Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

«Аватар», модифицированный эксперимент с рабочим циклом ex vivo с использованием штамма и активации in vivo

Published: August 18, 2023 doi: 10.3791/65610
Automatic Translation
1, 1
1Northern Arizona University

Summary

В этой статье подробно описывается методология эмуляции производства мышечной силы in vivo во время экспериментов ex vivo с использованием мышцы-аватара лабораторного грызуна для оценки вклада транзиентов напряжения и активации в мышечную силовую реакцию.

Abstract

Двигательное поведение является эмерджентными особенностями динамических систем, которые являются результатом производства мышечной силы и производительности труда. Взаимодействие между нервной и механической системами происходит на всех уровнях биологической организации одновременно, от настройки свойств мышц ног во время бега до динамики взаимодействия конечностей с землей. Понимание условий, при которых животные смещают свои стратегии нейронного контроля в сторону внутренней механики мышц («префлексы») в иерархии управления, позволит мышечным моделям предсказывать мышечную силу in vivo и работать более точно. Для понимания механики мышц in vivo требуется исследование мышечной силы и работы в динамически изменяющихся условиях деформации и нагрузки, аналогичных локомоции in vivo. Траектории деформаций in vivo обычно демонстрируют резкие изменения (т.е. переходные процессы деформации и скорости), которые возникают в результате взаимодействия между нейронной активацией, кинематикой опорно-двигательного аппарата и нагрузками, приложенными окружающей средой. Основная цель нашей техники «аватара» состоит в том, чтобы исследовать, как функционируют мышцы при резких изменениях скорости деформации и нагрузки, когда вклад собственных механических свойств в производство мышечной силы может быть максимальным. В технике «аватара» традиционный подход рабочей петли модифицируется с использованием измеренных траекторий деформации in vivo и электромиографических (ЭМГ) сигналов от животных во время динамических движений, чтобы заставить мышцы ex vivo пройти через несколько циклов растяжения-укорачивания. Этот подход аналогичен методу рабочей петли, за исключением того, что траектории деформации in vivo масштабируются соответствующим образом и накладываются на мышцы мыши ex vivo, прикрепленные к серводвигателю. Этот метод позволяет: (1) эмулировать in vivo деформацию, активацию, частоту шага и паттерны рабочих циклов; (2) варьировать эти паттерны, чтобы наиболее точно соответствовать силовым реакциям in vivo; и (3) варьировать специфические характеристики деформации и/или активации в контролируемых комбинациях для проверки механистических гипотез.

Introduction

Движущиеся животные демонстрируют впечатляющие спортивные подвиги выносливости, скорости и ловкости в сложных условиях. Локомоция животных особенно впечатляет по сравнению с машинами, созданными человеком — стабильность и маневренность роботов, протезов и экзоскелетов с нынешними ногами остаются низкими по сравнению с животными. Передвижение на ногах в естественной местности требует точного управления и быстрой регулировки для изменения скорости и маневрирования в условиях окружающей среды, которые действуют как неожиданные возмущения 1,2,3,4. Тем не менее, понимание нестационарной локомоции по своей сути является сложной задачей, поскольку динамика зависит от сложных взаимодействий между физической средой, механикой опорно-двигательного аппарата и сенсомоторным контролем 1,2. Локомоция на ногах требует реагирования на неожиданные возмущения быстрой мультимодальной обработкой сенсорной информации и скоординированным действием конечностей и суставов 1,5. В конечном счете, движение становится возможным благодаря мышцам, вырабатывающим силу благодаря внутренним механическим свойствам опорно-двигательного аппарата, а также благодаря нервному контролю 1,5,6,7. Нерешенным вопросом нейромеханики является то, как эти факторы взаимодействуют, вызывая скоординированное движение в ответ на неожиданные возмущения. Следующая техника использует внутреннюю механическую реакцию мышцы на деформацию с использованием траекторий деформации in vivo во время контролируемых экспериментов ex vivo с мышцей-«аватаром».

Техника петли мышечной работы обеспечила важную основу для понимания внутренней механики мышц во время циклических движений 8,9,10. Традиционная техника рабочей петли ведет мышцы по заранее определенным, как правило, синусоидальным, траекториям деформации, используя частоты и паттерны активации, измеренные в экспериментах in vivo 2,8,9,11. Использование траекторий синусоидальной длины позволяет реалистично оценить работу и мощность во время полета12 и плавания2 в условиях, когда животные не подвергаются быстрым изменениям траекторий деформации из-за взаимодействия с окружающей средой и кинематики опорно-двигательного аппарата. Тем не менее, траектории мышечного напряжения in vivo при передвижении ног динамически возникают в результате взаимодействия между нейронной активацией, кинематикой опорно-двигательного аппарата и нагрузками, прилагаемыми окружающей средой 5,7,13,14. Для эмуляции нагрузок, траекторий деформации и создания силы необходима более реалистичная техника рабочей петли, которая соответствует динамике мышц и сухожилий in vivo и дает представление о том, как внутренняя механика мышц и нейронный контроль взаимодействуют для создания скоординированных движений перед лицом возмущений.

Здесь мы представляем новый способ эмуляции мышечных сил in vivo во время передвижения на беговой дорожке с использованием мышцы-аватара лабораторного грызуна во время контролируемых экспериментов ex vivo с траекториями деформаций in vivo, которые представляют изменяющиеся во времени нагрузки in vivo. Использование измеренных in vivo траекторий деформации от целевой мышцы к мышцам лабораторного животного во время контролируемых экспериментов ex vivo позволит эмулировать нагрузки, испытываемые во время передвижения. В описанных здесь экспериментах мышца-разгибатель длинного пальца мыши ex vivo (EDL) используется в качестве «аватара» для медиальной икроножной мышцы (МГ) крысы in vivo во время ходьбы, рыси и галопа на беговой дорожке13. Этот подход аналогичен методу рабочей петли, за исключением того, что траектории деформации in vivo масштабируются соответствующим образом и накладываются на мышцы мыши ex vivo, прикрепленные к серводвигателю. Несмотря на то, что мышцы EDL мышей отличаются по размеру, типу волокон и архитектуре по сравнению с МГ крысы, эти различия можно контролировать. Техника «аватара» позволяет: (1) эмулировать in vivo деформацию, активацию, частоту шага и паттерны рабочих циклов; (2) варьировать эти паттерны, чтобы наиболее точно соответствовать силовым реакциям in vivo; и (3) варьировать специфические характеристики деформации и/или активации в контролируемых комбинациях для проверки механистических гипотез.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все исследования на животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию при Университете Северной Аризоны. Для настоящего исследования были использованы мышцы-разгибатели пальцев (EDL) самцов и самок мышей дикого типа (штамм B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J) в возрасте 60-280 дней. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов) и размещены в колонии в Университете Северной Аризоны.

1. Выбор траектории деформации in vivo и подготовка к использованию в экспериментах ex vivo work loop

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе в экспериментах ex vivo использовались предыдущие измерения динамической локомоции in vivo, предоставленные непосредственно авторам (Николай Конов, Массачусетский университет Лоуэлла, личное сообщение). Исходные данные были собраны для Wakeling et al.15. Для репликации протокола требуются данные о времени, продолжительности или деформации, ЭМГ/активации и силе.

  1. Сегментируйте все исследование in vivo на отдельные этапы, используя любую программную платформу (код MATLab приведен в дополнительном файле кодирования 1).
    1. График изменения длины в зависимости от Время для всего испытания in vivo . Он используется для визуализации отдельных шагов (от стойки к стойке) и для оценки вариабельности шага (рис. 1).
    2. Рассчитать деформацию для всего испытания (Длина (L) / Максимальная изометрическая сила при оптимальной длине L0).
    3. Выберите шаг из всего испытания, который является репрезентативным для всех шагов и который начинается и заканчивается одинаковой длины. Это можно сделать визуально, нанеся графики длин друг на друга, чтобы сравнить каждый шаг.
    4. После того, как репрезентативный шаг выбран, сегментируйте данные деформации, ЭМГ/активации и форсирования из всего исследования, используя любую программную платформу (см. Дополнительный файл кодирования 1 для кодов, используемых в MATLab16).
    5. Если частота дискретизации различается для деформации, ЭМГ/активации или силы, интерполируйте точки данных таким образом, чтобы все они отбирались с одинаковой частотой.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователи могут определить частоту захвата на основе временных интервалов между каждой точкой, отобранной во всем исследовании. Если переменные регистрируются с одинаковой частотой, время выборки будет одинаковым.
  2. Рассчитайте частоту сегментированных шагов.
    1. Вычислите частоту, определив продолжительность сегментированного шага в секундах и разделив 1 (секунду) на длительность (1/длительность = # шагов в секунду).
    2. Вручную определите, сколько точек данных должно быть получено в экспериментах ex vivo , чтобы соответствовать частоте.
    3. Рассчитайте время, необходимое для двух шагов. Повторите шаги хотя бы один раз для оценки погрешности измерения в пределах мышцы, которая потребуется для последующего статистического анализа.
  3. Определите фазу стимуляции относительно входного напряжения, используя измеренную активность ЭМГ, чтобы определить начало и продолжительность стимуляции для рабочих циклов ex vivo . Можно использовать любую платформу программирования (см. Дополнительный файл кода 1 для кода , используемого в этом исследовании).
    1. Просмотр сигнала ЭМГ в том же диапазоне (время) по оси x, что и изменение деформации (рис. 1). Увеличьте сигнал ЭМГ, чтобы он был виден; Это можно сделать, умножив сигнал ЭМГ на произвольное число, изменив масштаб деформации и ЭМГ, чтобы они были в одной шкале, и/или добавив сигнал ЭМГ к напряжению.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Авторы перемасштабировали деформацию и ЭМГ, чтобы они были на одном масштабе, используя функцию "rescale" в MATLab (см. дополнительный рисунок 1).
    2. Найдите, где начинается и заканчивается ЭМГ-активность, на что указывает изменение интенсивности на два стандартных отклонения17,18.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от животного и мышцы, начало ЭМГ может совпадать или не совпадать с контактом с ногой (Моника Дейли, Калифорнийский университет в Ирвайне, личное сообщение) (см. раздел «Обсуждение»).
    3. Рассчитайте процент цикла деформации (например, 40%), при котором происходит начало активации ЭМГ, и как долго будет происходить стимуляция (например, 222 мс).
      Примечание: Исследователям необходимо будет учитывать задержку сопряжения возбуждения-сокращения (ECC), которая отличается между рабочими петлями in vivo и ex vivo и может быть разной для каждого животного и мышцы (например, in vivo ECC составляет 24,5 мс для МГ крысы, ex vivo ECC составляет ~5 мс для EDL мыши).
  4. Подготовьте репрезентативные входные данные деформации для программы контроллера рабочего контура. Любая программа, которая может фиксировать выходное усилие с входными данными для деформации и стимуляции, может быть использована для программы контроллера рабочего контура (см. раздел Обсуждение).
    1. Сделайте выбранный шаг и интерполируйте до соответствующего количества точек, необходимого для того, чтобы шаг был зафиксирован на частоте in vivo в течение двух циклов (см. шаг 1.2).
    2. Измените масштаб шага так, чтобы он начинался и останавливался при «нулевой нагрузке» (например, L 0 или 95% L0) после растяжки на заранее определенную длину (см. шаг 3.3).
    3. «Масштаб» выбранного шага, при необходимости использовать в качестве входных данных для изменения деформации мыши EDL (см. раздел Обсуждение). Для масштабирования выберите длину, на которую можно растянуть EDL мыши без повреждений (например, мы обычно растягиваем EDL мыши на 10% L0 независимо от вида in vivo ). Это может потребоваться изменить на основании предварительных результатов (см. шаг 3.3).

Figure 1
Рисунок 1: Продолжительность всего исследования in vivo с течением времени. Длина (мм) построена в зависимости от времени крысы MG. Шаги разграничиваются окружностями, от кратчайшей длины до кратчайшей длины, считающейся одиночным шагом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

2. Оценка максимальной изометрической силы мышечной мышцы ex vivo

  1. Настройка оборудования и хирургия.
    ПРИМЕЧАНИЕ: См. раздел «Обсуждение» для объяснения оборудования, необходимого для рабочего цикла ex vivo .
    1. Приготовьте ванну для тканей и органов, вставив игольчатый клапан окситрубки в ванну для тканей с водяной рубашкой (см. Таблицу материалов). Подсоедините окситрубку к газовому баллону с 95% 0 2-5% CO2. Дайте давлению 20 фунтов на квадратный дюйм, чтобы наполнить ванну с водяной рубашкой.
    2. Подготовьте операционную зону, проведя дополнительную окситрубку от газового трубопровода к кристаллизующей чашке, наполненной раствором Кребса-Хенселейта (шаг 2.1.3), рядом с областью операции. Он будет использоваться для поддержания аэрации и увлажнения мышц во время и после операций.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мышцы также могут храниться в этом аэрированном растворе до 4 часов, если за один раз из мыши извлекается более одной мышцы.
    3. Приготовьте 1 л раствора Кребса-Хензелейта, содержащего (в ммоль л-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); КХ2ПО4 (1,18); CaCl 2 (2,54); и глюкозы (10,0) при комнатной температуре и рН до 7,4 с использованием HCl и NaOH (см. таблицу материалов). При работе с HCl и NaOH надевайте соответствующие СИЗ: защитные очки и перчатки.
    4. Наполните ванну раствором Кребса-Хенселейта комнатной температуры и рН 7,4. Полностью погрузите мышцу и крючок в раствор.
    5. Включите все оборудование; двухрежимная мышечная рычажная система, стимулятор и сигнальный интерфейс (плата сбора данных) (см. Таблицу материалов).
  2. Рассечение мышц EDL.
    1. Глубоко обезболить мышь, а затем провести эвтаназию при вывихе шейки матки. Положите мышь в правое или левое боковое лежачее положение так, чтобы верхняя задняя конечность была вытянута, а пальцы ног касались доски для препарирования. Удалите шерсть от лодыжки выше коленного сустава.
    2. Закрепите кожу щипцами и разрежьте от голеностопного сустава до области бедер. После того, как мышца была обнажена, разрежьте вокруг лодыжки, как «подол» брюк. Натяните кожу вверх, чтобы более четко обнажить мышцы ног.
    3. Найдите линию фасции, которая разделяет переднюю большеберцовую мышцу (ТА) и икроножную мышцу, разделите с помощью ножниц для рассечения, чтобы обнажить сухожилия колена. Поместите ножницы для рассечения между двумя обнаженными сухожилиями колена. Ножницы «зацепятся» за карман чуть ниже оголенных сухожилий колена. Тупым рассеките «карман», оттягивая ножницы от ноги, пока ножницы не достигнут лодыжки, чтобы обнажить ЖНВЛП.
    4. С помощью предварительно завязанного петлевого узла в шелковом хирургическом шовном материале размера 4-0 (см. Таблицу материалов) провяжите один конец шовного материала под сухожилием, ближайшим к колену. Завяжите двойной квадратный узел выше проксимального соединения мышцы и сухожилия, не помещая его на мышцу и не включая сухожилие. Надрез выше узла. Аккуратно потяните за петлю, привязанную к сухожилию, и ЖНВП выйдет из «кармана».
    5. Прикрепите петлю к области рассечения, чтобы создать натяжение в ЖНВЛП. Завяжите двойной квадратный узел, используя другой предварительно завязанный узел петли на стыке дистальной мышцы и сухожилия, не помещая его на мышцу и не включая сухожилие. Разрежьте узел сбоку ближе к ноге, чтобы удалить весь EDL из мышки. Отрежьте лишний шов от двойных квадратных узлов на проксимальной и дистальной сторонах мышцы и поместите мышцу в аэрированную ванну рядом с областью операции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обязательно отметьте, какая сторона проксимальна и/или дистальнее, если помещаете мышцу в аэрированную ванну.
    6. Для установки на рычажную оснастку серводвигателя прикрепите EDL вертикально между подвешенными платиновыми электродами. Прикрепите узел дистальной петли к неподвижному крюку и прикрепите проксимальный узел петли к крюку, прикрепленному к рычагу серводвигателя. Поднимите ванну для тканей, чтобы погрузить мышцу в аэрированный раствор Кребса-Хенселейта.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Аэрация не должна беспокоить мышцу, когда она погружена в воду. Если это так, уменьшите давление газа. Дайте мышцам уравновеситься в течение 10 минут, прежде чем начинать стимуляцию.
  3. Измерьте максимальную изометрическую силу мышцы EDL.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В таблице 1 приведен протокол измерения максимальной изометрической силы с помощью подергивания и столбняка. На дополнительном рисунке 1 приведена иллюстрация программы, используемой авторами.
    1. Стимулируйте мышцу супрамаксимальным подергиванием, чтобы убедиться, что мышца не была повреждена во время операции (80 В, 1 pps, 1 мс; Таблица 1; см . дополнительный рисунок 2). Если повреждений не произошло, используйте ручку длины на системе мышечных рычагов, чтобы найти длину мышцы с помощью стимуляции подергиванием, при которой активное напряжение составляет ~1 В / 0,1271 Н при пассивном напряжении менее ~0,1 В / 0,01271 Н.
    2. Запишите начальную длину мышцы от шовного узла до шовного узла в вольтах и миллиметрах. Введите измерения в калибровочную часть программы для начальной длины (см. дополнительный рисунок 1).
    3. Найдите сверхмаксимальную изометрическую силу подергивания при оптимальной длине (L0) МНВЛП (табл. 1). Технически нет необходимости в периоде отдыха, но ожидание 1 минуты между стимуляциями стабилизирует пассивное напряжение. Запишите длину (в вольтах), при которой супрамаксимальное подергивание является максимальным. Это оптимальная длина мышцы (L0) для подергиваний.
    4. Измерьте мышцу штангенциркулем на этой длине. Измерьте мышцу от шовного узла до шовного узла. Как только L 0 будет найден, укоротите мышцу до начальной длины (активное напряжение ~1 В / 0,1271 Н).
    5. Найти сверхмаксимальную изометрическую силу столбняка EDL (80 В, 180 pps, 500 мс; Таблица 1). Запишите длину (в вольтах и миллиметрах) сверхмаксимальной тетанической силы при L0 и снова измерьте штангенциркулем волокна от шовного узла до шовного узла.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение длины мышц с шагом 0,5 В/0,65 мм приведет к более точномуL0 как для подергиваний, так и для столбняка.
    6. Найти субмаксимальную изометрическую силу EDL (45 В, 110 pps, 500 мс; Таблица 1) приL0 до и после эксперимента, чтобы убедиться, что не возникло усталости из протокола стимуляции. Снижение силы на 10% считается «усталой» мышцей.
Эксперимент Интенсивность симуляции (В) Частота импульсов (pps / Гц) Продолжительность стимуляции (мс) Комментарии
1. «Разминка» 80 1 1 Увеличьте или уменьшите длину на 0,50 В, чтобы найти пассивное напряжение 1 В
2. Оптимальная длина мышц (L0) 80 1 1 Увеличьте или уменьшите длину на 0,50 В, чтобы найти пассивное напряжение ~1 В
3. Столбняк оптимальной длины мышц (L0) 80 180 500 Отдых 3 мин между изменением длины на 0,50 В
4. Предварительное экспериментирование субмаксимального L0 45 110 500 При длине L0
6. Эксперименты с аватарами 45 110 Циклическое использование репрезентативных изменений длины для EDL мыши
7. Постэкспериментальное субмаксимальное L0 45 110 500 Вернитесь к L0 после эксперимента и измерьте L0

Таблица 1: Протокол стимуляции. Протокол стимуляции для нахождения оптимальной длины супрамаксимальных и субмаксимальных подергиваний и столбняка. Протокол зависит от интенсивности стимуляции, времени и количества импульсов в секунду.

3. Техника завершения рабочего цикла «аватар» с использованием выбранных траекторий деформации in vivo

  1. Настройте программное обеспечение, необходимое для выполнения техник рабочего цикла «аватар» (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходим входной файл (.csv или аналогичный), в котором указана длина мышцы на каждом временном шаге (см. шаг 1.4). Необходимы входные данные для процента цикла, в котором начинается стимуляция, и продолжительности стимуляции (см., например, дополнительный рисунок 3 ).
  2. Завершите технику работы «аватара».
    ПРИМЕЧАНИЕ: В то время как мы используем специальную программу LabView, исследователи могут использовать любую программу, которая позволяет контролировать изменение длины EDL мыши на рычаге серводвигателя, контролировать начало (% цикла) и продолжительность (мс) стимуляции в заданное время, а также измерять мышечную силу. На дополнительном рисунке 3 приведена иллюстрация программы, используемой авторами.
    1. Загрузите в программу масштабированные изменения деформации с масштабированным отклонением длины из шага 1.4. Дополнительные сведения о «масштабированных изменениях деформации» см. в шагах 1.4, 3.3 и разделе «Обсуждение».
    2. При необходимости отрегулируйте начальную длину мышцы (см. раздел 3.3). Введите начальную длину в V и мм для калибровки результатов (см. дополнительный рисунок 3).
    3. Используйте начало и продолжительность стимуляции, рассчитанные на шаге 1.3.
    4. Прогоните мышцу через масштабированные изменения длины с определенным ходом длины в течение двух циклов.
    5. Сохраните данные. Если на одной и той же мышце собрано несколько протоколов стимуляции, подождите 3 минуты между каждой стимуляцией.
    6. Стимулируйте на оптимальной длине (L0), используя субмаксимальную активацию, чтобы определить, наступила ли усталость. Если сила уменьшается более чем на 10%, мышцы считаются утомленными. Протоколы стимуляции приведены в таблице 1 .
    7. Выньте мышцу из ванны. Отрежьте узелки петли от мышцы и удалите излишки раствора с мышцы. Взвесьте мышцу. Определите физиологическую площадь поперечного сечения по стандартной формуле: мышечная масса/(L0*1,06)19.
  3. Настройте параметры для техники рабочего цикла "аватар" (см. раздел Обсуждение).
    1. Определите начальную длину и длительность хода, сопоставив подъем пассивного напряжения ex vivo с повышением пассивного напряжения, наблюдаемым in vivo (рис. 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании использовался процент L 0 для шкалы начальной длины (мм) и отклонения (% L0; см. шаг 1.4 и раздел «Обсуждение»). Для сопоставления возрастания напряжения в EDL мышей ex vivo с таковым у крыс in vivo MG, авторы обнаружили, что начальная длина при L0 обеспечивает наилучшее соответствие (рис. 2).
    2. Выберите три начальные длины (например, -5% L 0, L 0 и +5% L0). Выполните рабочий цикл «аватар» на каждой из этих начальных длин с заданным отклонением длины (например, 10% L0).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В настоящих экспериментах с «аватаром» с использованием мышиного EDL использовалось отклонение длины в 10% L0 .
    3. Повторяйте с новыми начальными длинами и/или отклонениями до тех пор, пока скорость нарастания пассивного напряжения ex vivo не станет аналогичной скорости нарастания пассивного напряжения in vivo (см. рисунок 2B).
    4. В зависимости от типа волокон и динамики активации используемых мышц увеличивайте или уменьшайте продолжительность стимуляции, чтобы оптимизировать соответствие между силой ex vivo и in vivo . Таким образом, может потребоваться изменить начало и/или продолжительность стимуляции, чтобы наилучшим образом соответствовать выработке силы in vivo во время экспериментов с «аватарами».
    5. Чтобы решить, нужно ли это (см. раздел «Обсуждение»), постройте график силы во времени мышц «аватара» и «in vivo » (рис. 3) и рассчитайте коэффициент детерминации R2 путем возведения в квадрат шкалированной корреляции между мышечной силой мишени и мышцы «аватара» (см. Репрезентативные результаты).

Figure 2
Рисунок 2: Согласование пассивного нарастания напряжения. Рабочие циклы, показывающие in vivo и ex vivo нарастание пассивного напряжения (стрелки). Масштабированная in vivo рабочая петля крысы MG (черная), ходящей с частотой 2,9 Гц (данные Wakeling et al.15). Масштабированные ex vivo рабочие петли от EDL мыши (зеленые) при частоте 2,9 Гц. (A) Начальная длина мышцы EDL мыши составляет +5% L0. (B) Начальная длина мышцы EDL мыши составляет L0. Обратите внимание, что рост пассивного напряжения ex vivo соответствует повышению напряжения in vivo в А, но не в В. Более толстые линии указывают на стимуляцию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Оптимизация продолжительности стимуляции мыши EDL в соответствии с силой in vivo крысы MG (черная линия). Сила, генерируемая EDL мыши с помощью стимуляции на основе ЭМГ (зеленая пунктирная линия), уменьшается раньше, чем сила in vivo, вероятно, из-за более быстрой деактивации EDL мыши по сравнению с МГ крысы. Чтобы оптимизировать соответствие между силами in vivo и ex vivo, EDL мыши стимулировали в течение более длительного времени (сплошная зеленая линия). Стимуляция на основе ЭМГ R 2 = 0,55, оптимизированная стимуляция R2 = 0,91. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Цель экспериментов с «аватаром» состоит в том, чтобы как можно точнее воспроизвести производство силы и результат работы in vivo во время экспериментов с рабочим циклом ex vivo. В этом исследовании было решено использовать EDL мыши в качестве «аватара» для МГ крысы, потому что EDL мыши и МГ крысы состоят в основном из быстро сокращающихся мышц20,21. Обе мышцы являются основными движущими силами голеностопного сустава (тыльный сгибатель голеностопного сустава EDL, подошвенный сгибатель голеностопного сустава MG) с аналогичными углами наклона (мышь EDL 12,4 + 2,12°22, крыса MG 20°, используемая в этом исследовании15). Масштабированные репрезентативные рабочие циклы крыс MG15 сравнивали с экспериментами ex vivo «аватар» (рис. 4) с использованием двух различных протоколов стимуляции (один из измеренной активности ЭМГ, а другой оптимизирован, как на шаге 3.3). Представленные здесь значения R 2 были рассчитаны с использованием всего масштабированного цикла растяжения-укорачивания (2 цикла на условие), при этом каждый цикл имеет более 2000 баллов, соответствующих скорости локомотора (ходьба = 5521 балл, рысь = 5002, галоп = 2502 балла). Рабочие циклы были масштабированы с учетом различий в размере мышц, P0 и PCSA. Масштабирование проводилось путем линейного картирования силы и деформации в аналогичном масштабе (0-1) для сравнения МЖП крысы и ЖНВЛП мыши. Визуально очевидно, что оптимизация протокола стимуляции (рис. 4B) с учетом различной динамики активации мышц МЖП мышей и крыс улучшает приспособление к силе МГ крысы in vivo по сравнению с активацией на основе ЭМГ (см. раздел «Обсуждение»). Для мышиного EDL примерно удвоение продолжительности стимуляции для более медленных траекторий напряжения (ходьба и рысь) увеличило R2 на62% при ходьбе и на 109% при рыси. Для более быстрой траектории деформации (галопа) увеличение времени стимуляции вдвое по сравнению с наблюдаемым временем увеличивало R2 на22%.

Figure 4
Рисунок 4: Сравнение рабочих циклов in vivo и ex vivo. Рабочие петли крысы in vivo MG (черный) и мыши ex vivo EDL (зеленый) во время ходьбы (2,9 Гц) с использованием in vivo траекторий деформации. Более толстая линия указывает на стимуляцию рабочих циклов как in vivo, так и ex vivo. (A) Рабочий цикл крысы in vivo MG (черный) и мыши ex vivo EDL (пунктирный зеленый) во время ходьбы с использованием протокола стимуляции на основе ЭМГ. (B) Рабочий цикл крысы in vivo MG (черный) и мыши ex vivo EDL (сплошной зеленый) во время ходьбы (2,9 Гц) с использованием оптимизированной стимуляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

ВысокийR2 между выработкой силы EDL ex vivo мыши и продукцией силы in vivo медиальной икроножной мышцы крысы (MG)15 указывает на хорошую репликацию (рис. 5). В экспериментах по стимуляции на основе ЭМГ средние значения R2 составляли 0,535, 0,428 и 0,77 для ходьбы, рыси и галопа соответственно. В экспериментах с оптимизированной стимуляцией средние значения R2 составляли 0,872, 0,895 и 0,936 при ходьбе, рыси и галопе соответственно. Как обсуждалось ранее (шаг 3.3, рис. 5), в зависимости от динамики активации используемых мышц может потребоваться оптимизация протокола стимуляции. Прогнозирование силы МГ in vivo с использованием EDL мыши ex vivo было улучшено на всех локомоторных скоростях за счет оптимизации стимуляции, увеличения R2 (рис. 5A, B) и уменьшения среднеквадратической ошибки (RMSE). СКО уменьшилось после оптимизации для всех скоростей (рис. 6). Среднее значение RMSE для стимуляции на основе ЭМГ составило 0,31, 0,43 и 0,158 для ходьбы, рыси и галопа. Среднеквадратичное значение для оптимизированной стимуляции составило 0,181, 0,116, 0,101 для ходьбы, рыси и галопа.

Figure 5
Рисунок 5: Значения R 2 для производства силы in vivo и ex vivo: Диаграмма R2 для сравнения сил in vivo и ex vivo . Отдельные наблюдения построены на графике, указаны медиана, 25-й и75-й процентиля. (A) Значения R 2 для производства силы in vivo и ex vivo с использованием протокола стимуляции, основанного на измеренном in vivo сигнале ЭМГ во время ходьбы с частотой 2,9 Гц (зеленый), рысью с частотой 3,2 Гц (пурпурный) и галопом с частотой 6,2 Гц (голубой). (B) Значения R 2 для производства силы in vivo и ex vivo с использованием оптимизированной стимуляции (см. рис. 2). Оптимизация начала и продолжительности стимуляции увеличилась на2 часа для всех походок. Стимуляция на основе ЭМГ: ходьба R 2 = 0,50-0,55, рысь R 2 = 0,37-0,47, галоп R2 = 0,62-0,90; оптимизированная стимуляция: ходьба R 2 = 0,74-0,93, рысь R 2 = 0,85-0,92, галоп R2 = 0,87-0,97. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 6
Рисунок 6: Среднеквадратичная ошибка (RMSE) для производства силы in vivo и ex vivo. Блочно-усообразный график среднеквадратичных значений для сравнения сил in vivo и ex vivo. Отдельные наблюдения построены на графике, указаны медиана, 25-й и75-й процентиля. (A) Среднеквадратичные значения для производства силы in vivo и ex vivo с использованием протокола стимуляции на основе ЭМГ. (B) Значения RMSE для in vivo и ex vivo с использованием оптимизированного протокола стимуляции. Оптимизация начала и продолжительности стимуляции снижала СКО для всех походок. Ходьба с частотой 2,9 Гц (зеленый), рысью с частотой 3,2 Гц (пурпурный) и галопом с частотой 6,4 Гц (голубой). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Чтобы проверить эффективность традиционных методов рабочих циклов при прогнозировании мышечных сил in vivo, синусоидальные рабочие петли также были выполнены для EDL мышей с той же частотой, отклонением длины, начальной длиной, началом стимуляции и продолжительностью, что и для экспериментов «аватар» с использованием траекторий деформации MG крыс in vivo. Значения R2 были значительно ниже, чем для траекторий деформации in vivo как для протоколов стимуляции на основе ЭМГ, так и для оптимизированных протоколов стимуляции (рис. 7). Усредненные значения R2 для стимуляции на основе ЭМГ с использованием траекторий синусоидальной длины составляли 0,062, 0,067 и 0,141 при ходьбе, рыси и галопе. Усредненные значения R2 для оптимизированной стимуляции с использованием траекторий синусоидальной длины составляли 0,09, 0,067 и 0,141 при частоте ходьбы, рыси и галопа.

Figure 7
Рисунок 7: R2 Значения для создания силы in vivo и ex vivo с использованием изменений синусоидальной длины. Блочно-усообразный график среднеквадратичных значений для сравнения сил in vivo и ex vivo. Отдельные наблюдения построены на графике, указаны медиана, 25-й и75-й процентиля. Значения R 2 для ходьбы (зеленый, 2,9 Гц), рыси (пурпурный, 3,2 Гц) и галопа (голубой,6,2 Гц) с использованием изменений синусоидальной длины с протоколами стимуляции на основе ЭМГ (полупрозрачные) и оптимизированными (непрозрачными) протоколами стимуляции. Как для стимуляции на основе ЭМГ, так и для оптимизированной стимуляции, значенияR2 были ниже для изменений синусоидальной длины, чем для изменений длины in vivo. Стимуляция на основе ЭМГ: ходьба R 2 = 0,00 - 0,30, рысь R 2 = 0,00 - 0,02, галоп R2 = 0,03 - 0,07; оптимизированная стимуляция: ходьба R 2 = 0,02 - 0,21, рысь R 2 = 0,02 - 0,12, галоп R2 = 0,12 - 0,17. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Рабочие петли, создаваемые мышцей EDL мыши ex vivo с использованием траекторий синусоидальной длины, не так точно эмулируют силу МГ крысы in vivo по сравнению с траекториями деформации in vivo (рис. 8). Изменение работы, вызванное синусоидальными и in vivo траекториями деформации, может быть объяснено отсутствием переходных процессов деформации и скорости на синусоидальной траектории (рис. 9). В то время как мышцы стимулировались на одинаковой длине во время активной фазы укорочения сокращений как на синусоидальных траекториях, так и на траекториях деформации in vivo, начало стимуляции происходило в разные фазы цикла (например, начало стимуляции происходило в фазе 74% для стимуляции на основе ЭМГ рыси, но в фазе 43% для стимуляции на основе ЭМГ при ходьбе; см. раздел «Обсуждение»).

Figure 8
Рисунок 8: Сравнение синусоидальных рабочих циклов in vivo и ex vivo. (A) Рабочая петля in vivo (черная) от МГ крысы и рабочая петля ex vivo (пунктирный пурпурный) от ЖНВЛП мыши с использованием синусоидальной траектории деформации и стимуляции на основе ЭМГ. (B) Рабочая петля in vivo (черная) от крысы MG и рабочая петля ex vivo (сплошной пурпурный) от мыши EDL с использованием синусоидальной траектории деформации и оптимизированной стимуляции. Заметим, что синусоидальные рабочие петли переоценивают работу in vivo из-за отсутствия переходных процессов деформации и скорости в синусоидальной траектории. Стимуляция на основе ЭМГ R 2 = 0,0003, оптимизированная стимуляция R2 = 0,084. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 9
Рисунок 9: Сравнение траекторий деформации in vivo и ex vivo синусоидальной длины. Сравнение траекторий синусоидальной длины штамма in vivo и ex vivo при ходьбе (зеленый), рыси (пурпурный) и галопе (синий). Сплошная линия – это траектория деформации in vivo . Пунктирная линия ex vivo синусоидальной длины траектории. Выделенная часть – стимуляция. Стимуляция начиналась с той же длины во время фазы укорочения шага. Стрелки, показывающие переходные процессы деформации и скорости. Отклонения от синусоидальных – это импеданс от внешних сил на мышцу. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Дополнительный рисунок 1: Программа, используемая для сбора изометрической максимальной силы на оптимальной длине. Программа используется для определения оптимальной длины при супрамаксимальных и субмаксимальных подергиваниях и тетанической стимуляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный рисунок 2: Жизнеспособная реакция на подергивание. Реакция мыши на твич EDL. Сила подергивания быстро возрастает и уменьшается и должна достигать активного напряжения ~1 В. «Шум» должен быть минимальным после достижения пика активного напряжения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный рисунок 3: Программа, используемая для сбора данных рабочего цикла. Программа, используемая для контроля длины мышц и времени стимуляции в рабочих циклах ex vivo . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Дополнительный файл кодирования 1: Код MATLab, используемый для сегментации и создания экспериментального протокола для рабочего цикла. Код MATLab, который использовался для сегментации информации о целевом шаге (длина, активация ЭМГ и сила) на отдельные шаги. Код включает в себя масштабирование и интерполяцию шагов целевого животного на длину, которую может растянуть мышь ex vivo EDL. Кроме того, включает код для сглаживания сигнала ЭМГ и сравнения активации для выбора начала и продолжительности стимуляции в экспериментах ex vivo с рабочим циклом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

В то время как организмы плавно перемещаются по ландшафту, основные нагрузки и напряжения, которые испытывают мышцы, сильно различаются 1,6,23. Как во время локомоции in vivo 1,24, так и в экспериментах «аватар» мышцы стимулируются субмаксимально в циклических, нестационарных условиях. Изометрические соотношения сила-длина и изотоническая сила-скорость не очень хорошо подходят для прогнозирования мышечной силы в этих условиях2. Понимание эффектов нестационарной деформации (т.е. переходных процессов) и нагрузки имеет важное значение для прогнозирования производства силы во время движения in vivo и, следовательно, является основным обоснованием для разработки этихэкспериментов «аватара». Эксперименты «Аватара» позволяют контролировать мышечную нагрузку и траектории напряжения, измеряя при этом выходную силу. Техника «аватара» исследует силовую реакцию мышц в условиях, подобных естественным, без смешивания факторов нервного контроля и податливости сухожилий. Для проведения экспериментов с «аватаром» исследователям понадобится программа, которая позволяет мышце проходить через предписанные изменения длины с возможностью стимуляции на разной начальной длине и в течение разной продолжительности (см. дополнительный рисунок 3 для программы, используемой авторами). Перед проведением экспериментов исследователям необходимо указать начальную мышечную длину (мм), продолжительность экскурсии (мм), начало стимуляции (% от продолжительности цикла) и продолжительность стимуляции (мс) (см. шаги 1.3-1.4 для получения значений этих параметров). В целом, часто желательно выбирать шаги, которые являются репрезентативными для всех шагов в исследовании (например, начало и конец на одинаковой длине, достижение одинаковой пиковой силы, средняя активность ЭМГ и т. д.). Определение того, являются ли данные ЭМГ/активации и силы выбранного шага репрезентативными для других шагов в том же испытании, может быть полезно для «настройки» позже, что может быть сделано путем построения рабочих циклов (сила в зависимости от длины) всего испытания с использованием мышц целевого животного. При передвижении на двух ногах и четвереньках кратчайшая длина обычно разграничивает весь шаг (от носка до носка), но активация ЭМГ может варьироваться. У некоторых животных и мышц активация ЭМГ тесно коррелирует с контактом с ногами, например, у крысы MG, показанной на рисунке22. У других животных, таких как боковая икроножная мышца цесарки, активация ЭМГ, как правило, происходит на наибольшей длине для достижения большей стабильности в незнакомой местности25.

Для проведения экспериментов с «аватарами» важно свести к минимуму шум в данных о силе ex vivo . Измерение силы чувствительно к нескольким проблемам, включая, помимо прочего, разрыв мышц во время операции, податливость швов, если узлы петли слишком длинные, неправильное масштабирование входных данных длины и хода, а также мышечную усталость. Разрыв мышц часто происходит при «рассечении кармана» (шаг 2.2.3) и завязывании узла-петли вокруг проксимального участка сухожилия (шаг 2.2.4). Во время «рассечения кармана» держите ножницы для препарирования плоскими и горизонтальными по отношению к мышце, чтобы предотвратить появление наконечников на ЖНВЛП. Кроме того, отведение ножниц для препарирования в сторону и дистально при тупом рассечении также ограничит контакт между ножницами для рассечения и мышцами EDL. Кроме того, мышцы должны быть влажными раствором Кребса-Хенселита во время подготовки к операции и при использовании на стенде.

Правильное масштабирование входных данных длины является более сложным процессом. Пассивная и активная сила мышц могут быть затронуты, если начальная длина и/или ход не масштабированы должным образом. Повышение пассивного напряжения ex vivo должно соответствовать повышению пассивного напряжения in vivo (см. рис. 1). Одна из проблем, которая наблюдалась в предыдущих экспериментах, заключается в том, что как пассивное, так и активное напряжение может быть затронуто, если отклонение длины (от начальной длины до наибольшей длины) слишком мало или слишком велико. Теоретически мышцы должны достигать пиковой силы вблизи своей оптимальной длины (L 0)26, поэтому мы используем оптимальную длину (L0) для масштабирования длины мышц in vivo в экспериментах ex vivo «аватар», чтобы точно воспроизвести производство силы in vivo. Архитектурные различия между мышцами будут играть роль в определении начальной длины и параметров хода длины. Несмотря на то, что оптимальная длина (L0) находится в сверхстимулированных изотонических и изометрических условиях, использование ее в качестве метрики масштабирования в экспериментах «аватар» потенциально может выявить ограничения отношений сила-длина и сила-скорость во время циклического движения, которые требуют дальнейшего изучения. В большинстве стационарных состояний мгновенная длина, скорость и активация мышцы (т.е. свойства сила-длина и сила-скорость) могут быть использованы для прогнозирования силы и производительности работы с приемлемой точностью 12,24,27. В динамических условиях с переменной нагрузкой сила возрастает в зависимости от скорости28 и имеет сложную взаимосвязь с деформацией и активацией 29,30. Это противоречит изотоническим свойствам силы-скорости и изометрии силы-длины мышц28. У крыс МГ переходные процессы деформации и скорости являются свидетельством нагрузки, такие как контакт ног или взаимодействие с окружающей средой (т.е. пересеченная местность, ветер, внезапное изменение направления для предотвращения хищничества) (рис. 9). Эти траектории деформации МГ крыс, как и большинство реалистичных условий, имеют внезапные изменения приложенной нагрузки, производства силы и производительности труда 2,28. Этот экспериментальный метод направлен на то, чтобы подчеркнуть эти сложные взаимодействия между динамикой деформации, скорости и активации в условиях in vivo, которые не очень хорошо объясняются традиционными соотношениями сила-длина и сила-скорость.

Другие проблемы могут возникнуть, когда начальная длина мышц слишком короткая или длинная. Слишком короткая начальная длина приведет к снижению скорости нарастания натяжения во время пассивного и активного растяжения (не показана), тогда как слишком большая начальная длина приведет к увеличению скорости нарастания пассивного натяжения (см. рисунок 1B). Использование соотношения активного и пассивного напряжения может быть полезным. Например, у крыс МГ пассивное напряжение (N) обычно составляет около половины активного напряжения (рис. 2). Если мышца начинается со слишком большой длины и/или растягивается до слишком большой длины, пассивное напряжение может быть слишком высоким по сравнению с активным напряжением (см. рис. 1B), и сила может быстро уменьшиться из-за перерастяжения. Кроме того, растяжка на слишком большую длину потенциально может повредить мышцу и вызвать более быструю усталость мышцы. Кроме того, активное напряжение может казаться несросшегося, если начальная длина слишком короткая и/или мышца не растянута до достаточно длинной длины.

Предварительные эксперименты необходимы для определения начальной длины и хода на основе L0. Дополнительные предварительные эксперименты могут потребоваться для корректировки длительности стимуляции, если динамика активации используемых мышц отличается. Эти оптимизации необходимы, потому что тип волокон, состав и/или динамика активации мышц in vivo и ex vivo могут быть различными. В наших репрезентативных результатах (рис. 4 и рис. 5) мы использовали два протокола стимуляции ЖНВЛП мышей во время экспериментов ex vivo для воспроизведения in vivo крыс с выработкой силы МГ. Чтобы оптимизировать выработку силы в EDL мыши, чтобы наилучшим образом соответствовать МГ крыс in vivo, продолжительность стимуляции была увеличена (рис. 2 и рис. 3). Rat MG состоит из более медленных типов волокон, чем мышиный EDL31,32,33. Это было очевидно в экспериментах с «аватарами», потому что мышцы EDL мышей ex vivo производили силу быстрее после возбуждения, а после деактивации сила уменьшалась с большей скоростью, чем наблюдалось in vivo у крыс MG15 (рис. 2), даже после учета различий в задержке возбуждения-сокращения между условиями in vivo и ex vivo 34. В зависимости от мышц-мишеней ex vivo и in vivo, оптимизация стимуляции может потребоваться и в других экспериментах с «аватарами». В этой технике ex vivo можно использовать либо EDL, либо камбаловидные мышцы (SOL) мыши. EDL был выбран в качестве «аватара» для крысы MG из-за сходства в типе мышечных волокон и строении пеннации. Не исключено, что некоторые мышцы могут иметь сложное строение и не могут быть имитированы с помощью мышц лабораторных грызунов в качестве «аватара».

В то время как эксперименты с «аватарами» нуждаются в некоторой ручной оптимизации, чтобы наилучшим образом воспроизвести производство силы in vivo, этот метод применим к множеству различных животных и локомоторных режимов. Техника «аватара» может быть особенно полезна для понимания выработки силы in vivo у животных, чьи мышцы слишком велики или недоступны для экспериментов ex vivo. Несмотря на то, что на более крупных животных была проведена только предварительная работа, эта работа показала потенциал применимости этого метода к животным, мышцам и локомоторной походке с использованием лабораторных мышей в качестве «аватаров». Полезность экспериментов с «аватарами» зависит от того, насколько точно удобная, недорогая, легкодоступная и хорошо охарактеризованная лабораторная модель грызунов (т.е. мышиная EDL) может быть использована для понимания in vivo механики различных мышц различных видов позвоночных. Результаты предварительных экспериментов с «аватарами», представленные здесь (крыса MG) и в других местах (цесарка LG19), позволяют предположить, что этот метод может быть использован для точного предсказания сил in vivo и может быть применен к другим животным. Будущие применения этого метода должны расширить типы мышц и животных, которые использовались как в качестве мишеней, так и в качестве «аватара» во время экспериментов ex vivo и in vitro. Эксперименты «Аватара» позволяют изучить факторы, влияющие на мышечную силу и работоспособность при локомоции in vivo, когда мышечная нагрузка и напряжение резко изменяются 1,2,19. В частности, метод «аватара» позволяет нам исследовать влияние переходных процессов деформации и скорости на мышечную силу, которое не учитывается традиционными мышечными моделями или экспериментами с синусоидальной рабочей петлей.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Все авторы признают отсутствие конфликта интересов.

Acknowledgments

Мы благодарим д-ра Николая Конова за предоставленные данные, использованные в этом исследовании. Финансируется NSF IOS-2016049 и NSF DBI-2021832.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Braided Non-Absorbable Silk Suture 4-0  Mersilk  734H
Calcium Chloride Dihydrate (CaCl2) Sigma-Aldrich 1086436 Krebs-Henseleit solution
Dextrose  Sigma-Aldrich D9434 Krebs-Henseleit solution
HEPES Sigma-Aldrich PHR1428 Krebs-Henseleit solution
Hydorchloric Acid (HCl)  Sigma-Aldrich 1.37055 Krebs-Henseleit solution
LabView Data Collection  Lab-View
Magnesium Sulfate (MgSO4) Sigma-Aldrich M7506 Krebs-Henseleit solution
Potassium Chloride (KCl)  Sigma-Aldrich P3911 Krebs-Henseleit solution
Potassium Phosphate Monobasic (KH2PO4) Sigma-Aldrich 5.43841 Krebs-Henseleit solution
S88 Stimulator Grass M643H05 Available for purchase on Ebay
Series 300B Lever System Aurora 1200A includes water-jacket tissue bath
Sodium Bicarbonate (NaHCO3) Sigma-Aldrich S5761 Krebs-Henseleit solution
Sodium Chloride (NaCl)  Sigma-Aldrich S9888 Krebs-Henseleit solution
Sodium Hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich S5881 Krebs-Henseleit solution
Wild Type Mice Jackson Laboratory B6C3Fe a/a Ttn mdm/J

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561 (2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242 (2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312 (2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721 (2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669 (2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019 (2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

Tags

Аватар Эксперименты с рабочим циклом ex vivo Штамм in vivo Активация двигательного поведения Производство мышечной силы Производительность работы Нейронные и механические системы Биологическая организация Иерархия управления Мышечные модели Мышечная сила in vivo Мышечная работа in vivo Мышечная механика Условия деформации и нагрузки Локомоция in vivo Деформация и скоростные переходы Нейронная активация Кинематика опорно-двигательного аппарата Нагрузки окружающей среды Техника Аватара
«Аватар», модифицированный эксперимент с рабочим циклом <em>ex vivo с</em> использованием штамма и активации <em>in vivo</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bemis, C., Nishikawa, K. "Avatar", a … More

Bemis, C., Nishikawa, K. "Avatar", a Modified Ex vivo Work Loop Experiments Using In vivo Strain and Activation. J. Vis. Exp. (198), e65610, doi:10.3791/65610 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter