Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Очистка биогаза с помощью системы микроводорослей-бактерий в полупромышленных водорослевых прудах с высокой скоростью

Published: March 22, 2024 doi: 10.3791/65968
Automatic Translation
1, 2, 1, 1
1Instituto de Ingeniería, Ciudad Universitaria, Universidad Nacional Autónoma de México, 2Granos y Servicios Integrales

Summary

Загрязнение воздуха влияет на качество жизни всех организмов. В данной статье мы опишем применение биотехнологии микроводорослей для обработки биогаза (одновременное удаление углекислого газа и сероводорода) и получения биометана через полупромышленные открытые водорослевые пруды с высокой скоростью и последующий анализ эффективности очистки, рН, растворенного кислорода и роста микроводорослей.

Abstract

В последние годы появился ряд технологий по очистке биогаза в биометан. Эта очистка влечет за собой снижение концентрации загрязняющих газов, таких как углекислый газ и сероводород, для увеличения содержания метана. В данном исследовании мы использовали технологию культивирования микроводорослей для обработки и очистки биогаза, полученного из органических отходов свиноводства, с получением готового к использованию биометана. Для культивирования и очистки в Сан-Хуан-де-лос-Лагос (Мексика) были установлены два фотобиореактора с открытым прудом объемом 22,2м3 в сочетании с системой абсорбционно-десорбционных колонн. Было испытано несколько соотношений рециркуляционной жидкости/биогаза (L/G) для получения максимальной эффективности удаления; другие параметры, такие как pH, растворенный кислород (РК), температура и рост биомассы, были измерены. Наиболее эффективными L/G были 1,6 и 2,5, что привело к получению очищенных биогазовых стоков с составом 6,8% об. и 6,6% об. поСО2 соответственно и эффективности удаленияH2Sдо 98,9%, а также поддержанию значений загрязненияO2 менее 2% об. Мы обнаружили, что рН в значительной степени определяет удалениеСО2 , в большей степени, чем L/G, во время культивирования из-за его участия в процессе фотосинтеза микроводорослей и его способности изменять рН при солюбилизации из-за его кислой природы. DO, и температура колебались, как и ожидалось, от светлых и темных природных циклов фотосинтеза и времени суток соответственно. Рост биомассы варьировался в зависимости отСО2 и питательных веществ, а также от сбора в реакторе; Тем не менее, тенденция к росту сохраняется.

Introduction

В последние годы появилось несколько технологий очистки биогаза до биометана, способствующих его использованию в качестве неископаемого топлива, что позволяет тем самымснизить выбросы метана, не поддающиеся восстановлению1. Загрязнение воздуха является проблемой, затрагивающей большую часть населения мира, особенно в урбанизированных районах; В конечном счете, около 92% населения мира дышит загрязненнымвоздухом2. В Латинской Америке уровень загрязнения воздуха в основном обусловлен использованием топлива, при этом в 2014 году 48% загрязнения воздуха быловызвано сектором производства электроэнергии и тепла3.

В последнее десятилетие было предложено все больше и больше исследований взаимосвязи между загрязняющими веществами в воздухе и повышением уровня смертности, утверждая, что существует сильная корреляция между обоими наборами данных, особенно среди детского населения.

В качестве способа избежать дальнейшего загрязнения воздуха было предложено несколько стратегий; одним из них является использование возобновляемых источников энергии, в том числе ветряных турбин и фотоэлектрических элементов, которые уменьшают выбросСО2 в атмосферу 4,5. Другим возобновляемым источником энергии является биогаз, побочный продукт анаэробного сбраживания органического вещества, образующийся вместе с жидким органическим дигестатом6. Этот газ состоит из смеси газов, а их пропорции зависят от источника органического вещества, используемого для анаэробного сбраживания (осадок сточных вод, навоз крупного рогатого скота или агропромышленные биоотходы). Как правило, этоCH4 (53%-70% об.),CO2 (30%-47% об.),N2 (0%-3% об.),H2O(5%-10% об.),O2 (0%-1% об.),H2S (0-10 000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), углеводороды (0-200 мг/м3) и силоксаны (0-41 мг/м3)7,8,9, где научное сообщество заинтересовано в газе метане, поскольку он является возобновляемым энергетическим компонентом смеси.

Однако биогаз нельзя просто сжигать в том виде, в котором он получен, потому что побочные продукты реакции могут быть вредными и загрязняющими; Это приводит к необходимости обработки и очистки смеси для увеличения процентного содержания метана и уменьшения оставшегося, по сути, превращая его в биометан10. Этот процесс также известен как обновление. Несмотря на то, что в настоящее время существуют коммерческие технологии такой обработки, эти технологии имеют ряд экономических и экологических недостатков 11,12,13. Например, системы с промывкой активированным углем и водой (ACF-WS), промывкой водой под давлением (PWS), газопроницаемостью (GPHR) и короткоцикловой адсорбцией (PSA) имеют некоторые экономические или другие недостатки воздействия на окружающую среду. Жизнеспособной альтернативой (рис. 1) является использование биологических систем, таких как те, которые объединяют микроводоросли и бактерии, выращенные в фотобиореакторах; К некоторым преимуществам относятся простота конструкции и эксплуатации, низкие эксплуатационные расходы, а также экологичность операций и побочных продуктов 10,13,14. Когда биогаз очищается до биометана, последний может быть использован в качестве заменителя природного газа, а дигестат может быть использован в качестве источника питательных веществ для поддержки роста микроводорослей в системе10.

Методом, широко используемым в этой процедуре модернизации, является выращивание микроводорослей в фотореакторах с открытыми дорожками качения в сочетании с абсорбционной колонной из-за более низких эксплуатационных расходов и минимальноготребуемого инвестиционного капитала6. Наиболее часто используемым типом реактора качения для этого применения является водорослевый пруд с высокой скоростью (HRAP), который представляет собой неглубокий пруд с дорожкой качения, в котором циркуляция водорослевого бульона происходит через маломощное лопастное колесо14. Эти реакторы требуют больших площадей для их установки и очень восприимчивы к загрязнению при использовании в наружных условиях; в процессах очистки биогаза рекомендуется использовать щелочные условия (рН > 9,5) и использовать виды водорослей, которые процветают при более высоких уровнях рН, чтобы улучшить удалениеCO2 иH2S, избегая при этом загрязнения15,16.

Данное исследование было направлено на определение эффективности очистки биогаза и конечного производства биометана с использованием фотобиореакторов HRAP в сочетании с системой абсорбционно-десорбционных колонн и консорциумом микроводорослей.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Настройка системы

ПРИМЕЧАНИЕ: Схема трубопроводов и контрольно-измерительных приборов (P&ID) системы, описанной в этом протоколе, показана на рисунке 2.

  1. Настройка реактора
    1. Подготовьте грунт, выровняв и уплотнив его, чтобы повысить устойчивость реактора.
    2. На открытом поле выкопайте две вытянутые ямы и в 3 м от конца, далее выкопайте яму глубиной 3м2 и 1 м (известную как аэрационный колодец).
    3. Разместите два HRAP (Рисунок 3) в пространстве на металлических опорах, покрытых геомембраной. Каждый реактор должен иметь рабочую мощность 22,2м3.
    4. Разместите воздушный насос на реактор мощностью 1728,42 Вт (2,35 л.с.) рядом с точкой HRAP, где были вырыты аэрационные колодцы.
    5. Закрепите лопастное колесо (приводимое в движение электродвигателем мощностью 1103,24 Вт [1,5 л.с.]) поперек реактора, чтобы обеспечить контакт между биомассой и средой.
  2. Установка газоподготовки (рис. 4)
    1. Постройте десорбционную колонну с 6-дюймовой трубкой из поливинилхлорида (ПВХ), где входной ток поступает на 2 м от покрытого верха, а выходной ток течет снизу (рисунок 2).
    2. Установите абсорбционный резервуар (Vt: 2,55 м3), где поток газа на входе (неочищенный биогаз) барботируется снизу через 11 диффузорных трубок и поступает из анаэробного реактора через 4-дюймовый трубопровод из ПВХ, проходящий через воздуходувку для биогаза, ротаметр 1 дюйм и отверстие для отбора проб, в то время как жидкость поступает из рециркуляции среды после десорбционной колонны на дне резервуара. Выпускное отверстие для жидкости расположено сбоку бака. Он транспортирует обогащеннуюСО2 среду к колонке контроля уровня, а газ выходит из выпускного отверстия в верхней части резервуара, который соединен с трубопроводом из ПВХ диаметром 1 дюйм для проведения полученного биометана в горелку для его непрерывного сжигания (рис. 2).
    3. Подключите абсорбционный резервуар к десорбционной колонне через 4-дюймовую трубку из ПВХ, пройдя через отверстие для отбора проб между обеими операциями (Рисунок 2).
    4. Постройте колонку контроля уровня с 6-дюймовой трубкой из ПВХ, где впускное отверстие расположено внизу. Имеет два выхода (управляются с помощью дроссельных затворов), в зависимости от потребностей системы; первый расположен на высоте 2,5 м, а второй – на высоте 3 м от земли (рис. 2).
    5. Подключите фотобиореакторы HRAP через 2-дюймовый трубопровод из ПВХ к 6-дюймовой десорбционной колонне, пройдя через рециркуляционный центробежный насос (1103,24 Вт [1,5 л.с.]) и ротаметр 1 дюйм (рис. 2).
    6. Подсоедините колонку контроля уровня через трубку из ПВХ 4 дюйма к трубке из ПВХ по графику 40, пройдя через отверстие для отбора проб. Затем подсоедините его к части гибкой трубки из ПВХ, затем к другой трубке из ПВХ по графику 40 и, наконец, к трубке из ПВХ 4 дюйма, которая открывается к фотобиореакторам HRAP (рис. 2).
    7. Установите байпас десорбционной колонны с 2-дюймовым трубопроводом из ПВХ и подсоедините его к основной трубе перед отверстием для отбора проб (Рисунок 2).

2. Функциональное тестирование системы

  1. Рециркуляционный центробежный насос (1103,24 Вт [1,5 л.с.])
    1. Чтобы определить максимальный расход насоса, заправьте внутреннюю часть не менее чем на 10 минут, чтобы избежать всасывания воздуха, и запустите его при напряжении 230 В и 1 фазе.
    2. Проверьте поток рециркуляции, позволив ему протекать через ротаметр диаметром 1 дюйм.
  2. Система барботирования биогаза
    1. Чтобы определить усилие, необходимое для пузырьков, по крайней мере, столба воздуха, эквивалентного 200 мбар, протестируйте не менее 3 воздуходувок с разной мощностью (485,52 Вт [0,66 л.с.], 1838,74 Вт [2,5 л.с.] и 3309,74 Вт [4,5 л.с.]) путем вспенивания воздуха в абсорбционном резервуаре.
    2. Визуально проверьте размер и распределение пузырьков воздуха внутри резервуара. При описанных здесь условиях эксплуатации прогнозируемый средний диаметр пузырьков составляет 3 мм.

3. Инокуляция и выращивание в закрытых условиях

  1. Переносят чистый штамм Arthrospira maxima с агаровых планшетов на 15 мл водной минеральной среды17 (NaHCO3 [10 г/л], Na3PO4 ·12H2O [0,033 г/л], NaNO3 [0,185 г/л], MgSO4 ·7H2O [0,014 г/л], FeSO4 ·7H2O [0,0008 г/л], NaCl [0,4 г/л]).
  2. Увеличьте объем колб до 500 мл с безвредной водной средой Журдана, используя 100% объема колбы, и дайте ей расти в 12-часовом световом / 12-часовом темном фотопериоде с использованием светодиодных ламп (LED) с устройством поверхностного монтажа (SMD) 2835, обеспечивающих холодный свет при 2000 лм и непрерывное перемешивание путем барботирования воздухом (0,3 л/мин или 0,6 ввм). (шаг длится около 1 месяца).
  3. Продолжайте процесс масштабирования, добавляя 20% предыдущего объема к новому объему, пока не будет достигнуто 50 л.
  4. Адаптировать культуру к естественным световым условиям эксплуатации и питательным средам по Журдану в теплице в прозрачных мешках объемом 50 л (шаг длится около 2 месяцев).
  5. Продолжайте масштабирование в этих условиях до 5м3 фотобиореакторов HRAP (шаг продолжительностью около 2 месяцев).

4. Оперативный запуск системы в наружных условиях

  1. Добавьте полный объем этих 5м3 фотобиореакторов HRAP к фотобиореакторам HRAP площадью 13м3 , расположенным на открытом воздухе, и заполните остальной объем питательной средой Журдана. Начните смешивание через лопастное колесо со скоростью 30 см/с, культивируя в периодическом режиме в течение 15 дней или до тех пор, пока не достигнет 0,7 г/л (шаг длится около 1 месяца).
  2. Как только рост достигнет 0,7 г/л, перенесите объем на рабочий 22,2м3 HRAP, заполните оставшуюся часть средой Jourdan и установите лопастное колесо на скорость 30 см/с. Дайте биомассе расти до тех пор, пока она не достигнет 0,7 г/л и рН 10; Как только эти условия будут выполнены, начните отбор проб и сбор урожая, если это необходимо.
  3. Запустите рециркуляцию жидкости из фотобиореактора HRAP в абсорбционный резервуар с переменным расходом для увеличения производительности биомассы. Через 2 ч начинают барботирование биогаза со средним расходом 3,5м3/ч, чтобы обеспечить культуру неорганическим углеродом. Обращайте внимание на рН, так как он должен оставаться выше 9.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед рециркуляцией среды через абсорбционный бак заправьте центробежный насос, описанный выше.
  4. Добавление питательных веществ: Еженедельно контролируйте состояние питательных веществ во время сбора урожая и общий азотный баланс при условии устойчивого состояния, рассчитанного следующим образом:
    MNaNO3 = (Mбиомасса x 0,10)/0,12 [г]
    Где:
    MNaNO3 = Массовая масса нитрата натрия [г]
    MБиомасса = Собранная биомасса [г]
    1.10: Массовый выход азота/биомассы16 [г/г]
    1.12: Массовая доля азота в натриевой селитре [г/г]
  5. После получения результатов азотного баланса измените формулу среды Журдана, добавив пропорциональное количество Na3PO4·12H2O, MgSO4·7H2O и FeSO4·7H2O. Не добавляйте больше бикарбоната натрия или хлорида натрия.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Растворите питательные вещества в чистой воде перед добавлением их в реакторы.
  6. Следите за испарением воды и при необходимости добавляйте еженедельно.

5. Отбор проб и анализ

  1. Биогаз
    1. Отбор проб биогаза из выпускного отверстия для отбора проб перед абсорбционным резервуаром и из выпускного отверстия для отбора проб после резервуара путем подключения поливинилфторидного мешка объемом 10 л к выпускному отверстию с помощью гибкой трубки соответствующего диаметра; Поместите каждый из них в отдельные поливинилфторидные пакеты.
    2. Откалибруйте портативный газоанализатор, установив датчик давления на ноль и дождавшись стабилизации. Для этого нажмите кнопку «Пуск», затем «Далее» и соедините прозрачную пробирку и желтую трубку в соответствии с инструкциями анализатора. Нажмите «Далее » и, наконец, «Показания газа».
    3. Подсоедините каждую пробу, содержащуюся в поливинилфторидных пакетах, к анализатору, нажмите кнопку «Далее » и измерьте концентрации CH4, CO2, O2 и H2S в процентах vol из обеих точек системы.
    4. Определите объемное соотношение рециркуляции жидкость/биогаз (L/G), разделив поток рециркуляции жидкости на поток производства биогаза. Рассчитайте соответствующий расход газа (м3/ч), который обеспечивает наибольшую эффективность удаленияCO2 иH2S.
  2. Онлайн-измерение состояния системы (pH, растворенный кислород, температура)
    1. Откалибруйте все датчики в соответствии со спецификациями производителя.
    2. Поместите датчик pH, датчик растворенного кислорода (РК) и датчик температуры в жидкость каждого HRAP.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Марку и технические характеристики каждого датчика см. в файле таблицы материалов.
    3. Подключите датчики pH и растворенного кислорода к устройству сбора данных, состоящему из 64-разрядного четырехъядерного процессора с тактовой частотой 1,4 ГГц, подключенного к портативному экрану, на котором хранится готовая программа на Python, написанная в интегрированной среде разработки и обучения (IDLE) 2.7.
      1. Откройте программу через экран и укажите временные интервалы для хранения каждой точки данных (в данном случае каждые 2 минуты).
      2. Создайте электронную таблицу, в которой программа будет автоматически хранить собранные данные.
      3. Нажмите на кнопку с надписью ON, указывающую на то, что она готова начать хранение данных.
      4. Чтобы остановить сбор данных, нажмите на кнопку с надписью OFF.
      5. Чтобы загрузить информацию, вставьте универсальную последовательную шину (USB) и импортируйте электронную таблицу.
    4. Подключите датчик температуры к терморегистратору для хранения данных, записанных во время экспериментов.
  3. Краткосрочные исследовательские тесты
    1. Определение наиболее эффективного L/G
      1. Отрегулируйте входящий поток биогаза, чтобы выбрать значение L/G для испытания (0,5, 1, 1,5, 1,6, 2, 2,5, 3,3, 3,4).
      2. Измеряйте рН, а также входные и выходные концентрации каждого газа (CH4, CO2, H2S, O2, N2) в начале и каждые 15 минут в течение часа (60 мин) с помощью приборов, описанных выше.
      3. Определите наиболее эффективный L/G, сравнив значения выходного отверстия, и выберите наиболее удобный в соответствии с потребностями эксперимента.
    2. Соотношение между L/G, pH и CO2
      1. Выберите не менее двух L/G для сравнения.
      2. Для каждого L/G измеряйте pH, а также входные и выходные концентрации CO2 и H2S, O2 и N2 в качестве контроля в начале каждые 15 минут в течение 60 минут, а затем каждый час в общей сложности 5 часов с помощью приборов, описанных выше.
      3. Рассчитайте процент удаленияСО2 по формуле:
        %Удаление CO2 = ((CO2на входе - CO2на выходе)/(CO2на входе)) x 100
      4. Постройте график результатов и сравните поведение рН иСО2 для каждого из испытуемых L/G.
  4. Калибровочная кривая для корреляции массы биомассы на литр культуры с абсорбцией при 750 нм18
    1. Возьмите образец культуры водорослей, чтобы попытаться получить поглощение 1,0. Если абсорбция культуры ниже 1,0, из образца культуры извлекают воду фильтрацией (фильтр 0,45 мкм). Если абсорбция больше 1, ее можно уменьшить, добавив свежую питательную среду.
    2. Приготовьте пять клеточных суспензий водорослей, используя образец, и добавьте свежую питательную среду в процентном соотношении объем/объем (V/V): 100%, 80%, 60%, 40% и 20%.
    3. Измеряют и регистрируют абсорбцию при длине волны 750 нм пяти растворов спектрофотометром с использованием пластиковых кювет, где свежей питательной средой является заготовка.
    4. Определите массу биомассы на литр культуры каждой суспензии, отфильтровав 10 мл через предварительно взвешенный фильтр 0,45 мкм и высушив образец в диоксиде кремния в течение 24 часов, а затем 48 ч для обеспечения постоянного веса. Повторите этот шаг для каждого из пяти решений.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Более высокая температура (выше 60 °C) не рекомендуется для сушки из-за потери некоторых ключевых соединений, которые могут улетучиваться и изменять вес образца.
    5. После подтверждения веса рассчитайте концентрацию биомассы в реакторе по формуле:
      Концентрация биомассы = (Вес биомассы - вес фильтра) x 1000/Отфильтрованный объем [г/л]
    6. Сделайте линейную регрессию данных о весе биомассы в граммах на литр культуры в зависимости от поглощения, измеренного при длине волны 750 нм, с помощью электронной таблицы или любого другого программного обеспечения. Коэффициент линейной регрессии должен быть больше 0,95; В противном случае кривая бесполезна, и протокол следует повторить.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Он описывается как вес биомассы, а не как сухой вес, как большинство методов, потому что используемый метод сушки не позволяет полностью удалить воду из образца, оставляя содержание воды менее 5%19.
  5. Рост биомассы
    1. Следите за реакторами каждый день. Возьмите пробу объемом 1 л из середины между гребным колесом и ее возвратом из каждой культуры и принесите ее в лабораторию.
    2. Проверьте рост колоний и чистоту культуры под микроскопом.
    3. Измеряют и регистрируют абсорбцию при длине волны 750 нм образцов с помощью спектрофотометра, где свежей питательной средой является заготовка.
    4. Сравните с калибровочным графиком, чтобы получить расчетный вес биомассы в граммах на литр.
    5. Запишите рост каждого реактора дорожки качения.
  6. Производство биомассы - заготовка
    1. Следите за реакторами каждый день. Если во время отбора проб прирост биомассы превышает 0,7 г/л, необходим сбор урожая.
    2. Чередуя оба HRAP, поместите полиэфирную сетку поверх секции на одном конце реактора и поместите конец гибкой трубки из ПВХ в поток жидкости так, чтобы другой конец сливал жидкость поверх сетки.
    3. Слив от 4500 л до 7500 л (в зависимости от насыщения реактора биомассой) на сетку, поддерживая непрерывный поток обратно к соответствующему HRAP. Биомасса будет удерживаться на сетке.
    4. Чтобы собрать урожай, снимите сетку с верхней части реактора и поместите ее на другую поверхность, чтобы соскрести биомассу, и поместите ее в воронку.
    5. Протолкните биомассу через воронку, чтобы создать вытянутые формы поверх чистой и сухой сетки; установить сетку в теплое крытое помещение (34-36 °C) на 48-72 ч.
    6. После высыхания снимите биомассу с сетки и взвесьте ее. Рассчитайте концентрацию собранной биомассы в г/л с помощью следующих уравнений:
      Объем сливаемой жидкости = Расход насоса x Время слива [л]
      Концентрация собранной биомассы = Масса биомассы собранной биомассы / Объем сливаемой жидкости [г/л]

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

В соответствии с протоколом система была построена, протестирована и привита. Условия были измерены и сохранены, а пробы взяты и проанализированы. Протокол выполнялся год, начиная с октября 2019 года и продолжаясь до октября 2020 года. Важно отметить, что с этого момента HRAP будут называться RT3 и RT4.

Производительность по биометану
Для определения условий, способствующих наибольшему удалениюH2SиCO2 и, следовательно, наибольшей концентрации метана, было опробовано несколько рециркуляционных соотношений жидкость/биогаз (L/G) в диапазоне от 0,5 до 3,4. Эти результаты были получены для экспериментов продолжительностью не менее 60 мин (1 ч) непрерывного барботирования биогаза в период с 25 сентября по 28 сентября. Во время этих испытаний микроводоросли фиксировалиСО2, а бактерии окислялиH2S, концентрируя метан (CH4) и, по сути, очищая газовую смесь.

Принимая во внимание усредненную способность всей системы по удалениюСО2 (объем HRAP + объем резервуара = 24,75м3) и стабильную концентрацию биомассы 0,8 г/л, была оценена удельная скорость фиксации, в результате чего концентрация СО2/гбиомасса составила 65 мгСО2/гбиомассу ч, что ниже максимального теоретического значения (300мгСО2/гбиомасса ч). Это означает, что процесс очистки биогаза на основе микроводорослей-бактерий подходит для улучшения.

Как правило, очистка биогаза имела повышенную эффективность при более высоких значениях L/G, сохраняя эффективность удаления на уровне или выше 98% дляH2Sи менее 7,5% об. дляCO2 (Рисунок 5, Рисунок 6 и Рисунок 7). Тем не менее, загрязнение биометаномO2 из-за фотосинтетического производства этого газа было намного выше при более высоких значениях L/G, что может быть потенциальной проблемой для коммерческого использования, поскольку концентрацияO2 по закону должна оставаться довольно низкой, чтобы снизить риск взрыва20. Другая причина связана с тем, чтобы избежать снижения его теплотворной способности при разбавленииО2 . Вместо этого можно утверждать, что L/Gs 1,6 и 2,5 представляют собой наиболее эффективные результаты в целом, с концентрациями CO2 между 6,6% и 6,8% об., CH4 с 87% об. иO2 с менее чем 1,5% об., а также с эффективностью удаленияH2S выше 98,5% (Рисунок 5, Рисунок 6, и рисунок 7). Сравнение полученных процентов с тем, что принято законом, можно найти в таблице 1.

Интересно отметить, что соотношение рециркуляционной жидкости/биогаза, равное 2, имеет более высокую концентрациюCO2 (7,4% об.), даже если значение находится между наиболее эффективными L/Gs; это можно объяснить тем, что он был протестирован в RT3 вместо RT4. В этом случае условия были менее благоприятными для удаленияСО2 , возможно, из-за более низкой концентрации биомассы. В целом, среднее количество биометана, произведенного в этих условиях, составило 20,68м3/сут при среднем расходе 4,14м3/ч.

Результаты могут варьироваться в зависимости от условий произрастания, типа биогаза (синтетический или настоящий) и водорослей; Например, Serejo et al.21 использовали две синтетические биогазовые смеси, имитирующие газовую смесь всехCO2 иN2 , для сравнения с обычным биогазом, состоящим из 70% об. CH4, 29,5% об. CO2 и 0,5% об. H2S, очищая его с помощью 180-литровой абсорбционной колонной системы HRAP для культивирования Chlorella vulgaris. В этой статье Серехо также тестирует различные соотношения L/G, в диапазоне от 0,5 до 67, в меньшей, но похожей системе при более низких значениях pH и искусственном освещении. Было достигнуто полное удалениеH2Sи средний процент удаления 80% в наилучших соотношениях (выше 15). Эффективность удаления увеличивалась линейно с соотношением; Однако загрязнение кислородом также увеличилось, что может создать проблемы с общим качеством получаемого биометана. Повышение эффективности удаленияСО2 не было линейным; тем не менее, лучшее удалениеCO2 может наблюдаться при больших соотношениях. Объяснение является многопричинным, включая рН, питательные условия культуры и рост биомассы, а также барботаж биогаза.

Влияние соотношения L/G на производительность системы обогащения биогаза оценивалось без повторения. Это было оправдано, так как анализы проводились в суточный период с 10:00 до 13:00 ч (это индуцировало бы стабильную солнечную радиацию и температуру наружного воздуха); таким образом, он индуцировал почти оптимальные условия роста для фотосинтезирующих микроорганизмов, тогда можно было предположить, что рН является наиболее влиятельным параметром на поглощениеСО2 22 , в то время как также сообщалось об очень небольшом стандартном отклонении ниже 2% для анализов, оценивающих влияние отношения L/G на эффективность удаления поглощенияСО2 .

Реакторы культивируются снаружи, а это означает, что даже если инокулят был чистой культурой водорослей Arthrospira maxima, высока вероятность заражения другими организмами, которые могут выжить в суровых условиях pH внутри культуры. Так обстоит дело с сероокисляющими бактериями23,24. Тем не менее, это загрязнение оказывается полезным для конечной цели эксперимента, поскольку эти бактерии помогают удалитьH2Sиз биогаза, по сути, беря на себя эту задачу и способствуя повышению качества получаемого биометана.

В условиях окружающей среды и ионной прочности, преобладающих во время работы системы, растворенныйH2Sокислялся до полисульфидов и тиосульфата в результате оксико-абиотических реакций, где через несколько дней он должен был полностью окислиться до сульфата25. ВыносH2Sосаждением катионов в водной питательной среде незначителен из-за недостаточного количества катионов, подаваемых в систему, по сравнению со скоростью загрузкиH2S(достигая молярных отношений катионов/H2Sзначительно ниже 2). Отсутствие осадков было подтверждено нашим визуальным осмотром в процессе переработки биогаза. Биологическое сульфидное окисление на данный момент не проверено, так как система открыта для окружающей среды.

Состояние системы
Изменения концентрации растворенного кислорода (РК) и рН измерялись как в светлом, так и в темном свете. В дневное время (в условиях освещенности) РК увеличивался за счет фотосинтетической продукции кислорода микроводорослями, а ночью (в темное время суток) снижался как из-за отсутствия фотосинтеза, так и из-за гетеротрофного метаболизма, который использует дыхание (рис. 8).

Уровни рН также изменялись в зависимости от присутствияСО2 в жидкости (рис. 8), увеличиваясь в значении, когда растворялось меньше СО2, и уменьшаясь, когда удалялось меньшеСО2; Примечательно, что в периоды, когдаСО2 больше не поставлялся, наблюдаются меньшие пики, о которых мы поговорим далее. В утренние часы pH достигал своего пика около 11:00 утра и самых низких значений около 18:00 вечера, что также согласуется с фотосинтетической активностью водорослей. Важно обратить внимание на значительное падение примерно на 2-й день; 29 сентября был проведен короткий исследовательский тест с использованием L/G 1,64, который обеспечивал непрерывную подачу биогаза примерно через 24 часа (примерно в 1-й день) и спровоцировал массовую дестабилизацию в системе, что потребовало подачи мочевины для помощи в извлечении азота. Другой короткий исследовательский тест с использованием 1,58 был проведен 5 октября (примерно на 7-й день), но при лучших условиях в системе (подача биогаза в дневное время), поэтому pH лишь незначительно отклонялся от обычных пиковых значений в течение двух дней, прежде чем вернуться к нормальному поведению.

Меньшие пики рН на рисунке 8 можно объяснить периодом саморегуляции водорослей к окружающей среде при переходе от фотосинтеза к дыханию.

Ссылаясь на короткие исследовательские тесты для связи pH и L/G с процентами удаленияCO2 (рис. 9), мы протестировали два соотношения, 1,64 и 1,58, как упоминалось ранее. Оба эти значения являются средними значениями из зарегистрированных L/G во время экспериментов. Можно отметить два различных поведения, где процент удаления и pH при соотношении 1,58 были значительно менее стабильными и намного ниже, чем те, которые были зарегистрированы для коэффициента 1,64.

Это подтверждается модернизацией биогаза, выполненной Bahr et al.15, с использованием системы HRAP-колонн с одним из видов водорослей Arthrospira maxima. Бар оценил эффективность удаленияCO2 при различных условиях pH и расходе жидкости в среде, а также удаление загрязненийH2SиO2 на нескольких синтетических газовых составах, начиная от простого CO2-N2 и заканчивая биогазовыми композициями с различными концентрациямиH2S(до 0,5% об.). Они пришли к выводу, что при более высоких значениях рН (в диапазоне 9-10) и более высоком расходе жидкости питательных сред (80 мл/мин) процент удаленияСО2 был близок к 100%, но подвергался более высокому загрязнениюО2, в то время как при более высоких значениях рН (в диапазоне 9-10) и более низком расходе жидкости питательных сред (20 мл/мин) процент удаления СО2 оставался близким к 100% и наблюдалось гораздо меньшее загрязнениеО2. Они также сообщили о полном удаленииH2Sв этих условиях.

Аналогичным образом, осцилляция растворенного кислорода (рис. 8) может быть отнесена к фотосинтетической активности водорослей, так как в течение дня РК увеличивается за счет фотосинтетической продукции кислорода микроводорослями, в то время как ночью она снижается как из-за отсутствия фотосинтеза, так и из-за гетеротрофного метаболизма, который использует дыхание.

Температура в фотобиореакторе HRAP (RT4) изменялась в зависимости от времени суток и осенней погоды, достигая максимума в большинстве дней между 23 °C и 28 °C около 17:00 и достигая самых низких значений между 11 °C и 15 °C около 6:00 (рис. 10). Время от времени измерялась температура на входе и выходе из абсорбционного резервуара, в результате чего средняя температура составила 30,1 °C и 32,5 °C соответственно. Поэтому содержание воды (пара) после обработки должно быть несколько выше (13,5%), чем до обработки биогазом, при условии, что в обоих случаях влага в биогазе достигла насыщения. Настоятельно рекомендуется установить биогазовый осушитель для оптимального управления и дальнейшего использования очищенного биогаза.

Среднее значение L/G, которое предполагалось для периода с 28 сентября по 10 октября, составляло 1,6, так как короткие тесты показали, что это соотношение будет способствовать лучшим результатам; однако поддерживать его в ночное время не представлялось возможным из-за чрезмерного закисления культуры микроводорослей, вызванного плохой буферной способностью рН водной питательной среды. Поэтому только в светлое время суток биогаз подавался в абсорбционную емкость, регулируя значения L/G примерно до 1,5.

Продуктивность биомассы
Прививка на RT3 была проведена 20 мая 2020 г., на RT4 – 27 мая 2020 г.; время между испытаниями (сентябрь) и прививкой послужило для стабилизации культуры и решения возникших операционных проблем, таких как эпидемии и сбои в системе, учитывая глобальную пандемию COVID.

Рост биомассы измерялся двумя способами: отбором проб и сбором урожая. Для целей данной статьи отбор проб относится к концентрации биомассы в любой момент времени в реакторе, в то время как сбор относится к эффективности производства биомассы, то есть к количеству биомассы, которое было восстановлено во время процесса, чтобы избежать ингибирования роста. Тестирование проводилось с 29 сентября по 9 октября при среднем показателе L/G 1,5, несмотря на то, что предпочтение отдавалось соотношению 1,6; Причина, по которой он снизился, была связана с коэффициентом 1,15, зарегистрированным примерно на 11-й день.

Отбор проб (рис. 11) проводился регулярно с 1-го по 11-й день (с 29 сентября по 9 октября), где тенденция роста в обоих реакторах была очень схожей: она начиналась с более высокой концентрации, достигая самого низкого значения для эксперимента на 4-й и 5-й день, неуклонно восстанавливаясь в RT4 и с некоторыми вариациями в RT3. наконец-то снова падает. То же самое поведение наблюдается и в Harvesting, который предполагает, что какое-то событие (скорее всего, внешний фактор) повлияло на рост обеих культур одновременно.

Сбор урожая (рис. 12) проводился полурегулярно, чередуя один урожай для RT3 и следующий для RT4. Тем не менее, необходимо учитывать масштаб; Как при отборе проб, так и при отборе проб разница между цифрами очень мала, что указывает на то, что событие, затронувшее оба реактора, не было критическим. Красная пунктирная линия на рисунке 8 обозначает период времени, когда реакторы не были собраны; Это было связано с двумя факторами: несколько дней приходились на выходные, когда, к сожалению, реакторы были недоступны для отбора проб или отбора проб (что также подтверждается на рисунке 11), а методология требует отбора реактора с наибольшей концентрацией. В комплексе было четыре реактора, из которых только два (RT3 и RT4) участвовали в этом исследовании, что сделало дни после выходных днями, когда два других реактора (RT1 и RT2) были собраны командой, что привело к отсутствию данных о сборе данных о RT3 и RT4. Данные по сбору урожая были примерно на 50% меньше, чем данные выборки; Это может быть связано с тем, что эффективность методологии ниже.

Различия между значениями каждый день были небольшими (рис. 11), что указывает на устойчивую культуру, которая допускает изменения в системных условиях и остается стабильной. Arthrospira maxima преимущественно растет в сильно газированных средах при высоком pH и очень чувствительна к ингибированию NH3 15, что согласуется с результатами, показанными на рисунке 8. Калибровка, выполненная в августе 2020 года, показана на рисунке 13.

Пост-продакшн анализ и побочные продукты
Для того, чтобы проанализировать потенциал этого газа для снижения вредных выбросов в окружающую среду, был выполнен полный отчет сторонней компании, в котором было указано, что биометан, произведенный с помощью этой технологии, снизил общие прямые выбросыCO2 на 84% по сравнению с использованием неочищенного биогаза непосредственно из анаэробного реактора. Кроме того, при анализе жизненного цикла электроэнергии, вырабатываемой как сырым биогазом, так и очищенным биометаном, общая теплоемкость, которую мог обеспечить биометан, была на 23 000 кДж выше, чем теплоемкость сырого биогаза.

Наконец, побочным продуктом этого процесса очистки являются собранные микроводоросли, которые после высыхания находят множество применений в других отраслях промышленности, что может повысить ценность метода и сделать процесс экономически эффективным26. Например, было проведено исследование на посевах базилика для оценки таких параметров, как количество листьев, свежий и сухой вес побегов, а также вес свежих листьев при использовании сушеной биомассы Scenedesmus по сравнению с обычным неорганическим удобрением; Они обнаружили сопоставимые результаты по этим критериям как в биомассе, так и в удобрениях27. Аналогичные результаты были получены в другом исследовании, где они сравнили рост четырех коммерческих культурных растений при использовании различных концентраций удобрения, изготовленного из биомассы водорослей, взвешенных в воде; Даже при низких концентрациях (20%) удобрения культуры достигали максимального роста, сравнимого с химическими удобрениями28.

Figure 1
Рисунок 1: Визуальное представление биологического процесса, происходящего при очистке биогаза с использованием микроводорослей Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Диаграмма P&ID для системы, описанной в протоколе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Фотография HRAP, которые использовались во время экспериментов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Абсорбционный резервуар. (A) Фотографии питательной среды и биогаза, входящих в абсорбционный резервуар. (B) Вид спереди и сзади абсорбционного резервуара. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Краткие исследовательские тесты в RT3 для определения эффективности L/G. Темно-зеленый соответствуетCH4, зеленый —CO2, светло-розовый —O2, а темно-розовый —N2. Средний рН 9,2435; Впуск жидкости 60-100 л/мин; Подача газа 50-120 л/мин. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 6
Рисунок 6: Краткие исследовательские тесты в RT4 для определения эффективности L/G. Темно-розовый соответствуетN2, светло-розовый —O2, темно-зеленый —CO2, а светло-зеленый —CH4. Средний рН 9,95; Впуск жидкости 116-118 л/мин; Подача газа 35-75 л/мин. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 7
Рисунок 7: Сравнение всех процентов удаленияH2Sв каждом L/G во время коротких исследовательских испытаний. L/G 0,5, 1, 1,5 и 2 соответствуют RT3, а 1,6, 2,5, 3,3 и 3,4 — RT4. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 8
Рисунок 8: Профиль рН и растворенного кислорода. Профиль pH (темно-зеленый) и DO (светло-зеленый) для RT4 в период с 28 сентября по 10 октября 2020 года. Впуск жидкости 75-118 л/мин; Подача газа 57-75 л/мин. Средние концентрации сырья для каждого газа: CH4 - 60% об., H2S - 2400 ppmv, CO2 - 34% об., O2 - 0,6% об. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 9
Рисунок 9: Профили процентного удаленияСО2 в зависимости от уровня рН и L/G. Зеленый цвет соответствует процентам удаленияСО2 при соотношении L/G: 1,58 (темно-зеленые треугольники) и 1,64 (светло-зеленые круги). Розовый цвет соответствует значениям рН при соотношении L/G: 1,58 (темно-розовые треугольники) и 1,64 (светло-розовые круги). Впуск жидкости 75-118 л/мин; Подача газа 57-75 л/мин. Средние концентрации сырья для каждого газа: CH4 - 60% об., H2S - 2400 ppmv, CO2 - 34% об., O2 - 0,6% об. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 10
Рисунок 10: Температурный профиль RT4 в период с 28 сентября по 10 октября 2020 года. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 11
Рисунок 11: Результаты отбора проб для RT4 (светло-зеленые квадраты) и RT3 (темно-зеленые круги) в период с 28 сентября по 10 октября 2020 года. Соотношение L/G показано стрелками. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 12
Рисунок 12: Результаты уборки RT4 (светло-зеленые квадраты) и RT3 (темно-зеленые круги) в период с 28 сентября по 10 октября 2020 года. Соотношение L/G показано стрелками. Красными пунктирными линиями показан период, когда ни для одного из реакторов не велась уборка. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 13
Рисунок 13: Калибровочная кривая, выполненная в августе 2020 года, соотносящая концентрацию культуры водорослей в граммах на литр с поглощением при 750 нм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Компонент (% об.) Полученный состав биогаза Улучшенный состав биогаза Композиция коммерческого биометана NOM-001-SECRE-2010
СН4 64,2 ± 0,8 85,1 ± 2,0 >84
СО2 33,8 ± 0,1 7.2 ± 1.2 <3
H2S (ppmv) 2539 ±32 30,5 ± 4,2 <6
О2 0,3 ± 0,1 1,7 ± 0,5 <0,2

Таблица 1: Сравнительный состав биогаза

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

На протяжении многих лет эта технология водорослей тестировалась и использовалась в качестве альтернативы жестким и дорогостоящим физико-химическим методам очистки биогаза. В частности, для этой цели широко используется род Arthrospira наряду с Chlorella. Тем не менее, существует несколько методологий, которые производятся в полупромышленных масштабах, что повышает ценность этой процедуры.

Крайне важно поддерживать более низкие концентрацииO2 за счет использования правильного соотношения L/G; Однако это зависит от региона, в котором будет применяться данный протокол. Содержание кислорода в биометане жестко регулируется из-за риска взрыва и коррозии в трубопроводах. Некоторые страны Европейского Союза требуют, чтобы содержание не превышало 1% vol 29,30,31. Метан, с другой стороны, должен быть в концентрации более 65% об. В Мексике почти отсутствует регулирование в отношении биогаза и биометана, поскольку он считается эквивалентным природному газу, где в соответствии с мексиканскими стандартами32 допускается минимальное содержаниеCH4 в биометане составляет 84% об., а максимальное содержаниеO2 составляет 0,20% об.

Кроме того, рН в значительной степени определяет удалениеCO2 , в большей степени, чем L/G, во время культивирования, поэтому крайне важно поддерживать надлежащий контроль рН на протяжении всей методологии, особенно во время барботирования биогаза. Важно понимать, что как толькоCO2 растворяется в жидкости, возникает химическое равновесие, которое напрямую влияет на уровень pH. При уровнях рН, вокруг которых колеблются эти культуры (8,5-9,5), бикарбонаты представляют собой форму, в которой присутствует эта молекула, с небольшим увеличением карбонатов в верхней части диапазона рН33. В этой форме микроводоросли также способны метаболизировать углерод во время темновых реакций фотосинтеза с образованием углеводов34. Также важны сроки барботирования биогаза, из которых рекомендуется поддерживать дневное барботажирование. Тем не менее, L/G также влияет на удалениеСО2 и рН, как видно на рис. Процент удаления и рН при соотношении 1,58 были менее стабильными и намного ниже, чем те, которые были зарегистрированы для коэффициента 1,64. Такое поведение может быть связано с более высоким потреблением газа в коэффициенте рециркуляции (чем больше газа, тем меньше соотношение), что снижает pH более быстрыми темпами. Тем не менее, можно также утверждать, что начальный pH для 1,64 был выше, что благоприятствовало буферному поведению эффективности элиминацииCO2 во время этого теста. L/G в этом протоколе контролируется через количество биогаза, который пузырится; Тем не менее, другие протоколы варьируют скорость рециркуляции жидкости, что также является опцией. Кроме того, невозможно пузырить биогаз в ночное время из-за закисления культуры и метаболизма водорослей, так как в это время не предусмотрено искусственное освещение.

Еще одним явлением, которое вносит вариативность в достоверность результатов, является прерывистое барботажирование воздуха, используемое для предотвращения осаждения биомассы в реакторах, что предотвращает ингибирование роста за счет накопления кислорода. Этого, однако, не избежать, если использовать этот метод. Альтернативой барботированию воздуха является добавление большего количества лопастных колес для улучшения движения по длине реактора, что может быть эффективным в других экспериментах. С другой стороны, обширные площади земли, необходимые для установки реакторов, а также значительный расход воды для запуска и обслуживания системы с целью получения справедливой производительности биометана.

Важно отметить, что в этом регулярном процессе отбора проб используется калибровочная кривая «вес биомассы – абсорбция» (рис. 9), где корреляция между данными составляет почти 1 (0,9995); Несмотря на то, что этот метод может не основываться на предыдущей статье о тех же водорослях, коэффициент детерминации показывает сильную статистическую связь между тем, что этот метод надежен. Кроме того, уместно описать важность как отбора проб, так и сбора урожая в такой методологии, как эта. Отбор проб позволял надлежащим образом поддерживать культуру водорослей, в то время как сбор урожая преследовал тройную цель: во-первых, он позволял избежать торможения роста из-за скученности культуры, которая могла вызвать накопление кислорода35; во-вторых, восстановление биомассы водорослей может привести к дальнейшим экономическим возможностям; И, наконец, это дало еще одну возможность измерить тенденцию роста культуры.

Тем не менее, определение подходящих моментов для сбора урожая (которые в этом протоколе определяются результатами отбора проб) также является критически важным шагом, поскольку это снижает биомассу в реакторах. Более низкая концентрация биомассы влияет на удаление рН иСО2 в цикле: при неблагоприятных условиях системы (например, при более низких значениях рН) рост биомассы замедляется, что, в свою очередь, снижает способность системы выводитьСО2, поскольку остается меньше биомассы для его метаболизма; более растворенныйСО2 подкисляет питательную среду и замыкает цикл36. Многие другие факторы способствуют росту рН и биомассы, которые не следует упускать из виду при таком чрезмерном упрощении причинно-следственной связи; Доступность азота может быть чрезвычайно важна для водорослей Arthrospira maxima, а также климатические условия, такие как температура и интенсивность света16,36, которые невозможно контролировать в такой системе, как эта. Например, добавление мочевины, как показано на рисунке 4, является доказательством того, что азот, наряду с более высокими значениями pH, может упорядочить систему водорослей.

Другие ограничения этого метода связаны с производительностью сбора урожая, которая, по сравнению с отбором проб, примерно на 50% менее эффективна, что снижает экономическую целесообразность системы и требует совершенствования методов фильтрации. Результаты уборки завышены на 6% (по последующим измерениям в соответствии со стандартными методами сухого веса), учитывая, что условия сушки в этой части протокола не приводят к полному удалению воды. Что касается биомассы, то результаты отбора проб (включая калибровочную кривую) завышены не менее чем на 5% из-за неполного исключения воды в методе19; Однако, поскольку погрешность носит систематический характер, рекомендуется только приступить к термогравиметрическому анализу для проверки содержания воды в культуре, чтобы учесть и внести аналитические поправки в результаты и градуировочный график.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Конфликт интересов. Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Acknowledgments

Мы благодарим проект DGAPA UNAM номер IT100423 за частичное финансирование. Мы также благодарим компании PROAN и GSI за то, что они позволили нам поделиться техническим опытом по их установкам по модернизации фотосинтетического биогаза. Мы высоко ценим техническую поддержку Педро Пастора Эрнандеса Герреро, Карлоса Мартина Сигалы, Хуана Франсиско Диаса Маркеса, Маргариты Элизабет Сиснерос Ортис, Роберто Сотеро Брионес Мендеса и Даниэля де лос Кобоса Васконселоса. Часть этих исследований была проведена в Лаборатории инженерной экологии IIUNAM с сертификатом ISO 9001:2015.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1" rotameter CICLOTEC N/A
1" rotameter GPI A10-LMA100IA1
Absorption tank EFISA Made under previous design
Air blower (2.35 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas blower (2 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas composition measure Geotech BIOGAS 5000
Data-acquisition device LabJack Co. U3-LV
Diffuser tubes Aero-Tube C3060AR
DO sensor Applisens Z10023525
Dodecahydrated trisodium phosphate  Quimica PIMA N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Dodecahydrated trisodium phosphate  Fermont 35963 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Durapore membrane (45 µm) MerckMillipore HVLP04700 
Electric motor 1.5 HP Weg 00158ET3ERS56C
Ferrous sulfate heptahydrate Agroquimica Samet N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Ferrous sulfate heptahydrate Fermont 63593 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Geomembrane GEOSINCERE N/A
Magnesium sulfate heptahydrate Tepeyac N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Magnesium sulfate heptahydrate Fermont 63623 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Paddle wheel GSI Made under previous design
pH sensor Van London pHoenix 715-772-0041
Portable screen Rasspberry Pi 3 B+
Recirculation centrifugal pump (1.5 HP) Aquapak  ALY 15
Sodium bicarbonate Industria del alcali N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium bicarbonate Fermont 12903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium chloride Sal Colima N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium chloride Fermont 24912 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium nitrate Vitraquim N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium nitrate Fermont 41903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Storing program (pH, DO)  Python Software Foundation  Python IDLE 2.7
Tedlar bags SKC Inc. 232-25
Temperature recorder T&D TR-52i
UV-Vis Spectrophotometer ThermoFisher Scientific instrument GENESYS 10S 
Vacuum pump EVAR EV-40

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Muñoz, R., Meier, L., Diaz, I., Jeison, D. A review on the state-of-the-art of physical/chemical and biological technologies for biogas upgrading. Rev Environ Sci Biotechnol. 14, 727-759 (2015).
  2. Karimi, B., Shokrinezhad, B. Air pollution and mortality among infant and children under five years: A systematic review and meta-analysis. Atmospheric Pollut Res. 11 (6), 61-70 (2020).
  3. Koengkan, M., Fuinhas, J. A., Silva, N. Exploring the capacity of renewable energy consumption to reduce outdoor air pollution death rate in Latin America and the Caribbean region. Environ Sci Pollut Res. 28, 1656-1674 (2021).
  4. Alvarez-Herranz, A., Balsalobre-Lorente, D., Shahbaz, M., Cantos, J. M. Energy innovation and renewable energy consumption in the correction of air pollution levels. Energy Policy. 105, 386-397 (2017).
  5. Razmjoo, A., et al. A technical analysis investigating energy sustainability utilizing reliable renewable energy sources to reduce CO2 emissions in a high potential area. Renew Energy. 164, 46-57 (2021).
  6. Franco-Morgado, M., Tabaco-Angoa, T., Ramírez-García, M. A., González-Sánchez, A. Strategies for decreasing the O2 content in the upgraded biogas purified via microalgae-based technology. J Environ Manage. 279, 111813 (2021).
  7. Bailón, L., Hinge, J. Report: Biogas and Bio-Syngas Upgrading. , Danish Technological Institute, Aarhus. (2012).
  8. Persson, M., Jonsson, O., Wellinger, A. Biogas Upgrading to Vehicle Fuel Standards and Grid Injection. Brochure of IEA Task 37. Energy from Biogas and Landfill Gas. , (2006).
  9. Soreanu, G., Béland, M., Falletta, P. Approaches concerning siloxane removal from biogas -- a review. Canadian Biosystems Engineering. 53, 8.1-8.18 (2011).
  10. Toro-Huertas, E. I., Franco-Morgado, M., de los Cobos Vasconcelos, D., González-Sánchez, A. Photorespiration in an outdoor alkaline open-photobioreactor used for biogas upgrading. Sci Total Environ. 667, 613-621 (2019).
  11. Cozma, P., Wukovits, W., Mămăligă, I., Friedl, A., Gavrilescu, M. Modeling and simulation of high pressure water scrubbing technology applied for biogas upgrading. Clean Technol Environ Policy. 17, 373-391 (2015).
  12. Sheets, J. P., Shah, A. Techno-economic comparison of biogas cleaning for grid injection, compressed natural gas, and biogas-to-methanol conversion technologies: Techno-economic analysis of existing and emerging biogas upgrading technologies. Biofuels Bioprod Biorefining. 12, 412-425 (2018).
  13. Toledo-Cervantes, A., Estrada, J. M., Lebrero, R., Muñoz, R. A comparative analysis of biogas upgrading technologies: Photosynthetic vs physical/chemical processes. Algal Res. 25, 237-243 (2017).
  14. Marín, D., et al. Anaerobic digestion of food waste coupled with biogas upgrading in an outdoors algal-bacterial photobioreactor at pilot scale. Fuel. 324, 124554 (2022).
  15. Bahr, M., Díaz, I., Dominguez, A., González Sánchez, A., Muñoz, R. Microalgal-biotechnology as a platform for an integral biogas upgrading and nutrient removal from anaerobic effluents. Environ Sci Technol. 48 (1), 573-581 (2014).
  16. Franco-Morgado, M., Alcántara, C., Noyola, A., Muñoz, R., González-Sánchez, A. A study of photosynthetic biogas upgrading based on a high rate algal pond under alkaline conditions: Influence of the illumination regime. Sci Total Environ. 592, 419-425 (2017).
  17. Jourdan, J. P. Manuel de culture artisanale de spiruline. , https://www.scribd.com/document/513003475/Manuel-de-Culture-Artisanale-de-Spiruline (2006).
  18. Lu, L., Yang, G., Zhu, B., Pan, K. A comparative study on three quantitating methods of microalgal biomass. Indian J Geo-Mar Sci. 46, 2265-2272 (2017).
  19. Sukarni, S. Thermogravimetric analysis of the combustion of marine microalgae Spirulina platensis and its blend with synthetic waste. Heliyon. 6 (9), e04902 (2020).
  20. Kundu, S., Zanganeh, J., Moghtaderi, B. A review on understanding explosions from methane-air mixture. J Loss Prev Process Ind. 40, 507-523 (2016).
  21. Serejo, M. L., et al. Influence of biogas flow rate on biomass composition during the optimization of biogas upgrading in microalgal-bacterial processes. Environ Sci Technol. 49 (5), 3228-3236 (2015).
  22. Toledo-Cervantes, A., Madrid-Chirinos, C., Cantera, S., Lebrero, R., Muñoz, R. Influence of the gas-liquid flow configuration in the absorption column on photosynthetic biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Bioresour Technol. 225, 336-342 (2017).
  23. Posadas, E., et al. Minimization of biomethane oxygen concentration during biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Algal Res. 12, 221-229 (2015).
  24. González Sánchez, A., FloresMárquez, T. E., Revah, S., Morgan Sagastume, J. M. Enrichment and cultivation of a sulfide-oxidizing bacteria consortium for its deploying in full-scale biogas desulfurization. Biomass Bioenergy. 66, 460-464 (2014).
  25. González-Sánchez, A., Posten, C. Fate of H2S during the cultivation of Chlorella sp. deployed for biogas upgrading. J Environ Manage. 191, 252-257 (2017).
  26. Hussain, F., et al. Microalgae an ecofriendly and sustainable wastewater treatment option: Biomass application in biofuel and bio-fertilizer production. A review. Renew Sustain Energy Rev. 137, 137 (2021).
  27. lvarez-González, A., et al. Can microalgae grown in wastewater reduce the use of inorganic fertilizers. J Environ Manage. 323, 116224 (2022).
  28. Deepika, P., MubarakAli, D. Production and assessment of microalgal liquid fertilizer for the enhanced growth of four crop plants. Biocatal Agric Biotechnol. 28, 101701 (2020).
  29. Huguen, P., Le Saux, G. Perspectives for a european standard on biomethane: a Biogasmax proposal. , https://trimis.ec.europa.eu/sites/default/files/project/documents/20120601_135059_69928_d3_8_new_lmcu_bgx_eu_standard_14dec10_vf__077238500_0948_26012011.pdf (2010).
  30. Gas Networks, Ireland. Biomethane - Oxygen Content Assessment. , https://www.gasnetworks.ie/docs/corporate/gas-regulation/Oxygen-concentration-report-17985-AI-RPT-001-Rev-5-Biomethane-review-Penspen.pdf (2018).
  31. Wellinger, A. European biomethane standards for grid injection and vehicle fuel use. , European Biogas Association. https://www.biosurf.eu/wordpress/wp-content/uploads/2015/06/9.-Arthur_Wellinger.pdf (2017).
  32. Diario Oficial de la Federación. NORMA Oficial Mexicana NOM-001-SECRE-2010, Especificaciones del gas natural (cancela y sustituye a la NOM-001-SECRE-2003, Calidad del gas natural y la NOM-EM-002-SECRE-2009, Calidad del gas natural durante el periodo de emergencia severa). , https://www.dof.gob.mx/normasOficiales/3997/sener/sener.html (2010).
  33. Sharifian, R., Wagterveld, R. M., Digdaya, I. A., Xiang, C., Vermaas, D. A. Electrochemical carbon dioxide capture to close the carbon cycle. Energy Environ Sci. 14, 781-814 (2021).
  34. Masojídek, J., Torzillo, G., Koblížek, M. Photosynthesis in Microalgae. Handbook of Microalgal Culture. , John Wiley & Sons. (2013).
  35. Rendal, C., Witt, J., Preuss, T. G., Ashauer, R. A framework for algae modeling in regulatory risk assessment. Environ Toxicol Chem. 42 (8), 1823-1838 (2023).
  36. Alami, A. H., Alasad, S., Ali, M., Alshamsi, M. Investigating algae for CO2 capture and accumulation and simultaneous production of biomass for biodiesel production. Sci Total Environ. 759, 143529 (2021).

Tags

Науки об окружающей среде Выпуск 205 соотношение жидкость/биогаз L/G сероводород Arthrospira maxima фотосинтез абсорбция
Очистка биогаза с помощью системы микроводорослей-бактерий в полупромышленных водорослевых прудах с высокой скоростью
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Vega Blanes, M.,… More

Vega Blanes, M., Pérez-Hermosillo, I. J., Ramírez Rueda, A., González Sánchez, A. Biogas Purification through the use of a Microalgae-Bacterial System in Semi-Industrial High Rate Algal Ponds. J. Vis. Exp. (205), e65968, doi:10.3791/65968 (2024).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter