Summary
La contaminación del aire afecta la calidad de vida de todos los organismos. Aquí, describimos el uso de la biotecnología de microalgas para el tratamiento de biogás (eliminación simultánea de dióxido de carbono y sulfuro de hidrógeno) y la producción de biometano a través de estanques semiindustriales abiertos de algas de alta tasa y el posterior análisis de la eficiencia del tratamiento, el pH, el oxígeno disuelto y el crecimiento de microalgas.
Abstract
En los últimos años, han surgido una serie de tecnologías para purificar el biogás en biometano. Esta purificación conlleva una reducción de la concentración de gases contaminantes como el dióxido de carbono y el sulfuro de hidrógeno para aumentar el contenido de metano. En este estudio, utilizamos una tecnología de cultivo de microalgas para tratar y purificar el biogás producido a partir de residuos orgánicos de la industria porcina para obtener biometano listo para usar. Para el cultivo y la purificación, se instalaron dos fotobiorreactores de estanque abierto de 22,2m3 acoplados a un sistema de columna de absorción-desorción en San Juan de los Lagos, México. Se probaron varias relaciones líquido/biogás de recirculación (L/G) para obtener las mayores eficiencias de eliminación; se midieron otros parámetros, como el pH, el oxígeno disuelto (OD), la temperatura y el crecimiento de la biomasa. Los L/G más eficientes fueron 1.6 y 2.5, resultando un efluente de biogás tratado con una composición de 6.8%vol y 6.6%vol en CO2, respectivamente, y eficiencias de remoción paraH2S de hasta 98.9%, además de mantener valores de contaminación deO2 menores a 2%vol. Encontramos que el pH determina en gran medida la eliminación deCO2 , más que L/G, durante el cultivo debido a su participación en el proceso fotosintético de las microalgas y su capacidad para variar el pH cuando se solubiliza debido a su naturaleza ácida. El oxígeno disuelto y la temperatura oscilaron como se esperaba entre los ciclos naturales de luz-oscuridad de la fotosíntesis y la hora del día, respectivamente. El crecimiento de la biomasa varió con la alimentación con CO2 y nutrientes, así como con la recolección en reactores; sin embargo, la tendencia seguía siendo preparadas para el crecimiento.
Introduction
En los últimos años, han surgido varias tecnologías para purificar el biogás a biometano, promoviendo su uso como combustible no fósil, mitigando así las emisiones de metano no aireables1. La contaminación del aire es un problema que afecta a la mayor parte de la población mundial, particularmente en las zonas urbanizadas; En definitiva, alrededor del 92% de la población mundial respira aire contaminado2. En América Latina, las tasas de contaminación del aire son generadas principalmente por el uso de combustibles, ya que en 2014, el 48% de la contaminación del aire fue provocada por el sector de producción de electricidad y calor3.
En la última década, cada vez se han propuesto más estudios sobre la relación entre los contaminantes en el aire y el aumento de las tasas de mortalidad, argumentando que existe una fuerte correlación entre ambos conjuntos de datos, particularmente en poblaciones infantiles.
Como una forma de evitar que continúe la contaminación del aire, se han propuesto varias estrategias; uno de ellos es el uso de fuentes de energía renovables, incluyendo turbinas eólicas y células fotovoltaicas, que disminuyen la liberación deCO2 a la atmósfera 4,5. Otra fuente de energía renovable proviene del biogás, un subproducto de la digestión anaeróbica de la materia orgánica, producido junto con un digestato orgánico líquido6. Este gas está compuesto por una mezcla de gases, y sus proporciones dependen de la fuente de materia orgánica utilizada para la digestión anaeróbica (lodos de depuradora, estiércol de ganado o biorresiduos agroindustriales). Generalmente, estas proporciones sonCH4 (53%-70%vol), CO2 (30%-47%vol), N2 (0%-3%vol), H2O (5%-10%vol), O2 (0%-1%vol), H2S (0-10.000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), hidrocarburos (0-200 mg/m3) y siloxanos (0-41 mg/m3)7,8,9, donde la comunidad científica está interesada en el gas metano ya que es el componente energético renovable de la mezcla.
Sin embargo, el biogás no puede quemarse simplemente como se obtuvo, ya que los subproductos de la reacción pueden ser nocivos y contaminantes; Esto plantea la necesidad de tratar y purificar la mezcla para aumentar el porcentaje de metano y disminuir el resto, convirtiéndolo esencialmente en biometano10. Este proceso también se conoce como actualización. A pesar de que, en la actualidad, existen tecnologías comerciales para este tratamiento, estas tecnologías tienen varios inconvenientes económicos y ambientales 11,12,13. Por ejemplo, los sistemas con carbón activado y lavado con agua (ACF-WS), lavado con agua a presión (PWS), permeación de gas (GPHR) y adsorción por oscilación de presión (PSA) presentan algunos inconvenientes económicos o de otro tipo de impacto ambiental. Una alternativa viable (Figura 1) es el uso de sistemas biológicos como los que combinan microalgas y bacterias cultivadas en fotobiorreactores; Algunas ventajas incluyen la simplicidad de diseño y operación, los bajos costos operativos y sus operaciones y subproductos respetuosos con el medio ambiente 10,13,14. Cuando el biogás se purifica a biometano, este último se puede utilizar como sustituto del gas natural, y el digestato se puede implementar como una fuente de nutrientes para apoyar el crecimiento de microalgas en el sistema10.
Un método ampliamente utilizado en este procedimiento de mejora es el crecimiento de microalgas en fotorreactores de canalización abierta junto con una columna de absorción debido a los menores costos de operación y al mínimo capital de inversión necesario6. El tipo de reactor de canalización más utilizado para esta aplicación es el estanque de algas de alta velocidad (HRAP), que es un estanque de canalización poco profundo donde la circulación del caldo de algas se produce a través de una rueda de paletas de baja potencia14. Estos reactores necesitan grandes superficies para su instalación y son muy susceptibles a la contaminación si se utilizan en condiciones exteriores; en los procesos de purificación de biogás, se aconseja utilizar condiciones alcalinas (pH > 9,5) y el uso de especies algales que prosperen en niveles de pH más altos para mejorar la eliminación de CO2 yH2S evitando la contaminación15,16.
Esta investigación tuvo como objetivo determinar las eficiencias del tratamiento del biogás y la producción final de biometano utilizando fotobiorreactores HRAP acoplados a un sistema de columna de absorción-desorción y un consorcio de microalgas.
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Protocol
1. Configuración del sistema
NOTA: En la Figura 2 se muestra un diagrama de tuberías e instrumentación (P&ID) del sistema descrito en este protocolo.
- Puesta en marcha del reactor
- Prepare el terreno nivelándolo y compactándolo para mejorar la estabilidad del reactor.
- En un campo abierto, excave dos hoyos alargados y a 3 m del extremo, excave además un hoyo de 3 m2 y 1 m de profundidad (conocido como pozo de aireación).
- Coloque dos HRAP (Figura 3) dentro del espacio sobre soportes metálicos cubiertos con geomembrana. Cada reactor debe tener una capacidad operativa de 22,2m3.
- Coloque una bomba de aire por reactor de 1728,42 vatios (2,35 hp) cerca del punto de los HRAP donde se excavaron los pozos de aireación.
- Fije una rueda de paletas (movida por un motor eléctrico de 1103,24 vatios [1,5 hp]) a través del reactor para promover el contacto entre la biomasa y los medios.
- Configuración del tratamiento de gases (Figura 4)
- Construya la columna de desorción con un tubo de cloruro de polivinilo (PVC) de 6", donde la corriente de entrada entra a 2 m de la parte superior cubierta y la corriente de salida fluye desde la parte inferior (Figura 2).
- Configure el tanque de absorción (Vt: 2,55 m3), donde la corriente de entrada gaseosa (biogás no tratado) burbujea desde el fondo a través de 11 tubos difusores y proviene del digestor anaeróbico a través de una tubería de PVC de 4" que pasa por un soplador de biogás, un rotámetro de 1" y un puerto de muestreo, mientras que el líquido proviene de la recirculación del medio después de la columna de desorción en la parte inferior del tanque. La salida de líquido se encuentra en el costado del tanque. Transporta el medio enriquecido conCO2 a la columna de control de nivel, y el gas sale por la salida en la parte superior del tanque, que está conectada con una tubería de PVC de 1" para conducir el biometano obtenido a un quemador para su combustión continua (Figura 2).
- Conecte el tanque de absorción a la columna de desorción a través de un tubo de PVC de 4", pasando por un puerto de muestreo entre ambas operaciones (Figura 2).
- Construya la columna de control de nivel con un tubo de PVC de 6" donde la entrada se encuentra en la parte inferior. Dispone de dos salidas (controladas con válvulas de mariposa), en función de las necesidades del sistema; el primero se ubica a una altura de 2,5 m y el segundo a 3 m del suelo (Figura 2).
- Conecte los fotobiorreactores HRAP a través de una tubería de PVC de 2" a la columna de desorción de 6", pasando por una bomba centrífuga de recirculación (1103,24 vatios [1,5 hp]) y un rotámetro de 1" (Figura 2).
- Conecte la columna de control de nivel a través de un tubo de PVC de 4" a un tubo de PVC cédula 40, pasando a través de un puerto de muestreo. A continuación, conéctelo a una porción de tubería de PVC flexible, seguido de otro tubo de PVC cédula 40 y, finalmente, un tubo de PVC de 4", que se abre a los fotobiorreactores HRAP (Figura 2).
- Configure el bypass de la columna de desorción con una tubería de PVC de 2" y conéctelo al tubo principal antes del puerto de muestreo (Figura 2).
2. Pruebas funcionales del sistema
- Bomba centrífuga de recirculación (1103,24 vatios [1,5 CV])
- Para determinar el caudal máximo de la bomba, cebe el interior durante al menos 10 minutos para evitar la succión de aire y póngala en marcha a 230 V y 1 fase.
- Pruebe el flujo de recirculación dejándolo fluir a través del rotámetro de 1".
- Sistema de burbujeo de biogás
- Para determinar la fuerza requerida para burbujear al menos una columna de aire equivalente a 200 mbar, pruebe al menos 3 sopladores con diferentes potencias (485,52 vatios [0,66 hp], 1838,74 vatios [2,5 hp] y 3309,74 vatios [4,5 hp]) burbujeando aire en el tanque de absorción.
- Verifique visualmente el tamaño y la distribución alcanzados por las burbujas de aire dentro del tanque. En las condiciones de funcionamiento aquí descritas, el diámetro medio previsto de las burbujas es de 3 mm.
3. Inoculación y crecimiento en condiciones de interior
- Transferir una cepa pura de Arthrospira maxima de placas de agar a 15 mL de medio mineral acuoso17 (NaHCO3 [10 g/L], Na3PO4 ·12H2O [0,033 g/L], NaNO3 [0,185 g/L], MgSO4 ·7H2O [0,014 g/L], FeSO4 ·7H2O [0,0008 g/L], NaCl [0,4 g/L]).
- Amplíe el cultivo a matraces de 500 ml con medio acuoso Jourdan inocuo, utilizando el 100% del volumen del matraz, y déjelo crecer en fotoperiodos de 12 h de luz / 12 h de oscuridad utilizando lámparas de diodos emisores de luz (LED) con dispositivo de montaje en superficie (SMD) 2835 que proporcione luz fría a 2000 lm y bajo mezcla continua mediante burbujeo de aire (0,3 L/min o 0,6 vvm). (paso que dura alrededor de 1 mes).
- Continúe el proceso de escalado añadiendo el 20% del volumen anterior al nuevo volumen hasta alcanzar los 50 L.
- Adaptar el cultivo a las condiciones de funcionamiento con luz natural y a los medios de cultivo Jourdan en un invernadero en sacos transparentes de 50 L (paso que dura alrededor de 2 meses).
- Continúe escalando en estas condiciones hasta 5m3 fotobiorreactores HRAP (paso que dura alrededor de 2 meses).
4. Puesta en marcha operativa del sistema en condiciones exteriores
- Añadir el volumen total de estos fotobiorreactores HRAP de 5m3 a los fotobiorreactores HRAP de 13m3 situados en el exterior y rellenar el resto del volumen con medio de cultivo Jourdan. Comienza a mezclar a través de una rueda de paletas a una velocidad de 30 cm/s, cultivando en modo batch durante 15 días o hasta que alcance los 0,7 g/L (paso que dura alrededor de 1 mes).
- Una vez que el crecimiento alcance los 0,7 g/L, transfiera el volumen a los 22,2m3 HRAP operativos, llene el resto con medios Jourdan y ajuste la rueda de paletas a una velocidad de 30 cm/s. Dejar crecer la biomasa hasta que alcance 0,7 g/L y un pH de 10; Una vez que se cumplan estas condiciones, comience a tomar muestras y cosechar, si es necesario.
- Iniciar la recirculación de líquido desde el fotobiorreactor HRAP hasta el tanque de absorción a caudal variable para aumentar la productividad de la biomasa. Comience a burbujear el biogás a un flujo promedio de 3,5 m3/h después de 2 h para proporcionar carbono inorgánico al cultivo. Presta atención al pH ya que debe mantenerse por encima de 9.
NOTA: Antes de recircular el medio a través del tanque de absorción, cebe la bomba centrífuga descrita anteriormente. - Adición de nutrientes: Monitoree las condiciones de nutrientes semanalmente durante la cosecha y el balance general de nitrógeno asumiendo un estado estacionario calculado como se muestra:
MNaNO3 = (MBiomasa x 0,10)/0,12 [g]
Dónde:
MNaNO3 = Masa de nitrato de sodio [g]
MBiomasa = Biomasa cosechada [g]
1.10: Rendimiento másico de nitrógeno/biomasa16 [g/g]
1.12: Fracción másica de nitrógeno en nitrato de sodio [g/g] - Con los resultados del balance de nitrógeno, reformule el medio Jourdan para agregar la cantidad proporcional de Na3PO4·12H2O, MgSO4·7H2O y FeSO4·7H2O. No agregue más bicarbonato de sodio o cloruro de sodio.
NOTA: Disuelva los nutrientes en agua limpia antes de agregarlos a los reactores. - Controle la evaporación del agua y agréguela semanalmente si es necesario.
5. Muestreo y análisis
- Biogás
- Muestrear el biogás de la salida de muestreo antes del tanque de absorción y de la salida de muestreo después del tanque conectando una bolsa de fluoruro de polivinilo de 10 L a la salida con un tubo flexible de diámetro apropiado; Coloque cada uno en bolsas separadas de fluoruro de polivinilo.
- Calibre el analizador de gas portátil poniendo el transductor de presión a cero y esperando a que se estabilice. Para ello, pulse Inicio, luego Siguiente, y conecte un tubo transparente y un tubo amarillo según las instrucciones del analizador. Presione Siguiente y, finalmente, Lecturas de gas.
- Conecte cada muestra contenida dentro de las bolsas de fluoruro de polivinilo al analizador, presione Next y mida las concentraciones de CH4, CO2,O2 y H2S como %vol desde ambos puntos del sistema.
- Determine la relación líquido/biogás de recirculación volumétrica (L/G) dividiendo el flujo de recirculación líquida por el flujo de producción de biogás. Calcule el flujo de gas correspondiente (m3 / h) que presenta la mayor eficiencia de eliminación de CO2 y H2S.
- Medición en línea de las condiciones del sistema (pH, oxígeno disuelto, temperatura)
- Calibrar todos los sensores de acuerdo con las especificaciones del fabricante.
- Coloque un sensor de pH, un sensor de oxígeno disuelto (OD) y un sensor de temperatura en el líquido de cada HRAP.
NOTA: Para conocer la marca y las especificaciones de cada uno de los sensores, revise el archivo de la Tabla de materiales. - Conecte los sensores de pH y OD a un dispositivo de adquisición de datos que consiste en un procesador de cuatro núcleos de 64 bits a 1,4 GHz conectado a una pantalla portátil que almacena un programa Python prefabricado escrito en el Entorno Integrado de Desarrollo y Aprendizaje (IDLE) 2.7.
- Abra el programa a través de la pantalla e indique los intervalos de tiempo para almacenar cada punto de datos (en este caso, cada 2 min).
- Crea una hoja de cálculo en la que el programa almacene automáticamente los datos que recopile.
- Haga clic en el botón que dice ON, lo que indica que está listo para comenzar a almacenar datos.
- Para detener la adquisición de datos, haga clic en el botón que dice OFF.
- Para descargar la información, inserte un bus serie universal (USB) e importe la hoja de cálculo.
- Conecte el sensor de temperatura a un termoregistrador para almacenar los datos registrados durante los experimentos.
- Pruebas exploratorias cortas
- Determinar el L/G más eficiente
- Regule el flujo de biogás entrante para seleccionar el valor L/G que se va a probar (0.5, 1, 1.5, 1.6, 2, 2.5, 3.3, 3.4).
- Medir el pH y las concentraciones de entrada y salida de cada gas (CH4, CO2, H2S, O2, N2) al inicio y cada 15 min durante una hora (60 min), utilizando los instrumentos descritos anteriormente.
- Determine el L/G más eficiente comparando los valores de salida y elija el más conveniente de acuerdo con las necesidades del experimento.
- Relación entre L/G, pH y CO2
- Elija al menos dos L/G para comparar.
- Para cada L/G, medir el pH y las concentraciones de entrada y salida de CO2, y deH2S,O2 y N2 como control al inicio, cada 15 min durante 60 min, y luego cada hora durante un total de 5 h, utilizando los instrumentos descritos anteriormente.
- Calcule los porcentajes de eliminación deCO2 utilizando la ecuación:
%Eliminación de CO2 = ((CO2de entrada - CO2de salida)/(CO2de entrada)) x 100 - Graficar los resultados y comparar el comportamiento del pH y elCO2 para cada uno de los L/G's ensayados.
- Determinar el L/G más eficiente
- Curva de calibración para correlacionar el peso de la biomasa por litro de cultivo frente a la absorbancia a 750 nm18
- Muestree el cultivo de algas para tratar de obtener una absorbancia de 1.0. Si el cultivo tiene una absorbancia inferior a 1,0, extraiga agua por filtración (filtro de 0,45 μm) de una muestra de cultivo. Si la absorbancia es mayor que 1, se puede disminuir agregando un medio de cultivo fresco.
- Preparar cinco suspensiones celulares de algas con la muestra y añadir medio de cultivo fresco, en volumen/volumen (V/V) porcentaje: 100%, 80%, 60%, 40% y 20%.
- Mida y registre la absorbancia a 750 nm de las cinco soluciones con un espectrofotómetro utilizando cubetas de plástico, donde el medio de cultivo fresco es el blanco.
- Determinar el peso de biomasa por litro de cultivo de cada suspensión filtrando 10 mL a través de un filtro de 0,45 μm previamente pesado y secando la muestra en un desecador de sílice durante 24 h y posteriormente 48 h para asegurar un peso constante. Repita este paso para cada una de las cinco soluciones.
NOTA: No se recomienda una temperatura más alta (por encima de 60 °C) para el secado debido a la pérdida de ciertos compuestos clave que podrían volatilizarse y cambiar el peso de la muestra. - Una vez confirmado el peso, calcule la concentración de biomasa dentro del reactor con la ecuación:
Concentración de biomasa = (Peso de biomasa - peso del filtro) x 1000/Volumen filtrado [g/L] - Realizar una regresión lineal de los datos de peso de la biomasa en gramos por litro de cultivo en función de la absorbancia medida a 750 nm utilizando una hoja de cálculo o cualquier otro software. El coeficiente de regresión lineal debe ser mayor que 0,95; de lo contrario, la curva no es útil y se debe repetir el protocolo.
NOTA: Se describe como peso de biomasa y no como peso seco como la mayoría de los métodos porque el método de secado utilizado no permite la eliminación completa del agua en la muestra, dejando un contenido de agua de menos del 5%19.
- Crecimiento de la biomasa
- Monitoree los reactores todos los días. Tomar una muestra de 1 L del punto medio entre la rueda de paletas y su retorno de cada cultivo y llevarla al laboratorio.
- Verifique el crecimiento de la colonia y la pureza del cultivo bajo el microscopio.
- Mida y registre la absorbancia a 750 nm de las muestras con un espectrofotómetro, donde el medio de cultivo fresco es el blanco.
- Comparar con la curva de calibración para obtener el peso estimado de la biomasa en gramos por litro.
- Registre el crecimiento de cada reactor de canalización.
- Producción de biomasa - cosecha
- Monitoree los reactores todos los días. Si el crecimiento de la biomasa supera los 0,7 g/L durante el muestreo, es necesario cosechar.
- Alternando entre ambos HRAP, coloque una malla de poliéster en la parte superior de una sección en un extremo del reactor y coloque un extremo de un tubo de PVC flexible dentro del flujo del líquido para que el otro extremo drene el líquido en la parte superior de la malla.
- Escurrir entre 4500 L y 7500 L (dependiendo de la saturación de biomasa del reactor) sobre la malla, manteniendo un flujo continuo de retorno al HRAP correspondiente. La biomasa quedará retenida en la malla.
- Para cosechar, retire la malla de la parte superior del reactor y colóquela en una superficie diferente para raspar la biomasa y colóquela en un embudo.
- Empuje la biomasa a través del embudo para crear formas alargadas en la parte superior de una malla limpia y seca; Coloque la malla en una habitación cálida y cubierta (34-36 °C) durante 48-72 h.
- Una vez seca, retirar la biomasa de la malla y pesarla. Calcule la concentración de biomasa cosechada en g/L con estas ecuaciones:
Volumen de líquido drenado = Caudal de la bomba x Tiempo de drenaje [L]
Concentración de biomasa cosechada = Peso de biomasa de la biomasa cosechada/Volumen de líquido escurrido [g/L]
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Representative Results
Siguiendo el protocolo, el sistema fue construido, probado e inoculado. Se midieron y almacenaron las condiciones, y se tomaron y analizaron las muestras. El protocolo se realizó durante un año, comenzando en octubre de 2019 y durando hasta octubre de 2020. Es importante mencionar que a partir de ahora, los HRAP se denominarán RT3 y RT4.
Productividad del biometano
Con el fin de determinar las condiciones que promueven la mayor remoción deH2S y CO2 y, en consecuencia, la mayor concentración de metano, se probaron varias relaciones líquido/biogás de recirculación (L/G) en un rango de 0,5 a 3,4. Estos resultados se obtuvieron para experimentos con una duración de al menos 60 min (1 h) de burbujeo continuo de biogás en el período comprendido entre el 25de septiembre y el 28de septiembre . Durante estas pruebas, las microalgas fijaron elCO2 y las bacterias oxidaron elH2S, concentrando el metano (CH4) y, esencialmente, purificando la mezcla de gases.
Considerando la capacidad promedio de eliminación de CO2 de todo el sistema (volumen HRAP + volumen del tanque = 24.75 m3) y una concentración de biomasa estable de 0.8 g/L, se estimó una tasa de fijación específica, resultando en 65 mgCO2/gbiomasa h, que es menor que el máximo teórico reportado (300 mgCO2/gbiomasa h). Esto denota que el proceso de purificación de biogás a base de microalgas-bacterias es apto para ser potenciado.
En general, la purificación de biogás tuvo una mayor eficacia en valores más altos de L/G, manteniendo eficiencias de eliminación iguales o superiores al 98% paraH2S y valores de contenido de menos del 7,5%vol para CO2 (Figura 5, Figura 6 y Figura 7). Sin embargo, la contaminación por biometano deO2 debido a la producción fotosintética de este gas fue mucho mayor a valores más altos de L/G, lo que puede ser un problema potencial para el uso comercial, ya que las concentraciones deO2 , por ley, deben permanecer bastante bajas para reducir el riesgo de explosión20. Otra razón está relacionada con evitar la disminución de su poder calorífico por dilución deO2 . En cambio, se podría argumentar que los L/Gs 1.6 y 2.5 representan los resultados más eficientes en general, con concentraciones de CO2 entre 6.6%vol y 6.8%vol, CH4 a 87%vol yO2 a menos de 1.5%vol, además de presentar eficiencias de eliminación deH2S superiores al 98.5% (Figura 5, Figura 6, y Figura 7). En la Tabla 1 se puede encontrar una comparación entre los porcentajes obtenidos y lo aceptado por la ley.
Es interesante notar que la relación líquido/biogás de recirculación de 2 tiene una mayor concentración deCO2 (7,4%vol) incluso si el valor se encuentra entre los L/G más eficientes; esto podría atribuirse al hecho de que se probó en RT3 en lugar de RT4. En este caso, las condiciones fueron menos favorables para la remoción de CO2 , posiblemente debido a una menor concentración de biomasa. En general, el biometano medio producido en estas condiciones ascendió a 20,68 m3/día, con un caudal medio de 4,14 m3/h.
Los resultados pueden variar en función de las condiciones de crecimiento, el tipo de biogás (sintético o real) y las algas; por ejemplo, Serejo et al.21 utilizaron dos mezclas sintéticas de biogás que simulan una mezcla de gases de CO2 y N2 para compararlas con un biogás regular compuesto por 70% volCH4, 29,5% vol CO2 y 0,5% vol H2S, purificándolo a través de un sistema de columna de absorción HRAP de 180 L cultivando Chlorella vulgaris. En este artículo, Serejo también prueba diferentes proporciones L/G, que van de 0,5 a 67, en un sistema más pequeño pero similar con valores de pH más bajos e iluminación artificial. Se logró la eliminación completa deH2Sy un porcentaje medio de eliminación del 80% en las mejores proporciones (por encima de 15). Estas eficiencias de remoción aumentaron linealmente con la proporción; Sin embargo, la contaminación por oxígeno también aumentó, lo que podría plantear problemas en la calidad general del biometano resultante. El aumento en nuestras eficiencias de eliminación deCO2 no fue lineal; sin embargo, se puede ver una mejor eliminación deCO2 con proporciones más grandes. La explicación es multicausal, involucrando el pH, las condiciones de los nutrientes del cultivo y el crecimiento de la biomasa, así como el burbujeo del biogás.
Se evaluó sin repetición el efecto de la relación L/G en el rendimiento del sistema de mejora de biogás. Se justificó ya que los ensayos se realizaron en un período diurno de 10:00 a 13:00 h (induciría una irradiación solar estable y temperatura exterior); por lo tanto, indujo condiciones de crecimiento casi óptimas para los microorganismos fotosintéticos, entonces se podría suponer que el pH es el parámetro más influyente en la absorción de CO22 22, donde también se informó muy poca desviación estándar inferior al 2% para los ensayos que evaluaron el efecto de la relación L/G en la eficiencia de eliminación de la absorción de CO2.
Los reactores se cultivan en el exterior, lo que significa que, incluso si el inóculo fuera un cultivo puro de algas Arthrospira maxima, la probabilidad de contaminación con otros organismos que puedan sobrevivir en las duras condiciones de pH dentro del cultivo es alta. Tal es el caso de las bacterias oxidantes de azufre23,24. Sin embargo, esta contaminación resulta beneficiosa para el propósito final del experimento, ya que estas bacterias ayudan a eliminar elH2Sdel biogás, haciéndose cargo esencialmente de esta tarea y ayudando a la calidad del biometano resultante.
Bajo las condiciones ambientales y de fuerza iónica prevalecientes durante la operación del sistema, el H2S disuelto estaba siendo oxidado a polisulfuros y tiosulfato por reacciones óxico-abióticas, donde, después de algunos días, debería oxidarse completamente a sulfato25. La eliminación deH2S por precipitación con cationes en el medio nutritivo acuoso es insignificante debido a la cantidad insuficiente de cationes alimentados al sistema en comparación con la tasa de carga deH2S (alcanzando relaciones molares cationes/H2S muy inferiores a 2). La ausencia de precipitados fue confirmada por nuestra inspección visual durante la realización del proceso de mejora de biogás. La oxidación biológica de sulfuros no se verificó en este momento ya que el sistema está abierto al medio ambiente.
Condiciones del sistema
Se midieron las variaciones de oxígeno disuelto (OD) y pH tanto en condiciones de luz como de oscuridad. Durante el día (condiciones de luz), el OD aumentó debido a la producción fotosintética de oxígeno por parte de las microalgas, mientras que por la noche (condiciones de oscuridad), disminuyó tanto debido a la falta de fotosíntesis como al metabolismo heterótrofo, que utiliza la respiración (Figura 8).
Los niveles de pH también variaron con la presencia de CO2 dentro del líquido (Figura 8), aumentando su valor cuando se disolvió menos CO2 y disminuyendo cuando se eliminó menos CO2 ; en particular, hay picos más pequeños en los momentos en que no se proporcionaba másCO2 , que se discutirán más adelante. Durante las mañanas, el pH alcanzó su punto máximo alrededor de las 11:00 a.m. y los valores más bajos alrededor de las 18:00 p.m., lo que también es consistente con la actividad fotosintética de las algas. Es importante llamar la atención sobre la gran caída alrededor del día 2; el 29de septiembre se realizó la breve prueba exploratoria con el L/G de 1,64, suministrando biogás continuo alrededor de las 24 h (alrededor del día 1) y provocó una desestabilización masiva en el sistema, requiriendo el suministro de urea para ayudar en la recuperación de nitrógeno. La otra prueba exploratoria corta con 1,58 se realizó el5 de octubre (alrededor del día 7), pero en mejores condiciones del sistema (suministro de biogás durante el período de luz), por lo que el pH solo se desvió ligeramente de los picos regulares durante dos días antes de volver al comportamiento normal.
Los picos más pequeños en el pH en la Figura 8 se pueden atribuir a un período de autorregulación de las algas al medio ambiente mientras cambiaban de la fotosíntesis a la respiración.
Refiriéndonos a las pruebas exploratorias cortas para relacionar el pH y L/G con los porcentajes de eliminación de CO2 (Figura 9), se probaron dos proporciones, 1,64 y 1,58, como se mencionó anteriormente. Ambos son promedios de los L/G registrados durante los experimentos. Se pueden observar dos comportamientos distintos, donde el porcentaje de remoción y el pH en una proporción de 1,58 fueron notablemente menos estables y mucho más bajos que los registrados para la relación de 1,64.
Esto se apoya en la mejora del biogás realizada por Bahr et al.15, mediante el uso de un sistema de columna HRAP con una especie de alga Arthrospira maxima. Bahr evaluó las eficiencias de eliminación de CO2 en diferentes condiciones de pH y caudales de líquido de medios, así como la eliminación de la contaminación porH2S yO2, en varias composiciones de gases sintéticos que van desde simplemente CO2-N2 hasta composiciones de biogás con concentraciones variables deH2S (hasta 0,5 % vol). Llegaron a la conclusión de que a valores de pH más altos (rango de 9-10) y mayor caudal de líquido de medios de cultivo (80 mL/min), los porcentajes de eliminación deCO2 fueron cercanos al 100%, pero sufrieron una mayor contaminación porO2, mientras que a valores de pH más altos (rango de 9-10) y menor caudal de líquido de medios de cultivo (20 mL/min), los porcentajes de eliminación deCO2 se mantuvieron cercanos al 100% y se observó mucha menos contaminación porO2. También informaron de la eliminación completa deH2Sen estas condiciones.
Del mismo modo, la oscilación del OD (Figura 8) se puede atribuir a la actividad fotosintética de las algas, ya que, durante el día, el OD aumentó debido a la producción fotosintética de oxígeno por parte de las microalgas, mientras que por la noche, disminuyó tanto por la falta de fotosíntesis como por el metabolismo heterótrofo, que utiliza la respiración.
La temperatura en el fotobiorreactor HRAP (RT4) varió debido a la hora del día y al clima otoñal, alcanzando su punto máximo la mayoría de los días entre 23 °C y 28 °C alrededor de las 17:00 y alcanzando los valores más bajos entre 11 °C y 15 °C alrededor de las 6:00 (Figura 10). Ocasionalmente se midió la temperatura a la entrada y salida del tanque de absorción, lo que resultó en una temperatura promedio de 30,1 °C y 32,5 °C, respectivamente. Por lo tanto, el contenido de agua (vapor) después del tratamiento debe ser ligeramente superior (13,5%) que antes del tratamiento con biogás, suponiendo que en ambos casos, la humedad en el biogás haya alcanzado la saturación. Se recomienda encarecidamente instalar un secador de biogás para una gestión óptima y un uso posterior del biogás purificado.
El promedio de L/G que se pretendía para el período comprendido entre el28 de septiembre y el 10de octubre fue de 1,6, ya que las pruebas cortas sugerían que esta relación promovería mejores resultados; sin embargo, no fue posible mantenerlo durante las noches debido a la acidificación excesiva del cultivo de microalgas causada por una pobre capacidad de amortiguación del pH de los medios de cultivo acuosos. Por lo tanto, solo durante las horas del día, el biogás se alimentó al tanque de absorción, ajustando los valores de L/G a alrededor de 1,5.
Productividad de la biomasa
La inoculación de RT3 se realizó el 20de mayo de 2020 y la de RT4 el 27de mayo de 2020; el tiempo entre las pruebas (septiembre) y la inoculación sirvió para estabilizar el cultivo y resolver los problemas operativos que surgieron, como plagas y mal funcionamiento en el sistema, considerando la pandemia mundial de COVID.
El crecimiento de la biomasa se midió de dos maneras: muestreo y cosecha. A los efectos de este artículo, el muestreo se refiere a la concentración de biomasa en un momento dado en el reactor, mientras que la recolección se refiere a la eficiencia de producción de la biomasa, es decir, la cantidad de biomasa que se recuperó durante el proceso para evitar la inhibición del crecimiento. Las pruebas se realizaron entre el 29 de septiembre y el 9 de octubre, con una L/G media de 1,5, aunque se prefería una relación de 1,6; La razón por la que resultó a la baja se debió a la relación de 1,15 registrada alrededor del día 11.
El muestreo (Figura 11) se realizó regularmente desde el día 1 hasta el día 11 (del 29de septiembre al9 de octubre ), donde la tendencia de crecimiento en ambos reactores fue muy similar: comenzó con una concentración más alta, alcanzando el valor más bajo para el experimento en los días 4 y 5, recuperándose constantemente en RT4 y con alguna variación en RT3, Finalmente cayendo de nuevo. El mismo comportamiento se observa en Harvesting, que sugiere que un evento (muy probablemente un factor externo) afectó el crecimiento de ambas culturas simultáneamente.
La cosecha (Figura 12) se realizó de forma semi-regular, alternando una cosecha para RT3 y la siguiente cosecha para RT4. Sin embargo, hay que tener en cuenta la escala; Tanto en el muestreo como en la cosecha, la variación entre los números es muy baja, lo que indica que el evento que afectó a ambos reactores no fue crítico. La línea punteada roja en la Figura 8 denota el período de tiempo en que no se cosecharon los reactores; esto se debió a dos factores: algunos días fueron durante el fin de semana, cuando, lamentablemente, los reactores no fueron accesibles para la toma de muestras o la recolección (lo que también se puede corroborar en la Figura 11), y la metodología exige la recolección del reactor que tiene la concentración más alta. En el complejo, había cuatro reactores, de los cuales solo dos (RT3 y RT4) participaron en este estudio, lo que hace que los días posteriores al fin de semana, días en los que los otros dos reactores (RT1 y RT2) fueron cosechados por el equipo y no haya datos de recolección de RT3 y RT4. Los datos de cosecha fueron alrededor de un 50% menores que los datos de muestreo; Esto podría deberse a que la eficiencia de la metodología es menor.
La variación entre los valores cada día fue pequeña (Figura 11), lo que alude a una cultura resiliente que permite el cambio en las condiciones del sistema y se mantiene estable. Arthrospira maxima crece preferentemente en medios altamente carbonatados a pH alto y es altamente sensible a la inhibición de NH3 15, lo cual es consistente con los resultados mostrados en la Figura 8. La calibración realizada en agosto de 2020 se muestra en la Figura 13.
Revisión de postproducción y subproductos
Con el fin de revisar el potencial de este gas para reducir las emisiones nocivas para el medio ambiente, se realizó un informe completo por parte de una empresa externa, donde los hallazgos indicaron que el biometano producido con esta tecnología redujo las emisiones directas totales deCO2 en un 84%, en comparación con el uso del biogás no purificado directamente del digestor anaeróbico. Además, cuando se realizó un análisis del ciclo de vida de la electricidad generada tanto por el biogás crudo como por el biometano purificado, la capacidad calorífica total que el biometano pudo proporcionar fue 23.000 kJ más alta que la capacidad calorífica del biogás crudo.
Finalmente, un subproducto de este proceso de purificación son las microalgas cosechadas, las cuales, una vez secas, tienen una miríada de aplicaciones en otras industrias, lo que podría agregar más valor al método y hacer que el proceso sea rentable26. Por ejemplo, se realizó un estudio en cultivos de albahaca para evaluar parámetros como el número de hojas, el peso fresco y seco de los brotes y el peso fresco de las hojas cuando se utiliza biomasa seca de Scenedesmus frente a un fertilizante inorgánico normal; Encontraron resultados comparables en estos criterios tanto en biomasa como en fertilizante27. Resultados similares se encontraron en otro estudio en el que compararon el crecimiento de cuatro plantas de cultivos comerciales mientras usaban diferentes concentraciones de un fertilizante hecho de biomasa de algas suspendidas en agua; Incluso a bajas concentraciones (20%) del fertilizante, los cultivos alcanzaron su máximo crecimiento, en comparación con los fertilizantes químicos28.
Figura 1: Representación visual del proceso biológico que ocurre en la purificación de biogás utilizando microalgas Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Diagrama de P&ID para el sistema descrito en el protocolo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Fotografía de los HRAP que se utilizaron durante la experimentación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Tanque de absorción. (A) Fotografías del medio de cultivo y de las entradas de biogás al tanque de absorción. (B) Vista frontal y trasera del tanque de absorción. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Pruebas exploratorias cortas en RT3 para determinar la eficiencia L/G. El verde oscuro corresponde al CH4, el verde al CO2, el rosa claro al O2 y el rosa oscuro al N2. pH promedio 9.2435; Entrada de líquido 60-100 L/min; Entrada de gas 50-120 L/min. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Pruebas exploratorias cortas en RT4 para determinar la eficiencia L/G. El rosa oscuro corresponde a N2, el rosa claro corresponde a O2, el verde oscuro corresponde a CO2 y el verde claro corresponde a CH4. pH medio 9,95; Entrada de líquido 116-118 L/min; Entrada de gas 35-75 L/min. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Comparación de todos los porcentajes de remoción de H2S en cada L/G durante las pruebas exploratorias cortas. Las L/G de 0,5, 1, 1,5 y 2 corresponden a RT3, y 1,6, 2,5, 3,3 y 3,4 a RT4. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: Perfil de pH y OD. Perfil de pH (verde oscuro) y OD (verde claro) para RT4 entre el 28 de septiembre y el 10de octubre de 2020. Entrada de líquido 75-118 L/min; Entrada de gas 57-75 L/min. Concentraciones medias de alimentación para cada gas: CH4- 60%vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34%vol, O2- 0,6%vol. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9: Perfiles porcentuales de eliminación de CO2 en función de los niveles de pH y L/G. El verde corresponde a los porcentajes de eliminación deCO2 en las relaciones L/G: 1,58 (triángulos de color verde oscuro) y 1,64 (círculos de color verde claro). El rosa corresponde a los valores de pH en las relaciones L/G: 1,58 (triángulos de color rosa oscuro) y 1,64 (círculos de color rosa claro). Entrada de líquido 75-118 L/min; Entrada de gas 57-75 L/min. Concentraciones medias de alimentación para cada gas: CH4- 60%vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34%vol, O2- 0,6%vol. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10: Perfil de temperatura para RT4 entre el 28 de septiembre y el 10 de octubre de 2020. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 11: Resultados del muestreo de RT4 (cuadrados de color verde claro) y RT3 (círculos de color verde oscuro) entre el 28 de septiembre y el 10 de octubre de 2020. Las relaciones L/G se indican con flechas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 12: Resultados de la cosecha de RT4 (cuadrados de color verde claro) y RT3 (círculos de color verde oscuro) entre el 28 de septiembre y el 10 de octubre de 2020. Las relaciones L/G se indican con flechas. En líneas punteadas rojas, se muestra el período en el que no hubo cosecha para ninguno de los reactores. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 13: Curva de calibración realizada en agosto de 2020, correlacionando la concentración del cultivo de algas en gramos por litro con la absorbancia a 750 nm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Componente (%vol) | Composición del biogás obtenido | Composición mejorada del biogás | Composición comercial del biometano NOM-001-SECRE-2010 |
| CH4 | 64,2 ± 0,8 | 85.1 ± 2.0 | >84 |
| CO2 | 33,8 ± 0,1 | 7.2 ± 1.2 | <3 |
| H2S (ppmv) | 2539 ± 32 | 30,5 ± 4,2 | <6 |
| O2 | 0,3 ± 0,1 | 1.7 ± 0.5 | <0.2 |
Tabla 1: Composiciones comparativas del biogás
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Discussion
A lo largo de los años, esta tecnología de algas ha sido probada y utilizada como alternativa a las duras y costosas técnicas fisicoquímicas para purificar el biogás. Particularmente, el género Arthrospira es ampliamente utilizado para este propósito específico, junto con Chlorella. Sin embargo, son pocas las metodologías que se realizan a escala semi-industrial, lo que agrega valor a este procedimiento.
Es fundamental mantener concentraciones deO2 más bajas utilizando la relación L/G adecuada; Sin embargo, esto depende de la región donde se aplicará este protocolo. El contenido de oxígeno está fuertemente regulado en el biometano debido al riesgo de explosión y corrosión en las tuberías. Algunos países de la Unión Europea exigen que los contenidos sean tan bajos como el 1%vol 29,30,31. El metano, por otro lado, debe estar en una concentración superior al 65% vol31. En México, casi no existe regulación con respecto al biogás y el biometano, pues se considera equivalente al gas natural, donde de acuerdo con las normas mexicanas32, el contenido mínimo deCH4 en el biometano es de 84%vol y se permite un contenido máximo deO2 de 0.20%vol.
Además, el pH determina en gran medida la eliminación deCO2 , más que L/G, durante el cultivo, por lo que es fundamental mantener un control adecuado del pH a lo largo de toda la metodología, especialmente durante el burbujeo del biogás. Es importante entender que una vez que el CO2 se solubiliza en el líquido, hay un equilibrio químico en juego que afecta directamente los niveles de pH. A los niveles de pH alrededor de los cuales oscilaron estos cultivos (8,5-9,5), los bicarbonatos son la forma en la que está presente esta molécula, con un ligero aumento de carbonatos en el extremo superior del rango de pH33. De esta forma, las microalgas también son capaces de metabolizar el carbono durante las reacciones oscuras de la fotosíntesis para producir hidratos de carbono34. El momento del burbujeo del biogás también es importante, por lo que se recomienda mantener el burbujeo diurno. No obstante, la L/G también afecta a la eliminación deCO2 y al pH, como se puede ver en la Fig. 5. El porcentaje de remoción y el pH en una proporción de 1,58 fueron menos consistentes y mucho más bajos que los registrados para la relación de 1,64. Este comportamiento podría atribuirse a una mayor ingesta de gas en la relación de recirculación (más gas hace que la proporción sea menor), lo que redujo el pH a un ritmo más rápido. Sin embargo, también se podría argumentar que el pH inicial para 1,64 fue mayor, lo que favoreció el comportamiento amortiguado de las eficiencias de eliminación de CO2 durante esta prueba. L/G en este protocolo se controla a través de la cantidad de biogás que burbujea; Sin embargo, otros protocolos varían la velocidad de recirculación del líquido, que también es una opción. Además, no es posible burbujear biogás por la noche debido a la acidificación del cultivo y al metabolismo de las algas, ya que no se proporciona luz artificial en este momento.
Otro fenómeno que introduce variabilidad en la validez de los resultados es el burbujeo intermitente de aire utilizado para evitar la sedimentación de biomasa en los reactores, lo que impide la inhibición del crecimiento por acumulación de oxígeno. Esto, sin embargo, no se puede evitar si se utiliza este método. Una alternativa al burbujeo de aire es agregar más ruedas de paletas para mejorar el movimiento a lo largo del reactor, lo que puede ser efectivo en otros experimentos. Por otro lado, las extensas extensiones de terreno necesarias para la instalación de los reactores, así como el importante consumo de agua para poner en marcha y mantener el sistema con el fin de obtener una productividad justa del biometano.
Es importante tener en cuenta que este proceso de muestreo regular utiliza la curva de calibración de peso de biomasa - absorbancia (Figura 9), donde la correlación entre los datos es de casi 1 (0,9995); Si bien es posible que el método no se base en un artículo anterior sobre la misma alga, el coeficiente de determinación muestra una fuerte conexión estadística de que este método es confiable. Además, es relevante describir la importancia tanto del muestreo como de la cosecha en una metodología como esta. El muestreo permitió el mantenimiento adecuado del cultivo de algas, mientras que la cosecha cumplió un triple propósito: en primer lugar, evitó la inhibición del crecimiento debido al hacinamiento del cultivo que podría causar la acumulación de oxígeno35; en segundo lugar, la recuperación de la biomasa de algas puede dar lugar a nuevas oportunidades económicas; y, por último, otorgó otra oportunidad para medir la tendencia de crecimiento de la cultura.
Sin embargo, determinar los momentos apropiados para cosechar (que en este protocolo están definidos por los resultados del muestreo) también es un paso crítico porque reduce la biomasa en los reactores. Una menor concentración de biomasa afecta al pH y a la eliminación deCO2 como ciclo: en condiciones desfavorables del sistema (por ejemplo, a valores de pH más bajos), el crecimiento de la biomasa se ralentiza, lo que, a su vez, reduce la capacidad del sistema para eliminar elCO2 ya que hay menos biomasa para metabolizarlo; más CO2 disuelto acidificaría los medios de cultivo y cerraría el ciclo36. Muchos otros factores contribuyen al crecimiento del pH y de la biomasa, que no deben pasarse por alto en esta simplificación excesiva de causa-efecto; La disponibilidad de nitrógeno puede ser extremadamente importante para las algas Arthrospira maxima, así como las condiciones climáticas como la temperatura y la intensidad de la luz16,36, que no se pueden controlar en un sistema como este. A modo de ejemplo, la adición de urea, como se ve en la Figura 4, es una prueba de que el nitrógeno, junto con valores de pH más altos, puede regularizar un sistema de algas.
Otras limitaciones de este método están relacionadas con la productividad de la cosecha, que, en comparación con el muestreo, es alrededor de un 50% menos eficiente, lo que dificulta la viabilidad económica del sistema y requeriría la mejora de las técnicas de filtración. Los resultados del peso de la cosecha están sobreestimados en un 6% (medidos posteriormente siguiendo los métodos estándar de peso seco), dado que las condiciones de secado en esa parte del protocolo no dan lugar a la eliminación total del agua. En el tema de la biomasa, los resultados del muestreo (incluida la curva de calibración) están sobreestimados en al menos un 5% debido a la eliminación incompleta de agua en la metodología19; Sin embargo, dado que el error es sistemático, se recomienda solo proceder con un análisis termogravimétrico para verificar el contenido de agua en el cultivo a considerar y realizar las correcciones analíticas a los resultados y curva de calibración.
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Disclosures
Conflicto de intereses. Los autores declaran que no tienen ningún conflicto de intereses.
Acknowledgments
Agradecemos al proyecto número IT100423 de la DGAPA UNAM por el financiamiento parcial. También agradecemos a PROAN y GSI por permitirnos compartir experiencias técnicas sobre sus instalaciones completas de mejora de biogás fotosintético. Se agradece el apoyo técnico de Pedro Pastor Hernández Guerrero, Carlos Martín Sigala, Juan Francisco Díaz Márquez, Margarita Elizabeth Cisneros Ortiz, Roberto Sotero Briones Méndez y Daniel de los Cobos Vasconcelos. Una parte de esta investigación se realizó en el Laboratorio de Ingeniería Ambiental del IIUNAM con certificado ISO 9001:2015.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1" rotameter | CICLOTEC | N/A | |
| 1" rotameter | GPI | A10-LMA100IA1 | |
| Absorption tank | EFISA | Made under previous design | |
| Air blower (2.35 HP) | Elmo Rietschle | 2BH11007AH01 | |
| Biogas blower (2 HP) | Elmo Rietschle | 2BH11007AH01 | |
| Biogas composition measure | Geotech | BIOGAS 5000 | |
| Data-acquisition device | LabJack Co. | U3-LV | |
| Diffuser tubes | Aero-Tube | C3060AR | |
| DO sensor | Applisens | Z10023525 | |
| Dodecahydrated trisodium phosphate | Quimica PIMA | N/A | Fertilizer grade (greenhouse and experior use) |
| Dodecahydrated trisodium phosphate | Fermont | 35963 | Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory) |
| Durapore membrane (45 µm) | MerckMillipore | HVLP04700 | |
| Electric motor 1.5 HP | Weg | 00158ET3ERS56C | |
| Ferrous sulfate heptahydrate | Agroquimica Samet | N/A | Fertilizer grade (greenhouse and experior use) |
| Ferrous sulfate heptahydrate | Fermont | 63593 | Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory) |
| Geomembrane | GEOSINCERE | N/A | |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Tepeyac | N/A | Fertilizer grade (greenhouse and experior use) |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Fermont | 63623 | Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory) |
| Paddle wheel | GSI | Made under previous design | |
| pH sensor | Van London pHoenix | 715-772-0041 | |
| Portable screen | Rasspberry | Pi 3 B+ | |
| Recirculation centrifugal pump (1.5 HP) | Aquapak | ALY 15 | |
| Sodium bicarbonate | Industria del alcali | N/A | Fertilizer grade (greenhouse and experior use) |
| Sodium bicarbonate | Fermont | 12903 | Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory) |
| Sodium chloride | Sal Colima | N/A | Fertilizer grade (greenhouse and experior use) |
| Sodium chloride | Fermont | 24912 | Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory) |
| Sodium nitrate | Vitraquim | N/A | Fertilizer grade (greenhouse and experior use) |
| Sodium nitrate | Fermont | 41903 | Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory) |
| Storing program (pH, DO) | Python Software Foundation | Python IDLE 2.7 | |
| Tedlar bags | SKC Inc. | 232-25 | |
| Temperature recorder | T&D | TR-52i | |
| UV-Vis Spectrophotometer | ThermoFisher Scientific instrument | GENESYS 10S | |
| Vacuum pump | EVAR | EV-40 |
References
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