Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Biogasrening genom användning av ett mikroalg-bakteriellt system i semi-industriella algdammar med hög hastighet

Published: March 22, 2024 doi: 10.3791/65968
Automatic Translation
1, 2, 1, 1
1Instituto de Ingeniería, Ciudad Universitaria, Universidad Nacional Autónoma de México, 2Granos y Servicios Integrales

Summary

Luftföroreningar påverkar livskvaliteten för alla organismer. Här beskriver vi användningen av mikroalgsbioteknik för behandling av biogas (samtidig borttagning av koldioxid och vätesulfid) och produktion av biometan genom halvindustriella öppna algdammar med hög hastighet och efterföljande analys av reningseffektivitet, pH, löst syre och mikroalgtillväxt.

Abstract

Under de senaste åren har ett antal tekniker dykt upp för att rena biogas till biometan. Denna rening innebär en minskning av koncentrationen av förorenande gaser som koldioxid och vätesulfid för att öka halten av metan. I den här studien använde vi en odlingsteknik med mikroalger för att behandla och rena biogas som producerats av organiskt avfall från svinindustrin för att få fram färdig biometan. För odling och rening installerades två 22,2 m3 fotobioreaktorer i öppna dammar tillsammans med ett absorptionsdesorptionskolonnsystem i San Juan de los Lagos, Mexiko. Flera recirkulationsvätske-/biogasförhållanden (L/G) testades för att uppnå högsta reningseffektivitet. andra parametrar, såsom pH, löst syre (DO), temperatur och biomassatillväxt, mättes. De mest effektiva L/Gs var 1,6 och 2,5, vilket resulterade i ett behandlat biogasavloppsvatten med en sammansättning på 6,8 % vol respektive 6,6 % vol i CO2 och reningseffektivitet för H2S upp till 98,9 %, samt bibehållna O2 föroreningsvärden på mindre än 2 % vol. Vi fann att pH i hög grad bestämmer CO2 -avlägsnandet, mer än L / G, under odling på grund av dess deltagande i fotosyntesprocessen av mikroalger och dess förmåga att variera pH när det är solubiliserat på grund av dess sura natur. DO, och temperaturen oscillerade som förväntat från de ljus-mörka naturliga cyklerna av fotosyntes respektive tid på dygnet. Biomassatillväxten varierade med CO2 och näringstillförsel samt reaktorskörd; Trenden var dock fortsatt redo för tillväxt.

Introduction

Under de senaste åren har flera tekniker utvecklats för att rena biogas till biometan, främja dess användning som icke-fossilt bränsle och därmed minska metanutsläppen som inte kan avluftas1. Luftföroreningar är ett problem som påverkar större delen av världens befolkning, särskilt i urbaniserade områden. I slutändan andas cirka 92 % av världens befolkning förorenad luft2. I Latinamerika orsakas luftföroreningarna främst av användningen av bränslen, där 48 % av luftföroreningarna 2014 orsakades av el- och värmeproduktionssektorn3.

Under det senaste decenniet har fler och fler studier föreslagits om sambandet mellan föroreningar i luften och ökningen av dödligheten, som hävdar att det finns ett starkt samband mellan de båda datauppsättningarna, särskilt i barnpopulationer.

Som ett sätt att undvika fortsatta luftföroreningar har flera strategier föreslagits. En av dessa är användningen av förnybara energikällor, inklusive vindkraftverk och solceller, som minskar utsläppen av koldioxidi atmosfären 4,5. En annan förnybar energikälla kommer från biogas, en biprodukt av anaerob nedbrytning av organiskt material, som produceras tillsammans med en flytande organisk rötrest6. Denna gas består av en blandning av gaser, och deras proportioner beror på källan till organiskt material som används för anaerob nedbrytning (avloppsslam, boskapsgödsel eller agroindustriellt bioavfall). I allmänhet är dessa andelar CH4 (53%-70% vol), CO2 (30% -47% vol), N2 (0% -3% vol), H2O (5% -10% vol), O2 (0% -1% vol), H2S (0-10,000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), kolväten (0-200 mg/m3) och siloxaner (0-41 mg/m3)7,8,9, där det vetenskapliga samfundet är intresserat av metangas eftersom detta är den förnybara energetiska komponenten i blandningen.

Biogas kan dock inte bara förbrännas som erhållen eftersom biprodukterna från reaktionen kan vara skadliga och förorenande; Detta ökar behovet av att behandla och rena blandningen för att öka andelen metan och minska resten, vilket i huvudsak omvandlar den till biometan10. Den här processen kallas även för uppgradering. Även om det för närvarande finns kommersiella tekniker för denna behandling, har dessa tekniker flera ekonomiska och miljömässiga nackdelar 11,12,13. Till exempel ger system med aktivt kol och vattentvätt (ACF-WS), tryckvattentvätt (PWS), gaspermeation (GPHR) och trycksvängningsadsorption (PSA) vissa ekonomiska eller andra nackdelar med miljöpåverkan. Ett genomförbart alternativ (figur 1) är användningen av biologiska system, t.ex. sådana som kombinerar mikroalger och bakterier som odlas i fotobioreaktorer. Några fördelar inkluderar enkelheten i design och drift, de låga driftskostnaderna och dess miljövänliga drift och biprodukter 10,13,14. När biogas renas till biometan kan den senare användas som ersättning för naturgas, och rötresten kan implementeras som en källa till näringsämnen för att stödja mikroalgtillväxten i systemet10.

En metod som ofta används i denna uppgraderingsprocedur är tillväxt av mikroalger i öppna löpbanefotoreaktorer i kombination med en absorptionskolonn på grund av de lägre driftskostnaderna och det minimala investeringskapital som krävs6. Den mest använda typen av löpbanereaktor för denna applikation är höghastighetsalgdammen (HRAP), som är en grund löpbanedamm där cirkulationen av algbuljongen sker via ett skovelhjul med låg effekt14. Dessa reaktorer behöver stora ytor för att installeras och är mycket känsliga för kontaminering om de används utomhus. I biogasreningsprocesser rekommenderas att man använder alkaliska förhållanden (pH > 9,5) och användning av algarter som trivs i högre pH-nivåer för att förbättra avlägsnandet av CO2 och H2S samtidigt som kontamineringundviks 15,16.

Denna forskning syftade till att bestämma biogasreningseffektiviteten och slutproduktionen av biometan med hjälp av HRAP-fotobioreaktorer i kombination med ett absorptionsdesorptionskolonnsystem och ett mikroalgskonsortium.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Inställning av systemet

OBS: Ett rörlednings- och instrumentdiagram (P&ID) för systemet som beskrivs i detta protokoll visas i figur 2.

  1. Installation av reaktor
    1. Förbered marken genom att jämna ut och komprimera den för att förbättra reaktorstabiliteten.
    2. På ett öppet fält, gräv två långsträckta hål och 3 m från slutet, gräv ytterligare ett 3 m2 och 1 m djupt hål (känt som en luftningsbrunn).
    3. Placera två HRAP:er (figur 3) i utrymmet på geomembrantäckta metallstöd. Varje reaktor ska ha en driftskapacitet på 22,2 m3.
    4. Placera en luftpump per reaktor på 1728,42 watt (2,35 hk) nära den punkt på HRAP:erna där luftningsbrunnarna grävdes.
    5. Fäst ett skovelhjul (som flyttas av en elmotor på 1103,24 watt [1,5 hk]) över reaktorn för att främja kontakten mellan biomassa och media.
  2. Uppställning av gasbehandling (figur 4)
    1. Bygg desorptionskolonnen med ett 6" polyvinylkloridrör (PVC), där inloppsströmmen kommer in 2 m från den täckta toppen, och utloppsströmmen flyter från botten (figur 2).
    2. Ställ in absorptionstanken (Vt: 2,55 m3), där den gasformiga inloppsströmmen (obehandlad biogas) bubblas från botten genom 11 diffusorrör och kommer från den anaeroba rötkammaren genom en 4" PVC-rörledning som passerar genom en biogasfläkt, en 1" rotameter och en provtagningsport, medan vätskan kommer från medierecirkulationen efter desorptionskolonnen på tankens botten. Vätskeutloppet är placerat på sidan av tanken. Den transporterar det CO 2-anrikade mediet till nivåkontrollkolonnen och gasen kommer ut från utloppet högst upp i tanken, som är ansluten till en 1" PVC-rörledning för att leda erhållen biometan till en brännare för kontinuerlig förbränning (figur 2).
    3. Anslut absorptionstanken till desorptionskolonnen genom ett 4" PVC-rör och passera genom en provtagningsport mellan de båda operationerna (figur 2).
    4. Bygg nivåkontrollkolonnen med ett 6" PVC-rör där inloppet är placerat i botten. Den har två utlopp (styrda med fjärilsventiler), beroende på systemets behov; den första är belägen på en höjd av 2,5 m och den andra på 3 m från marken (figur 2).
    5. Anslut HRAP-fotobioreaktorerna genom en 2-tums PVC-rörledning till 6-tums desorptionskolonnen och passera genom en centrifugalpump med återcirkulation (1103,24 watt [1,5 hk]) och en 1" rotameter (figur 2).
    6. Anslut nivåkontrollkolonnen genom ett 4" PVC-rör till ett schema 40 PVC-rör, passera genom en samplingsport. Anslut den sedan till en del av flexibel PVC-slang, följt av ett annat schema 40 PVC-rör, och slutligen ett 4" PVC-rör, som öppnas till HRAP-fotobioreaktorerna (figur 2).
    7. Ställ in desorptionskolonnens bypass med 2" PVC-rörledning och anslut den till huvudröret före provtagningsporten (figur 2).

2. Funktionstestning av systemet

  1. Centrifugalpump med återcirkulation (1103,24 watt [1,5 hk])
    1. För att bestämma pumpens maximala flödeshastighet, fyll insidan i minst 10 minuter för att undvika luftsugning och starta den vid 230 V och 1 fas.
    2. Testa återcirkulationsflödet genom att låta det flöda genom 1" rotametern.
  2. System för bubbling av biogas
    1. För att bestämma den kraft som krävs för att bubbla minst en luftpelare motsvarande 200 mbar, testa minst 3 fläktar med olika effekt (485.52 watt [0.66 hk], 1838.74 watt [2.5 hk] och 3309.74 watt [4.5 hk]) genom att bubbla luft in i absorptionstanken.
    2. Kontrollera visuellt storleken och fördelningen som uppnås av luftbubblorna inuti tanken. Under de driftsförhållanden som beskrivs här är den förutspådda genomsnittliga diametern på bubblorna 3 mm.

3. Inokulering och tillväxt inomhus

  1. Överför en ren stam av Arthrospira maxima från agarplattor till 15 ml vattenhaltigt mineralmedium17 (NaHCO3 [10 g/L], Na3PO4 ·12H2O [0,033 g/L], NaNO3 [0,185 g/L], MgSO4 ·7H2O [0,014 g/L], FeSO4 ·7H2O [0,0008 g/L], NaCl [0,4 g/L]).
  2. Skala upp odlingen till 500 ml kolvar med ofarligt Jourdan-vattenhaltigt medium, med 100 % av kolvens volym, och låt den växa i 12 timmars ljus/12 timmars mörka fotoperioder med hjälp av lysdiodlampor (LED) med ytmonterad enhet (SMD) 2835 som ger kallt ljus vid 2000 lm och under kontinuerlig blandning genom luftbubblor (0,3 l/min eller 0,6 vvm). (steg som varar cirka 1 månad).
  3. Fortsätt uppskalningsprocessen genom att lägga till 20 % av den tidigare volymen till den nya volymen tills 50 L uppnås.
  4. Anpassa kulturen till naturliga ljusförhållanden och Jourdan odlingsmedia i ett växthus i 50 L genomskinliga säckar (steg varar ca 2 månader).
  5. Fortsätt skalningen under dessa förhållanden upp till 5 m3 HRAP fotobioreaktorer (steg som varar cirka 2 månader).

4. Driftstart av systemet under utomhusförhållanden

  1. Tillsätt hela volymen av dessa 5 m3 HRAP fotobioreaktorer till HRAPs fotobioreaktorer på 13 m3 placerade utomhus och fyll resten av volymen med Jourdan odlingsmedium. Börja blanda genom ett skovelhjul med en hastighet av 30 cm/s, odla i satsvis läge i 15 dagar eller tills det når 0,7 g/L (steg varar cirka 1 månad).
  2. När tillväxten når 0,7 g/L, överför volymen till 22,2 m3 HRAP, fyll resten med Jourdan-media och ställ skovelhjulet på en hastighet av 30 cm/s. Låt biomassan växa tills den når 0,7 g/L och ett pH på 10; När dessa villkor är uppfyllda inleds provtagning och skörd vid behov.
  3. Starta vätskeåtercirkulationen från HRAP-fotobioreaktorn till absorptionstanken vid variabelt flöde för att öka biomassans produktivitet. Börja med biogasbubbling med ett genomsnittligt flöde på 3,5 m3/h efter 2 h för att ge oorganiskt kol till kulturen. Var uppmärksam på pH-värdet eftersom det måste vara över 9.
    OBS: Innan du återcirkulerar mediet genom absorptionstanken, fyll centrifugalpumpen som beskrivs ovan.
  4. Näringstillförsel: Övervaka näringsförhållandena varje vecka under skörden och den totala kvävebalansen med antagande om steady state beräknat enligt bilden:
    MNaNO3 = (Mbiomassa x 0,10)/0,12 [g]
    Var:
    MNaNO3 = natriumnitratmassa [g]
    MBiomassa = Skördad biomassa [g]
    1.10: Massutbyte av kväve/biomassa16 [g/g]
    1.12: Massfraktion av kväve i natriumnitrat [g/g]
  5. Med kvävebalansresultaten, omformulera Jourdan-mediet för att tillsätta den proportionella mängden Na3PO4·12H2O, MgSO4·7H2O och FeSO4·7H2O. Tillsätt inte mer natriumbikarbonat eller natriumklorid.
    OBS: Lös upp näringsämnena i rent vatten innan du tillsätter dem till reaktorerna.
  6. Övervaka vattenavdunstningen och tillsätt varje vecka om det behövs.

5. Provtagning och analys

  1. Biogas
    1. Ta prov på biogasen från provtagningsutloppet före absorptionstanken och från provtagningsutloppet efter tanken genom att ansluta en 10 L polyvinylfluoridpåse till utloppet med ett flexibelt rör med lämplig diameter. Placera var och en i separata polyvinylfluorpåsar.
    2. Kalibrera den bärbara gasanalysatorn genom att ställa trycktransduktorn på noll och vänta på stabilisering. Gör detta genom att trycka på Start och sedan på Nästa och ansluta ett genomskinligt rör och ett gult rör enligt analysatorns instruktioner. Tryck på Nästa och slutligen, Gasavläsningar.
    3. Anslut varje sample som finns i polyvinylfluoridpåsarna till analysatorn, tryck på Nästa och mät CH4-, CO2 -, O2 och H2S koncentrationerna som % vol från båda punkterna i systemet.
    4. Bestäm det volymetriska förhållandet mellan vätske-/biogasvätska (L/G) genom att dividera flödet av vätskecirkulation med produktionsflödet för biogas. Beräkna motsvarande gasflöde (m3/h) som uppvisar den högsta effektiviteten för CO2 och H2S avlägsnande.
  2. Onlinemätning av systemförhållanden (pH, löst syre, temperatur)
    1. Kalibrera alla sensorer enligt tillverkarens specifikationer.
    2. Placera en pH-sensor, en sensor för upplöst syre (DO) och en temperatursensor i vätskan i varje HRAP.
      OBS: För märke och specifikationer för var och en av sensorerna, review materialtabell file.
    3. Anslut pH- och DO-sensorerna till en datainsamlingsenhet som består av en 1,4 GHz 64-bitars fyrkärnig processor ansluten till en bärbar skärm som lagrar ett färdigt Python-program skrivet i Integrated Development and Learning Environment (IDLE) 2.7.
      1. Öppna programmet via skärmen och ange tidsintervallen för att lagra varje datapunkt (i det här fallet var 2:e minut).
      2. Skapa ett kalkylblad där programmet automatiskt lagrar de data som det samlar in.
      3. Klicka på knappen som visar PÅ, vilket indikerar att den är redo att börja lagra data.
      4. För att stoppa datainsamlingen, klicka på knappen som läser AV.
      5. Om du vill hämta informationen sätter du i en USB-buss (Universal Serial Bus) och importerar kalkylbladet.
    4. Anslut temperatursensorn till en termoinspelare för att lagra data som registrerats under experimenten.
  3. Korta explorativa tester
    1. Bestäm den mest effektiva L/G
      1. Reglera det inkommande biogasflödet för att välja det L/G-värde som ska testas (0.5, 1, 1.5, 1.6, 2, 2.5, 3.3, 3.4).
      2. Mät pH och inlopps- och utloppskoncentrationerna för varje gas (CH4, CO2 , H2S, O2, N2) vid start och var 15:e minut i en timme (60 min) med hjälp av de instrument som beskrivits tidigare.
      3. Bestäm den mest effektiva L/G genom att jämföra utloppsvärdena och välj den som är mest lämplig enligt experimentets behov.
    2. Samband mellan L/G, pH och CO2
      1. Välj minst två L/G att jämföra.
      2. För varje L/G, mät pH och inlopps- och utloppskoncentrationerna av CO2 och av H2S, O2 och N2 som en kontroll vid start, var 15 minut i 60 minuter och sedan varje timme i totalt 5 timmar, med hjälp av de instrument som beskrivits tidigare.
      3. Beräkna CO2 -borttagningsprocenten med hjälp av ekvationen:
        %CO2 avlägsnande = ((CO2in - CO2ut)/(CO2in)) x 100
      4. Rita upp resultaten i diagram och jämför beteendet hos pH och CO2 för var och en av de testade L/G-modellerna.
  4. Kalibreringskurva för att korrelera biomassavikt per liter kultur kontra absorbans vid 750 nm18
    1. Prova algkulturen för att försöka få en absorbans på 1,0. Om kulturen har en absorbans under 1,0, extrahera vatten genom filtrering (0,45 μm filter) från ett odlingsprov. Om absorbansen är större än 1 kan den minskas genom att tillsätta ett färskt odlingsmedium.
    2. Bered fem algcellssuspensioner med hjälp av provet och tillsätt färskt odlingsmedium, i volym/volym (V/V) procentandel: 100 %, 80 %, 60 %, 40 % och 20 %.
    3. Mät och registrera absorbansen vid 750 nm för de fem lösningarna med en spektrofotometer med hjälp av plastkyvetter, där det färska odlingsmediet är blindprovet.
    4. Bestäm biomassavikten per liter odling för varje suspension genom att filtrera 10 ml genom ett tidigare vägt 0,45 μm-filter och torka provet i en kiseldioxidexsickator i 24 timmar och senare 48 timmar för att säkerställa en konstant vikt. Upprepa detta steg för var och en av de fem lösningarna.
      OBS: En högre temperatur (över 60 °C) rekommenderas inte för torkning på grund av förlusten av vissa nyckelföreningar som kan förångas och ändra provets vikt.
    5. När du har bekräftat vikten, beräkna biomassakoncentrationen i reaktorn med ekvationen:
      Biomassakoncentration = (Biomassavikt - filtervikt) x 1000/Filtrerad volym [g/L]
    6. Gör en linjär regression av biomassans viktdata i gram per liter odling som en funktion av absorbansen uppmätt vid 750 nm med hjälp av ett kalkylblad eller någon annan programvara. Den linjära regressionskoefficienten bör vara större än 0,95. Annars är kurvan inte användbar och protokollet bör upprepas.
      OBS: Den beskrivs som biomassavikt och inte som torrvikt som de flesta metoder eftersom den torkningsmetod som används inte tillåter fullständigt avlägsnande av vatten i provet, vilket lämnar en vattenhalt på mindre än 5 %19.
  5. Tillväxt av biomassa
    1. Övervaka reaktorerna varje dag. Ta ett prov på 1 liter halvvägs mellan skovelhjulet och dess retur från varje odling och ta med det till laboratoriet.
    2. Kontrollera kolonins tillväxt och renhet i mikroskopet.
    3. Mät och registrera absorbansen vid 750 nm av proverna med en spektrofotometer, där det färska odlingsmediet är blindprovet.
    4. Jämför med kalibreringskurvan för att få fram den uppskattade biomassavikten i gram per liter.
    5. Registrera tillväxten för varje löpbanereaktor.
  6. Produktion av biomassa – skörd
    1. Övervaka reaktorerna varje dag. Om biomassatillväxten stiger över 0,7 g/l under provtagningen behövs skörd.
    2. Alternerande mellan de båda HRAP:erna, placera ett polyesternät ovanpå en sektion i ena änden av reaktorn och placera en ände av ett flexibelt PVC-rör i vätskans flöde så att den andra änden dränerar vätskan ovanpå nätet.
    3. Töm mellan 4500 L och 7500 L (beroende på reaktorns biomassamättnad) på nätet och upprätthåll ett kontinuerligt flöde tillbaka till motsvarande HRAP. Biomassan kommer att behållas på nätet.
    4. För att skörda, ta bort nätet från toppen av reaktorn och placera det på en annan yta för att skrapa bort biomassan och placera den i en tratt.
    5. Skjut biomassan genom tratten för att skapa långsträckta former ovanpå ett rent och torrt nät; Ställ nätet i ett varmt, täckt rum (34-36 °C) i 48-72 timmar.
    6. När biomassan har torkat tar du bort den från nätet och väger den. Beräkna koncentrationen av skördad biomassa i g/l med dessa ekvationer:
      Volym dränerad vätska = Pumpflöde x Dräneringstid [L]
      Skördad biomassakoncentration = Biomassans vikt av skördad biomassa/volym avrunnen vätska [g/l]

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

I enlighet med protokollet byggdes, testades och inokulerades systemet. Förhållandena mättes och lagrades, och proverna togs och analyserades. Protokollet utfördes under ett år, med start i oktober 2019 och pågick till oktober 2020. Det är viktigt att nämna att från och med nu kommer HRAP:erna att kallas RT3 och RT4.

Produktivitet för biometan
För att bestämma de förhållanden som främjar den högsta avskiljningen avH2S och CO2 och därmed den högsta koncentrationen av metan, provades flera recirkulerande vätske-/biogasförhållanden (L/G) i intervallet 0,5 till 3,4. Dessa resultat erhölls för försök med en varaktighet på minst 60 minuter (1 h) av kontinuerlig biogasbubbling under perioden mellan den 25 september och den 28 september. Under dessa tester fixerade mikroalgerna CO2 och bakterierna oxiderade H2S, koncentrerade metan (CH4) och renade i huvudsak gasblandningen.

Med tanke på den genomsnittliga elimineringskapaciteten för CO2 i hela systemet (HRAP-volym + tankvolym = 24,75 m3) och en stabil biomassakoncentration på 0,8 g/l uppskattades en specifik bindningshastighet som resulterade i 65 mg CO2/g biomassa h, vilket är lägre än den maximala teoretiska rapporteringen (300 mg CO2/g biomassa h). Detta innebär att biogasreningsprocessen baserad på mikroalgsbakterier är lämplig att förbättras.

Generellt sett hade biogasrening ökad effektivitet vid högre L/G-värden, med bibehållen reningseffektivitet på eller över 98 % förH2S och mindre än 7,5 % vol för CO2 (figur 5, figur 6 och figur 7). O2 biometanförorening på grund av fotosyntetisk produktion av denna gas var dock mycket högre vid högre L/G-värden, vilket kan vara ett potentiellt problem för kommersiell användning eftersomO2-koncentrationer enligt lag måste förbli ganska låga för att minska risken för explosion20. En annan anledning är kopplad till att undvika att minska dess värmevärde genom O 2-utspädning. I stället kan man hävda att L/Gs 1,6 och 2,5 representerar de mest effektiva resultaten totalt sett, med CO2 -koncentrationer mellan 6,6 volymprocent och 6,8 volymprocent,CH4 vid 87 volymprocent ochO2 vid mindre än 1,5 volymprocent, samt att de uppvisar en effektivitet för avlägsnande av H2S på över 98,5 % (figur 5, figur 6, och figur 7). En jämförelse mellan erhållna procentsatser och vad som är accepterat enligt lag finns i tabell 1.

Det är intressant att notera att förhållandet mellan återcirkulationsvätska och biogas på 2 har en högre CO2 -koncentration (7,4 volymprocent) även om värdet ligger mellan de mest effektiva L/Gs; detta kan tillskrivas det faktum att den testades i RT3 istället för RT4. I detta fall var förhållandena mindre gynnsamma för avlägsnande av CO2 , möjligen på grund av en lägre biomassakoncentration. Sammantaget uppgick den genomsnittliga mängden biometan som producerades under dessa förhållanden till 20,68 m3/dag, med en genomsnittlig flödeshastighet på 4,14 m3/h.

Resultaten kan variera beroende på tillväxtförhållandena, typen av biogas (syntetisk eller äkta) och algerna. Till exempel använde Serejo et al.21 två syntetiska biogasblandningar som simulerade en gasblandning med enbart CO2 och N2 för att jämföra med en vanlig biogas gjord av 70 % vol CH4, 29,5 % volCO 2 och 0,5 % vol H2S, och renade den genom ett 180 L HRAP-absorptionskolonnsystem som odlar Chlorella vulgaris. I den här artikeln testar Serejo också olika L/G-förhållanden, från 0,5 till 67, i ett mindre men liknande system med lägre pH-värden och artificiell belysning. Fullständigt avlägsnande av H2S och en genomsnittlig borttagningsprocent på 80 % i de bästa förhållandena (över 15) uppnåddes. Dessa borttagningseffektiviteter ökade linjärt med kvoten; Syreföroreningen ökade också, vilket kan innebära problem för den övergripande kvaliteten på den resulterande biometanen. Ökningen av vår CO2 -reningseffektivitet var inte linjär; ändå kan en bättre CO2 -eliminering ses med större förhållanden. Förklaringen är multikausal, som involverar pH, odlingsnäringsförhållanden och biomassatillväxt, samt biogasbubblor.

Effekten av L/G-kvoten på biogasuppgraderingssystemets prestanda utvärderades utan upprepning. Det var motiverat eftersom analyserna utfördes under en dygnsperiod från 10:00 till 13:00 (det skulle inducera stabil solinstrålning och utomhustemperatur); därför inducerade det nästan optimala odlingsförhållanden för fotosyntetiska mikroorganismer, då kunde pH antas vara den mest inflytelserika parametern på CO2 absorption22 där också mycket liten standardavvikelse lägre än 2% rapporterades för analyserna som bedömde effekten av L/G-förhållandet på CO2 absorptions borttagningseffektivitet.

Reaktorerna odlas på utsidan, vilket innebär att även om inokulatet var en ren kultur av Arthrospira maxima-alger, är sannolikheten för kontaminering med andra organismer som kan överleva under de hårda pH-förhållandena i kulturen hög. Så är fallet för svaveloxiderande bakterier23,24. Denna kontaminering visar sig dock vara fördelaktig för det slutliga syftet med experimentet eftersom dessa bakterier hjälper till att avlägsna H2S från biogasen, vilket i huvudsak tar hand om denna uppgift och hjälper till med kvaliteten på den resulterande biometanen.

Under de miljö- och jonhållfasthetsförhållanden som rådde under systemdriften oxideras det upplöstaH2Still polysulfider och tiosulfat genom oxiska-abiotiska reaktioner, där det efter några dagar skulle oxideras fullständigt till sulfat25. Avlägsnandet av H2S genom utfällning med katjoner i det vattenhaltiga näringsmediet är obetydlig på grund av den otillräckliga mängden katjoner som matas in i systemet jämfört med belastningshastigheten för H2S (som når kjoner/H2S molförhållanden som är mycket lägre än 2). Frånvaron av fällningar bekräftades av vår visuella inspektion under utförandet av biogasuppgraderingsprocessen. Den biologiska sulfidoxidationen verifierades inte i detta ögonblick eftersom systemet är öppet mot miljön.

Systemets villkor
Variationer i löst syre (DO) och pH mättes i både ljusa och mörka förhållanden. Under dagen (ljusförhållandena) ökade DO på grund av mikroalgernas fotosyntetiska produktion av syre, medan den på natten (mörka förhållanden) minskade både på grund av bristande fotosyntes och på grund av heterotrofisk metabolism, som utnyttjar andningen (Figur 8).

Nivåerna av pH varierade också med närvaron av CO2 i vätskan (figur 8), ökade i värde när mindre CO2 löstes upp och minskade när mindre CO2 avlägsnades; Noterbart är att det finns mindre toppar runt de tider då ingen mer CO2 tillhandahölls, vilket kommer att diskuteras längre fram. Under morgnarna nådde pH-värdet sin topp runt 11:00 och de lägsta värdena runt 18:00, vilket också överensstämmer med algernas fotosyntetiska aktivitet. Det är viktigt att uppmärksamma den stora nedgången runt dag 2; det korta explorativa testet med L/G på 1,64 utfördes den 29 september och levererade kontinuerlig biogas i cirka 24 timmar (runt dag 1) och det provocerade fram en massiv destabilisering i systemet, vilket krävde tillförsel av urea för att hjälpa till med kväveåtervinningen. Det andra korta explorativa testet med 1,58 utfördes den 5 oktober (runt dag 7), men vid bättre systemförhållanden (biogastillförsel under dagsljusperioden), vilket är anledningen till att pH bara avvek något från de vanliga topparna under två dagar innan det återgick till normalt beteende.

De mindre topparna i pH i figur 8 kan hänföras till en period av självreglering av algerna till omgivningen samtidigt som de övergår från fotosyntes till andning.

Med hänvisning till de korta explorativa testerna för att relatera pH och L/G till CO2 -reningsprocenten (figur 9) testade vi två förhållanden, 1,64 och 1,58, som tidigare nämnts. Dessa är båda medelvärden från de L/Gs som registrerades under experimenten. Två distinkta beteenden kan noteras, där borttagningsprocenten och pH vid ett förhållande på 1,58 var anmärkningsvärt mindre stabila och mycket lägre än de som registrerades för förhållandet 1,64.

Detta stöds i den biogasuppgradering som utförs av Bahr et al.15, genom användning av ett HRAP-kolonnsystem med en art av Arthrospira maxima-alger. Bahr utvärderade reningseffektiviteten av CO2 vid olika pH-förhållanden och medias vätskeflödeshastigheter, samt avlägsnandet av H2S och O2 föroreningar, på flera syntetiska gassammansättningar som sträcker sig från helt enkelt CO2-N 2 till biogassammansättningar med varierande H2S-koncentrationer (upp till 0,5 % vol). De drog slutsatsen att vid högre pH-värden (9–10) och högre vätskeflöde för odlingssubstrat (80 ml/min) var procentsatsen för avlägsnande av COnära 100 %, men hade högre O2-kontaminering, medan vid högre pH-värden (9–10) och lägre vätskeflöde för odlingssubstrat (20 ml/min) förblev procentsatsen för avlägsnande av CO2 nära 100 % och mycket mindreO2-kontaminering observerades. De rapporterade också att H2S avlägsnades helt under dessa förhållanden.

På samma sätt kan DO-oscillation (figur 8) hänföras till algernas fotosyntetiska aktivitet eftersom DO under dagen ökade på grund av mikroalgernas fotosyntetiska produktion av syre, medan den på natten minskade både på grund av brist på fotosyntes och på grund av heterotrofisk metabolism, som utnyttjar andningen.

Temperaturen i HRAP:s fotobioreaktor (RT4) varierade beroende på tid på dygnet och höstvädret, med en topp på mellan 23 °C och 28 °C omkring kl. 17.00 och de lägsta värdena mellan 11 °C och 15 °C omkring kl. 06.00 (figur 10). Temperaturen vid absorptionstankens inlopp och utlopp mättes ibland, vilket resulterade i en medeltemperatur på 30,1 °C respektive 32,5 °C. Därför ska vattenhalten (ånga) efter behandling vara något högre (13,5 %) än före biogasbehandling, förutsatt att fukthalten i biogasen i båda fallen uppnådde mättnad. Det rekommenderas starkt att installera en biogastork för optimal hantering och vidare användning av renad biogas.

Det genomsnittliga L/G som var avsett för perioden mellan den 28 september och den 10 oktober var 1,6 eftersom de korta testerna tydde på att detta förhållande skulle ge bättre resultat; Det var dock inte möjligt att upprätthålla den under nätterna på grund av den överdrivna försurningen av mikroalgkulturen orsakad av en dålig pH-buffertkapacitet hos det vattenhaltiga odlingsmediet. Därför matades biogas endast under dagtid till absorptionstanken, vilket justerade L/G-värdena till cirka 1,5.

Biomassans produktivitet
Inokuleringen på RT3 utfördes den 20 maj 2020 och på RT4 den 27 maj 2020. tiden mellan testerna (september) och vaccinationen tjänade till att stabilisera kulturen och lösa operativa problem som uppstod, såsom farsoter och fel i systemet, med tanke på den globala COVID-pandemin.

Biomassatillväxten mättes på två sätt: provtagning och skörd. I denna artikel avses med provtagning koncentrationen av biomassa vid en viss tidpunkt i reaktorn, medan skörd avser biomassans produktionseffektivitet, dvs. den mängd biomassa som återvunnits under processen för att undvika tillväxthämning. Testet gjordes från den 29 september till den 9 oktober, med ett genomsnittligt L/G på 1,5, även om ett förhållande på 1,6 var att föredra; Anledningen till att det blev lägre berodde på förhållandet på 1,15 som registrerades runt dag 11.

Provtagning (figur 11) gjordes regelbundet från dag 1 till dag 11 (från den 29 september till den 9 oktober), där tillväxttrenden i de båda reaktorerna var mycket likartad: den började med en högre koncentration och nådde det lägsta värdet för experimentet vid dag 4 och 5, återhämtade sig stadigt i RT4 och med viss variation i RT3. Till slut sjunker den igen. Samma beteende ses i Harvesting, som då antyder att en händelse (troligen en yttre faktor) påverkade tillväxten av båda kulturerna samtidigt.

Skörden (figur 12) skedde halvregelbundet, med omväxlande en skörd för RT3 och nästa skörd för RT4. Skalan måste dock beaktas; Vid både provtagning och skörd är variationen mellan siffrorna mycket liten, vilket tyder på att den händelse som påverkade båda reaktorerna inte var kritisk. Den röda streckade linjen i figur 8 anger den tidsperiod då reaktorerna inte skördades. Detta berodde på två faktorer: några dagar inföll under helgen, då reaktorerna tyvärr inte var tillgängliga för provtagning eller skörd (vilket också kan bekräftas i figur 11), och metodiken kräver skörd av den reaktor som har den högsta koncentrationen. I komplexet fanns det fyra reaktorer, varav endast två (RT3 och RT4) deltog i denna studie, vilket gjorde dagarna efter helgen till dagar då de andra två reaktorerna (RT1 och RT2) skördades av teamet och resulterade i att inga skördedata från RT3 och RT4 fanns. Avverkningsdata var cirka 50 % lägre än provtagningsdata; Detta kan bero på att metodens effektivitet är lägre.

Variationen mellan värdena varje dag var liten (figur 11), vilket tyder på en motståndskraftig kultur som tillåter förändringar i systemförhållanden och förblir stabil. Arthrospira maxima växer företrädesvis i högkolsyrade medier vid högt pH och är mycket känslig för NH 3-hämning15, vilket överensstämmer med resultaten som visas i figur 8. Kalibreringen som utfördes i augusti 2020 visas i figur 13.

Granskning efter produktion och biprodukter
För att granska gasens potential att minska skadliga utsläpp till miljön gjordes en fullständig rapport från ett externt företag, där resultaten visade att biometan som producerades med denna teknik minskade de totala direktaCO2-utsläppen med 84 %, jämfört med att använda den orenade biogasen direkt från rötkammaren. Dessutom, när man tog en livscykelanalys av el som genererades av både den råa biogasen och den renade biometanen, var den totala värmekapaciteten som biometan kunde ge 23 000 kJ högre än värmekapaciteten för den råa biogasen.

Slutligen är en biprodukt av denna reningsprocess de skördade mikroalgerna, som, när de väl har torkat, har en myriad av tillämpningar i andra industrier, vilket kan ge mer värde till metoden och göra processen kostnadseffektiv26. Till exempel utfördes en studie på basilikagrödor för att utvärdera parametrar som antal blad, skottens färsk- och torrvikt och bladens färskvikt vid användning av torkad Scenedesmus-biomassa jämfört med ett vanligt oorganiskt gödningsmedel; De fann jämförbara resultat i dessa kriterier i både biomassa och gödningsmedel27. Liknande resultat hittades i en annan studie där de jämförde tillväxten av fyra kommersiella grödor samtidigt som de använde olika koncentrationer av ett gödningsmedel tillverkat av algbiomassa suspenderad i vatten; Även vid låga koncentrationer (20 %) av gödselmedlet nådde grödorna maximal tillväxt, jämförbart med kemiska gödningsmedel28.

Figure 1
Figur 1: Visuell representation av den biologiska processen som sker vid biogasrening med hjälp av mikroalger Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: P&ID-diagram för systemet som beskrivs i protokollet. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 3
Figur 3: Fotografi av HRAP:er som användes under experimentet. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 4
Figur 4: Absorptionstank. (A) Fotografier av odlingsmedium och biogasinlopp till absorptionstanken. (B) Fram och bakifrån view av absorptionstanken. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 5
Figur 5: Korta undersökande tester i RT3 för att bestämma L/G-effektivitet. Mörkgrön motsvarar CH4, grön motsvarar CO2, ljusrosa motsvarar O2 och mörkrosa motsvarar N2 . Genomsnittligt pH 9,2435; Vätskeinlopp 60-100 L/min; Gasinlopp 50-120 L/min. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 6
Figur 6: Korta undersökande tester i RT4 för att bestämma L/G-effektivitet. Mörkrosa motsvarar N2, ljusrosa motsvarar O2, mörkgrön motsvarar CO2 och ljusgrön motsvarar CH4. Genomsnittligt pH 9,95; Vätskeinlopp 116-118 L/min; Gasinlopp 35-75 L/min. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 7
Figur 7: Jämförelse av alla procentuella avlägsnanden för H2S i varje L/G under de korta undersökande testerna. L/Gs på 0,5, 1, 1,5 och 2 motsvarar RT3 och 1,6, 2,5, 3,3 och 3,4 till RT4. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 8
Figur 8: pH- och DO-profil. pH (mörkgrön) och DO-profil (ljusgrön) för RT4 mellan den 28 september och den 10 oktober 2020. Vätskeinlopp 75-118 L/min; Gasinlopp 57-75 L/min. Genomsnittliga matningskoncentrationer för varje gas: CH4- 60% vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34% vol, O2- 0,6% vol. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 9
Figur 9: Procentprofiler för avlägsnande av CO2 beroende på pH-nivåer och L/G. Grönt motsvarar CO2 -borttagningsprocenten vid L/G-förhållandena: 1,58 (mörkgröna trianglar) och 1,64 (ljusgröna cirklar). Rosa motsvarar pH-värdena vid L/G-förhållandena: 1,58 (mörkrosa trianglar) och 1,64 (ljusrosa cirklar). Vätskeinlopp 75-118 L/min; Gasinlopp 57-75 L/min. Genomsnittliga matningskoncentrationer för varje gas: CH4- 60% vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34% vol, O2- 0,6% vol. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 10
Figur 10: Temperaturprofil för RT4 mellan den 28 september och den 10 oktober 2020. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 11
Figur 11: Provtagningsresultat för RT4 (ljusgröna rutor) och RT3 (mörkgröna cirklar) mellan den 28 september och den 10 oktober 2020. L/G-förhållandena indikeras med pilar. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 12
Figur 12: Skörderesultat för RT4 (ljusgröna rutor) och RT3 (mörkgröna cirklar) mellan den 28 september och den 10 oktober 2020. L/G-förhållandena indikeras med pilar. I röda streckade linjer visas den period då det inte fanns någon skörd för någon av reaktorerna. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 13
Figur 13: Kalibreringskurvan utförd i augusti 2020 och korrelerade algkulturens koncentration i gram per liter med absorbansen vid 750 nm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Komponent (% vol) Erhållen biogassammansättning Uppgraderad biogassammansättning Kommersiell biometan Sammansättning NOM-001-SECRE-2010
KAP4 64,2 ± 0,8 85,1 ± 2,0 >84
CO2 33,8 ± 0,1 7.2 ± 1.2 <3
H2S (ppmv) 2539 ± 32 30,5 ± 4,2 <6
O2 0,3 ± 0,1 1,7 ± 0,5 <0.2

Tabell 1: Jämförande sammansättningar av biogas

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Genom åren har denna algteknik testats och använts som ett alternativ till de hårda och dyra fysikalisk-kemiska teknikerna för att rena biogas. Särskilt Arthrospira-släktet används i stor utsträckning för detta specifika ändamål, tillsammans med Chlorella. Det finns dock få metoder som görs i semi-industriell skala, vilket ger mervärde till detta förfarande.

Det är viktigt att upprätthålla lägreO2-koncentrationer genom att använda rätt L/G-förhållande; Detta beror dock på i vilken region protokollet ska tillämpas. Syrehalten är starkt reglerad i biometan på grund av risken för explosion och korrosion i rörledningarna. Vissa länder i Europeiska unionen kräver att innehållet ska vara så lågt som 1% vol 29,30,31. Metan, å andra sidan, måste ha en koncentration på mer än 65 volymprocent31. I Mexiko finns det nästan ingen reglering av biogas och biometan, eftersom det anses vara likvärdigt med naturgas, där enligt mexikanska standarder32 är minimihalten CH4 i biometan 84 volymprocent och en maximalO2-halt på 0,20 volymprocent är tillåten.

Dessutom bestämmer pH i hög grad CO2 -avlägsnandet, mer än L/G, under odling, vilket är anledningen till att det är viktigt att upprätthålla korrekt kontroll av pH under hela metodiken, särskilt under biogasbubbling. Det är viktigt att förstå att när CO2 väl har solubiliserats i vätskan finns det en kemisk jämvikt som direkt påverkar pH-nivåerna. Vid de pH-nivåer som dessa kulturer oscillerade runt (8,5-9,5) är bikarbonater den form i vilken denna molekyl är närvarande, med en liten ökning av karbonater i den högre änden av pH-intervallet33. I denna form kan mikroalgerna också metabolisera kolet under fotosyntesens mörka reaktioner för att producera kolhydrater34. Tidpunkten för biogasbubblingen är också viktig, av vilken det rekommenderas att upprätthålla bubblandet under dagtid. Icke desto mindre påverkar L/G också CO2 -avlägsnande och pH, vilket kan ses i FIG. 5. Borttagningsprocenten och pH-värdet vid förhållandet 1,58 var mindre konsekventa och mycket lägre än de som registrerades för förhållandet 1,64. Detta beteende kan tillskrivas ett högre intag av gas i återcirkulationsförhållandet (mer gas ger ett mindre förhållande), vilket sänkte pH i en snabbare takt. Det kan dock också hävdas att start-pH för 1,64 var högre, vilket gynnade det buffrade beteendet hos CO 2-elimineringseffektiviteten under detta test. L/G i detta protokoll styrs genom mängden biogas som bubblas; Andra protokoll varierar dock den återcirkulerande vätskehastigheten, vilket också är ett alternativ. Dessutom är det inte möjligt att bubbla biogas på natten på grund av försurningen av kulturen och algmetabolismen, eftersom inget artificiellt ljus tillhandahålls vid denna tidpunkt.

Ett annat fenomen som introducerar variabilitet i resultatens validitet är den intermittenta luftbubblor som används för att undvika sedimentering av biomassa i reaktorerna, vilket förhindrar tillväxthämning genom syreackumulering. Detta kan dock inte undvikas om denna metod används. Ett alternativ till luftbubblor är att lägga till fler skovelhjul för att förbättra rörelsen längs reaktorns längd, vilket kan vara effektivt i andra experiment. Å andra sidan de stora markområden som krävs för att installera reaktorerna, samt den betydande förbrukningen av vatten för att starta och underhålla systemet för att uppnå en rimlig produktivitet för biometan.

Det är viktigt att notera att denna regelbundna provtagningsprocess använder kalibreringskurvan för biomassavikt och absorbans (figur 9), där korrelationen mellan data är nästan 1 (0,9995); Även om metoden kanske inte är baserad på en tidigare artikel om samma alger, visar bestämningskoefficienten ett starkt statistiskt samband att denna metod är tillförlitlig. Vidare är det relevant att beskriva betydelsen av både provtagning och skörd i en metodik som denna. Provtagningen gjorde det möjligt att upprätthålla algkulturen på rätt sätt, medan skörden tjänade ett trefaldigt syfte: för det första undveks tillväxthämning på grund av överbeläggning av gkulturen, vilket kunde orsaka syreansamling35; För det andra kan återhämtningen av algbiomassa leda till ytterligare ekonomiska möjligheter. Och slutligen gav det ytterligare en möjlighet att mäta tillväxttrenden för kulturen.

Icke desto mindre är det också ett kritiskt steg att bestämma lämpliga tidpunkter för skörd (som i detta protokoll definieras av provtagningsresultaten) eftersom det sänker biomassan i reaktorerna. En lägre koncentration av biomassa påverkar avlägsnandet av pH och CO2 som en cykel: vid ogynnsamma systemförhållanden (till exempel vid lägre pH-värden) saktar biomassatillväxten ner, vilket i sin tur minskar systemets förmåga att eliminera CO2 eftersom det finns mindre biomassa att metabolisera den med; mer löst CO2 skulle surgöra odlingsmediet och sluta cykeln36. Många andra faktorer bidrar till pH och tillväxt av biomassa, vilket inte bör förbises i denna överförenkling av orsak och verkan; Kvävetillgången kan vara extremt viktig för Arthrospira maxima-alger, liksom klimatförhållanden som temperatur och ljusintensitet16,36, som inte kan kontrolleras i ett system som detta. Som ett exempel är tillsatsen av urea, som visas i figur 4, ett bevis på att kväve, tillsammans med högre pH-värden, kan reglera ett algsystem.

Andra begränsningar med denna metod är relaterade till skördeproduktiviteten, som jämfört med provtagning är cirka 50 % mindre effektiv, vilket hindrar systemets ekonomiska genomförbarhet och skulle kräva förbättring av filtreringsteknikerna. Skördeviktsresultaten överskattas med 6 % (mätt efteråt enligt standardmetoder för torrvikt), med tanke på att torkningsförhållandena på den delen av protokollet inte leder till fullständig vatteneliminering. När det gäller biomassa överskattas provtagningsresultaten (inklusive kalibreringskurvan) med minst 5 % på grund av den ofullständiga elimineringen av vatten i metoden19. Eftersom felet är systematiskt rekommenderas det dock att endast gå vidare med en termogravimetrisk analys för att verifiera vattenhalten i kulturen för att ta hänsyn till och göra de analytiska korrigeringarna av resultaten och kalibreringskurvan.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Intressekonflikt. Författarna förklarar att de inte har någon intressekonflikt.

Acknowledgments

Vi tackar DGAPA UNAM-projekt nummer IT100423 för delfinansieringen. Vi tackar också PROAN och GSI för att de låter oss dela med oss av tekniska erfarenheter om deras fotosyntetiska biogasuppgradering av kompletta installationer. Det tekniska stödet från Pedro Pastor Hernández Guerrero, Carlos Martin Sigala, Juan Francisco Díaz Márquez, Margarita Elizabeth Cisneros Ortiz, Roberto Sotero Briones Méndez och Daniel de los Cobos Vasconcelos är mycket uppskattat. En del av denna forskning gjordes vid IIUNAM Environmental Engineering Laboratory med ett ISO 9001:2015-certifikat.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1" rotameter CICLOTEC N/A
1" rotameter GPI A10-LMA100IA1
Absorption tank EFISA Made under previous design
Air blower (2.35 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas blower (2 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas composition measure Geotech BIOGAS 5000
Data-acquisition device LabJack Co. U3-LV
Diffuser tubes Aero-Tube C3060AR
DO sensor Applisens Z10023525
Dodecahydrated trisodium phosphate  Quimica PIMA N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Dodecahydrated trisodium phosphate  Fermont 35963 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Durapore membrane (45 µm) MerckMillipore HVLP04700 
Electric motor 1.5 HP Weg 00158ET3ERS56C
Ferrous sulfate heptahydrate Agroquimica Samet N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Ferrous sulfate heptahydrate Fermont 63593 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Geomembrane GEOSINCERE N/A
Magnesium sulfate heptahydrate Tepeyac N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Magnesium sulfate heptahydrate Fermont 63623 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Paddle wheel GSI Made under previous design
pH sensor Van London pHoenix 715-772-0041
Portable screen Rasspberry Pi 3 B+
Recirculation centrifugal pump (1.5 HP) Aquapak  ALY 15
Sodium bicarbonate Industria del alcali N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium bicarbonate Fermont 12903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium chloride Sal Colima N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium chloride Fermont 24912 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium nitrate Vitraquim N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium nitrate Fermont 41903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Storing program (pH, DO)  Python Software Foundation  Python IDLE 2.7
Tedlar bags SKC Inc. 232-25
Temperature recorder T&D TR-52i
UV-Vis Spectrophotometer ThermoFisher Scientific instrument GENESYS 10S 
Vacuum pump EVAR EV-40

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Muñoz, R., Meier, L., Diaz, I., Jeison, D. A review on the state-of-the-art of physical/chemical and biological technologies for biogas upgrading. Rev Environ Sci Biotechnol. 14, 727-759 (2015).
  2. Karimi, B., Shokrinezhad, B. Air pollution and mortality among infant and children under five years: A systematic review and meta-analysis. Atmospheric Pollut Res. 11 (6), 61-70 (2020).
  3. Koengkan, M., Fuinhas, J. A., Silva, N. Exploring the capacity of renewable energy consumption to reduce outdoor air pollution death rate in Latin America and the Caribbean region. Environ Sci Pollut Res. 28, 1656-1674 (2021).
  4. Alvarez-Herranz, A., Balsalobre-Lorente, D., Shahbaz, M., Cantos, J. M. Energy innovation and renewable energy consumption in the correction of air pollution levels. Energy Policy. 105, 386-397 (2017).
  5. Razmjoo, A., et al. A technical analysis investigating energy sustainability utilizing reliable renewable energy sources to reduce CO2 emissions in a high potential area. Renew Energy. 164, 46-57 (2021).
  6. Franco-Morgado, M., Tabaco-Angoa, T., Ramírez-García, M. A., González-Sánchez, A. Strategies for decreasing the O2 content in the upgraded biogas purified via microalgae-based technology. J Environ Manage. 279, 111813 (2021).
  7. Bailón, L., Hinge, J. Report: Biogas and Bio-Syngas Upgrading. , Danish Technological Institute, Aarhus. (2012).
  8. Persson, M., Jonsson, O., Wellinger, A. Biogas Upgrading to Vehicle Fuel Standards and Grid Injection. Brochure of IEA Task 37. Energy from Biogas and Landfill Gas. , (2006).
  9. Soreanu, G., Béland, M., Falletta, P. Approaches concerning siloxane removal from biogas -- a review. Canadian Biosystems Engineering. 53, 8.1-8.18 (2011).
  10. Toro-Huertas, E. I., Franco-Morgado, M., de los Cobos Vasconcelos, D., González-Sánchez, A. Photorespiration in an outdoor alkaline open-photobioreactor used for biogas upgrading. Sci Total Environ. 667, 613-621 (2019).
  11. Cozma, P., Wukovits, W., Mămăligă, I., Friedl, A., Gavrilescu, M. Modeling and simulation of high pressure water scrubbing technology applied for biogas upgrading. Clean Technol Environ Policy. 17, 373-391 (2015).
  12. Sheets, J. P., Shah, A. Techno-economic comparison of biogas cleaning for grid injection, compressed natural gas, and biogas-to-methanol conversion technologies: Techno-economic analysis of existing and emerging biogas upgrading technologies. Biofuels Bioprod Biorefining. 12, 412-425 (2018).
  13. Toledo-Cervantes, A., Estrada, J. M., Lebrero, R., Muñoz, R. A comparative analysis of biogas upgrading technologies: Photosynthetic vs physical/chemical processes. Algal Res. 25, 237-243 (2017).
  14. Marín, D., et al. Anaerobic digestion of food waste coupled with biogas upgrading in an outdoors algal-bacterial photobioreactor at pilot scale. Fuel. 324, 124554 (2022).
  15. Bahr, M., Díaz, I., Dominguez, A., González Sánchez, A., Muñoz, R. Microalgal-biotechnology as a platform for an integral biogas upgrading and nutrient removal from anaerobic effluents. Environ Sci Technol. 48 (1), 573-581 (2014).
  16. Franco-Morgado, M., Alcántara, C., Noyola, A., Muñoz, R., González-Sánchez, A. A study of photosynthetic biogas upgrading based on a high rate algal pond under alkaline conditions: Influence of the illumination regime. Sci Total Environ. 592, 419-425 (2017).
  17. Jourdan, J. P. Manuel de culture artisanale de spiruline. , https://www.scribd.com/document/513003475/Manuel-de-Culture-Artisanale-de-Spiruline (2006).
  18. Lu, L., Yang, G., Zhu, B., Pan, K. A comparative study on three quantitating methods of microalgal biomass. Indian J Geo-Mar Sci. 46, 2265-2272 (2017).
  19. Sukarni, S. Thermogravimetric analysis of the combustion of marine microalgae Spirulina platensis and its blend with synthetic waste. Heliyon. 6 (9), e04902 (2020).
  20. Kundu, S., Zanganeh, J., Moghtaderi, B. A review on understanding explosions from methane-air mixture. J Loss Prev Process Ind. 40, 507-523 (2016).
  21. Serejo, M. L., et al. Influence of biogas flow rate on biomass composition during the optimization of biogas upgrading in microalgal-bacterial processes. Environ Sci Technol. 49 (5), 3228-3236 (2015).
  22. Toledo-Cervantes, A., Madrid-Chirinos, C., Cantera, S., Lebrero, R., Muñoz, R. Influence of the gas-liquid flow configuration in the absorption column on photosynthetic biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Bioresour Technol. 225, 336-342 (2017).
  23. Posadas, E., et al. Minimization of biomethane oxygen concentration during biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Algal Res. 12, 221-229 (2015).
  24. González Sánchez, A., FloresMárquez, T. E., Revah, S., Morgan Sagastume, J. M. Enrichment and cultivation of a sulfide-oxidizing bacteria consortium for its deploying in full-scale biogas desulfurization. Biomass Bioenergy. 66, 460-464 (2014).
  25. González-Sánchez, A., Posten, C. Fate of H2S during the cultivation of Chlorella sp. deployed for biogas upgrading. J Environ Manage. 191, 252-257 (2017).
  26. Hussain, F., et al. Microalgae an ecofriendly and sustainable wastewater treatment option: Biomass application in biofuel and bio-fertilizer production. A review. Renew Sustain Energy Rev. 137, 137 (2021).
  27. lvarez-González, A., et al. Can microalgae grown in wastewater reduce the use of inorganic fertilizers. J Environ Manage. 323, 116224 (2022).
  28. Deepika, P., MubarakAli, D. Production and assessment of microalgal liquid fertilizer for the enhanced growth of four crop plants. Biocatal Agric Biotechnol. 28, 101701 (2020).
  29. Huguen, P., Le Saux, G. Perspectives for a european standard on biomethane: a Biogasmax proposal. , https://trimis.ec.europa.eu/sites/default/files/project/documents/20120601_135059_69928_d3_8_new_lmcu_bgx_eu_standard_14dec10_vf__077238500_0948_26012011.pdf (2010).
  30. Gas Networks, Ireland. Biomethane - Oxygen Content Assessment. , https://www.gasnetworks.ie/docs/corporate/gas-regulation/Oxygen-concentration-report-17985-AI-RPT-001-Rev-5-Biomethane-review-Penspen.pdf (2018).
  31. Wellinger, A. European biomethane standards for grid injection and vehicle fuel use. , European Biogas Association. https://www.biosurf.eu/wordpress/wp-content/uploads/2015/06/9.-Arthur_Wellinger.pdf (2017).
  32. Diario Oficial de la Federación. NORMA Oficial Mexicana NOM-001-SECRE-2010, Especificaciones del gas natural (cancela y sustituye a la NOM-001-SECRE-2003, Calidad del gas natural y la NOM-EM-002-SECRE-2009, Calidad del gas natural durante el periodo de emergencia severa). , https://www.dof.gob.mx/normasOficiales/3997/sener/sener.html (2010).
  33. Sharifian, R., Wagterveld, R. M., Digdaya, I. A., Xiang, C., Vermaas, D. A. Electrochemical carbon dioxide capture to close the carbon cycle. Energy Environ Sci. 14, 781-814 (2021).
  34. Masojídek, J., Torzillo, G., Koblížek, M. Photosynthesis in Microalgae. Handbook of Microalgal Culture. , John Wiley & Sons. (2013).
  35. Rendal, C., Witt, J., Preuss, T. G., Ashauer, R. A framework for algae modeling in regulatory risk assessment. Environ Toxicol Chem. 42 (8), 1823-1838 (2023).
  36. Alami, A. H., Alasad, S., Ali, M., Alshamsi, M. Investigating algae for CO2 capture and accumulation and simultaneous production of biomass for biodiesel production. Sci Total Environ. 759, 143529 (2021).

Tags

Miljövetenskap utgåva 205 vätske-/biogasförhållanden L/G vätesulfid Arthrospira maxima fotosyntetisk absorption
Biogasrening genom användning av ett mikroalg-bakteriellt system i semi-industriella algdammar med hög hastighet
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Vega Blanes, M.,… More

Vega Blanes, M., Pérez-Hermosillo, I. J., Ramírez Rueda, A., González Sánchez, A. Biogas Purification through the use of a Microalgae-Bacterial System in Semi-Industrial High Rate Algal Ponds. J. Vis. Exp. (205), e65968, doi:10.3791/65968 (2024).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter