Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Забор спинномозговой жидкости и крови из боковой хвостовой вены у крыс во время регистрации ЭЭГ

Published: September 1, 2023 doi: 10.3791/65636
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1
1Department of Neuroscience and Rehabilitation, Section of Pharmacology, Universita degli Studi di Ferrara

Summary

Протокол показывает повторные заборы спинномозговой жидкости и крови у крыс с эпилепсией, проводимые параллельно с непрерывным видео-электроэнцефалограммой (ЭЭГ). Они играют важную роль в изучении возможных связей между изменениями в различных молекулах жидкостей организма и судорожной активностью.

Abstract

Поскольку состав жидкостей организма отражает многие физиологические и патологические процессы, образцы биологической жидкости обычно получают во многих экспериментальных контекстах для измерения молекул, представляющих интерес, таких как гормоны, факторы роста, белки или небольшие некодирующие РНК. Конкретным примером является отбор проб биологических жидкостей при исследовании биомаркеров эпилепсии. В этих исследованиях желательно сравнивать уровни молекул в спинномозговой жидкости (СМЖ) и в плазме, проводя параллельный забор ликвора и плазмы и учитывая временное расстояние забора проб от судорог и до судорог. Комбинированный забор ликвора и плазмы крови в сочетании с видео-ЭЭГ-мониторингом у животных с эпилепсией является перспективным подходом для валидации предполагаемых диагностических и прогностических биомаркеров. Описана процедура комбинированного забора ликвора из большой цистерны и забора крови из боковой хвостовой вены у крыс с эпилепсией, находящихся под непрерывным видео-ЭЭГ-контролем. Эта процедура имеет значительные преимущества по сравнению с другими широко используемыми методами. Это позволяет быстро взять пробы с минимальной болью или инвазивностью, а также сократить время анестезии. Кроме того, он может быть использован для получения образцов спинномозговой жидкости и плазмы крови крыс, зарегистрированных как на привязной, так и на телеметрической ЭЭГ, и может быть использован многократно в течение нескольких дней эксперимента. Ожидается, что за счет минимизации стресса, связанного с отбором проб за счет сокращения анестезии изофлураном, меры будут более точно отражать истинные уровни исследуемых молекул в биожидкостях. В зависимости от наличия соответствующего аналитического анализа, этот метод может быть использован для измерения уровней нескольких различных молекул при одновременной регистрации ЭЭГ.

Introduction

Забор спинномозговой жидкости (ликвора) и крови важен для выявления и валидации биомаркеров эпилепсии как в доклинических, так и в клинических исследованиях 1,2. В настоящее время диагностика эпилепсии и большинство исследований биомаркеров эпилепсии сосредоточены на ЭЭГ и нейровизуализации 3,4,5. Однако эти подходы имеют ряд ограничений. Помимо рутинных измерений кожи головы, во многих случаях ЭЭГ требует инвазивных методов, таких как глубинные электроды6. Методы визуализации головного мозга имеют низкое временное и пространственное разрешение и являются относительно дорогими и трудоемкими 7,8. По этой причине идентификация неинвазивных, недорогих биомаркеров на основе биожидкостей была бы очень привлекательной альтернативой. Кроме того, эти биомаркеры биожидкости могут быть объединены с доступными диагностическими подходами для повышения их прогностической способности.

Пациентам с диагнозом эпилепсия обычно проводят ЭЭГ 9,10 и забор крови 11,12,13,14, а также выводят ликвор для исключения опасных для жизни причин (например, острых инфекций, аутоиммунного энцефалита)15. Эти образцы крови и спинномозговой жидкости могут быть использованы в клинических исследованиях, направленных на выявление биомаркеров эпилепсии. Например, Хогг и его коллеги обнаружили, что увеличение трех фрагментов тРНК плазмы предшествует возникновению судорог при эпилепсии учеловека. Аналогичным образом, уровни интерлейкина-1бета (IL-1β) в ликворе и сыворотке крови человека, выраженные как отношение уровней IL-1β в ликворе к сыворотке крови, могут предсказывать развитие посттравматической эпилепсии после черепно-мозговой травмы16. Эти исследования подчеркивают важность отбора проб биожидкостей для исследования биомаркеров эпилепсии, но они сталкиваются с многочисленными ограничениями, присущими клиническим испытаниям, например, сопутствующим фактором противоэпилептических препаратов (ПЭП) в крови, частым недостатком этиологической информации, неадекватным контролем, умеренным числом пациентов и др. 17,18.

Доклинические исследования предлагают другие возможности для изучения молекул в биожидкостях в качестве потенциальных биомаркеров эпилепсии. На самом деле, во время регистрации ЭЭГ у животных можно изъять плазму и/или ликвор. Кроме того, отбор проб может проводиться многократно в течение нескольких дней эксперимента, и для повышения надежности исследования может быть использован ряд контрольных групп по возрасту, полу и эпилептическому расстройству. Подробно описана гибкая методика получения ликвора из cisterna magna с параллельным забором плазмы из хвостовой вены у крыс с ЭЭГ-мониторингом. Представленная методика имеет ряд преимуществ перед альтернативными методами. Используя метод иглы-бабочки, можно собирать ликвор несколько раз без ущерба для функции электродов ЭЭГ или аналогичных головных имплантатов. Это представляет собой усовершенствование процедур удаления интратекального катетера, которые связаны с относительно высоким риском инфекции. Кроме того, метод свободного падения, используемый для забора крови, превосходит другие методы забора крови из хвостовых вен из-за значительно сниженного риска гемолиза из-за того, что кровь не проходит через трубку и не применяется вакуумное давление. При выполнении в строгих условиях, свободных от микробов, риск заражения животных особенно низок. Кроме того, начав забор крови на самом конце хвоста животного, забор крови можно повторить несколько раз. Такие методики просты в освоении и могут применяться во многих доклинических исследованиях заболеваний центральной нервной системы.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все экспериментальные процедуры были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию Университета Феррары и Министерством здравоохранения Италии (разрешение: D.M. 603/2022-PR) в соответствии с руководящими принципами, изложенными в Директиве Совета Европейских сообществ от 24 ноября 1986 года (86/609/EEC) о защите животных, используемых в экспериментальных и других научных целях. Этот протокол специально адаптирован для дальнейшего количественного анализа полимеразной цепной реакции (кПЦР) малых некодирующих рибонуклеиновых кислот (sncRNAs) в ликворе и плазме крыс, полученных под контролем ЭЭГ, у животных с эпилепсией. По желанию, пожалуйста, посмотрите соответствующее видео JoVE для лучшего понимания и улучшения операции 19,20,21.

1. Подготовка животных к хирургической имплантации электродов или телеметров

ПРИМЕЧАНИЕ: Техника стереотаксической хирургии варьируется в зависимости от используемой системы ЭЭГ. В следующем разделе метода приведено описание этапов, общих для этих двух типов операций.

  1. Используйте крыс Sprague-Dawley (SD) (самцы, 7-8 недель, массой 250-290 г), содержащихся в соответствии с местными законами об уходе и использовании лабораторных животных. Содержать животных в стандартных условиях со свободным доступом к корму и питьевой воде.
  2. Продолжайте работать с крысами в течение нескольких дней до операции и процедур экспериментального протокола.
  3. Используйте стереотаксический аппарат для имплантации электродов или телеметров. Соблюдайте современные стандарты проведения асептических операций. Используйте стерильные и исправные электроды и передатчики.
  4. Побрейте голову животного электробритвой. Индуцируют анестезию животного смесью кетамина (45 мг/кг) и ксилазина (7,5 мг/кг), вводимой внутрибрюшинно (в/в), затем добавляют изофлурановую анестезию (1,4% в воздухе; 1,2 мл/мин), вводимую через лицевую маску, и фиксируют голову животного в стереотаксическом аппарате.
  5. Обеспечьте достаточную глубину анестезии, проверив рефлекс отведения педали после защемления подушечки лапы на задних лапах обоих животных, и поддерживайте анестезию изофлураном до конца операции. Регулярно проверяйте глубину анестезии на протяжении всей процедуры.
  6. Нанесите достаточное количество глазной мази на глаза обоим животным, чтобы предотвратить повреждение роговицы из-за потери рефлекса моргания, вызванной анестезией.
  7. Тщательно очистите кожу головы животного жидким дезинфицирующим средством и сделайте продольный надрез длиной 2 см стерилизованным скальпелем. Откройте кожу головы и наложите хирургические зажимы на кожные лоскуты, чтобы они оставались открытыми.
  8. Осторожно отсоедините надкостницу, чтобы обнажить брегму и область черепа, через которую будет введен регистрирующий электрод.

2. Хирургическая имплантация привязных электродов

ПРИМЕЧАНИЕ: Перед введением процедуры пункционного изъятия ликвора по данному протоколу (см. шаг 9 для получения подробной информации) были проведены повторные заборы ликвора с помощью направляющей канюли у нескольких свободно движущихся неанестезируемых крыс. Для оценки влияния имплантатов с двойной головкой на долгосрочную регистрацию ЭЭГ в сочетании с множественным отбором проб ликвора использовали животных, которым имплантировали канюлированные электроды. В этих специфических экспериментах крысам имплантировали фиктивную направляющую канюлю, помещенную в большую цистерну, кончик которой вводился в нее стереотаксически на 7 мм, согласно ранее опубликованным протоколам22. Подходы к хирургии с использованием двойных имплантатов были аналогичны тем, которые применялись некоторыми работниками в прошлом для микродиализных канюль и имплантации привязанных электродов23,24.

  1. Используйте один рычаг стереотаксической рамки, установите на него держатель электрода и поместите электрод вертикально в держатель. Переместите наконечник электрода точно над брегмой. Запишите переднезаднюю и медиолатеральную координаты брегмы и переведите их в нужные координаты.
  2. Опускайте электрод до тех пор, пока его кончик почти не коснется черепа. Отметьте место сверления и просверлите череп на отмеченном месте. Будьте осторожны, чтобы не повредить мозг и мозговые оболочки.
  3. Сделайте четыре или более отверстий для анкерных шурупов и вкрутите их в череп. Обратите внимание на размер электрода при проделывании отверстий для анкеровочных винтов. Размер электрода не должен мешать расположению анкерных винтов.
  4. Медленно опустите стереотаксическую руку, несущую электрод, на дорсовентральную ось, войдите в ткань мозга и остановитесь в нужном положении. Закрепите провод заземления электрода вокруг одного из винтов, ввинченных в череп.
  5. Нанесите метакриловый цемент на электрод и винты, покрывающие примерно половину высоты пьедестала электрода. Оставьте верхнюю половину электрода, которая подходит к концу провода привязки, голой.
  6. Извлеките электрод из держателя и поднимите стереотаксический кронштейн. Освободите животное от стереотаксического аппарата и обеспечьте ему послеоперационный уход.
  7. Поместите животное в отдельную клетку для восстановления и наблюдайте за ним каждые 10 минут до тех пор, пока оно не придет в себя и не начнет ходить. Возвращайте животное в стандартную клетку и в другую компанию без анестезии только после полного выздоровления.

3. Хирургическая имплантация телеметров

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте только стерильные телеметры. Если телеметры используются повторно, очистите и простерилизуйте их перед операцией в соответствии с инструкциями производителя. В этом протоколе для регистрации ЭЭГ использовались телеметры Data Science International (DSI).

  1. Включите телеметрический передатчик с помощью магнита и проверьте сигнал с помощью радиоприемника AM-частоты. Перед операцией проверьте наличие сильного и четкого сигнала. При необходимости откажитесь от плохо работающих телеметров.
  2. Подготовьте провода телеметра, укоротив их до оптимальной длины для взрослых крыс. Отклейте силиконовое покрытие на двух выводах (отрицательном и положительном), обнажив примерно 5 мм винтового стального вывода. Создайте петлевую ручку длиной около 2 мм и шириной 1 мм на кончиках поводков.
  3. Сбрейте бок животного под левым плечом и за ним. Продезинфицируйте область операции дезинфицирующим средством на основе стабилизированных пероксидов и четвертичной аммонийной активности. Дайте дезинфицирующему средству подействовать в течение 15 минут.
  4. Сделайте боковой разрез длиной около 2 см сразу за плечом животного и сделайте подкожный карман площадью около 5см3 для размещения передатчика. Расположите передатчик параллельно длинной оси корпуса так, чтобы провода были направлены в ростральном направлении.
  5. Прикрепите передатчик к внутренней стенке подкожного кармана хлопчатобумажным швом 3-0. С помощью ножниц с тупым концом создайте подкожный туннель (примерно 2,5 см в длину) через бок и шею животного, соединив таким образом карман передатчика со срединным разрезом, сделанным на волосистой части головы животного на шаге 1,6.
  6. Возьмите оба телеметра с помощью щипцов и протяните их вверх через туннель так, чтобы они выступали из отверстия разреза кожи головы. Выньте проводники из разреза волосистой части головы с помощью зажимов для раны.
  7. Используйте стереотаксическую рамку, чтобы определить желаемые координаты для положительного (красного) провода и просверлите отверстие в черепе для положительного наконечника свинца (аналогично шагу 2.1.). Сделайте еще одно отверстие для крепления винта вверх к роструму и вкрутите его в череп.
  8. Вставьте наконечник положительного свинца под тюбетейку и твердую мозговую оболочку и положите его на поверхность мозга. Зацепите петлеобразный наконечник отрицательного (белого) свинца на винт. Нанесите небольшое количество метакрилового цемента вокруг положительного свинцового выходного отверстия и отрицательного свинца, чтобы обездвижить их на черепе.
  9. Зафиксируйте провода к внутренней стенке кожи черепа хлопчатобумажным швом 3-0. Убедитесь, что несъемные отводы и фиксирующий шов не будут мешать месту отведения ликвора (т.е. вдавленной поверхности с появлением ромба между затылочным выступом и позвоночником атланта).
  10. Закройте разрез волосистой части головы и боковой разрез с помощью хлопчатобумажного шва 3-0. Нанесите дезинфицирующие средства на раны. Только после того, как они высохнут, нанесите крем с антибиотиком на зашитые раны.

4. Послеоперационный уход

  1. Наблюдайте за животными в течение примерно 1 часа после операции до тех пор, пока они не встанут в вертикальное положение и не начнут перемещаться по клетке. Держите их на грелке, чтобы не допустить переохлаждения. Вводите животным системный антибиотик для предотвращения инфекции и системный анальгетик для предотвращения послеоперационной боли в течение 2-3 дней.
  2. Дайте крысам восстановиться в течение не менее 7 дней после хирургических процедур. Наблюдайте за животными не реже одного раза в день в течение 3 дней на предмет признаков боли или стресса.

5. Индукция эпилептического статуса у крыс

ПРИМЕЧАНИЕ: Подробный протокол индукции эпилептического статуса (СЭ), необходимый для воспроизведения мезиальной височной эпилепсии (mTLE) у крыс, см. в Guarino et al.25.

  1. После недели послеоперационного восстановления распределите животных случайным образом по группам: (i) контрольные животные, получающие транспортное средство, и (ii) животные с эпилепсией, которые будут получать пилокарпин. Используйте пропорционально большее количество животных для группы эпилептиков, так как не все крысы, получавшие пилокарпин, выживут или разовьют СЭ.
  2. За сутки до индукции СЭ животным дают разовую дозу 127 мг/кг хлорида лития, растворенного в 0,9% физиологическом растворе (3М) в объеме 1 мл/кг через желудочный зонд. Вводят животному литий, который повышает эффективность пилокарпина26, примерно за 14 ч до индукции СЭ, чтобы уменьшить вариабельность во времени до начала СЭ.
  3. Примерно через 14 ч после введения лития крысам делают однократную инъекцию метилскополамина (1 мг/кг, подкожно).
  4. Ровно через 30 мин после введения метилскополамина крысам делают однократную инъекцию пилокарпина (50 мг/кг, в/м) для индуцирования СЭ. Дают метилскополамин и носитель (0,9% раствор NaCl) для контроля крыс.
    1. Инъекция пилокарпина вызывает типичное поведение у животных: ранние парциальные судороги (движения вибриссы и кивки головы в течение 5 мин после введения пилокарпина), переходящие в рецидивирующие генерализованные судороги (СЭ) в течение 25-30 мин. Крысам, у которых СЭ не развивается в течение 30 мин, вводят дополнительную дозу пилокарпина (25 мг/кг, в/м), и если у них по-прежнему не развивается СЭ, исключают их из исследования (СЭ, не отвечающие на СЭ).
  5. Наблюдайте и оценивайте судорожное поведение у крыс каждые 5 минут, начиная сразу после инъекции пилокарпина. Используйте шкалу Расина, чтобы набрать27 баллов.
  6. Прерывают СЭ через 2 ч после начала в/в введением коктейля препаратов: диазепама (10 мг/кг), фенобарбитала (25 мг/кг) и скополамина (1 мг/кг).
  7. Дайте крысам этот коктейль снова через 4 ч. Наконец, еще через 4 ч дают крысам в/в последнюю смесь препаратов (диазепам 10 мг/кг плюс скополамин 1 мг/кг), чтобы полностью прекратить судорожную активность.
  8. Животным внутривенно вводят физиологический раствор (1 мл 0,9% раствора NaCl, рН доведен до 7,0) и кормят их 10% раствором сахарозы в течение 2-3 дней после СЭ для восстановления после потери массы тела, которая следует за СЭ.
  9. Распределить выживших после СЭ животных случайным образом в разные экспериментальные группы в соответствии с требованиями конкретного экспериментального протокола. Для дальнейших экспериментов на крысах с эпилепсией используют следующие критерии включения/исключения: развитие судорожного СЭ в течение 1 ч после введения пилокарпина, увеличение массы тела в первую неделю после СЭ и правильное расположение электрода в интересующей области мозга для регистрации ЭЭГ25.

6. Привязанная видео-ЭЭГ у крыс с эпилепсией и анализ судорожной активности

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом разделе описывается экспериментальная процедура регистрации сигналов ЭЭГ у свободно движущихся крыс, содержащихся в одном доме, в стандартных условиях. В клетке не должно быть предметов, в которых может застрять животное или записывающий кабель. В зависимости от научного вопроса, который необходимо решить, можно проанализировать несколько параметров. В случае исследования эпилепсии трассы ЭЭГ проверяются для распознавания электрических и двигательных припадков. Наиболее распространенными параметрами, используемыми для выявления припадка, являются амплитуда, частота и продолжительность пароксизмальной электрической активности.

  1. Поместите животное в чистую клетку в комнате для записи, чтобы обеспечить привыкание и уменьшить стресс, вызванный новой средой. Поместите клетку животного в клетку Фарадея, чтобы избежать загрязнения сигнала EGG электромагнитным полем окружающей среды.
  2. Подключите один конец записывающего кабеля к записывающему устройству. Используйте вольтметр для измерения электрического потенциала и различения заземляющих и опорных электродов.
  3. Другой конец записывающего кабеля подсоедините к электроду, закрепленному на голове крысы. Для этого удерживайте цементную крышку на голове животного при вставке штекера кабеля в разъем электрода и избегайте давления на голову крысы.
  4. Уравновешивайте вес записывающего кабеля, чтобы обеспечить свободное перемещение животного, предотвращая при этом риск перекручивания кабеля. Для этого используют уравновешивающий рычаг или коммутаторы. Даже если записывающий кабель уравновешен, кладите корм внутрь клетки, а не в кормушку, в которой животные должны подниматься, чтобы дотянуться до корма.
  5. Перед началом регистрации проверьте все настройки, используемые для получения и обработки данных с ЭЭГ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол не содержит ознакомления с аппаратурой, необходимой для регистрации ЭЭГ, однако следует применять адекватную частоту фильтрации и дискретизации, чтобы избежать артефактов и шумов в сигналах ЭЭГ.
    1. Для обычного эксперимента установите частоту дискретизации 500 Гц и усиление усиления на 5000x. Отфильтруйте сигнал с помощью фильтра 0,005 Гц в дополнение к режекторному фильтру, чтобы отбросить окружающую электрическую активность в диапазоне 50 Гц (характерно для европейских стран).
  6. Запустите запись видео и ЭЭГ и убедитесь, что трассы соответствуют ожидаемому сигналу ЭЭГ, проверив мощность в определенных частотных диапазонах в течение всего времени. Запишите исходный период перед началом вмешательства на животных.
  7. Периодически проверяйте животных и следы ЭЭГ. Нередки случаи, когда записывающий кабель отсоединяется от разъема электрода в голове крысы. В этом случае снова подсоедините электрод в головке крысы к записывающему кабелю и проверьте наличие четкого сигнала ЭЭГ.
  8. Анализируйте сигнал ЭЭГ вручную или автоматически с помощью имеющегося в продаже программного обеспечения. При анализе вручную просмотрите запись ЭЭГ, чтобы выявить судорожно-подобную активность. Если предполагается использовать программное обеспечение, настройте ключевые параметры приступа, такие как амплитуда, частота и продолжительность электрической активности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Одиночный приступ может характеризоваться электрической активностью с амплитудой в 3 раза выше исходного уровня, частотой, равной или превышающей 5 Гц, и продолжительностью не менее 5 с22.
  9. Независимо от используемого метода, подтвердите возможные судорожные припадки, проверив синхронизированную видеозапись, собранную одновременно с ЭЭГ.

7. Телеметрическая видео-ЭЭГ у крыс с эпилепсией и анализ судорожной активности

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом разделе описывается экспериментальная процедура регистрации радиотелеметрических сигналов ЭЭГ у одиноких, свободно движущихся крыс в стандартных условиях. Протокол основан на коммерчески доступной системе телеметрии. Однако некоторые телеметрические системы незначительно отличаются по своим функциональным и техническим характеристикам. Система должна выбираться в зависимости от требований лаборатории и целей исследования.

  1. Поместите домашнюю клетку для животных над приемником сигнала. Подключите приемник сигнала к системе сбора данных, а затем к компьютеру с программным обеспечением для сбора данных.
  2. Включите радиочастотный телеметрический имплантат, поместив магнит в непосредственной близости от телеметра, вставленного в бок крысы. Проверьте сигнал с помощью радиоустройства. Используйте универсальное радиоустройство для проверки телеметров и услышите четкий звуковой сигнал, указывающий на то, что телеметр активирован, а шипящий звук указывает на то, что телеметр неактивирован.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Срок службы батареи радиочастотного передатчика следует учитывать перед определением продолжительности записи.
  3. Настройте программное обеспечение для сбора данных и синхронизируйте телеметрический сигнал и видеосистему для одновременного сбора данных ЭЭГ и видео. Назначьте по одному приемнику сигнала для каждого имплантированного передатчика и установите значения калибровки передатчика. Установите частоту дискретизации 1000 Гц, обнаружение шума в диапазоне от -500 мВ до +500 мВ и интервал интегрирования 100 мс. Не используйте фильтры низких и высоких частот.
  4. Запустите телеметрию и видеозаписи. Выполняйте длительную базовую запись перед приобретением эпилептической активности. Проанализируйте сигнал ЭЭГ, как описано в шагах 6.8 и 6.9.

8. Процедура забора крови из хвостовой вены

ЗАМЕТКА. Вакуумная система забора крови состоит из иглы-бабочки (23 г x 3/4 x 12 (0,8 мм x 19 мм x 305 мм). Техника забора крови может быть легко выполнена одним оператором, а процедура занимает около 5 минут.

  1. Смажьте иглу-бабочку и ее трубку 1%-нымК2ЭДТА в дистиллированной воде незадолго до забора, т.е. втяните и вытесните растворК2ЭДТА из системы с помощью шприца объемом 1 мл. Разрежьте трубку сразу за иглой, чтобы собирать кровь капля за каплей, без аспирации (Рисунок 1A).
  2. Поместите крысу в индукционную камеру и обезболите изофлураном (1,4% в воздухе; 1,2 мл/мин). Переключитесь на стереотаксическую рамку и поддерживайте анестезию через лицевую маску. Подложите грелку под животное, сохраняя часть его хвоста в непосредственном контакте с подушечкой.
  3. Осторожно отведите спину животного в сторону так, чтобы боковая хвостовая вена оставалась вверху.
  4. Опустите хвост в теплую воду (42 °C) на 2 минуты, чтобы расширить боковую вену. Протрите хвост 70% этиловым спиртом, чтобы сделать вену более заметной. Поставьте теплый свет на хвост с помощью обычной лампы накаливания.
  5. Введите иглу-бабочку 21G в боковую хвостовую вену глубиной 5 мм и углом 20°. Соберите кровь в вакуумную пробирку объемом 500 мкл, содержащую 5 мгК2ЭДТА в качестве антикоагулянта (рис. 1B, C).
  6. Извлеките иглу и остановите поток крови, надавливая на место прокола. Верните крысу в ее домашнюю клетку.
  7. Осторожно переверните пробирку 10 раз, чтобы смешать антикоагулянт с кровью. Сделайте отверстия глубиной около 1,5 см во льду для размещения сборных трубок. Аккуратно и вертикально положите образец на лед.
  8. Центрифугируют образец крови в охлажденной центрифуге (4 °C) при 1300 x g в течение 10 мин для отделения плазмы. Выполняйте эту процедуру не позднее, чем через 1 час.
  9. Возьмите около 200 мкл плазмы, избегая слоя эритроцитов и лейкоцитов. Изъятую плазму помещают в стерильную микропробирку объемом 0,2 мл. При необходимости хранить при температуре 4 °C до 1 ч после центрифугирования.
  10. Отложите 5 мкл образца для контроля качества. Храните образец при температуре -80 °C до проведения анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте вакуум, даже если это рекомендовано некоторыми исследователями28 или доить хвост во время процедур, описанных в шаге 8.5, для получения большего количества крови, так как это снижает качество образца для следующего количественного анализа sncRNC (подробности см. в разделе «Репрезентативные результаты»). Имейте в виду, что у крыс максимальное количество крови, которое может быть взято за один раз, составляет <10% от ее общего объема крови (т.е. около 1,6-1,9 мл у крысы весом 250-300 г) и <15% от общего объема крови (около 2,64 мл) за 1 месяц29. В этом протоколе используется максимум 500 мкл крови, взятой за один раз до пяти раз у одного животного30,31.

9. Порядок сбора ликвора

ЗАМЕТКА. Техника может быть легко выполнена одним оператором, и процедура занимает около 2-4 минут. Материалы, используемые для сбора ликвора, представляют собой недорогие одноразовые вакуумные иглы-бабочки и экстракционные пробирки. В этом протоколе для создания вакуума используется инфузионный набор в виде крыльев бабочки, подключенный к стерильному шприцу (рис. 2А).

  1. Подготовьте иглу-бабочку 23G, обрезав ее пластиковую защиту втулки так, чтобы конец голой иглы был открыт на 7 мм, чтобы предотвратить ее проникновение более чем на 7 мм вглубь цистерны во время извлечения (Рисунок 2B).
  2. Подсоедините иглу-бабочку, снабженную полимерной трубкой, к шприцу объемом 1 мл.
  3. Поместите крысу в индукционную камеру и обезболите изофлураном (1,4% в воздухе; 1,2 мл/мин). Переключите поток изофлурана на стереотаксическую рамку и поддерживайте анестезию, подаваемую через маску для лица. Удалите шерсть на затылке и шее крысы с помощью бритвы.
  4. Зафиксируйте голову крысы ушными планками. Опустите голову животного вниз примерно на 45° по вертикали, двигаясь вниз по носовой планке стереотаксической рамы (рис. 2C). Осмотрите заднюю часть головы животного и найдите слегка вдавленную поверхность в форме ромба между затылочным выступом и отростком атланта.
  5. Натрите эту поверхность 70% этиловым спиртом, чтобы сделать ее более заметной и продезинфицировать.
  6. Введите иглу-бабочку вертикально в центр ромбовидной вдавленной поверхности в cisterna magna для сбора ликвора до тех пор, пока движение не будет заблокировано путем разрезания по размеру пластиковой гильзы защиты иглы (Рисунок 2D). Осторожно оттяните поршень шприца объемом 1 мл, чтобы спинномозговая жидкость медленно протекала через иглу.
  7. Соберите около 100 мкл ликвора в полимерную трубку (рис. 2D). Избегайте попадания крови или любых других видимых загрязнений. Сожмите полимерную трубку очень близко к игле-бабочке и обрежьте трубку в этом месте.
  8. Наберите прозрачную (незагрязненную) пробу в шприц. Утилизируйте загрязненный образец, если видимые загрязнения попали в сборную трубку.
  9. Извлеките образец в стерильную микропробирку объемом 0,2 мл и храните на льду до 1 ч.
  10. Продезинфицируйте место изъятия ликвора на голове животного. Извлеките крысу из стереотаксической рамки и поместите ее обратно в клетку.
  11. Отложите 2 мкл образца для контроля качества. Храните остальную часть образца при температуре -80 °C для дальнейшего анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: У крыс, если многократное изъятие ликвора выполняется неоднократно, рекомендуемый объем для изъятия при каждом сборе составляет 100 мкл32. В этом протоколе было сделано максимум 100 мкл ликвора за один раз с 5-кратным максимальным выводом в течение 15 дней у одного животного.

10. Спектрофотометрический анализ качества образца

ПРИМЕЧАНИЕ: После надлежащего сбора образцов ликвора и плазмы образцы готовы к анализу спектрофотометром и не требуют какого-либо специального обращения. Измерьте абсорбцию гемоглобина с помощью УФ-спектрофотометрии при длине волны 414 нм, чтобы оценить риск гемолиза в образцах. Используйте предельное значение поглощения 0,25 в образцах крыс. Выбор этого предела может зависеть от последующего анализа кПЦР и его специфических требований к количественному определению мнРНК.

  1. Включите УФ-спектрофотометр. Выберите метод измерения поглощения на одной длине волны 414 нм для плазмы или ликвора. Нажмите кнопку Далее.
  2. Кювету диаметром 1 мм промыть очищенной водой. Нанесите 5 мкл 70% этанола на точку измерения кюветы. Высушите бумажным полотенцем и протрите безворсовой папиросной бумагой. Проверьте, идеально ли он прозрачен.
  3. Налейте 1,5 мкл очищенной воды в кювету диаметром 1 мм и закройте ее. Вставьте кювету в измерительную камеру спектрофотометра и измерьте поглощение холостого образца, нажав на кнопку Blank . Убедитесь, что значение поглощения на длине волны 414 нм равно 0,000.
  4. Высушите кювету бумажным полотенцем и протрите безворсовой папиросной бумагой. Проверьте, идеально ли он прозрачен.
  5. Поместите 1,5 мкл образца в кювету диаметром 1 мм и закройте ее. Вставьте кювету в измерительную камеру спектрофотометра. Измерьте образец, нажав на кнопку Образец . Проверьте абсорбцию образца при длине волны 414 нм и аннотируйте его.
  6. Приступайте к количественной оценке абсорбции гемоглобина во всех доступных образцах. Измерьте пустой образец перед любым образцом плазмы или спинномозговой жидкости, нажимая поочередно кнопки «Пустой » и «Образец ».
  7. Сохраняйте образцы с длиной волны A414 нм < 0,25 при -80 °C и выбрасывайте образцы, если A414 нм > 0,25.
  8. Кювету диаметром 1 мм последовательно промыть очищенной водой с 70% этиловым спиртом. Высушите кювету.
  9. Закройте пустую кювету в измерительной камере, чтобы предотвратить ее запыление. Выключите спектрофотометр.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Результаты различных процедур ликвора и забора крови, выполненных у 9 контрольных и 18 крыс с хроническим эпилепсией, которым были имплантированы электроды через 1 месяц после СЭ, представлены с точки зрения успешности. После имплантации все крысы проходили видео-ЭЭГ-мониторинг в течение 1 месяца, в течение которого ликвор плюс кровь отбирались 5 раз каждые 3 дня в течение двух последних недель эксперимента (т.е. на 52, 55, 58, 61 и 64 сутки после СЭ; dpSE). Для сравнения частоты успешности сбора ликвора у крыс с двойной головкой (канюлированных для вывода ликвора) с частотой успешных сборов ликвора (проводимых путем пункции цистерны большой кисти) у животных, имплантированных только на привязи или телеметрических электродах (табл. 1). У разных животных оценивали влияние вакуумного забора крови или хвостового доения на качество образцов плазмы (табл. 2). Для этого использовали УФ-спектрофотометрический анализ на длине волны 414 нм для выявления свободного гемоглобина. Для статистического анализа использовалось коммерческое программное обеспечение, а также метод Краскела-Уоллиса или односторонний ANOVA с множественными сравнительными критериями Тьюки (p<0,05 считается статистически значимым). Данные выражаются в виде среднего ± SEM.

Успешность многократного отбора проб спинномозговой жидкости у канюлированных и пункционных крыс
Образцы спинномозговой жидкости были взяты 5 раз в течение 2 недель в 3 группах крыс: (i) крысы с канюлированными и привязанными электродами (группа животных с КТ); в них забор ликвора осуществлялся с помощью фиктивной направляющей канюли и соединения трубки из ПТФЭ со шприцем объемом 1 мл, когда они не были обезболены и свободно двигались под видео-ЭЭГ; (ii) проколотые (шаг 9) и имплантированные электроды крысам (группа ПТ); (iii) крысы с проколом и телеметрическим электродом (группа PTe). Всего было использовано 9 животных в группе (6 эпилептических и 3 контрольных крысы). Количество успешных коллекций оценивалось более 5 раз. Показатели успеха были аналогичными у проколотых крыс: 86,7% ± 5,8% у привязанных и 88,9% ± 4,8% у животных с телеметрическими электродами. Вместо этого у канюлированных крыс частота была снижена, хотя и не отличалась существенно (71,1% ± 8,9%, табл. 1). Такие результаты указывают на то, что канюля на голове животных может препятствовать повторному забору спинномозговой жидкости и ставить под угрозу лонгитюдные исследования. Техника пункции больше подходит для многократного изъятия ликвора у имплантированных электродов животных.

Влияние вакуумного и хвостового доения на метод сбора плазмы
Кровь собирали 5 раз у 9 крыс (6 эпилептических и 3 контрольных) на 52, 55, 58, 61 и 64 сутки после СЭ, а качество плазмы оценивали для гемолиза визуально и с помощью УФ-спектрофотометрии при длине волны 414 нм. Для получения первого образца у каждой крысы использовали вакуумирование с помощью иглы-бабочки 21G, прикрепленной к шприцу объемом 1 мл. Во втором образце при одновременном доении хвоста применяли отвод капель и систему игл-бабочек 21G. Для получения 3-5-го образца применяли процедуру отвода капель без доения хвоста (описана в шаге 9).

При использовании вакуума плазма при визуальном контроле окрашивалась в розовый цвет, а среднее значение поглощения образцов 9 крыс составило 0,647 ± 0,067 (табл. 2, рис. 3). Аналогичные результаты были получены при использовании хвостового доения во время процедуры: плазма розового цвета со средней абсорбцией 0,620 ± 0,043 (табл. 2, рис. 3). В отличие от этого, при использовании системы отвода капель под действием силы тяжести и системы иглы-бабочки 21G средние значения поглощения плазмы были значительно снижены (0,226 ± 0,017 при 58 dpSE; 0,223 ± -0,09 при 61 dpSE; 0,226 ± 0,018 при 64 dpSE; Таблица 2, рисунок 3) применительно к вакуумному или хвостовому способу доения. Кроме того, образцы капельной плазмы были в основном прозрачными. Более высокие значения абсорбции (52 и 55 dpSE) коррелировали с розовым цветом образцов (данные не показаны). Эти результаты могут свидетельствовать о том, что последний метод является лучшим для получения образцов очень высокого качества для анализа.

Figure 1
Рисунок 1: Основные этапы рабочего процесса забора плазмы. (А) Материалы, необходимые для забора крови и крысы в стереотаксической рамке, готовые к сбору; (В, В) Увеличение хвоста с помощью иглы-бабочки, введенной в боковую хвостовую вену, и капли крови, падающей по стенкам сборной пробирки с антикоагулянтом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Основные этапы процесса отбора проб спинномозговой жидкости (ликвора). (А) Материалы, необходимые для изъятия ликвора и крысы в стереотаксической рамке, незадолго до сбора; (B) Подготовка иглы-бабочки 23G путем разрезания ее пластиковой гильзы таким образом, чтобы конец голой иглы был открыт на 7 мм, чтобы обеспечить правильное проникновение в большую цистерну; (C) Голова крысы наклонена вниз на 45° во время вытягивания. (D) Увеличение ромбовидного участка с помощью иглы-бабочки, вставленной в большую цистерну. Обратите внимание на ликвор, который поднимается в трубке, обозначенный кончиком маркера. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Оценка качества образцов плазмы. Степень гемолиза свободного гемоглобина определяли на длине волны 414 нм методом УФ-спектроскопии в образцах плазмы 9 животных в 5 временных точках (52, 55, 58, 61 и 64 дня постэпилептического состояния, dpSE) с использованием различных методов: 52 день - вакуумная техника; 55 день – хвостовое доение; Дни 58-64 Применялась техника капли. Снижение свободного гемоглобина в плазме, полученной капельным методом, по сравнению с вакуумным и хвостовым методами доения было достоверным (*p <0,05 по данным одностороннего ANOVA и множественного сравнения post-hoc по Тьюки). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Таблица 1: Показатели успешности изъятия ликвора. Сравнение показателей успешности повторной отмены ликвора в трех экспериментальных группах животных, выраженных в процентах успешных выводов в течение 5 дней. Значение 1 было присвоено успешному выводу > 100 мкл прозрачной спинномозговой жидкости; нулевое значение было присвоено изъятиям < 100 мкл и/или неясной спинномозговой жидкости. Сокращения: Н/Д - отсутствие забора из-за потери канюли во время процедуры отбора проб (только для животных КТ); КТ - канюлированная привязная; ПТ - проколотые привязные; PTe - проколотые телеметрические электроды имплантированные. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать эту таблицу.

Таблица 2: Оценка гемолиза в образцах плазмы. Результаты измерений гемолиза в 5 временных точках с использованием трех различных методов забора крови: 52 сутки - вакуумная техника; 55 день – хвостовое доение; Дни 58-64 Техника капли. Значения >0,3 абсорбции коррелировали с розовым цветом образцов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать эту таблицу.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Настоящая работа иллюстрирует простую в освоении технику сбора ликвора и крови у крыс, которая может быть полезна не только для исследований на моделях эпилепсии, но и других неврологических состояний или заболеваний, таких как болезнь Альцгеймера, Паркинсона или рассеянный склероз. В исследованиях эпилепсии обе процедуры отбора проб в сочетании с видео-ЭЭГ являются идеальными, когда проводится корреляция между уровнями различных растворимых молекул и судорожной активностью. Именно по этой причине использовалась непрерывная видео-ЭЭГ-запись: i) для того, чтобы правильно диагностировать эпилепсию или ii) для мониторинга различных фаз прогрессирования заболевания, и/или iii) для корреляции выборки с возникновением спонтанных судорог. Такие методы отбора проб могут быть выполнены на крысах, находящихся под наркозом, что вызывает минимальный стресс.

Критические шаги, устранение неполадок, ограничения методов
В протоколе есть несколько критически важных технических шагов. Во-первых, бывает сложно найти правильное место для забора ликвора с первой попытки. Если оператор промахнется с первой попытки, любое последующее испытание будет заражено кровью, так как животное будет кровоточить из раны от иглы. С этой точки зрения успех в сборе сильно зависит от мастерства оператора. Во-вторых, некоторые этапы забора крови требуют особого внимания. В частности, существует высокий риск гемолиза, если оператор слишком энергично натирает хвост этанолом, если температура воды, используемой для вазодилатации хвостовых вен, выше 42 °C, или если кровь в заборной пробирке слишком энергично смешивается с антикоагулянтом. Другой особенностью забора крови у животных с хронической эпилепсией является влияние их брадикардии на скорость выпадения крови из хвостовой вены33. Если это происходит слишком медленно, кровь может свернуться на стенках пробирки для сбора. Чтобы избежать этой проблемы, одним из вариантов является разделение забора проб на две пробирки для сбора, уменьшая объем крови/пробирки. Наконец, есть один подводный камень, который присущ исследованиям эпилепсии. Стресс, вызванный манипуляциями с животными перед взятием проб, может вызывать судороги, которые, в свою очередь, могут влиять на уровни исследуемых молекул34. По возможности поместите наркозную индукционную камеру в домашнюю клетку и позвольте животному войти в нее самопроизвольно. В качестве модификации предложенного протокола может быть использован ограничитель для проведения забора крови без анестезии изофлураном. Однако это можно сделать с помощью телеметрии, но не на привязанных животных, потому что привязанные крысы могут потерять свои головные имплантаты во время этой процедуры.

Имея хорошо обученного оператора и прилагая максимальные усилия, чтобы избежать стресса, единственным ограничением данного протокола является максимальный объем, который может быть снят без ущерба для здоровья животного. Согласно действующим стандартам, рекомендуется собирать максимум 100 мкл ликвора 4 раза в течение 15 дней у одного животного32. Аналогичным образом, рекомендуется собрать менее 10% от общего объема крови при одном взятии проб и менее 15% от общего объема крови в течение 28 дней30,31.

Сравнение метода с другими методиками
Предложенные подходы к отбору проб ликвора и плазмы с временным разрешением имеют ряд преимуществ по сравнению с существующими альтернативными методами. Во-первых, пункция cisterna magna, используемая для взятия образца спинномозговой жидкости у крыс, страдающих эпилепсией, имеет более низкий риск потери головного имплантата по сравнению с канюлированной системой в сочетании с привязанной ЭЭГ. В отличие от процедур пункции, канюля, прикрепленная к электроду с помощью стоматологического цемента (громоздкая и тяжелая для головы животного), хотя и запрашивается при многократном прикреплении/отслоении к изъятию ликвора, гораздо более подвержена потере в течение нескольких дней отбора проб. Действительно, результаты успешности показывают, что некоторые канюлированные животные (Н/Д) не достигают продвинутых временных точек отбора проб, поэтому их соответствующие образцы теряются (Таблица 1). Кроме того, пункционный метод, по-видимому, превосходит канюлированный подход с точки зрения лучшей стерильности и снижения менингеальной реакции с ограниченным увеличением содержания клеток и альбумина в ликворе, что было ранее задокументировано другими 22,35,36. Степень загрязнения лейкоцитами и альбумином ликвора может иметь важное значение для валидности методов, используемых для количественной оценки биомаркеров эпилепсии35. Во-вторых, метод отбора проб плазмы крови методом свободного падения, используемый для повторных измерений, превосходит любой другой метод изъятия, поскольку он не является терминальным (невосстановительным), в отличие от обезглавливания, пункции сердца, абдоминального/грудного кровеносного сосуда или ретроорбитальной ломки, и допускает многократный забор крови. Он проще, чем многие методы вакуумного забора крови в хвостовых венах, так как не требует трубок28,37 и позволяет получать высококачественные образцы плазмы без гемолиза для дальнейшего анализа sncRNA, ориентированного на идентификацию предполагаемых биомаркеров эпилептогенеза38. Отсутствие свободного гемоглобина в образцах при использовании метода капельного отбора проб или избегании хвостового доения было подтверждено низкими показателями абсорбции образцов плазмы (табл. 2) в соответствии с ранее опубликованными методиками, пригодными для оценки содержания sncRNA в плазме крови39,40.

Области применения и будущие направления
Описанные выше методы могут быть применены для измерения растворимых молекул, представляющих интерес в любой модели неврологических заболеваний. Конкретным примером является отбор проб биологических жидкостей для выявления потенциальных/предполагаемых биомаркеров эпилепсии. Существует острая неудовлетворенная медицинская потребность в обнаружении этих биомаркеров для людей с эпилепсией, особенно прогностических биомаркеров и биомаркеров восприимчивости/риска, поскольку их еще не существует.

В заключение следует отметить, что данный протокол применим к крысам, в том числе к крысам, страдающим эпилепсией, и легко применяется для обученных людей. Кроме того, он позволяет проводить многократную высококачественную выборку в лонгитюдных исследованиях в соответствии с принципом 3R (т.е. замена, сокращение и уточнение)41.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Данное исследование было поддержано грантом Рабочей программы Европейского Союза «Горизонт 2020» (название H2020-FETOPEN-2018-2020) в рамках грантового соглашения 964712 (PRIME; М. Симонато).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Blood collection set BD Vacutainer Safety-Lok BD Italy SpA, Milan, Italy 367246 Material
Blood Collection tubes (Microtainer K2E) BD Italy SpA, Milan, Italy 365975 Material
Butterfly Winged Infusion Set 23G x 3/4'' 0.6 x 19 mm Nipro, Osaka, Japan  PSY-23-ET-ICU Material
Centrifuge refrigerated ALC PK 130R DJB Labcare Ltd, Buckinghamshire, England 112000033 Material
Cotton suture 3-0 Ethicon, Johnson & Johnson surgical technologies, Raritan, New Jersey, USA 7343H Material
Diazepam 5 mg/2ml, Solupam Dechra Veterinary Products, Torino, Italy 105183014 (AIC) Solution
Digital video 8-channel media recorder system of telemetry EEG set up Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA PNM-VIDEO-008 Equipment
Digital video surveillance system of tethered EEG set up EZVIZ Network, Hangzhou, Cina EZVIZ (V5.3.2) Equipment
Disinfectant based on stabilized peroxides and quaternary ammonium activity Laboratoire Garcin-Bactinyl, France LB 920111 Solution
Dummy guide cannula 8 mm Agn Tho's, Lindigö, Sweden CXD-8 Material
Electrode 3-channel two-twisted Invivo1, Plastic One, Roanoke, Virginia, USA MS333/3-B/SPC Material
Electrode holder for stereotxic surgery Agn Tho's, Lindigö, Sweden 1776-P1 Equipment
Eppendorf BioSpectrometer basic Eppendorf AG, Hamburg, Germany 6137 Equipment

Eppendorf PCR Tubes 0.2 mL		 Eppendorf Srl, Milan, Italy 30124332 Material
Eppendorf μCuvette G1.0 Eppendorf AG, Hamburg, Germany 6138 Equipment
Feeding needle flexible 17G for rat Agn Tho's, Lindigö Sweden 7206 Material
Grass Technology apparatus Grass Technologies, Natus Neurology Incorporated, Pleasanton, California, USA M665G08 Equipment (AS40 amplifier, head box, interconnecting cables, telefactor model RPSA S40)
Isoflurane 100%, IsoFlo Zoetis, Rome, Italy 103287025 (AIC) Solution
Ketamine (Imalgene) Merial, Toulouse, France 221300288 (AIC) Solution
Lithium chloride  Sigma-Aldrich, Milan, Italy L9650 Material
Microinjection cannula 31G 9 mm Agn Tho's, Lindigö Sweden CXMI-9 Material
MP150 modular data acquisition and analysis system  Biopac, Goleta, California, USA MP150WSW Equipment
Ophthalmic vet ointment, Hylo night Ursapharm, Milan, Italy 941791927 (AIC) Material
Pilocarpine hydrochloride Sigma-Aldrich, Milan, Italy P6503 Material
PTFE Tube with joint Agn Tho's, Lindigö, Sweden JT-10 Material
Saline 0.9% NaCl, pH adjusted to 7.0 Solution
Scopolamine hydrobromide trihydrate Sigma-Aldrich, Milan, Italy S2250 Material
Scopolamine methyl nitrate Sigma-Aldrich, Milan, Italy S1876 Material
Silver sulfadiazine 1% cream  Sofar, Trezzano Rosa, Milan, Italy 025561010 (AIC) Material
Simplex rapid dental methacrylic cement   Kemdent, Associated Dental Products Ltd, Swindon, United Kingdom ACR811 Material
Stereotaxic apparatus David Kopf Instruments, Los Angeles, CA, USA Model 963 Equipment
Sucrose solution 10% sucrose in distilled water Home-made Solution
Syringe 1 mL  Biosigma, Cona, Venezia, Italy 20,71,26,03,00,350 Material
Telemeters Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA CTA-F40 Material
Telemetry EEG traces analyzer Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA NeuroScore v3-0 Equipment
Telemetry system Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA Hardware plus software Ponemah core 6.51 Equipment
Xylazine hydrochloride Sigma-Aldrich, Milan, Italy X1251 Material

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hanin, A., et al. Cerebrospinal fluid and blood biomarkers of status epilepticus. Epilepsia. 61 (1), 6-18 (2020).
  2. Pitkänen, A., et al. Advances in the development of biomarkers for epilepsy. The Lancet Neurology. 15 (8), 843-856 (2016).
  3. Dlugos, D., et al. Childhood Absence Epilepsy Study Team (2013). Pretreatment EEG in childhood absence epilepsy: associations with attention and treatment outcome. Neurology. 81 (2), 150-156 (2013).
  4. Lorenzo, N. Y., et al. Intractable frontal lobe epilepsy: pathological and MRI features. Epilepsy research. 20 (2), 171-178 (1995).
  5. van Dellen, E., et al. Epilepsy surgery outcome and functional network alterations in longitudinal MEG: a minimum spanning tree analysis. NeuroImage. 86, 354-363 (2014).
  6. Shah, A. K., Mittal, S. Invasive electroencephalography monitoring: Indications and presurgical planning. Annals of Indian Academy of Neurology. 17 (Suppl 1), S89-S94 (2014).
  7. Whiting, P., et al. A systematic review of the effectiveness and cost-effectiveness of neuroimaging assessments used to visualise the seizure focus in people with refractory epilepsy being considered for surgery. Health technology assessment. 10 (4), 1-iv (2006).
  8. Lenkov, D. N., Volnova, A. B., Pope, A. R., Tsytsarev, V. Advantages and limitations of brain imaging methods in the research of absence epilepsy in humans and animal models. Journal of neuroscience methods. 212 (2), 195-202 (2013).
  9. Leach, J. P., Stephen, L. J., Salveta, C., Brodie, M. J. Which electroencephalography (EEG) for epilepsy? The relative usefulness of different EEG protocols in patients with possible epilepsy. Journal of neurology, neurosurgery, and psychiatry. 77 (9), 1040-1042 (2006).
  10. Huppertz, H. J., et al. Localization of interictal delta and epileptiform EEG activity associated with focal epileptogenic brain lesions. NeuroImage. 13 (1), 15-28 (2001).
  11. Linder, C., et al. Comparison between dried blood spot and plasma sampling for therapeutic drug monitoring of antiepileptic drugs in children with epilepsy: A step towards home sampling. Clinical biochemistry. 50 (7-8), 418-424 (2017).
  12. Wegner, I., Wilhelm, A. J., Lambrechts, D. A., Sander, J. W., Lindhout, D. Effect of oral contraceptives on lamotrigine levels depends on comedication. Acta neurologica Scandinavica. 129 (6), 393-398 (2014).
  13. Palmio, J., et al. CSF and plasma adipokines after tonic-clonic seizures. Seizure. 39, 10-12 (2016).
  14. Hogg, M. C., et al. Elevation in plasma tRNA fragments precede seizures in human epilepsy. Journal of Clinical Investigation. 129 (7), 2946-2951 (2019).
  15. Ellul, M., Solomon, T. Acute encephalitis - diagnosis and management. Clinical medicine. 18 (2), 155-159 (2018).
  16. Diamond, M. L., et al. IL-1β associations with posttraumatic epilepsy development: a genetics and biomarker cohort study. Epilepsia. 55 (7), 1109-1119 (2014).
  17. Auvin, S., et al. Prospective clinical trials to investigate clinical and molecular biomarkers. Epilepsia. 58 (Suppl 3), 20-26 (2017).
  18. Weber, Y. G., Nies, A. T., Schwab, M., Lerche, H. Genetic biomarkers in epilepsy. Neurotherapeutics. 11 (2), 324-333 (2014).
  19. Fornari, R. V., et al. Rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience. Journal of Visualized Experiments. (59), e3528 (2012).
  20. Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable stereotaxic surgery in rodents. Journal of Visualized Experiments. (20), e880 (2008).
  21. Gardiner, T. W., Toth, L. A. Stereotactic Surgery and Long-Term Maintenance of Cranial Implants in Research Animals. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 38 (1), 56-63 (1999).
  22. Westergren, I., Johansson, B. B. Changes in physiological parameters of rat cerebrospinal fluid during chronic sampling: evaluation of two sampling methods. Brain Research Bulletin. 27 (2), 283-286 (1991).
  23. Soukupová, M., et al. Impairment of GABA release in the hippocampus at the time of the first spontaneous seizure in the pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. Experimental Neurology. 257, 39-49 (2014).
  24. Soukupová, M., et al. Microdialysis of Excitatory Amino Acids During EEG Recordings in Freely Moving Rats. Journal of Visualized Experiments. (141), e58455 (2018).
  25. Guarino, A., et al. Low-dose 7,8-Dihydroxyflavone Administration After Status Epilepticus Prevents Epilepsy Development. Neurotherapeutics. 19 (6), 1951-1965 (2022).
  26. Curia, G., Longo, D., Biagini, G., Jones, R. S. G., Avoli, M. The pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 143-157 (2008).
  27. Racine, R. J. Modification of seizure activity by electrical stimulation: II. Motor seizure. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 32 (3), 281-294 (1972).
  28. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).
  29. Blood sampling: Rat. , https://nc3rs.org.uk/3rs-resources/blood-sampling/blood-sampling-rat (2022).
  30. Powles-Glover, N., Kirk, S., Wilkinson, C., Robinson, S., Stewart, J. Assessment of toxicological effects of blood microsampling in the vehicle dosed adult rat. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 68 (3), 325-331 (2014).
  31. Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animal. 32 (4), 369-376 (1998).
  32. Wang, D., Zhao, Y., Yang, Y., Xie, H. Safety assessment of multiple repeated percutaneous punctures for the collection of cerebrospinal fluid in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 54 (6), e10032 (2021).
  33. Möller, C., et al. Impact of repeated kindled seizures on heart rate rhythms, heart rate variability, and locomotor activity in rats. Epilepsy & Behavior. 92, 36-44 (2019).
  34. Espinosa-Garcia, C., Zeleke, H., Rojas, A. Impact of Stress on Epilepsy: Focus on Neuroinflammation-A Mini Review. International Journal of Molecular Sciences. 22 (8), 4061 (2021).
  35. Cassar, S. C., et al. Comparing levels of biochemical markers in CSF from cannulated and non-cannulated rats. Journal of Neuroscience Methods. 192 (2), 249-253 (2010).
  36. Huang, Y. L., Säljö, A., Suneson, A., Hansson, H. A. Comparison among different approaches for sampling cerebrospinal fluid in rats. Brain Research Bulletin. 41 (5), 273-279 (1996).
  37. Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats. Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).
  38. Roncon, P., et al. MicroRNA profiles in hippocampal granule cells and plasma of rats with pilocarpine-induced epilepsy--comparison with human epileptic samples. Scientific Reports. 5, 14143 (2015).
  39. van Vliet, E. A., et al. Standardization procedure for plasma biomarker analysis in rat models of epileptogenesis: Focus on circulating microRNAs. Epilepsia. 58 (12), 2013-2024 (2017).
  40. Kirschner, M. B., et al. Haemolysis during sample preparation alters microRNA content of plasma. PLoS One. 6 (9), e24145 (2011).
  41. Grimm, H., et al. Advancing the 3Rs: innovation, implementation, ethics and society. Frontiers in Veterinary Science. 10, 1185706 (2023).

Tags

спинномозговая жидкость забор крови латеральная хвостовая вена крысы записи ЭЭГ биомаркеры исследование эпилепсии вывод ликвора цистерна магна видео-ЭЭГ-мониторинг диагностические биомаркеры прогностические биомаркеры безболезненный забор минимальная инвазивность сокращение времени анестезии
Забор спинномозговой жидкости и крови из боковой хвостовой вены у крыс во время регистрации ЭЭГ
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Soukupová, M., Guarino, A.,… More

Soukupová, M., Guarino, A., Asth, L., Marino, P., Barbieri, M., Simonato, M., Zucchini, S. Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings. J. Vis. Exp. (199), e65636, doi:10.3791/65636 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter