes les allures. Stimulation basée sur l’EMG : marche R 2 = 0,50-0,55, trot R 2 = 0,37-0,47, galop R2 = 0,62-0,90 ; stimulation optimisée : pas R 2 = 0,74-0,93, trot R 2 = 0,85-0,92, galop R2 = 0,87-0,97. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Erreur quadratique moyenne (RMSE) pour la production de force in vivo et ex vivo. Boîte à moustaches des valeurs RMSE pour les comparaisons de forces in vivo et ex vivo. Observations individuelles tracées, médianes, 25 e et 75e percentiles indiquées. (A) Valeurs RMSE pour la production de force in vivo et ex vivo à l’aide d’un protocole de stimulation basé sur l’EMG. (B) Valeurs RMSE pour in vivo et ex vivo à l’aide d’un protocole de stimulation optimisé. L’optimisation de l’apparition et de la durée de la stimulation a permis de réduire l’EMR pour toutes les allures. Marcher à 2,9 Hz (vert), trotter à 3,2 Hz (magenta) et galoper à 6,4 Hz (cyan). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Pour tester la performance des méthodes traditionnelles de boucle de travail pour prédire les forces musculaires in vivo, des boucles de travail sinusoïdales ont également été effectuées pour l’EDL de souris à la même fréquence, à la même longueur d’excursion, à la même longueur de départ, au même début de stimulation et à la même durée que pour les expériences « avatar » utilisant des trajectoires de souche MG chez le rat in vivo . Les valeurs de R2 étaient significativement inférieures à celles des trajectoires de déformation in vivo pour les protocoles de stimulation basés sur l’EMG et optimisés (Figure 7). Les valeurs moyennes de R2 pour la stimulation basée sur l’EMG à l’aide de trajectoires de longueur sinusoïdale étaient de 0,062, 0,067 et 0,141 aux fréquences de marche, de trot et de galop. Les valeurs moyennes de R2 pour une stimulation optimisée à l’aide de trajectoires de longueur sinusoïdale étaient de 0,09, 0,067 et 0,141 aux fréquences de pas, de trot et de galop.

Figure 7
Figure 7 : R2 Valeurs pour la production de force in vivo et ex vivo en utilisant des changements de longueur sinusoïdaux. Boîte à moustaches des valeurs RMSE pour les comparaisons de forces in vivo et ex vivo. Observations individuelles tracées, médianes, 25 e et 75e percentiles indiquées. Valeurs R 2 pour le pas (vert, 2,9 Hz), le trot (magenta, 3,2 Hz) et le galop (cyan,6,2 Hz) en utilisant des changements de longueur sinusoïdaux avec des protocoles de stimulation basés sur l’EMG (translucide) et optimisés (opaques). Pour la stimulation basée sur l’EMG et la stimulation optimisée, les valeurs R2 étaient plus faibles pour les changements de longueur sinusoïdale que pour les changements de longueur in vivo. Stimulation basée sur l’EMG : marche R 2 = 0,00 - 0,30, trot R 2 = 0,00 - 0,02, galop R2 = 0,03 - 0,07 ; stimulation optimisée : pas R 2 = 0,02 - 0,21, trot R 2 = 0,02 - 0,12, galop R2 = 0,12 - 0,17. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Les boucles de travail produites par le muscle EDL de souris ex vivo à l’aide de trajectoires de longueur sinusoïdale n’émulent pas aussi précisément la force MG in vivo du rat que les trajectoires de déformation in vivo (Figure 8). Le changement de travail produit par les trajectoires de déformation sinusoïdale par rapport aux trajectoires de déformation in vivo peut s’expliquer par l’absence de transitoires de déformation et de vitesse dans la trajectoire sinusoïdale (Figure 9). Alors que les muscles ont été stimulés à des longueurs similaires pendant la phase de raccourcissement actif des contractions dans les trajectoires sinusoïdales et les trajectoires de contrainte in vivo, le début de la stimulation s’est produit à différentes phases du cycle (par exemple, l’apparition de la stimulation s’est produite à une phase de 74 % pour la stimulation basée sur l’EMG au trot, mais à une phase de 43 % pour la stimulation basée sur l’EMG de marche ; voir la section Discussion).

Figure 8
Figure 8 : Comparaison des boucles de travail sinusoïdales in vivo et ex vivo. (A) Boucle de travail in vivo (noire) de la MG de rat et boucle de travail ex vivo (pointillé magenta) de l’EDL de souris utilisant la trajectoire de déformation sinusoïdale et la stimulation basée sur l’EMG. (B) Boucle de travail in vivo (noire) de la MG de rat et boucle de travail ex vivo (magenta solide) de l’EDL de souris utilisant une trajectoire de déformation sinusoïdale et une stimulation optimisée. Notez que les boucles de travail sinusoïdales surestiment le travail in vivo en raison de l’absence de transitoires de déformation et de vitesse dans la trajectoire sinusoïdale. Stimulation EMG R 2 = 0,0003, stimulation optimisée R2 = 0,084. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 9
Figure 9 : Comparaison des trajectoires de longueur sinusoïdale in vivo et ex vivo. Comparaison des trajectoires de longueur sinusoïdale in vivo et ex vivo au pas (vert), au trot (magenta) et au galop (bleu). La ligne continue est la trajectoire de déformation in vivo. Ligne pointillée ex vivo trajectoire de longueur sinusoïdale. La partie mise en évidence est la stimulation. La stimulation a commencé à la même longueur pendant la phase de raccourcissement de la foulée. Flèches indiquant les transitoires de déformation et de vitesse. Les déviations par rapport à la sinusoïdale sont l’impédance des forces extérieures sur le muscle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure supplémentaire 1 : Programme utilisé pour recueillir la force maximale isométrique à la longueur optimale. Le programme utilisé pour déterminer la longueur optimale lors d’une contraction supramaximale et sous-maximale et d’une stimulation tétanique. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Figure supplémentaire 2 : Réponse viable à la secousse. Réponse de contraction de l’EDL de la souris. La force de contraction augmente et diminue rapidement et devrait atteindre une tension active de ~1 V. Le « bruit » devrait être minimal une fois que la tension active maximale a été atteinte. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Figure supplémentaire 3 : Programme utilisé pour recueillir les données de la boucle de travail. Le programme utilisé pour contrôler la longueur musculaire et le moment de la stimulation dans les boucles de travail ex vivo . Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 1 : code MATLab utilisé pour segmenter et créer un protocole expérimental pour la boucle de travail. Code MATLab utilisé pour segmenter les informations sur les pas cibles (longueur, activation EMG et force) en foulées individuelles. Le code inclut la mise à l’échelle et l’interpolation des pas de l’animal cible dans des longueurs que l’EDL de souris ex vivo peut étirer. De plus, comprend un code permettant de lisser le signal EMG et de comparer l’activation pour sélectionner le début et la durée de la stimulation dans les expériences ex vivo de boucle de travail. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

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Discussion

Alors que les organismes se déplacent de manière transparente à travers les paysages, les charges et les tensions sous-jacentes que subissent les muscles varient considérablement 1,6,23. Au cours de la locomotion in vivo 1,24 et dans les expériences « avatar », les muscles sont stimulés de manière sous-maximale dans des conditions cycliques et non stables. Les relations force-longueur isométrique et force-vitesse isotonique ne sont pas bien adaptées à la prédiction de la force musculaire dans ces conditions2. La compréhension des effets de la déformation non stationnaire (c’est-à-dire des transitoires) et de la charge est essentielle pour prédire la production de force pendant le mouvement in vivo, et constitue donc la principale raison d’être du développement de ces expériences « avatar »2. Les expériences « Avatar » nous permettent de contrôler la charge musculaire et les trajectoires de déformation tout en mesurant la force produite. La technique de l’avatar étudie la réponse à la force des muscles dans des conditions de type in vivo, sans facteurs de confusion du contrôle neuronal et de la compliance tendineuse. Pour réaliser les expériences « avatar », les chercheurs auront besoin d’un programme qui permet à un muscle de subir des changements de longueur prescrits avec la capacité de stimuler à différentes longueurs de départ et pour des durées variables (voir la figure supplémentaire 3 pour le programme utilisé par les auteurs). Les chercheurs doivent spécifier la longueur du muscle de départ (mm), la longueur de l’excursion (mm), le début de la stimulation (% de la durée du cycle) et la durée de la stimulation (ms) avant de faire des expériences (voir les étapes 1.3-1.4 pour obtenir des valeurs pour ces paramètres). En général, il est souvent souhaitable de choisir des foulées représentatives de toutes les foulées de l’essai (p. ex., commencer et se terminer à une longueur similaire, atteindre une force maximale similaire, avoir une activité EMG moyenne, etc.). Déterminer si les données EMG/activation et force d’une foulée sélectionnée sont représentatives d’autres foulées dans le même essai peut être utile pour « ajuster » plus tard, ce qui peut être fait en traçant les boucles de travail (force en fonction de la longueur) de l’ensemble de l’essai en utilisant le muscle de l’animal cible. Au cours de la locomotion bipède et quadrupède, la longueur la plus courte à la longueur la plus courte délimite généralement une foulée entière (orteil à orteil), mais l’activation EMG peut varier. Chez certains animaux et muscles, l’activation de l’EMG est étroitement corrélée au contact avec les pieds, comme le rat MG illustré ici22. Chez d’autres animaux, tels que le gastrocnémien latéral de la pintade, l’activation de l’EMG se produit généralement à la plus grande longueur pour obtenir plus de stabilité en terrain inconnu25.

Pour réaliser des expériences « avatar », il est important de minimiser le bruit dans les données de force ex vivo . Les mesures de force sont sensibles à plusieurs problèmes, y compris, mais sans s’y limiter, la déchirure des muscles pendant la chirurgie, la compliance des sutures si les nœuds de boucle sont trop longs, une mise à l’échelle incorrecte des entrées de longueur et de l’excursion, et la fatigue musculaire. La déchirure des muscles se produit souvent lors de la « dissection de la poche » (étape 2.2.3) et de la fermeture du nœud en boucle autour de la partie proximale du tendon (étape 2.2.4). Lors de la « dissection de la poche », garder les ciseaux de dissection à plat et à l’horizontale par rapport au muscle empêchera les pointes d’entailler l’EDL. De plus, le fait de retirer les ciseaux de dissection et de les dissoudre distalement tout en les disséquant de manière émoussée limitera également le contact entre les ciseaux de dissection et les muscles EDL. De plus, les muscles doivent être maintenus humides avec la solution de Krebs-Henseliet pendant la préparation de la chirurgie et lors de l’utilisation sur la plate-forme.

La mise à l’échelle correcte des entrées de longueur est plus compliquée. La force passive et active musculaire peut être affectée si la longueur de départ et/ou l’excursion ne sont pas correctement dimensionnées. L’augmentation ex vivo de la tension passive doit correspondre à l’augmentation in vivo de la tension passive (voir Figure 1). Un problème d’échelle qui a été observé dans des expériences précédentes est que la tension passive et active peut être affectée si l’excursion de longueur (de la longueur de départ à la longueur la plus longue) est trop petite ou trop grande. Théoriquement, les muscles devraient atteindre leur force maximale près de leur longueur optimale (L 0)26, c’est pourquoi nous utilisons la longueur optimale (L0) pour mettre à l’échelle les longueurs musculaires in vivo dans des expériences ex vivo « avatar » afin de reproduire avec précision la production de force in vivo. Les différences architecturales entre les muscles joueront un rôle dans la détermination de la longueur de départ et des paramètres d’excursion de longueur. Bien que la longueur optimale (L0) soit trouvée dans des conditions isotoniques et isométriques stimulées de manière supramaximale, son utilisation comme mesure de mise à l’échelle dans les expériences d'« avatar » peut potentiellement mettre en évidence les limites des relations force-longueur et force-vitesse pendant les mouvements cycliques qui nécessitent une étude plus approfondie. Dans la plupart des conditions d’équilibre, la longueur, la vitesse et l’activation instantanées du muscle (c’est-à-dire les propriétés force-longueur et force-vitesse) peuvent être utilisées pour prédire la force et le rendement du travail avec une précision raisonnable 12,24,27. Dans des conditions dynamiques avec une charge variable, la force augmente en fonction de la vitesse28 et a une relation complexe avec la déformation et l’activation 29,30. Cela contredit les propriétés isotoniques force-vitesse et force-longueur isométrique des muscles28. Chez le rat, les transitoires de déformation et de vitesse sont des signes de chargement, comme le contact avec les pieds ou l’interaction avec l’environnement (c.-à-d. terrain accidenté, vent, changement brusque de direction pour éviter la prédation) (figure 9). Ces trajectoires de déformation MG chez le rat, comme la plupart des conditions réalistes, présentent des changements soudains dans la charge appliquée, la production de force et le rendement du travail 2,28. Cette méthode expérimentale vise à mettre en évidence ces interactions complexes entre la dynamique de déformation, de vitesse et d’activation dans des conditions in vivo qui ne sont pas bien expliquées par les relations force-longueur et force-vitesse traditionnelles.

D’autres problèmes peuvent survenir lorsque la longueur de départ du muscle est trop courte ou trop longue. Une longueur de départ trop courte entraînera une réduction du taux d’augmentation de la tension pendant l’étirement passif et actif (non illustré), tandis qu’une longueur de départ trop longue entraînera une augmentation du taux d’augmentation de la tension passive (voir la figure 1B). L’utilisation du rapport entre la tension active et la tension passive peut être utile. Par exemple, chez le rat MG, la tension passive (N) est généralement d’environ la moitié de la tension active (Figure 2). Si un muscle commence à une longueur trop longue et/ou est étiré à une longueur trop longue, la tension passive peut être trop élevée par rapport à la tension active (voir Figure 1B), et la force peut diminuer rapidement en raison d’un étirement excessif. De plus, s’étirer à une longueur trop longue endommagera potentiellement le muscle et peut entraîner une fatigue musculaire plus rapide. De plus, la tension active peut sembler non fusionnée si la longueur de départ est trop courte et/ou si le muscle n’est pas suffisamment étiré à une longueur suffisante.

Des expériences préliminaires sont nécessaires pour déterminer la longueur de départ et l’excursion sur la base de L0. Des expériences préliminaires supplémentaires peuvent être nécessaires pour ajuster la durée de la stimulation si la dynamique d’activation des muscles sollicités est différente. Ces optimisations sont nécessaires car le type de fibres, la composition et/ou la dynamique d’activation des muscles in vivo et ex vivo peuvent être différents. Dans nos résultats représentatifs (Figure 4 et Figure 5), nous avons utilisé deux protocoles de stimulation pour l’EDL de souris lors d’expériences ex vivo afin de reproduire la production de force MG in vivo chez le rat. Afin d’optimiser la production de force dans l’EDL de souris afin de s’adapter au mieux à la MG in vivo du rat, la durée de la stimulation a été augmentée (Figure 2 et Figure 3). Rat MG est composé de types de fibres plus lents que la souris EDL31,32,33. Cela a été évident dans les expériences « avatar » parce que les muscles EDL de souris ex vivo ont produit de la force plus rapidement après l’excitation, et la force a diminué à un rythme plus rapide après la désactivation que ce qui a été observé in vivo chez le rat MG15 (Figure 2), même après avoir pris en compte les différences de délai d’excitation-contraction entre les conditions in vivo et ex vivo 34. En fonction des muscles cibles ex vivo et in vivo, l’optimisation de la stimulation peut également être nécessaire dans d’autres expériences « avatar ». Les muscles EDL ou soléaire (SOL) de souris peuvent être utilisés dans cette technique de boucle de travail ex vivo. EDL a été choisi comme « avatar » pour le rat MG en raison des similitudes dans le type de fibre musculaire et la structure de la pennation. Il est possible que certains muscles aient une structure complexe et ne puissent pas être imités en utilisant des muscles de rongeurs de laboratoire comme « avatar ».

Bien que les expériences « avatar » nécessitent une certaine optimisation manuelle pour reproduire au mieux la production de force in vivo, la technique est applicable à une variété d’animaux et de modes locomoteurs différents. La technique de l’avatar peut être particulièrement utile pour comprendre la production de force in vivo chez les animaux dont les muscles sont trop gros ou inaccessibles pour des expériences ex vivo. Bien que seuls des travaux préliminaires aient été réalisés sur des animaux de plus grande taille35, ces travaux ont montré le potentiel d’applicabilité de cette technique à l’ensemble des animaux, des muscles et de la démarche locomotrice en utilisant des souris de laboratoire comme « avatars ». L’utilité des expériences « avatar » dépend de la précision avec laquelle un modèle de rongeur de laboratoire pratique, peu coûteux, facilement disponible et bien caractérisé (c’est-à-dire la PCA de souris) peut être utilisé pour comprendre la mécanique in vivo de différents muscles de différentes espèces de vertébrés. Les résultats d’expériences préliminaires d'« avatar » présentées ici (rat MG) et ailleurs (pintade LG19), suggèrent que cette technique peut être utilisée pour prédire avec précision les forces in vivo et pourrait être appliquée à d’autres animaux. Les applications futures de cette méthode devraient élargir les types de muscles et d’animaux qui ont été utilisés à la fois comme cibles et comme « avatar » lors d’expériences ex vivo et in vitro. Les expériences « Avatar » nous permettent d’examiner les facteurs qui affectent la force musculaire et le rendement du travail pendant la locomotion in vivo lorsque la charge et la tension musculaires varient brusquement 1,2,19. Plus précisément, la méthode de l’avatar nous permet d’examiner les effets des transitoires de déformation et de vitesse sur la force musculaire qui ne sont pas capturés par les modèles musculaires traditionnels ou les expériences de boucle de travail sinusoïdale.

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Disclosures

Tous les auteurs reconnaissent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts.

Acknowledgments

Nous remercions le Dr Nicolai Konow d’avoir fourni les données utilisées dans cette étude. Financé par NSF IOS-2016049 et NSF DBI-2021832.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Braided Non-Absorbable Silk Suture 4-0  Mersilk  734H
Calcium Chloride Dihydrate (CaCl2) Sigma-Aldrich 1086436 Krebs-Henseleit solution
Dextrose  Sigma-Aldrich D9434 Krebs-Henseleit solution
HEPES Sigma-Aldrich PHR1428 Krebs-Henseleit solution
Hydorchloric Acid (HCl)  Sigma-Aldrich 1.37055 Krebs-Henseleit solution
LabView Data Collection  Lab-View
Magnesium Sulfate (MgSO4) Sigma-Aldrich M7506 Krebs-Henseleit solution
Potassium Chloride (KCl)  Sigma-Aldrich P3911 Krebs-Henseleit solution
Potassium Phosphate Monobasic (KH2PO4) Sigma-Aldrich 5.43841 Krebs-Henseleit solution
S88 Stimulator Grass M643H05 Available for purchase on Ebay
Series 300B Lever System Aurora 1200A includes water-jacket tissue bath
Sodium Bicarbonate (NaHCO3) Sigma-Aldrich S5761 Krebs-Henseleit solution
Sodium Chloride (NaCl)  Sigma-Aldrich S9888 Krebs-Henseleit solution
Sodium Hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich S5881 Krebs-Henseleit solution
Wild Type Mice Jackson Laboratory B6C3Fe a/a Ttn mdm/J

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Avatar Expériences Ex Vivo De Boucle De Travail Déformation In Vivo Comportements De Mouvement D’activation Production De Force Musculaire Rendement De Travail Systèmes Neuronaux Et Mécaniques Organisation Biologique Hiérarchie De Contrôle Modèles Musculaires Force Musculaire In Vivo Travail Musculaire In Vivo Mécanique Musculaire Conditions De Déformation Et De Charge Locomotion In Vivo Transitoires De Déformation Et De Vitesse Activation Neuronale Cinématique Musculo-Squelettique Charges Environnementales Technique Avatar
« Avatar », une boucle de travail <em>ex</em> vivo modifiée Expérimente l’utilisation de la contrainte et de l’activation <em>in vivo</em>
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Bemis, C., Nishikawa, K. "Avatar", a … More

Bemis, C., Nishikawa, K. "Avatar", a Modified Ex vivo Work Loop Experiments Using In vivo Strain and Activation. J. Vis. Exp. (198), e65610, doi:10.3791/65610 (2023).

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