Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Biogassrensing ved bruk av et mikroalgebakterielt system i semi-industrielle høyhastighets algedammer

Published: March 22, 2024 doi: 10.3791/65968
Automatic Translation
1, 2, 1, 1
1Instituto de Ingeniería, Ciudad Universitaria, Universidad Nacional Autónoma de México, 2Granos y Servicios Integrales

Summary

Luftforurensning påvirker livskvaliteten til alle organismer. Her beskriver vi bruk av mikroalgebioteknologi for behandling av biogass (samtidig fjerning av karbondioksid og hydrogensulfid) og produksjon av biometan gjennom semi-industrielle åpne høyhastighets algedammer og påfølgende analyse av behandlingseffektivitet, pH, oppløst oksygen og mikroalgevekst.

Abstract

De siste årene har det dukket opp en rekke teknologier for å rense biogass til biometan. Denne rensingen innebærer en reduksjon i konsentrasjonen av forurensende gasser som karbondioksid og hydrogensulfid for å øke innholdet av metan. I denne studien brukte vi en mikroalgedyrkingsteknologi for å behandle og rense biogass produsert fra organisk avfall fra svineindustrien for å skaffe klar til bruk biometan. For dyrking og rensing ble to 22,2 m3 fotobioreaktorer med åpen dam kombinert med et absorpsjons-desorpsjonskolonnesystem satt opp i San Juan de los Lagos, Mexico. Flere resirkuleringsvæske/biogassforhold (L/G) ble testet for å oppnå høyest mulig fjerningseffektivitet. Andre parametere, som pH, oppløst oksygen (DO), temperatur og biomassevekst, ble målt. De mest effektive L/Gs var 1,6 og 2,5, noe som resulterte i et behandlet avløpsvann fra biogass med en sammensetning på henholdsvis 6,8 % vol og 6,6 % vol i CO2 og fjerningseffektivitet for H2S opptil 98,9 %, samt opprettholdelse av O 2-forurensningsverdier på mindre enn 2 % vol. Vi fant at pH i stor grad bestemmer CO2 -fjerning, mer enn L / G, under dyrking på grunn av sin deltakelse i den fotosyntetiske prosessen av mikroalger og dens evne til å variere pH når den blir solubilisert på grunn av dens sure natur. DO, og temperaturen svingte som forventet fra henholdsvis lys-mørke naturlige sykluser av fotosyntese og tid på dagen. Biomasseveksten varierte med CO2 og næringstilførsel samt reaktorhøsting; Trenden forble imidlertid primet for vekst.

Introduction

I de senere år har flere teknologier dukket opp for å rense biogass til biometan, fremme bruken som ikke-fossilt brensel, og dermed redusere undesairable metanutslipp1. Luftforurensning er et problem som påvirker mesteparten av verdens befolkning, spesielt i urbaniserte områder; Til syvende og sist puster rundt 92% av verdens befolkning forurenset luft2. I Latin-Amerika er luftforurensningsratene hovedsakelig skapt av bruk av drivstoff, hvor i 2014 48% av luftforurensningen ble forårsaket av elektrisitets- og varmeproduksjonssektoren3.

I det siste tiåret har flere og flere studier av forholdet mellom forurensende stoffer i luften og økningen i dødelighet blitt foreslått, og hevder at det er en sterk sammenheng mellom begge datasettene, spesielt i barnepopulasjoner.

Som en måte å unngå videreføring av luftforurensning er det foreslått flere strategier; En av disse er bruk av fornybare energikilder, inkludert vindturbiner og fotovoltaiske celler, som reduserer CO2 -utslippet i atmosfæren 4,5. En annen fornybar energikilde kommer fra biogass, et biprodukt av anaerob fordøyelse av organisk materiale, produsert sammen med et flytende organisk digestate6. Denne gassen består av en blanding av gasser, og deres proporsjoner avhenger av kilden til organisk materiale som brukes til anaerob fordøyelse (kloakkslam, storfegjødsel eller agroindustrielt bioavfall). Generelt er disse proporsjoneneCH4 (53%-70%vol),CO2 (30%-47%vol),N2 (0%-3%vol),H2O(5%-10%vol),O2 (0%-1%vol),H2S(0-10,000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), hydrokarboner (0-200 mg/m3) og siloksaner (0-41 mg/m3)7,8,9, hvor det vitenskapelige samfunn er interessert i metangassen siden dette er den fornybare energiske komponenten i blandingen.

Biogass kan imidlertid ikke bare brennes som oppnådd fordi biproduktene av reaksjonen kan være skadelige og forurensende; Dette øker behovet for å behandle og rense blandingen for å øke prosentandelen metan og redusere resten, i hovedsak konvertere den til biometan10. Denne prosessen er også kjent som oppgradering. Selv om det for tiden er kommersielle teknologier for denne behandlingen, har disse teknologiene flere økonomiske og miljømessige ulemper 11,12,13. For eksempel presenterer systemer med aktivert karbon- og vannvask (ACF-WS), trykkvannsvasking (PWS), gasspermeasjon (GPHR) og trykksvingadsorpsjon (PSA) noen økonomiske eller andre ulemper med miljøpåvirkning. Et levedyktig alternativ (figur 1) er bruk av biologiske systemer som de som kombinerer mikroalger og bakterier dyrket i fotobioreaktorer; Noen fordeler inkluderer enkelheten i design og drift, de lave driftskostnadene, og dens miljøvennlige drift og biprodukter 10,13,14. Når biogass renses til biometan, kan sistnevnte brukes som erstatning for naturgass, og digestatet kan implementeres som en kilde til næringsstoffer for å støtte mikroalgevekst i systemet10.

En metode som er mye brukt i denne oppgraderingsprosedyren, er veksten av mikroalger i fotoreaktorer på åpne løpsbaner kombinert med en absorpsjonskolonne på grunn av lavere driftskostnader og den minimale investeringskapitalen som trengs6. Den mest brukte typen raceway-reaktor for denne applikasjonen er høyhastighets algedammen (HRAP), som er en grunne racerbanedam hvor sirkulasjonen av algebuljongen skjer via et laveffekts padlehjul14. Disse reaktorene trenger store områder for installasjon og er svært utsatt for forurensning hvis de brukes i utendørsforhold; I biogassrensingsprosesser anbefales det å bruke alkaliske forhold (pH > 9,5) og bruk av algearter som trives i høyere pH-nivåer for å forbedre fjerningen av CO2 og H2S samtidig som forurensning unngås15,16.

Denne forskningen hadde som mål å bestemme effektiviteten av biogassbehandling og sluttproduksjon av biometan ved hjelp av HRAP-fotobioreaktorer kombinert med et absorpsjons-desorpsjonskolonnesystem og et mikroalgekonsortium.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Systemoppsett

MERK: Et rør- og instrumenteringsdiagram (P&ID) for systemet beskrevet i denne protokollen er vist i figur 2.

  1. Reaktor oppsett
    1. Forbered bakken ved å utjevne og komprimere den for å forbedre reaktorens stabilitet.
    2. På et åpent felt, grave to langstrakte hull og 3 m fra enden, videre grave et 3 m2 og 1 m dypt hull (kjent som en luftingsbrønn).
    3. Plasser to HRAP-er (figur 3) i rommet på geomembranbelagte metallstøtter. Hver reaktor må ha en driftskapasitet på 22,2 m3.
    4. Plasser en luftpumpe per reaktor på 1728,42 watt (2,35 hk) nær punktet for HRAP-ene der luftebrønnene ble gravd.
    5. Fest et padlehjul (flyttet av en 1103,24 watt [1,5 hk] elektrisk motor) over reaktoren for å fremme kontakt mellom biomasse og media.
  2. Oppsett av gassbehandling (figur 4)
    1. Bygg desorpsjonskolonnen med et 6" polyvinylklorid (PVC) rør, hvor innløpsstrømmen kommer inn 2 m fra den dekkede toppen, og utløpsstrømmen strømmer fra bunnen (figur 2).
    2. Sett opp absorpsjonstanken (Vt: 2,55 m3), hvor gassinntaksstrømmen (ikke-behandlet biogass) bobles fra bunnen gjennom 11 diffusorrør og kommer fra den anaerobe kokeren gjennom en 4" PVC-rørledning som går gjennom en biogassblåser, et 1" rotameter og en prøvetakingsport, mens væsken kommer fra medieresirkuleringen etter desorpsjonskolonnen på bunnen av tanken. Væskeutløpet er plassert på siden av tanken. Den transporterer CO2-beriket media til nivåkontrollkolonnen, og gassen går ut fra utløpet på toppen av tanken, som er forbundet med en 1 "PVC-rørledning for å lede oppnådd biometan til en brenner for kontinuerlig forbrenning (figur 2).
    3. Koble absorpsjonstanken til desorpsjonskolonnen gjennom et 4" PVC-rør, som passerer gjennom en prøvetakingsport mellom begge operasjonene (figur 2).
    4. Bygg nivåkontrollkolonnen med et 6" PVC-rør der innløpet er plassert nederst. Den har to uttak (styrt med sommerfuglventiler), avhengig av systemets behov; den første ligger i en høyde på 2,5 m og den andre på 3 m fra bakken (figur 2).
    5. Koble HRAP-fotobioreaktorene gjennom en 2" PVC-rørledning til 6" desorpsjonskolonnen, som passerer gjennom en sentrifugalpumpe for resirkulering (1103,24 watt [1,5 hk]) og et 1" rotameter (figur 2).
    6. Koble nivåkontrollkolonnen gjennom et 4" PVC-rør til et 40 PVC-rør, som passerer gjennom en prøvetakingsport. Deretter kobler du den til en del av fleksibelt PVC-rør, etterfulgt av et annet skjema 40 PVC-rør, og til slutt et 4 "PVC-rør, som åpnes til HRAP-fotobioreaktorene (figur 2).
    7. Sett opp bypassen til desorpsjonskolonnen med 2" PVC-rørledning og koble den til hovedrøret før prøvetakingsporten (figur 2).

2. Funksjonstesting av systemet

  1. Sentrifugalpumpe for resirkulering (1103,24 watt [1,5 hk])
    1. For å bestemme pumpens maksimale strømningshastighet, prime interiøret i minst 10 minutter for å unngå luftsuging og start den opp ved 230 V og 1 fase.
    2. Test resirkuleringsstrømmen ved å la den strømme gjennom 1" rotameteret.
  2. Biogass boblende system
    1. For å bestemme kraften som kreves for å boble minst en luftkolonne tilsvarende 200 mbar, test minst 3 blåsere med forskjellige effekter (485,52 watt [0,66 hk], 1838,74 watt [2,5 hk] og 3309,74 watt [4,5 hk]) ved å boble luft inn i absorpsjonstanken.
    2. Kontroller visuelt størrelsen og fordelingen som oppnås av luftboblene inne i tanken. Under driftsforholdene beskrevet her er den forventede gjennomsnittlige diameteren til boblene 3 mm.

3. Inokulering og vekst under innendørs forhold

  1. Overfør en ren stamme av Arthrospira maxima fra agarplater til 15 ml vandig mineralmedium17 (NaHCO3 [10 g / L], Na3PO4 · 12H2O [0,033 g / L], NaNO3 [0,185 g / L], MgSO4 · 7H2O [0,014 g / L], FeSO4 · 7H2O [0,0008 g / L], NaCl [0,4 g / L]).
  2. Skaler opp kulturen til 500 ml kolber med uskyldig Jourdan vandig medium, ved hjelp av 100% av kolbevolumet, og la det vokse i 12 t lys / 12 t mørke fotoperioder ved hjelp av lysemitterende diode (LED) lamper med overflatemontert enhet (SMD) 2835 som gir mens-kaldt lys ved 2000 lm og under kontinuerlig blanding ved luftboblende (0,3 l / min eller 0,6 vvm). (trinn som varer rundt 1 måned).
  3. Fortsett oppskaleringsprosessen ved å legge til 20 % av det forrige volumet til det nye volumet til 50 liter er nådd.
  4. Tilpass kulturen til naturlige lysforhold og Jourdan kulturmedier i et drivhus i 50 L gjennomsiktige sekker (trinn som varer rundt 2 måneder).
  5. Fortsett skalering under disse forholdene opp til 5 m3 HRAP fotobioreaktorer (trinn som varer rundt 2 måneder).

4. Driftsstart av systemet under utendørsforhold

  1. Legg hele volumet av disse 5 m3 HRAP fotobioreaktorene til HRAPs fotobioreaktorer på 13 m3 plassert utendørs og fyll resten av volumet med Jourdan kulturmedium. Begynn å blande gjennom et padlehjul med en hastighet på 30 cm/s, kultiver i batchmodus i 15 dager eller til det når 0,7 g/l (trinn som varer rundt 1 måned).
  2. Når veksten når 0,7 g/l, overfører du volumet til 22,2 m3 HRAP, fyller resten med Jourdan media og setter padlehjulet med en hastighet på 30 cm/s. La biomassen vokse til den når 0,7 g / L og en pH på 10; Når disse betingelsene er oppfylt, start prøvetaking og høsting, om nødvendig.
  3. Start væskeresirkuleringen fra HRAP-fotobioreaktoren til absorpsjonstanken ved variabel strømning for å øke biomasseproduktiviteten. Begynn biogass boblende ved en gjennomsnittlig strøm på 3,5 m3 / t etter 2 timer for å gi uorganisk karbon til kulturen. Vær oppmerksom på pH, siden den må forbli over 9.
    MERK: Før resirkulering av mediet gjennom absorpsjonstanken, må du klargjøre sentrifugalpumpen beskrevet ovenfor.
  4. Næringstilførsel: Overvåk næringsforholdene ukentlig gjennom høsting og den totale nitrogenbalansen forutsatt steady state beregnet som vist:
    MNaNO3 = (Mbiomasse x 0,10)/0,12 [g]
    Hvor:
    MNaNO3 = Natriumnitratmasse [g]
    MBiomasse = Høstet biomasse [g]
    1.10: Masseutbytte av nitrogen/biomasse16 [g/g]
    1.12: Massefraksjon av nitrogen i natriumnitrat [g/g]
  5. Med nitrogenbalanseresultatene, reformuler Jourdan-mediet for å legge til proporsjonal mengde Na3PO4 · 12H2O, MgSO4 · 7H2O og FeSO4 · 7H2O. Ikke tilsett mer natriumbikarbonat eller natriumklorid.
    MERK: Løs opp næringsstoffene i rent vann før du legger dem til reaktorene.
  6. Overvåk vannfordampning og legg til ukentlig om nødvendig.

5. Prøvetaking og analyse

  1. Biogass
    1. Ta prøve biogassen fra prøvetakingsutløpet før absorpsjonstanken og fra prøvetakingsutløpet etter tanken ved å koble en 10 l polyvinylfluoridpose til utløpet med et fleksibelt rør med passende diameter; Legg hver enkelt i separate polyvinylfluoridposer.
    2. Kalibrer den bærbare gassanalysatoren ved å sette trykktransduktoren til null og vente på stabilisering. Gjør dette ved å trykke på Start og deretter på Neste og koble til et klart rør og et gult rør som instruert av analysatoren. Trykk på Neste og til slutt, Gassavlesninger.
    3. Koble hver prøve i polyvinylfluoridposene til analysatoren, trykk på Neste og målCH4-,CO2-,O2 - ogH2S-konsentrasjonenesom% vol fra begge punkter i systemet.
    4. Bestemme det volumetriske resirkuleringsvæske/biogassforholdet (L/G) ved å dele væskeresirkuleringsstrømmen med produksjonsstrømmen for biogass. Beregn den tilsvarende gasstrømmen (m3 / h) som gir den høyeste effektiviteten av CO2 og H2S fjerning.
  2. Online måling av systemforhold (pH, oppløst oksygen, temperatur)
    1. Kalibrer alle sensorer i henhold til produsentens spesifikasjoner.
    2. Plasser en pH-sensor, en sensor for oppløst oksygen (DO) og en temperatursensor i væsken til hver HRAP.
      MERK: For merke og spesifikasjoner for hver av sensorene, se gjennom materialfortegnelsesfilen.
    3. Koble pH- og DO-sensorene til en datainnsamlingsenhet som består av en 1, 4 GHz 64-biters firekjerners prosessor koblet til en bærbar skjerm som lagrer et forhåndslaget Python-program skrevet i integrert utviklings- og læringsmiljø (IDLE) 2.7.
      1. Åpne programmet gjennom skjermen og angi tidsintervaller for å lagre hvert datapunkt (i dette tilfellet hvert 2. minutt).
      2. Lag et regneark der programmet automatisk lagrer dataene det samler inn.
      3. Klikk på knappen som leser PÅ, noe som indikerer at den er klar til å begynne å lagre data.
      4. For å stoppe datainnsamlingen, klikk på knappen som leser AV.
      5. Hvis du vil laste ned informasjonen, setter du inn en USB (Universal Serial Bus) og importerer regnearket.
    4. Koble temperatursensoren til en termoopptaker for å lagre dataene som er registrert under forsøkene.
  3. Korte utforskende tester
    1. Bestem den mest effektive L/G
      1. Reguler den innkommende biogassstrømmen for å velge L/G-verdien som skal testes (0,5, 1, 1,5, 1,6, 2, 2,5, 3,3, 3,4).
      2. Mål pH og innløps- og utløpskonsentrasjonene for hver gass (CH4, CO2, H2S, O2, N2) ved starten og hvert 15. minutt i en time (60 min), ved hjelp av instrumentene beskrevet tidligere.
      3. Bestem den mest effektive L / G ved å sammenligne utløpsverdiene og velg den som passer best i henhold til eksperimentets behov.
    2. Forholdet mellom L/G, pH og CO2
      1. Velg minst to L/G for å sammenligne.
      2. For hver L/G måles pH og innløps- og utløpskonsentrasjonene av CO2 og H2S, O2 og N2 som en kontroll ved starten, hvert 15. minutt i 60 minutter, og deretter hver time i totalt 5 timer, ved hjelp av instrumentene beskrevet tidligere.
      3. Beregn CO2 -fjerningsprosentene ved hjelp av ligningen:
        %CO2-fjerning = ((CO2inn - CO2ut) / (CO2tommer)) x 100
      4. Graf resultatene og sammenlign oppførselen til pH og CO2 for hver av L / G's testet.
  4. Kalibreringskurve for å korrelere biomassevekt per liter kultur versus absorbans ved 750 nm18
    1. Prøv algekulturen for å prøve å få en absorpsjon på 1,0. Hvis dyrkningen har en absorbans under 1,0, trekkes vann ut ved filtrering (0,45 μm filter) fra en dyrkningsprøve. Hvis absorbansen er større enn 1, kan den reduseres ved å tilsette et friskt kulturmedium.
    2. Forbered fem algecellesuspensjoner ved hjelp av prøven og tilsett friskt kulturmedium, i volum / volum (V / V) prosentandel: 100%, 80%, 60%, 40% og 20%.
    3. Mål og registrer absorbansen ved 750 nm av de fem løsningene med et spektrofotometer ved hjelp av plastkyvetter, der det ferske dyrkningsmediet er det tomme.
    4. Bestem biomassevekten per liter kultur av hver suspensjon ved å filtrere 10 ml gjennom et tidligere veid 0,45 μm filter og tørke prøven i en silikatørker i 24 timer og senere 48 timer for å sikre en konstant vekt. Gjenta dette trinnet for hver av de fem løsningene.
      MERK: En høyere temperatur (over 60 °C) anbefales ikke for tørking på grunn av tap av visse nøkkelforbindelser som kan fordampe og endre prøvens vekt.
    5. Når du har bekreftet vekten, beregner du biomassekonsentrasjonen i reaktoren med ligningen:
      Biomassekonsentrasjon = (Biomasse vekt - filtervekt) x 1000/filtrert volum [g/L]
    6. Lag en lineær regresjon av biomassevektdataene i gram per liter kultur som en funksjon av absorbansen målt ved 750 nm ved hjelp av et regneark eller annen programvare. Den lineære regresjonskoeffisienten skal være større enn 0,95; Ellers er kurven ikke nyttig, og protokollen skal gjentas.
      MERK: Det er beskrevet som biomassevekt og ikke så tørrvekt som de fleste metoder fordi tørkemetoden som brukes ikke tillater full fjerning av vann i prøven, og etterlater et vanninnhold på mindre enn 5%19.
  5. Vekst i biomasse
    1. Overvåk reaktorene hver dag. Ta en 1 L-prøve fra halvveispunktet mellom padlehjulet og returen fra hver kultur og ta den med til laboratoriet.
    2. Sjekk kolonivekst og renhet av kulturen under mikroskopet.
    3. Mål og registrer absorbansen ved 750 nm av prøvene med et spektrofotometer, hvor det ferske dyrkningsmediet er det tomme.
    4. Sammenlign med kalibreringskurven for å oppnå estimert biomassevekt i gram per liter.
    5. Registrer veksten av hver racerbanereaktor.
  6. Biomasseproduksjon - høsting
    1. Overvåk reaktorene hver dag. Hvis biomasseveksten stiger over 0,7 g / l under prøvetaking, er høsting nødvendig.
    2. Veksle mellom begge HRAP-ene, plasser et polyesternett på toppen av en seksjon i den ene enden av reaktoren og plasser en ende av et fleksibelt PVC-rør i væskestrømmen slik at den andre enden drenerer væsken på toppen av nettet.
    3. Drener mellom 4500 l og 7500 l (avhengig av reaktorens biomassemetning) på nettet, og oppretthold en kontinuerlig strømning tilbake til tilsvarende HRAP. Biomassen vil bli beholdt på masken.
    4. For å høste, fjern nettet fra toppen av reaktoren og legg det på en annen overflate for å skrape biomassen av og legg den i en trakt.
    5. Skyv biomassen gjennom trakten for å lage langstrakte former på toppen av et rent og tørt nett; sett nettet i et varmt, overbygd rom (34-36 °C) i 48-72 timer.
    6. Når den er tørr, fjern biomassen fra nettet og vei den. Beregn høstet biomasse konsentrasjon i g / L med disse ligningene:
      Volum drenert væske = Pumpens strømningshastighet x Dreneringstid [L]
      Konsentrasjon av høstet biomasse = Biomassevekt av høstet biomasse/volum drenert væske [g/L]

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Etter protokollen ble systemet bygget, testet og inokulert. Forholdene ble målt og lagret, og prøvene ble tatt og analysert. Protokollen ble gjennomført et år, fra oktober 2019 og varte til oktober 2020. Det er viktig å nevne at herfra vil HRAP-ene bli referert til som RT3 og RT4.

Biometan produktivitet
For å bestemme forholdene som fremmer høyest H2S og CO2 -fjerning og følgelig den høyeste konsentrasjonen av metan, ble flere resirkuleringsvæske / biogassforhold (L / G) forsøkt i området 0,5 til 3,4. Disse resultatene ble oppnådd for eksperimenter med en varighet på minst 60 min (1 time) kontinuerlig biogassboblende i perioden mellom 25. september og 28. september. Under disse testene fikserte mikroalger CO2, og bakteriene oksiderte H2S, konsentrerte metan (CH4) og i hovedsak rensing av gassblandingen.

Tatt i betraktning den gjennomsnittlige CO2 eliminasjonskapasiteten til hele systemet (HRAP volum + Tankvolum = 24,75 m3) og en stabil biomassekonsentrasjon på 0,8 g / L, ble det estimert en spesifikk fikseringshastighet, noe som resulterte i 65 mgCO2 / gbiomasse h, som er lavere enn den maksimale teoretiske rapporterte (300 mgCO2 / gbiomasse h). Dette betyr at biogassrenseprosessen basert på mikroalgebakterier er egnet til å bli forbedret.

Generelt hadde biogassrensing økt effekt ved høyere L/G-verdier, og opprettholdt fjerningseffektivitet på eller over 98 % for H2S og mindre enn 7,5 % vol innholdsverdier for CO2 (figur 5, figur 6 og figur 7). Imidlertid var O2-biometanforurensning på grunn av fotosyntetisk produksjon av denne gassen mye høyere ved høyere L / G-verdier, noe som kan være et potensielt problem for kommersiell bruk, daO2-konsentrasjoner ved lov må forbli ganske lave for å redusere eksplosjonsrisikoen20. En annen grunn er knyttet til å unngå å redusere sin brennverdi ved O2-fortynning. I stedet kan det hevdes at L/Gs 1,6 og 2,5 representerer de mest effektive resultatene totalt sett, med CO2 konsentrasjoner mellom 6,6% vol og 6,8% vol, CH4 ved 87% vol og O2 på mindre enn 1,5% vol, samt presenterer H2S fjerning effektivitet på over 98,5% (figur 5, figur 6, og figur 7). En sammenligning mellom oppnådde prosentandeler og hva som er lovgodkjent, finnes i tabell 1.

Det er interessant å merke seg at resirkuleringsvæske/biogassforholdet på 2 har en høyere CO2 -konsentrasjon (7,4% vol) selv om verdien ligger mellom de mest effektive L / Gs; Dette kan tilskrives det faktum at det ble testet i RT3 i stedet for RT4. I dette tilfellet var forholdene mindre gunstige for fjerning av CO2 , muligens på grunn av en lavere biomassekonsentrasjon. Totalt sett kom gjennomsnittlig biometan produsert under disse forholdene opp til 20,68 m3/dag, med en gjennomsnittlig strømningshastighet på 4,14 m3/t.

Resultatene kan variere avhengig av vekstbetingelsene, typen biogass (syntetisk eller ekte) og alger; for eksempel brukte Serejo et al.21 to syntetiske biogassblandinger som simulerte en CO2 og N2 gassblanding for å sammenligne med en vanlig biogass laget av 70% vol CH4, 29,5% vol CO2 og 0,5% vol H2S, og renset den gjennom et 180 L HRAP-absorpsjonskolonnesystem som dyrker Chlorella vulgaris. I denne artikkelen tester Serejo også forskjellige L / G-forhold, fra 0,5 til 67, i et mindre, men lignende system ved lavere pH-verdier og kunstig belysning. Full fjerning av H2S og en gjennomsnittlig fjerningsprosent på 80% i de beste forholdene (over 15) ble oppnådd. Disse fjerningseffektivitetene økte lineært med forholdet; Imidlertid økte også oksygenforurensningen, noe som kan utgjøre problemer med den generelle kvaliteten på den resulterende biometan. Økningen i effektiviteten avCO2-fjerning var ikke lineær. Likevel kan en bedre CO2 -eliminering ses med større forhold. Forklaringen er multikausal, som involverer pH, kulturnæringsforhold og biomassevekst, samt biogassbobler.

Effekten av L/G-forholdet på ytelsen til biogassoppgraderingssystemet ble evaluert uten repetisjon. Det var berettiget siden analysene ble utført i en daglig periode fra kl. 10.00 til 13.00 (det ville indusere stabil solinnstråling og utetemperatur); derfor induserte det nesten optimale vekstforhold for fotosyntetiske mikroorganismer, da kunne pH antas å være den mest innflytelsesrike parameteren på CO2 -absorpsjonen22 hvor også svært lite standardavvik lavere enn 2% ble rapportert for analysene som vurderte effekten av L / G-forhold på CO2 absorpsjonsfjerningseffektiviteten.

Reaktorene dyrkes på utsiden, noe som betyr at selv om inokulumet var en ren kultur av Arthrospira maxima-alger, er sannsynligheten for forurensning med andre organismer som kan overleve i de tøffe pH-forholdene i kulturen høy. Slik er tilfellet for svoveloksiderende bakterier23,24. Imidlertid viser denne forurensningen seg å være gunstig for det endelige formålet med forsøket, siden disse bakteriene bidrar til å fjerne H2S fra biogassen, i hovedsak tar ansvar for denne oppgaven og hjelper til med kvaliteten på den resulterende biometan.

Under de miljømessige og ioniske styrkeforholdene som rådet under systemoperasjonen, ble den oppløste H2S oksidert til polysulfider og tiosulfat ved oksisk-abiotiske reaksjoner, hvor det etter noen dager skulle oksyderes fullstendig til sulfat25. H2S-fjerning ved utfelling med kationer i det vandige næringsmediet er ubetydelig på grunn av utilstrekkelig mengde kationer som tilføres systemet sammenlignet med H2S belastningshastighet (når kationer / H2S molforhold mye lavere enn 2). Fraværet av bunnfall ble bekreftet av vår visuelle inspeksjon under utførelsen av oppgraderingsprosessen for biogass. Den biologiske sulfidoksydasjonen ble ikke verifisert for øyeblikket siden systemet er åpent for miljøet.

Systemforhold
Variasjoner i oppløst oksygen (DO) og pH ble målt både i lyse og mørke forhold. I løpet av dagen (lysforhold) økte DO på grunn av mikroalgenes fotosyntetiske produksjon av oksygen, mens den om natten (mørke forhold) avtok både på grunn av mangel på fotosyntese og på grunn av heterotrofisk metabolisme, som utnytter respirasjon (figur 8).

Nivåene av pH varierte også med tilstedeværelsen av CO2 i væsken (figur 8), økning i verdi når mindre CO2 ble oppløst og avtagende når mindre CO2 ble fjernet; Spesielt er det mindre topper rundt tidene da det ikke ble gitt mer CO2 , som vil bli diskutert videre. I løpet av morgenen nådde pH sin topp rundt 11:00 AM og de laveste verdiene rundt 18:00 PM, noe som også er forenlig med alger fotosyntetisk aktivitet. Det er viktig å rette oppmerksomheten mot det store fallet rundt dag 2; Den korte utforskende testen med L / G på 1,64 ble utført 29. september, og leverte kontinuerlig biogass med rundt 24 timer (rundt dag 1), og det provoserte en massiv destabilisering i systemet, som krever tilførsel av urea for å hjelpe til med nitrogenutvinningen. Den andre korte eksplorative testen med 1,58 ble utført 5. oktober (rundt dag 7), men ved bedre systemforhold (biogassforsyning i dagslysperioden), og derfor forvillet pH seg bare litt fra de vanlige toppene i to dager før den gikk tilbake til normal oppførsel.

De mindre toppene i pH i figur 8 kan tilskrives en periode med selvregulering av algene til miljøet mens de skiftet fra fotosyntese til respirasjon.

Med henvisning til de korte eksplorative testene for å relatere pH og L/G med CO2 fjerningsprosenter (figur 9), testet vi to forhold, 1,64 og 1,58, som tidligere nevnt. Dette er begge gjennomsnitt fra de registrerte L / Gs under forsøkene. To forskjellige oppførsel kan noteres, hvor fjerningsprosenten og pH i forholdet 1,58 var bemerkelsesverdig mindre stabile og mye lavere enn de som ble registrert for forholdet 1,64.

Dette støttes i biogassoppgraderingen utført av Bahr et al.15, gjennom bruk av et HRAP-kolonnesystem med en art av Arthrospira maxima-alger . Bahr vurderte fjerningseffektiviteten av CO2 ved forskjellige pH-forhold og medievæskestrømningshastigheter, samt fjerning av H2S og O2 forurensning, på flere syntetiske gasssammensetninger som spenner fra bare CO2-N 2 til biogasssammensetninger med varierende H2S konsentrasjoner (opptil 0,5% vol). De konkluderte med at ved høyere pH-verdier (9-10) og høyere kulturmedievæskestrømningshastighet (80 ml / min) var CO2 fjerningsprosentene nær 100%, men led høyere O2 forurensning, mens ved høyere pH-verdier (varierende 9-10) og lavere kultur media væskestrømningshastighet (20 ml / min), forble CO2 fjerningsprosentene nær 100% og mye mindre O2 forurensning ble observert. De rapporterte også full H2S fjerning under disse forholdene.

På samme måte kan DO-svingning (figur 8) tilskrives den fotosyntetiske aktiviteten til alger siden DO økte i løpet av dagen på grunn av mikroalgers fotosyntetiske produksjon av oksygen, mens den om natten ble redusert både på grunn av mangel på fotosyntese og på grunn av heterotrofisk metabolisme, som benytter respirasjon.

Temperaturen i HRAP-fotobioreaktoren (RT4) varierte på grunn av tidspunktet på dagen og høstværet, og toppet de fleste dager mellom 23 ° C og 28 ° C rundt 17:00 og nådde de laveste verdiene mellom 11 ° C og 15 ° C rundt 6:00 (figur 10). Temperaturen ved innløpet og utløpet av absorpsjonstanken ble tidvis målt, noe som resulterte i en gjennomsnittstemperatur på henholdsvis 30,1 °C og 32,5 °C. Derfor skal vanninnholdet (damp) etter behandling være noe høyere (13,5%) enn før biogassbehandling, forutsatt at fuktighet i biogass i begge tilfeller oppnådde metning. Det anbefales sterkt å installere en biogasstørker for optimal styring og videre bruk av renset biogass.

Den gjennomsnittlige L / G som var ment for perioden mellom 28. september og 10. oktober var 1,6 siden de korte testene antydet at dette forholdet ville fremme bedre resultater; Det var imidlertid ikke mulig å opprettholde det om nettene på grunn av overdreven forsuring av mikroalgekulturen forårsaket av dårlig pH-bufferkapasitet i det vandige kulturmediet. Derfor ble biogass bare matet til absorpsjonstanken på dagtid, og L/G-verdiene ble justert til rundt 1,5.

Biomasse produktivitet
Vaksinasjonen på RT3 ble utført 20. mai 2020 og på RT4 27. mai 2020; tiden mellom testene (september) og inokuleringen tjente til å stabilisere kulturen og løse operasjonelle problemer som oppstod, for eksempel plager og funksjonsfeil i systemet, med tanke på den globale COVID-pandemien.

Biomassevekst ble målt på to måter: prøvetaking og høsting. I denne artikkelen refererer prøvetaking til konsentrasjonen av biomasse til enhver tid i reaktoren, mens høsting refererer til biomassens produksjonseffektivitet, det vil si mengden biomasse som ble gjenvunnet under prosessen for å unngå veksthemming. Testingen ble utført fra 29. september til 9. oktober, med en gjennomsnittlig L/G på 1,5, selv om et forhold på 1,6 ble foretrukket. Årsaken til at det resulterte lavere var på grunn av forholdet 1,15 registrert rundt dag 11.

Prøvetaking (figur 11) ble gjort regelmessig fra dag 1 til dag 11 (fra 29. september til 9. oktober), hvor veksttrenden i begge reaktorene var svært lik: den startet med en høyere konsentrasjon, og traff den laveste verdien for eksperimentet på dag 4 og 5, stadig gjenopprettet i RT4 og med noe variasjon i RT3, Endelig slippe igjen. Den samme oppførselen er sett i Harvesting, som deretter antyder at en hendelse (mest sannsynlig en utvendig faktor) påvirket veksten av begge kulturer samtidig.

Høstingen (figur 12) ble gjort halvregelmessig, alternerende en høst for RT3 og den neste høsten for RT4. Omfanget må imidlertid vurderes; I både prøvetaking og høsting er variasjonen mellom tallene svært lav, noe som indikerer at hendelsen som påvirket begge reaktorene ikke var kritisk. Den røde stiplede linjen i figur 8 angir tidsperioden da reaktorene ikke ble høstet; Dette skyldtes to faktorer: Noen dager var i helgen, da reaktorene dessverre ikke var tilgjengelige for prøvetaking eller høsting (som også kan bekreftes i figur 11), og metodikken krever høsting av reaktoren som har den høyeste konsentrasjonen. I komplekset var det fire reaktorer, hvorav bare to (RT3 og RT4) deltok i denne studien, noe som gjorde dagene etter helgen, dager da de to andre reaktorene (RT1 og RT2) ble høstet av teamet og resulterte i ingen høstingsdata fra RT3 og RT4. Høstingsdataene var rundt 50% mindre enn prøvedataene; Dette kan skyldes at metodikkens effektivitet er lavere.

Variasjonen mellom verdier hver dag var liten (figur 11), noe som henspiller på en motstandsdyktig kultur som gir mulighet for endring i systemforhold og forblir stabil. Arthrospira maxima vokser fortrinnsvis i høykarbonerte medier ved høy pH og er svært følsom for NH3-hemming 15, noe som stemmer overens med resultatene vist i figur 8. Kalibreringen som ble utført i august 2020 er vist i figur 13.

Gjennomgang etter produksjon og biprodukter
For å vurdere potensialet til denne gassen for å redusere skadelige utslipp til miljøet, ble det utført en fullstendig rapport fra et eksternt selskap, der funnene uttalte at biometan produsert med denne teknologien reduserte de totale direkte CO2 -utslippene med 84%, sammenlignet med å bruke den urensede biogassen direkte fra den anaerobe kokeren. I tillegg, når det tas gjennom en livssyklusanalyse av elektrisitet generert av både rå biogass og renset biometan, var den totale varmekapasiteten som biometanet var i stand til å gi 23.000 kJ høyere enn varmekapasiteten til den rå biogassen.

Til slutt er et biprodukt av denne renseprosessen de høstede mikroalger, som, når de er tørre, har en myriade av applikasjoner i andre næringer, noe som kan gi mer verdi til metoden og gjøre prosessen kostnadseffektiv26. For eksempel ble det utført en studie på basilikumavlinger for å evaluere parametere som antall blader, skyte frisk og tørr vekt og bladvekt ved bruk av tørket Scenedesmus-biomasse versus en vanlig uorganisk gjødsel; De fant sammenlignbare resultater i disse kriteriene i både biomasse og gjødsel27. Lignende resultater ble funnet i en annen studie hvor de sammenlignet veksten av fire kommersielle avlinger mens de brukte forskjellige konsentrasjoner av en gjødsel laget av algebiomasse suspendert i vann; Selv ved lave konsentrasjoner (20%) av gjødselen nådde avlingene maksimal vekst, sammenlignbart med kjemisk gjødsel28.

Figure 1
Figur 1: Visuell fremstilling av den biologiske prosessen som skjer i biogassrensing ved hjelp av mikroalger Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: P&ID-diagram for systemet beskrevet i protokollen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Fotografi av HRAPs som ble brukt under eksperimentering. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Absorpsjonstank. (A) Fotografier av kulturmedium og biogassinntak til absorpsjonstanker. (B) Absorpsjonstank foran og bak. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Korte eksplorative tester i RT3 for å bestemme L/G-effektivitet. Mørkegrønn tilsvarerCH4, grønn tilsvarer CO2, lys rosa tilsvarer O2 og mørkrosa tilsvarer N2. Gjennomsnittlig pH 9,2435; Væskeinntak 60-100 l / min; Gassinntak 50-120 l/min. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 6
Figur 6: Korte eksplorative tester i RT4 for å bestemme L/G-effektivitet. Mørkrosa tilsvarer N2, lys rosa tilsvarer O2, mørkegrønn tilsvarer CO2 og lysegrønn tilsvarer CH4. Gjennomsnittlig pH 9,95; Væskeinntak 116-118 l / min; Gassinntak 35-75 l/min. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 7
Figur 7: Sammenligning av alle fjerningsprosenter for H2S i hver L/G under de korte eksplorative testene. L/Gs på 0,5, 1, 1,5 og 2 tilsvarer RT3, og 1,6, 2,5, 3,3 og 3,4 til RT4. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 8
Figur 8: pH- og DO-profil. pH (mørkegrønn) og DO (lysegrønn) profil for RT4 mellom 28. september og 10. oktober 2020. Væskeinntak 75-118 l / min; Gassinntak 57-75 l/min. Gjennomsnittlig fôrkonsentrasjon for hver gass: CH4- 60%vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34% vol, O2- 0,6% vol. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 9
Figur 9: Profiler for fjerning av CO2 avhengig av pH-nivå og L/G. Grønt tilsvarer CO2 -fjerningsprosentene ved L / G-forholdene: 1,58 (mørkegrønne trekanter) og 1,64 (lysegrønne sirkler). Rosa tilsvarer pH-verdiene ved L/G-forholdene: 1,58 (mørkrosa trekanter) og 1,64 (lyserosa sirkler). Væskeinntak 75-118 l / min; Gassinntak 57-75 l/min. Gjennomsnittlig fôrkonsentrasjon for hver gass: CH4- 60%vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34% vol, O2- 0,6% vol. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 10
Figur 10: Temperaturprofil for RT4 mellom 28. september og 10. oktober 2020. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 11
Figur 11: Prøvetakingsresultater for RT4 (lysegrønne firkanter) og RT3 (mørkegrønne sirkler) mellom 28. september og 10. oktober 2020. L / G-forholdene er indikert med piler. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 12
Figur 12: Høstingsresultater for RT4 (lysegrønne firkanter) og RT3 (mørkegrønne sirkler) mellom 28. september og 10. oktober 2020. L / G-forholdene er indikert med piler. I røde stiplede linjer vises perioden hvor det ikke var noen høst for noen av reaktorene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 13
Figur 13: Kalibreringskurven utført i august 2020, korrelerte konsentrasjonen av algekulturen i gram per liter til absorbansen ved 750 nm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Komponent (%vol) Oppnådd biogasssammensetning Oppgradert biogasssammensetning Kommersiell biometansammensetning NOM-001-SEK-2010
KAP4 64,2 ± 0,8 85,1 ± 2.0 >84
CO2 33,8 ± 0,1 7.2 ± 1.2 <3
H2S (ppmv) 2539 ± 32 30,5 ± 4,2 <6
O2 0,3 ± 0,1 1,7 ± 0,5 <0.2

Tabell 1: Sammenlignende sammensetninger av biogass

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Gjennom årene har denne algeteknologien blitt testet og brukt som et alternativ til de harde og dyre fysisk-kjemiske teknikkene for å rense biogass. Spesielt er Arthrospirata-slekten mye brukt til dette spesifikke formålet, sammen med Chlorella. Det er imidlertid få metoder som er laget i semi-industriell skala, noe som gir verdi til denne prosedyren.

Det er avgjørende å opprettholde lavereO2-konsentrasjoner ved å bruke riktig L / G-forhold; Dette avhenger imidlertid av regionen der denne protokollen vil bli brukt. Oksygeninnholdet er sterkt regulert i biometan på grunn av eksplosjonsfare og korrosjon i rørledningene. Noen land i EU krever at innholdet skal være så lavt som 1%vol 29,30,31. Metan, derimot, må være i en konsentrasjon på mer enn 65% vol31. I Mexico er det nesten ingen regulering angående biogass og biometan, for det regnes som ekvivalent med naturgass, der i henhold til meksikanske standarder32 er minimumsinnholdet avCH4 i biometan 84%vol og maksimalt O2 innhold på 0,20% vol er tillatt.

I tillegg bestemmer pH i stor grad CO2 -fjerning, mer enn L / G, under dyrking, og det er derfor det er viktig å opprettholde riktig kontroll av pH gjennom hele metodikken, spesielt under biogassbobler. Det er viktig å forstå at når CO2 er solubilisert i væsken, er det en kjemisk likevekt på spill som direkte påvirker pH-nivåene. Ved pH-nivåene som disse kulturene svingte rundt (8, 5-9, 5), er bikarbonater den formen der dette molekylet er tilstede, med en liten økning av karbonater i den høyere enden av pH-området33. I denne formen er mikroalger også i stand til å metabolisere karbonet under de mørke reaksjonene i fotosyntese for å produsere karbohydrater34. Tidspunktet for biogassbobler er også viktig, og det anbefales å opprettholde bobler på dagtid. Likevel påvirker L/G også CO2 -fjerning og pH, som det fremgår av FIG. 5. Fjerningsprosenten og pH i forholdet 1,58 var mindre konsistente og mye lavere enn de som ble registrert for forholdet 1,64. Denne oppførselen kan tilskrives et høyere inntak av gass i resirkuleringsforholdet (mer gass gir et mindre forhold), noe som senket pH med en raskere hastighet. Imidlertid kan det også hevdes at start-pH for 1,64 var høyere, noe som favoriserte den bufrede oppførselen til CO2 -eliminasjonseffektivitet under denne testen. L/G i denne protokollen styres gjennom mengden biogass som bobles; Andre protokoller varierer imidlertid den resirkulerende væskehastigheten, noe som også er et alternativ. Videre er det ikke mulig å boble biogass om natten på grunn av forsuring av kulturen og algemetabolismen, siden det ikke er kunstig lys på dette tidspunktet.

Et annet fenomen som introduserer variabilitet i gyldigheten av resultatene er den intermitterende luftboblende som brukes til å unngå biomassesedimentering i reaktorene, noe som forhindrer veksthemming ved oksygenakkumulering. Dette kan imidlertid ikke unngås hvis denne metoden brukes. Et alternativ til luftboblende er å legge til flere padlehjul for å forbedre bevegelsen langs reaktorens lengde, noe som kan være effektivt i andre eksperimenter. På den annen side, de store landområdene som trengs for installasjon av reaktorene, samt det betydelige forbruket av vann for å starte og vedlikeholde systemet for å oppnå god biometanproduktivitet.

Det er viktig å merke seg at denne vanlige prøvetakingsprosessen bruker kalibreringskurven for biomassevekt - absorbans (figur 9), hvor korrelasjonen mellom dataene er nesten 1 (0,9995); Selv om metoden kanskje ikke er basert på en tidligere artikkel om de samme alger, viser bestemmelseskoeffisienten en sterk statistisk sammenheng med at denne metoden er pålitelig. Videre er det relevant å beskrive betydningen av både prøvetaking og høsting i en metodikk som denne. Prøvetaking tillot riktig vedlikehold av algekulturen, mens høsting tjente et trippelt formål: For det første unngikk det veksthemming på grunn av overbefolkning av kulturen som kunne forårsake oksygenakkumulering35; For det andre kan utvinning av algebiomasse føre til ytterligere økonomiske muligheter; Og til slutt ga det en ny mulighet til å måle veksttrenden for kulturen.

Likevel er det også et kritisk skritt å bestemme passende øyeblikk for høsting (som i denne protokollen er definert av prøvetakingsresultatene) fordi det senker biomassen i reaktorene. En lavere biomassekonsentrasjon påvirker pH- og CO2-fjerning som en syklus: ved ugunstige systemforhold (for eksempel ved lavere pH-verdier) reduseres biomasseveksten, noe som igjen senker systemets evne til å eliminere CO2 da det er mindre biomasse å metabolisere det; mer oppløst CO2 ville forsure kulturmediet, og lukke syklusen36. Mange andre faktorer bidrar til pH og biomassevekst, som ikke bør overses i denne overforenklingen av årsak-virkning; nitrogentilgjengelighet kan være ekstremt viktig for Arthrospira maxima-alger, samt klimaforhold som temperatur og lysintensitet16,36, som ikke kan kontrolleres i et system som dette. Som et eksempel er tilsetningen av urea, som vist i figur 4, bevis på at nitrogen, sammen med høyere pH-verdier, kan regulere et algesystem.

Andre begrensninger ved denne metoden er relatert til høstingsproduktiviteten, som, sammenlignet med prøvetaking, er rundt 50% mindre effektiv, noe som hindrer systemets økonomiske gjennomførbarhet og vil kreve forbedring av filtreringsteknikker. Resultatene av høstevekten er overestimert med 6 % (målt etterpå etter standard tørrvektmetoder), gitt at tørkeforholdene på den delen av protokollen ikke resulterer i fullstendig eliminering av vannet. Når det gjelder biomasse, blir prøvetakingsresultatene (inkludert kalibreringskurven) overvurdert med minst 5% på grunn av ufullstendig eliminering av vann i metodikken19; Siden feilen er systematisk, anbefales det imidlertid bare å fortsette med en termogravimetrisk analyse for å verifisere vanninnholdet i kulturen for å vurdere og foreta analytiske korreksjoner av resultatene og kalibreringskurven.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Interessekonflikt. Forfatterne erklærer at de ikke har noen interessekonflikt.

Acknowledgments

Vi takker DGAPA UNAM prosjektnummer IT100423 for delfinansieringen. Vi takker også PROAN og GSI for å la oss dele tekniske erfaringer om deres fotosyntetiske biogassoppgradering av fulle installasjoner. Den tekniske støtten fra Pedro Pastor Hernández Guerrero, Carlos Martin Sigala, Juan Francisco Díaz Márquez, Margarita Elizabeth Cisneros Ortiz, Roberto Sotero Briones Méndez og Daniel de los Cobos Vasconcelos er høyt verdsatt. En del av denne forskningen ble gjort ved IIUNAM Environmental Engineering Laboratory med et ISO 9001: 2015-sertifikat.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1" rotameter CICLOTEC N/A
1" rotameter GPI A10-LMA100IA1
Absorption tank EFISA Made under previous design
Air blower (2.35 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas blower (2 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas composition measure Geotech BIOGAS 5000
Data-acquisition device LabJack Co. U3-LV
Diffuser tubes Aero-Tube C3060AR
DO sensor Applisens Z10023525
Dodecahydrated trisodium phosphate  Quimica PIMA N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Dodecahydrated trisodium phosphate  Fermont 35963 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Durapore membrane (45 µm) MerckMillipore HVLP04700 
Electric motor 1.5 HP Weg 00158ET3ERS56C
Ferrous sulfate heptahydrate Agroquimica Samet N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Ferrous sulfate heptahydrate Fermont 63593 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Geomembrane GEOSINCERE N/A
Magnesium sulfate heptahydrate Tepeyac N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Magnesium sulfate heptahydrate Fermont 63623 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Paddle wheel GSI Made under previous design
pH sensor Van London pHoenix 715-772-0041
Portable screen Rasspberry Pi 3 B+
Recirculation centrifugal pump (1.5 HP) Aquapak  ALY 15
Sodium bicarbonate Industria del alcali N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium bicarbonate Fermont 12903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium chloride Sal Colima N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium chloride Fermont 24912 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium nitrate Vitraquim N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium nitrate Fermont 41903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Storing program (pH, DO)  Python Software Foundation  Python IDLE 2.7
Tedlar bags SKC Inc. 232-25
Temperature recorder T&D TR-52i
UV-Vis Spectrophotometer ThermoFisher Scientific instrument GENESYS 10S 
Vacuum pump EVAR EV-40

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Muñoz, R., Meier, L., Diaz, I., Jeison, D. A review on the state-of-the-art of physical/chemical and biological technologies for biogas upgrading. Rev Environ Sci Biotechnol. 14, 727-759 (2015).
  2. Karimi, B., Shokrinezhad, B. Air pollution and mortality among infant and children under five years: A systematic review and meta-analysis. Atmospheric Pollut Res. 11 (6), 61-70 (2020).
  3. Koengkan, M., Fuinhas, J. A., Silva, N. Exploring the capacity of renewable energy consumption to reduce outdoor air pollution death rate in Latin America and the Caribbean region. Environ Sci Pollut Res. 28, 1656-1674 (2021).
  4. Alvarez-Herranz, A., Balsalobre-Lorente, D., Shahbaz, M., Cantos, J. M. Energy innovation and renewable energy consumption in the correction of air pollution levels. Energy Policy. 105, 386-397 (2017).
  5. Razmjoo, A., et al. A technical analysis investigating energy sustainability utilizing reliable renewable energy sources to reduce CO2 emissions in a high potential area. Renew Energy. 164, 46-57 (2021).
  6. Franco-Morgado, M., Tabaco-Angoa, T., Ramírez-García, M. A., González-Sánchez, A. Strategies for decreasing the O2 content in the upgraded biogas purified via microalgae-based technology. J Environ Manage. 279, 111813 (2021).
  7. Bailón, L., Hinge, J. Report: Biogas and Bio-Syngas Upgrading. , Danish Technological Institute, Aarhus. (2012).
  8. Persson, M., Jonsson, O., Wellinger, A. Biogas Upgrading to Vehicle Fuel Standards and Grid Injection. Brochure of IEA Task 37. Energy from Biogas and Landfill Gas. , (2006).
  9. Soreanu, G., Béland, M., Falletta, P. Approaches concerning siloxane removal from biogas -- a review. Canadian Biosystems Engineering. 53, 8.1-8.18 (2011).
  10. Toro-Huertas, E. I., Franco-Morgado, M., de los Cobos Vasconcelos, D., González-Sánchez, A. Photorespiration in an outdoor alkaline open-photobioreactor used for biogas upgrading. Sci Total Environ. 667, 613-621 (2019).
  11. Cozma, P., Wukovits, W., Mămăligă, I., Friedl, A., Gavrilescu, M. Modeling and simulation of high pressure water scrubbing technology applied for biogas upgrading. Clean Technol Environ Policy. 17, 373-391 (2015).
  12. Sheets, J. P., Shah, A. Techno-economic comparison of biogas cleaning for grid injection, compressed natural gas, and biogas-to-methanol conversion technologies: Techno-economic analysis of existing and emerging biogas upgrading technologies. Biofuels Bioprod Biorefining. 12, 412-425 (2018).
  13. Toledo-Cervantes, A., Estrada, J. M., Lebrero, R., Muñoz, R. A comparative analysis of biogas upgrading technologies: Photosynthetic vs physical/chemical processes. Algal Res. 25, 237-243 (2017).
  14. Marín, D., et al. Anaerobic digestion of food waste coupled with biogas upgrading in an outdoors algal-bacterial photobioreactor at pilot scale. Fuel. 324, 124554 (2022).
  15. Bahr, M., Díaz, I., Dominguez, A., González Sánchez, A., Muñoz, R. Microalgal-biotechnology as a platform for an integral biogas upgrading and nutrient removal from anaerobic effluents. Environ Sci Technol. 48 (1), 573-581 (2014).
  16. Franco-Morgado, M., Alcántara, C., Noyola, A., Muñoz, R., González-Sánchez, A. A study of photosynthetic biogas upgrading based on a high rate algal pond under alkaline conditions: Influence of the illumination regime. Sci Total Environ. 592, 419-425 (2017).
  17. Jourdan, J. P. Manuel de culture artisanale de spiruline. , https://www.scribd.com/document/513003475/Manuel-de-Culture-Artisanale-de-Spiruline (2006).
  18. Lu, L., Yang, G., Zhu, B., Pan, K. A comparative study on three quantitating methods of microalgal biomass. Indian J Geo-Mar Sci. 46, 2265-2272 (2017).
  19. Sukarni, S. Thermogravimetric analysis of the combustion of marine microalgae Spirulina platensis and its blend with synthetic waste. Heliyon. 6 (9), e04902 (2020).
  20. Kundu, S., Zanganeh, J., Moghtaderi, B. A review on understanding explosions from methane-air mixture. J Loss Prev Process Ind. 40, 507-523 (2016).
  21. Serejo, M. L., et al. Influence of biogas flow rate on biomass composition during the optimization of biogas upgrading in microalgal-bacterial processes. Environ Sci Technol. 49 (5), 3228-3236 (2015).
  22. Toledo-Cervantes, A., Madrid-Chirinos, C., Cantera, S., Lebrero, R., Muñoz, R. Influence of the gas-liquid flow configuration in the absorption column on photosynthetic biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Bioresour Technol. 225, 336-342 (2017).
  23. Posadas, E., et al. Minimization of biomethane oxygen concentration during biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Algal Res. 12, 221-229 (2015).
  24. González Sánchez, A., FloresMárquez, T. E., Revah, S., Morgan Sagastume, J. M. Enrichment and cultivation of a sulfide-oxidizing bacteria consortium for its deploying in full-scale biogas desulfurization. Biomass Bioenergy. 66, 460-464 (2014).
  25. González-Sánchez, A., Posten, C. Fate of H2S during the cultivation of Chlorella sp. deployed for biogas upgrading. J Environ Manage. 191, 252-257 (2017).
  26. Hussain, F., et al. Microalgae an ecofriendly and sustainable wastewater treatment option: Biomass application in biofuel and bio-fertilizer production. A review. Renew Sustain Energy Rev. 137, 137 (2021).
  27. lvarez-González, A., et al. Can microalgae grown in wastewater reduce the use of inorganic fertilizers. J Environ Manage. 323, 116224 (2022).
  28. Deepika, P., MubarakAli, D. Production and assessment of microalgal liquid fertilizer for the enhanced growth of four crop plants. Biocatal Agric Biotechnol. 28, 101701 (2020).
  29. Huguen, P., Le Saux, G. Perspectives for a european standard on biomethane: a Biogasmax proposal. , https://trimis.ec.europa.eu/sites/default/files/project/documents/20120601_135059_69928_d3_8_new_lmcu_bgx_eu_standard_14dec10_vf__077238500_0948_26012011.pdf (2010).
  30. Gas Networks, Ireland. Biomethane - Oxygen Content Assessment. , https://www.gasnetworks.ie/docs/corporate/gas-regulation/Oxygen-concentration-report-17985-AI-RPT-001-Rev-5-Biomethane-review-Penspen.pdf (2018).
  31. Wellinger, A. European biomethane standards for grid injection and vehicle fuel use. , European Biogas Association. https://www.biosurf.eu/wordpress/wp-content/uploads/2015/06/9.-Arthur_Wellinger.pdf (2017).
  32. Diario Oficial de la Federación. NORMA Oficial Mexicana NOM-001-SECRE-2010, Especificaciones del gas natural (cancela y sustituye a la NOM-001-SECRE-2003, Calidad del gas natural y la NOM-EM-002-SECRE-2009, Calidad del gas natural durante el periodo de emergencia severa). , https://www.dof.gob.mx/normasOficiales/3997/sener/sener.html (2010).
  33. Sharifian, R., Wagterveld, R. M., Digdaya, I. A., Xiang, C., Vermaas, D. A. Electrochemical carbon dioxide capture to close the carbon cycle. Energy Environ Sci. 14, 781-814 (2021).
  34. Masojídek, J., Torzillo, G., Koblížek, M. Photosynthesis in Microalgae. Handbook of Microalgal Culture. , John Wiley & Sons. (2013).
  35. Rendal, C., Witt, J., Preuss, T. G., Ashauer, R. A framework for algae modeling in regulatory risk assessment. Environ Toxicol Chem. 42 (8), 1823-1838 (2023).
  36. Alami, A. H., Alasad, S., Ali, M., Alshamsi, M. Investigating algae for CO2 capture and accumulation and simultaneous production of biomass for biodiesel production. Sci Total Environ. 759, 143529 (2021).

Tags

Miljøvitenskap utgave 205 væske/biogassforhold L/G hydrogensulfid Arthrospira maxima fotosyntetisk absorpsjon
Biogassrensing ved bruk av et mikroalgebakterielt system i semi-industrielle høyhastighets algedammer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Vega Blanes, M.,… More

Vega Blanes, M., Pérez-Hermosillo, I. J., Ramírez Rueda, A., González Sánchez, A. Biogas Purification through the use of a Microalgae-Bacterial System in Semi-Industrial High Rate Algal Ponds. J. Vis. Exp. (205), e65968, doi:10.3791/65968 (2024).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter