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Purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues

Published: March 22, 2024 doi: 10.3791/65968
Automatic Translation
1, 2, 1, 1
1Instituto de Ingeniería, Ciudad Universitaria, Universidad Nacional Autónoma de México, 2Granos y Servicios Integrales

Summary

La pollution de l’air a un impact sur la qualité de vie de tous les organismes. Nous décrivons ici l’utilisation de la biotechnologie des microalgues pour le traitement du biogaz (élimination simultanée du dioxyde de carbone et du sulfure d’hydrogène) et la production de biométhane par le biais de bassins d’algues semi-industriels ouverts à haut débit et l’analyse ultérieure de l’efficacité du traitement, du pH, de l’oxygène dissous et de la croissance des microalgues.

Abstract

Ces dernières années, un certain nombre de technologies ont vu le jour pour purifier le biogaz en biométhane. Cette épuration implique une réduction de la concentration de gaz polluants tels que le dioxyde de carbone et le sulfure d’hydrogène afin d’augmenter la teneur en méthane. Dans cette étude, nous avons utilisé une technologie de culture de microalgues pour traiter et purifier le biogaz produit à partir de déchets organiques de l’industrie porcine afin d’obtenir du biométhane prêt à l’emploi. Pour la culture et l’épuration, deux photobioréacteurs à bassin ouvert de 22,2m3 couplés à un système de colonne d’absorption-désorption ont été mis en place à San Juan de los Lagos, au Mexique. Plusieurs rapports liquide/biogaz de recirculation (L/G) ont été testés pour obtenir les meilleures efficacités d’élimination ; d’autres paramètres, tels que le pH, l’oxygène dissous (OD), la température et la croissance de la biomasse, ont été mesurés. Les L/G les plus efficaces étaient de 1,6 et 2,5, ce qui a permis d’obtenir un effluent de biogaz traité avec une composition de 6,8 % vol et 6,6 % vol en CO2, respectivement, et des efficacités d’élimination pour H2S allant jusqu’à 98,9 %, ainsi que le maintien de valeurs de contamination en O2 inférieures à 2 % vol. Nous avons constaté que le pH détermine grandement l’élimination du CO2 , plus que le L/G, pendant la culture en raison de sa participation au processus photosynthétique des microalgues et de sa capacité à faire varier le pH lorsqu’il est solubilisé en raison de sa nature acide. L’oxygène dissous et la température ont oscillé comme prévu à partir des cycles naturels lumière-obscurité de la photosynthèse et de l’heure de la journée, respectivement. La croissance de la biomasse a varié en fonction de l’alimentation en CO2 et en nutriments ainsi que de la récolte dans le réacteur ; Cependant, la tendance est demeurée propice à la croissance.

Introduction

Ces dernières années, plusieurs technologies ont vu le jour pour purifier le biogaz en biométhane, favorisant ainsi son utilisation en tant que combustible non fossile, atténuant ainsi les émissions de méthane non désaérosables1. La pollution de l’air est un problème qui touche la majeure partie de la population mondiale, en particulier dans les zones urbanisées ; En fin de compte, environ 92 % de la population mondiale respire de l’air pollué2. En Amérique latine, les taux de pollution de l’air sont principalement générés par l’utilisation de carburants, alors qu’en 2014, 48 % de la pollution de l’air était provoquée par le secteur de la production d’électricité et de chaleur3.

Au cours de la dernière décennie, de plus en plus d’études sur la relation entre les polluants dans l’air et l’augmentation des taux de mortalité ont été proposées, arguant qu’il existe une forte corrélation entre les deux ensembles de données, en particulier dans les populations d’enfants.

Afin d’éviter la poursuite de la pollution de l’air, plusieurs stratégies ont été proposées ; L’une d’entre elles est l’utilisation de sources d’énergie renouvelables, notamment les éoliennes et les cellules photovoltaïques, qui diminuent les émissions deCO2 dans l’atmosphère 4,5. Une autre source d’énergie renouvelable provient du biogaz, un sous-produit de la digestion anaérobie de la matière organique, produit avec un digestat organique liquide6. Ce gaz est composé d’un mélange de gaz, dont les proportions dépendent de la source de matière organique utilisée pour la méthanisation (boues d’épuration, fumier de bovin, ou biodéchets agro-industriels). Généralement, ces proportions sont CH4 (53 %-70 %vol), CO2 (30 %-47 %vol), N2 (0 %-3 %vol), H2O (5 %-10 % vol), O2 (0 %-1 % vol), H2S (0-10 000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), hydrocarbures (0-200 mg/m3) et siloxanes (0-41 mg/m3)7,8,9, où la communauté scientifique s’intéresse au méthane car il s’agit du composant énergétique renouvelable du mélange.

Cependant, le biogaz ne peut pas être simplement brûlé tel qu’il est obtenu, car les sous-produits de la réaction peuvent être nocifs et contaminants ; Cela soulève la nécessité de traiter et de purifier le mélange pour augmenter le pourcentage de méthane et diminuer le reste, le convertissant essentiellement en biométhane10. Ce processus est également connu sous le nom de mise à niveau. Même si, à l’heure actuelle, il existe des technologies commerciales pour ce traitement, ces technologies présentent plusieurs inconvénients économiques et environnementaux 11,12,13. Par exemple, les systèmes avec lavage au charbon actif et à l’eau (ACF-WS), lavage à l’eau sous pression (PWS), perméation au gaz (GPHR) et adsorption modulée en pression (PSA) présentent certains inconvénients économiques ou autres en termes d’impact environnemental. Une alternative viable (Figure 1) est l’utilisation de systèmes biologiques tels que ceux qui combinent des microalgues et des bactéries cultivées dans des photobioréacteurs ; Parmi les avantages, citons la simplicité de conception et d’utilisation, les faibles coûts d’exploitation et les opérations et sous-produits respectueux de l’environnement 10,13,14. Lorsque le biogaz est purifié en biométhane, ce dernier peut être utilisé comme substitut du gaz naturel, et le digestat peut être mis en œuvre comme source de nutriments pour soutenir la croissance des microalgues dans le système10.

Une méthode largement utilisée dans cette procédure de valorisation est la croissance de microalgues dans des photoréacteurs à circuit ouvert couplée à une colonne d’absorption en raison des coûts d’exploitation inférieurs et du capital d’investissement minimal nécessaire6. Le type de réacteur à couloir le plus utilisé pour cette application est le bassin d’algues à haut débit (HRAP), qui est un bassin de chemin de roulement peu profond où la circulation du bouillon d’algues se fait par l’intermédiaire d’une roue à aubes de faible puissance14. Ces réacteurs ont besoin de grandes surfaces pour leur installation et sont très sensibles à la contamination s’ils sont utilisés dans des conditions extérieures ; dans les procédés de purification du biogaz, il est conseillé d’utiliser des conditions alcalines (pH > 9,5) et d’utiliser des espèces d’algues qui se développent à des niveaux de pH plus élevés pour améliorer l’élimination du CO2 et du H2S tout en évitant la contamination15,16.

Cette recherche visait à déterminer l’efficacité du traitement du biogaz et la production finale de biométhane à l’aide de photobioréacteurs HRAP couplés à un système de colonne d’absorption-désorption et à un consortium de microalgues.

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Protocol

1. Configuration du système

REMARQUE : Un schéma de tuyauterie et d’instrumentation (P&ID) du système décrit dans ce protocole est illustré à la figure 2.

  1. Installation du réacteur
    1. Préparez le sol en le nivelant et en le compactant pour améliorer la stabilité du réacteur.
    2. Sur un champ ouvert, creusez deux trous allongés et à 3 m de l’extrémité, creusez un trou de 3 m2 et 1 m de profondeur (connu sous le nom de puits d’aération).
    3. Placez deux PARH (figure 3) dans l’espace sur des supports métalliques recouverts d’une géomembrane. Chaque réacteur doit avoir une capacité d’exploitation de 22,2 m3.
    4. Placer une pompe à air par réacteur de 1728,42 watts (2,35 ch) près du point des HRAP où les puits d’aération ont été creusés.
    5. Fixez une roue à aubes (mue par un moteur électrique de 1103,24 watts [1,5 ch]) à travers le réacteur pour favoriser le contact entre la biomasse et les fluides.
  2. Mise en place d’un système de traitement des gaz (Figure 4)
    1. Construisez la colonne de désorption à l’aide d’un tube en polychlorure de vinyle (PVC) de 6 po, où le courant d’entrée entre à 2 m par le haut couvert et le courant de sortie s’écoule par le bas (Figure 2).
    2. Mettre en place le réservoir d’absorption (Vt : 2,55 m3), où le courant d’entrée gazeux (biogaz non traité) est bouillonné par le bas à travers 11 tubes diffuseurs et provient du digesteur anaérobie à travers une canalisation en PVC de 4 » passant par une soufflante de biogaz, un rotamètre de 1 » et un orifice d’échantillonnage, tandis que le liquide provient de la recirculation du média après la colonne de désorption au fond du réservoir. La sortie de liquide est située sur le côté du réservoir. Il transporte le milieu enrichi en CO2 vers la colonne de contrôle de niveau, et le gaz sort de la sortie située en haut du réservoir, qui est relié à une canalisation en PVC de 1 pouce pour conduire le biométhane obtenu vers un brûleur pour sa combustion continue (figure 2).
    3. Connectez le réservoir d’absorption à la colonne de désorption à l’aide d’un tube en PVC de 4 po, en passant par un orifice d’échantillonnage entre les deux opérations (Figure 2).
    4. Construisez la colonne de contrôle de niveau avec un tube en PVC de 6 po à l’endroit où l’entrée est située en bas. Il dispose de deux sorties (contrôlées par des vannes papillon), en fonction des besoins du système ; le premier est situé à une hauteur de 2,5 m et le second à 3 m du sol (figure 2).
    5. Connectez les photobioréacteurs HRAP à travers une canalisation en PVC de 2 pouces à la colonne de désorption de 6 pouces, en passant par une pompe centrifuge à recirculation (1103,24 watts [1,5 ch]) et un rotamètre de 1 » (Figure 2).
    6. Connectez la colonne de contrôle de niveau à travers un tube en PVC de 4 » à un tube en PVC de l’annexe 40, en passant par un orifice d’échantillonnage. Ensuite, connectez-le à une portion de tube en PVC flexible, suivi d’un autre tube en PVC de l’annexe 40, et enfin, d’un tube en PVC de 4 pouces, qui s’ouvre sur les photobioréacteurs HRAP (Figure 2).
    7. Mettez en place la dérivation de la colonne de désorption avec une canalisation en PVC de 2 po et connectez-la au tube principal avant l’orifice d’échantillonnage (Figure 2).

2. Test fonctionnel du système

  1. Pompe centrifuge à recirculation (1103,24 watts [1,5 ch])
    1. Pour déterminer le débit maximal de la pompe, amorcez l’intérieur pendant au moins 10 min pour éviter l’aspiration d’air et démarrez-la à 230 V et 1 phase.
    2. Testez le débit de recirculation en le laissant s’écouler à travers le rotamètre de 1 po.
  2. Système de bulles de biogaz
    1. Pour déterminer la force nécessaire pour faire bouillonner au moins une colonne d’air équivalente à 200 mbar, testez au moins 3 soufflantes de puissances différentes (485,52 watts [0,66 ch], 1838,74 watts [2,5 ch] et 3309,74 watts [4,5 ch]) en faisant bouillonner de l’air dans le réservoir d’absorption.
    2. Vérifiez visuellement la taille et la distribution atteintes par les bulles d’air à l’intérieur du réservoir. Dans les conditions de fonctionnement décrites ici, le diamètre moyen prévu des bulles est de 3 mm.

3. Inoculation et croissance dans des conditions intérieures

  1. Transférer une souche pure d’Arthrospira maxima à partir de plaques de gélose à 15 mL de milieu minéral aqueux17 (NaHCO3 [10 g/L], Na3PO4 ·12H2O [0,033 g/L], NaNO3 [0,185 g/L], MgSO4 ·7H2O [0,014 g/L], FeSO4 ·7H2O [0,0008 g/L], NaCl [0,4 g/L]).
  2. Augmenter la culture à des flacons de 500 ml avec un milieu aqueux Jourdan inoffensif, en utilisant 100 % du volume du flacon, et laisser croître dans des photopériodes de 12 h de lumière / 12 h d’obscurité à l’aide de lampes à diodes électroluminescentes (LED) avec dispositif de montage en surface (SMD) 2835 fournissant une lumière froide à 2000 lm et sous mélange continu par bulles d’air (0,3 L / min ou 0,6 vvm). (étape d’environ 1 mois).
  3. Poursuivez le processus de mise à l’échelle en ajoutant 20 % du volume précédent au nouveau volume jusqu’à ce que 50 L soient atteints.
  4. Adapter la culture à la lumière naturelle, aux conditions de fonctionnement et aux milieux de culture Jourdan en serre dans des sacs transparents de 50 L (étape d’environ 2 mois).
  5. Poursuivre la mise à l’échelle dans ces conditions jusqu’à 5 m3 photobioréacteurs HRAP (étape d’environ 2 mois).

4. Mise en service du système dans des conditions extérieures

  1. Ajouter le volume total de ces photobioréacteurs HRAP de 5 m3 aux photobioréacteurs HRAP de 13 m3 situés à l’extérieur et remplir le reste du volume avec un milieu de culture Jourdan. Commencez à mélanger à l’aide d’une roue à aubes à une vitesse de 30 cm/s, en cultivant en mode batch pendant 15 jours ou jusqu’à ce qu’elle atteigne 0,7 g/L (étape d’environ 1 mois).
  2. Une fois que la croissance atteint 0,7 g/L, transférez le volume sur le HRAP de 22,2 m3 en fonctionnement, remplissez le reste avec du média Jourdan et réglez la roue à aubes à une vitesse de 30 cm/s. Laisser croître la biomasse jusqu’à ce qu’elle atteigne 0,7 g/L et un pH de 10 ; Une fois ces conditions remplies, commencez l’échantillonnage et la récolte, si nécessaire.
  3. Démarrer la recirculation du liquide du photobioréacteur HRAP vers le réservoir d’absorption à débit variable pour augmenter la productivité de la biomasse. Commencer à faire bouillonner le biogaz à un débit moyen de 3,5 m3/h après 2 h pour fournir du carbone inorganique à la culture. Faites attention au pH car il doit rester au-dessus de 9.
    REMARQUE : Avant de faire recirculer le fluide dans le réservoir d’absorption, amorcez la pompe centrifuge décrite ci-dessus.
  4. Ajout d’éléments nutritifs : Surveiller les conditions d’éléments nutritifs chaque semaine jusqu’à la récolte et le bilan global de l’azote en supposant l’état d’équilibre calculé comme indiqué ci-dessous :
    MNaNO3 = (Mbiomasse x 0,10)/0,12 [g]
    Où:
    MNaNO3 = Masse de nitrate de sodium [g]
    MBiomasse = Biomasse récoltée [g]
    1.10 : Rendement massique de l’azote/biomasse16 [g/g]
    1.12 : Fraction massique de l’azote dans le nitrate de sodium [g/g]
  5. Avec les résultats du bilan azoté, reformuler le milieu de Jourdan pour ajouter la quantité proportionnelle de Na3PO4·12H2O, MgSO4·7H2O et FeSO4·7H2O. N’ajoutez plus de bicarbonate de sodium ou de chlorure de sodium.
    REMARQUE : Dissoudre les nutriments dans de l’eau propre avant de les ajouter aux réacteurs.
  6. Surveillez l’évaporation de l’eau et ajoutez-en chaque semaine si nécessaire.

5. Échantillonnage et analyse

  1. Biogaz
    1. Échantillonner le biogaz à partir de la sortie d’échantillonnage avant le réservoir d’absorption et de l’orifice d’échantillonnage après le réservoir en raccordant un sac de polyfluorure de vinyle de 10 L à la sortie avec un tube flexible de diamètre approprié ; Placez chacun d’eux dans des sacs de fluorure de polyvinyle séparés.
    2. Calibrez l’analyseur de gaz portable en réglant le transducteur de pression à zéro et en attendant la stabilisation. Pour ce faire, appuyez sur Démarrer, puis sur Suivant, et connectez un tube transparent et un tube jaune comme indiqué par l’analyseur. Appuyez sur Suivant et enfin, Lectures de gaz.
    3. Connectez chaque échantillon contenu dans les sacs de polyfluorure de vinyle à l’analyseur, appuyez sur Suivant et mesurez les concentrations de CH4, CO2, O2 et H2S en % vol des deux points du système.
    4. Déterminer le rapport volumétrique liquide/biogaz de recirculation (L/G) en divisant le débit de recirculation du liquide par le débit de production de biogaz. Calculez le débit de gaz correspondant (m3/h) qui présente l’efficacité la plus élevée d’élimination du CO2 et H2S.
  2. Mesure en ligne de l’état du système (pH, oxygène dissous, température)
    1. Calibrez tous les capteurs selon les spécifications du fabricant.
    2. Placez une sonde de pH, une sonde d’oxygène dissous (OD) et une sonde de température dans le liquide de chaque HRAP.
      REMARQUE : Pour la marque et les spécifications de chacun des capteurs, consultez le fichier Table des matériaux.
    3. Connectez les capteurs de pH et d’oxygène dissous à un dispositif d’acquisition de données composé d’un processeur quad-core 64 bits de 1,4 GHz connecté à un écran portable qui stocke un programme Python prédéfini écrit dans l’environnement de développement et d’apprentissage intégré (IDLE) 2.7.
      1. Ouvrez le programme à travers l’écran et indiquez les intervalles de temps pour stocker chaque point de données (dans ce cas, toutes les 2 minutes).
      2. Créez une feuille de calcul dans laquelle le programme stockera automatiquement les données qu’il collecte.
      3. Cliquez sur le bouton qui indique ON, indiquant qu’il est prêt à commencer à stocker des données.
      4. Pour arrêter l’acquisition de données, cliquez sur le bouton qui indique OFF.
      5. Pour télécharger les informations, insérez un bus série universel (USB) et importez la feuille de calcul.
    4. Connectez le capteur de température à un enregistreur thermique pour stocker les données enregistrées pendant les expériences.
  3. Tests exploratoires courts
    1. Déterminer le L/G le plus efficace
      1. Réglez le débit de biogaz entrant pour sélectionner la valeur L/G à tester (0,5, 1, 1,5, 1,6, 2, 2,5, 3,3, 3,4).
      2. Mesurez le pH et les concentrations d’entrée et de sortie de chaque gaz (CH4, CO2, H2S, O2, N2) au départ et toutes les 15 min pendant une heure (60 min), à l’aide des instruments décrits précédemment.
      3. Déterminez le L/G le plus efficace en comparant les valeurs de sortie et choisissez celui qui vous convient le mieux en fonction des besoins de l’expérience.
    2. Relation entre le L/G, le pH et le CO2
      1. Choisissez au moins deux L/G à comparer.
      2. Pour chaque L/G, mesurez le pH et les concentrations d’entrée et de sortie de CO2 et de H2S, O2 et N2 comme témoin au début, toutes les 15 min pendant 60 min, puis toutes les heures pendant un total de 5 h, à l’aide des instruments décrits précédemment.
      3. Calculez les pourcentages d’élimination du CO2 à l’aide de l’équation :
        %Élimination du CO2 = ((CO2entrant - CO2sortant)/(CO2in)) x 100
      4. Tracez graphiquement les résultats et comparez le comportement du pH et du CO2 pour chacun des L/G testés.
  4. Courbe d’étalonnage pour corréler le poids de la biomasse par litre de culture en fonction de l’absorbance à 750 nm18
    1. Échantillonnez la culture d’algues pour essayer d’obtenir une absorbance de 1,0. Si l’absorbance de la culture est inférieure à 1,0, extraire l’eau par filtration (filtre de 0,45 μm) d’un échantillon de culture. Si l’absorbance est supérieure à 1, elle peut être diminuée en ajoutant un milieu de culture frais.
    2. Préparez cinq suspensions cellulaires d’algues à l’aide de l’échantillon et ajoutez un milieu de culture frais, en pourcentage volume/volume (V/V) : 100 %, 80 %, 60 %, 40 % et 20 %.
    3. Mesurer et enregistrer l’absorbance à 750 nm des cinq solutions à l’aide d’un spectrophotomètre à l’aide de cuvettes en plastique, où le milieu de culture frais est le blanc.
    4. Déterminer le poids de la biomasse par litre de culture de chaque suspension en filtrant 10 mL à travers un filtre de 0,45 μm préalablement pesé et en séchant l’échantillon dans un dessiccateur de silice pendant 24 h, puis 48 h pour assurer un poids constant. Répétez cette étape pour chacune des cinq solutions.
      REMARQUE : Une température plus élevée (supérieure à 60 °C) n’est pas recommandée pour le séchage en raison de la perte de certains composés clés qui pourraient se volatiliser et modifier le poids de l’échantillon.
    5. Une fois le poids confirmé, calculez la concentration de biomasse dans le réacteur avec l’équation :
      Concentration de biomasse = (Poids de la biomasse - poids du filtre) x 1000/Volume filtré [g/L]
    6. Effectuer une régression linéaire des données de poids de la biomasse en grammes par litre de culture en fonction de l’absorbance mesurée à 750 nm à l’aide d’un tableur ou de tout autre logiciel. Le coefficient de régression linéaire doit être supérieur à 0,95 ; sinon, la courbe n’est pas utile et le protocole doit être répété.
      NOTA : Il s’agit d’un poids de biomasse et non d’un poids sec comme la plupart des méthodes, car la méthode de séchage utilisée ne permet pas d’éliminer complètement l’eau de l’échantillon, ce qui laisse une teneur en eau inférieure à 5 %19.
  5. Croissance de la biomasse
    1. Surveillez les réacteurs tous les jours. Prélevez un échantillon de 1 L à mi-chemin entre la roue à aubes et son retour de chaque culture et apportez-le au laboratoire.
    2. Vérifier la croissance de la colonie et la pureté de la culture au microscope.
    3. Mesurez et enregistrez l’absorbance à 750 nm des échantillons à l’aide d’un spectrophotomètre, où le milieu de culture frais est le blanc.
    4. Comparez avec la courbe d’étalonnage pour obtenir le poids estimé de la biomasse en grammes par litre.
    5. Enregistrez la croissance de chaque réacteur de chemin de roulement.
  6. Production de biomasse - récolte
    1. Surveillez les réacteurs tous les jours. Si la croissance de la biomasse dépasse 0,7 g/L pendant l’échantillonnage, la récolte est nécessaire.
    2. En alternant entre les deux HRAP, placez un treillis en polyester au-dessus d’une section à une extrémité du réacteur et placez l’extrémité d’un tube en PVC flexible dans l’écoulement du liquide afin que l’autre extrémité draine le liquide au-dessus du treillis.
    3. Drainer entre 4500 L et 7500 L (en fonction de la saturation en biomasse du réacteur) sur le maillage, en maintenant un flux continu vers le HRAP correspondant. La biomasse sera retenue sur le maillage.
    4. Pour récolter, retirez le treillis du haut du réacteur et placez-le sur une autre surface pour gratter la biomasse et le placer dans un entonnoir.
    5. Poussez la biomasse à travers l’entonnoir pour créer des formes allongées sur un maillage propre et sec ; Placez le maillage dans une pièce chaude et couverte (34-36 °C) pendant 48-72 h.
    6. Une fois sec, retirez la biomasse de la maille et pesez-la. Calculez la concentration de biomasse récoltée en g/L à l’aide des équations suivantes :
      Volume de liquide vidangé = Débit de la pompe x Temps de vidange [L]
      Concentration de biomasse récoltée = Poids de la biomasse récoltée/Volume de liquide drainé [g/L]

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Representative Results

Conformément au protocole, le système a été construit, testé et inoculé. Les conditions ont été mesurées et stockées, et les échantillons ont été prélevés et analysés. Le protocole a été réalisé pendant un an, à partir d’octobre 2019 et jusqu’en octobre 2020. Il est important de mentionner qu’à partir de maintenant, les HRAP seront appelés RT3 et RT4.

Productivité du biométhane
Afin de déterminer les conditions qui favorisent l’élimination la plus élevée deH2S et de CO2 et, par conséquent, la concentration la plus élevée de méthane, plusieurs rapports liquide/biogaz de recirculation (L/G) ont été essayés dans une plage de 0,5 à 3,4. Ces résultats ont été obtenus pour des expériences d’une durée d’au moins 60 min (1 h) de bouillonnement continu de biogaz entre le 25 septembre et le 28 septembre. Au cours de ces essais, les microalgues ont fixé le CO 2 et les bactéries ont oxydé le H2S, concentrant le méthane (CH4) et, essentiellement, purifiant le mélange gazeux.

Compte tenu de la capacité moyenne d’élimination du CO2 de l’ensemble du système (volume HRAP + volume du réservoir = 24,75 m3) et d’une concentration stable de la biomasse de 0,8 g/L, un taux de fixation spécifique a été estimé, ce qui a donné 65 mgCO2/gbiomasse h, ce qui est inférieur au maximum théorique rapporté (300 mgCO2/gbiomasse h). Cela signifie que le processus d’épuration du biogaz à base de microalgues et de bactéries peut être amélioré.

En général, l’épuration du biogaz a permis d’accroître l’efficacité dans des valeurs L/G plus élevées, en maintenant des efficacités d’élimination égales ou supérieures à 98 % pour H2S et inférieures à 7,5 % vol. pour le CO2 (figure 5, figure 6 et figure 7). Cependant, la contamination par le biométhane d’O2 due à la production photosynthétique de ce gaz était beaucoup plus élevée à des valeurs L/G plus élevées, ce qui peut être un problème potentiel pour une utilisation commerciale car les concentrations d’O2, selon la loi, doivent rester assez faibles pour réduire le risque d’explosion20. Une autre raison est liée à l’évitement de diminuer son pouvoir calorifique par dilution d’O2. Au lieu de cela, on pourrait soutenir que les L/Gs 1,6 et 2,5 représentent les résultats les plus efficaces dans l’ensemble, avec des concentrations de CO2 comprises entre 6,6 % vol et 6,8 % vol, CH4 à 87 % vol et O2 à moins de 1,5 % vol, ainsi que des efficacités d’élimination du H2S supérieures à 98,5 % (figure 5, figure 6, et la figure 7). Le tableau 1 présente une comparaison entre les pourcentages obtenus et ce qui est accepté par la loi.

Il est intéressant de noter que le rapport liquide/biogaz de recirculation de 2 a une concentration de CO2 plus élevée (7,4 % vol) même si la valeur se situe entre les L/G les plus efficaces ; cela pourrait être attribué au fait qu’il a été testé en RT3 au lieu de RT4. Dans ce cas, les conditions étaient moins favorables à l’élimination du CO2 , peut-être en raison d’une concentration de biomasse plus faible. Globalement, la moyenne du biométhane produit dans ces conditions s’élève à 20,68 m3/jour, avec un débit moyen de 4,14 m3/h.

Les résultats peuvent varier en fonction des conditions de croissance, du type de biogaz (synthétique ou réel) et des algues ; par exemple, Serejo et al.21 ont utilisé deux mélanges de biogaz synthétique simulant un mélange de CO2 et de N2 gazeux pour le comparer à un biogaz ordinaire composé de 70 % vol CH4, 29,5 % vol CO2 et 0,5 % vol H2S, en le purifiant au moyen d’un système de colonne d’absorption HRAP de 180 L cultivant Chlorella vulgaris. Dans cet article, Serejo teste également différents rapports L/G, allant de 0,5 à 67, dans un système plus petit mais similaire à des valeurs de pH plus basses et à un éclairage artificiel. L’élimination complète de H2S et un pourcentage moyen d’élimination de 80 % dans les meilleurs ratios (supérieurs à 15) ont été atteints. Ces efficacités d’élimination ont augmenté linéairement avec le ratio ; Cependant, la contamination par l’oxygène a également augmenté, ce qui pourrait poser des problèmes dans la qualité globale du biométhane qui en résulte. L’augmentation de l’efficacité de l’élimination duCO2 n’a pas été linéaire ; néanmoins, une meilleure élimination duCO2 peut être observée avec des ratios plus élevés. L’explication est multicausale, impliquant le pH, les conditions nutritives de la culture et la croissance de la biomasse, ainsi que le bouillonnement du biogaz.

L’effet du rapport L/G sur les performances du système de valorisation du biogaz a été évalué sans répétition. Elle était justifiée puisque les essais étaient effectués à une période diurne de 10h00 à 13h00 (cela induirait une irradiation solaire et une température extérieure stables) ; par conséquent, il a induit des conditions de croissance presque optimales pour les micro-organismes photosynthétiques, alors le pH pourrait être considéré comme le paramètre le plus influent sur l’absorption du CO22 22 où très peu d’écart-type inférieur à 2% a également été rapporté pour les tests évaluant l’effet du rapport L/G sur l’efficacité d’élimination de l’absorption du CO2.

Les réacteurs sont cultivés à l’extérieur, ce qui signifie que, même si l’inoculum était une culture pure d’algues Arthrospira maxima, la probabilité de contamination par d’autres organismes pouvant survivre dans les conditions de pH difficiles à l’intérieur de la culture est élevée. C’est le cas des bactéries oxydantes du soufre23,24. Cependant, cette contamination s’avère bénéfique pour l’objectif final de l’expérience puisque ces bactéries aident à éliminer le H2S du biogaz, prenant essentiellement en charge cette tâche et contribuant à la qualité du biométhane résultant.

Dans les conditions environnementales et de résistance ionique qui prévalaient pendant le fonctionnement du système, le H2S dissous était oxydé en polysulfures et en thiosulfate par des réactions oxyco-abiotiques, où, après quelques jours, il devait être complètement oxydé en sulfate25. L’élimination de H2S par précipitation avec des cations dans le milieu nutritif aqueux est insignifiante en raison de la quantité insuffisante de cations introduits dans le système par rapport au taux de charge de H2S (atteignant des rapports molaires Cations/H2S beaucoup plus bas que 2). L’absence de précipités a été confirmée par notre inspection visuelle lors de l’exécution du processus de valorisation du biogaz. L’oxydation biologique des sulfures n’a pas été vérifiée pour le moment car le système est ouvert sur l’environnement.

Conditions du système
L’oxygène dissous (OD) et les variations de pH ont été mesurés dans des conditions de lumière et d’obscurité. Pendant la journée (conditions d’éclairage), l’oxygène dissous a augmenté en raison de la production photosynthétique d’oxygène par les microalgues, tandis que la nuit (conditions d’obscurité), il a diminué à la fois en raison d’un manque de photosynthèse et en raison du métabolisme hétérotrophe, qui utilise la respiration (Figure 8).

Les niveaux de pH variaient également en fonction de la présence de CO2 dans le liquide (figure 8), augmentant en valeur lorsque moins de CO2 était dissous et diminuant lorsque moins de CO2 était éliminé ; Notamment, il y a des pics plus petits à l’époque où plus de CO2 n’était fourni, ce qui sera discuté plus loin. Le matin, le pH a atteint son pic vers 11h00 et les valeurs les plus basses vers 18h00, ce qui est également cohérent avec l’activité photosynthétique des algues. Il est important d’attirer l’attention sur la baisse majeure autour du jour 2 ; le court essai exploratoire utilisant le L/G de 1,64 a été réalisé le 29 septembre, fournissant du biogaz en continu d’environ 24 h (vers le jour 1) et il a provoqué une déstabilisation massive du système, nécessitant l’apport d’urée pour aider à la récupération de l’azote. L’autre court test exploratoire utilisant 1,58 a été réalisé le 5 octobre (vers le 7e jour), mais dans de meilleures conditions du système (approvisionnement en biogaz pendant la période d’ensoleillement), c’est pourquoi le pH ne s’est que légèrement écarté des pics réguliers pendant deux jours avant de revenir à un comportement normal.

Les pics de pH plus faibles de la figure 8 peuvent être attribués à une période d’autorégulation des algues dans l’environnement tout en passant de la photosynthèse à la respiration.

En nous référant aux courts tests exploratoires visant à établir un lien entre le pH et le rapport L/G et les pourcentages d’élimination du CO2 (figure 9), nous avons testé deux ratios, 1,64 et 1,58, comme nous l’avons mentionné précédemment. Il s’agit de deux moyennes des L/G enregistrés au cours des expériences. Deux comportements distincts peuvent être notés, où le pourcentage d’élimination et le pH à un rapport de 1,58 étaient remarquablement moins stables et beaucoup plus bas que ceux enregistrés pour le rapport de 1,64.

Ceci est soutenu par la valorisation du biogaz réalisée par Bahr et al.15, grâce à l’utilisation d’un système de colonne HRAP avec une espèce d’algue Arthrospira maxima. Bahr a évalué l’efficacité de l’élimination du CO2 dans différentes conditions de pH et à différents débits de liquide dans le milieu, ainsi que l’élimination de la contamination par leH2S et l’O2, sur plusieurs compositions de gaz synthétiques allant du simple CO2-N 2 aux compositions de biogaz avec des concentrations variables de H2S (jusqu’à 0,5 % vol). Ils ont conclu qu’à des valeurs de pH plus élevées (de 9 à 10) et à un débit de liquide de milieu de culture plus élevé (80 mL/min), les pourcentages d’élimination du CO2 étaient proches de 100 %, mais qu’ils subissaient une contamination plus élevée par l’O2, tandis qu’à des valeurs de pH plus élevées (de 9 à 10) et à un débit de liquide de milieu de culture plus faible (20 mL/min), les pourcentages d’élimination du CO2 restaient proches de 100 % et que beaucoup moins de contamination par l’O2 était observée. Ils ont également signalé une élimination complète duH2S dans ces conditions.

De même, l’oscillation de l’oxygène dissous (Figure 8) peut être attribuée à l’activité photosynthétique des algues puisque, pendant la journée, l’oxygène dissous a augmenté en raison de la production photosynthétique d’oxygène par les microalgues, tandis que la nuit, il a diminué à la fois en raison du manque de photosynthèse et en raison du métabolisme hétérotrophe, qui utilise la respiration.

La température dans le photobioréacteur HRAP (RT4) a varié en fonction de l’heure de la journée et des conditions météorologiques automnales, atteignant des pics la plupart des jours entre 23 °C et 28 °C vers 17h00 et atteignant les valeurs les plus basses entre 11 °C et 15 °C vers 6h00 (Figure 10). La température à l’entrée et à la sortie du réservoir d’absorption a été mesurée à l’occasion, ce qui a donné lieu à une température moyenne de 30,1 °C et 32,5 °C, respectivement. Par conséquent, la teneur en eau (vapeur) après traitement doit être légèrement supérieure (13,5 %) à celle d’avant le traitement du biogaz, en supposant que, dans les deux cas, l’humidité du biogaz atteigne la saturation. Il est fortement recommandé d’installer un séchoir à biogaz pour une gestion optimale et une utilisation ultérieure du biogaz purifié.

Le rapport L/G moyen prévu pour la période comprise entre le 28 septembre et le 10 octobreétait de 1,6, car les courts tests ont suggéré que ce rapport favoriserait de meilleurs résultats ; cependant, il n’a pas été possible de le maintenir pendant les nuits en raison de l’acidification excessive de la culture des microalgues causée par une faible capacité tampon du pH des milieux de culture aqueux. Par conséquent, uniquement pendant la journée, le biogaz a été introduit dans le réservoir d’absorption, en ajustant les valeurs L/G à environ 1,5.

Productivité de la biomasse
L’inoculation sur RT3 a été réalisée le 20 mai 2020 et sur RT4 le 27 mai 2020 ; le temps écoulé entre les tests (septembre) et l’inoculation a permis de stabiliser la culture et de résoudre les problèmes opérationnels qui se sont posés, tels que les fléaux et les dysfonctionnements du système, compte tenu de la pandémie mondiale de COVID.

La croissance de la biomasse a été mesurée de deux façons : par échantillonnage et par récolte. Aux fins du présent article, l’échantillonnage fait référence à la concentration de biomasse à un moment donné dans le réacteur, tandis que la récolte fait référence à l’efficacité de production de la biomasse, c’est-à-dire la quantité de biomasse qui a été récupérée au cours du processus pour éviter l’inhibition de la croissance. Les tests ont été effectués du 29 septembre au 9 octobre, à un rapport L/G moyen de 1,5, même si un rapport de 1,6 a été préféré ; La raison de cette baisse est due au ratio de 1,15 enregistré autour du 11e jour.

L’échantillonnage (Figure 11) a été effectué régulièrement du jour 1 au jour 11 (du 29 septembre au 9 octobre), où la tendance à la croissance dans les deux réacteurs a été très similaire : elle a commencé avec une concentration plus élevée, atteignant la valeur la plus basse de l’expérience aux jours 4 et 5, se redressant progressivement dans RT4 et avec une certaine variation dans RT3, retombant enfin. Le même comportement est observé dans la récolte, qui suggère alors qu’un événement (très probablement un facteur extérieur) a affecté la croissance des deux cultures simultanément.

La récolte (figure 12) a été effectuée de façon semi-régulière, en alternant une récolte pour RT3 et la récolte suivante pour RT4. Cependant, l’échelle doit être prise en compte ; Tant au niveau de l’échantillonnage que de la récolte, la variation entre les chiffres est très faible, ce qui indique que l’événement qui a touché les deux réacteurs n’était pas critique. La ligne pointillée rouge de la figure 8 indique la période pendant laquelle les réacteurs n’ont pas été exploités ; Cela s’explique par deux facteurs : quelques jours ont eu lieu pendant le week-end, où, malheureusement, les réacteurs n’étaient pas accessibles pour l’échantillonnage ou la récolte (ce qui peut également être corroboré dans la figure 11), et la méthodologie prévoit la récolte du réacteur qui a la concentration la plus élevée. Dans le complexe, il y avait quatre réacteurs, dont seulement deux (RT3 et RT4) ont participé à cette étude, ce qui fait que les jours qui ont suivi le week-end, les jours où les deux autres réacteurs (RT1 et RT2) ont été récoltés par l’équipe et n’ont donné lieu à aucune donnée de récolte de RT3 et RT4. Les données de récolte étaient inférieures d’environ 50 % aux données d’échantillonnage ; Cela peut s’expliquer par le fait que l’efficacité de la méthodologie est plus faible.

La variation entre les valeurs d’un jour à l’autre était faible (figure 11), ce qui fait allusion à une culture résiliente qui permet de modifier les conditions du système et qui reste stable. Arthrospira maxima se développe préférentiellement dans des milieux hautement carbonatés à pH élevé et est très sensible à l’inhibition deNH3 15, ce qui est cohérent avec les résultats présentés à la figure 8. L’étalonnage effectué en août 2020 est illustré à la figure 13.

Revue de post-production et sous-produits
Afin d’examiner le potentiel de ce gaz pour réduire les émissions nocives pour l’environnement, un rapport complet a été réalisé par une société externe, dans lequel les conclusions indiquaient que le biométhane produit avec cette technologie réduisait les émissions directes totales de CO2 de 84 %, par rapport à l’utilisation du biogaz non purifié directement du digesteur anaérobie. De plus, lors d’une analyse du cycle de vie de l’électricité produite à la fois par le biogaz brut et le biométhane purifié, la capacité calorifique globale que le biométhane était capable de fournir était supérieure de 23 000 kJ à la capacité calorifique du biogaz brut.

Enfin, un sous-produit de ce processus de purification est la microalgue récoltée, qui, une fois sèche, a une myriade d’applications dans d’autres industries, ce qui pourrait ajouter plus de valeur à la méthode et rendre le processus rentable26. Par exemple, une étude a été réalisée sur des cultures de basilic pour évaluer des paramètres tels que le nombre de feuilles, le poids frais et sec des pousses et le poids frais des feuilles lors de l’utilisation de biomasse séchée de Scenedesmus par rapport à un engrais inorganique ordinaire ; Ils ont trouvé des résultats comparables dans ces critères à la fois pour la biomasse et les engrais27. Des résultats similaires ont été trouvés dans une autre étude où ils ont comparé la croissance de quatre plantes cultivées commerciales tout en utilisant différentes concentrations d’un engrais fait de biomasse d’algues en suspension dans l’eau ; Même à de faibles concentrations (20 %) de l’engrais, les cultures ont atteint une croissance maximale, comparable à celle des engrais chimiques28.

Figure 1
Figure 1 : Représentation visuelle du processus biologique qui se déroule dans l’épuration du biogaz à l’aide de microalgues Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Diagramme P&ID du système décrit dans le protocole. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Photographie des HRAP qui ont été utilisés pendant l’expérimentation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Réservoir d’absorption. (A) Photographies du milieu de culture et des entrées de biogaz dans le réservoir d’absorption. (B) Vue avant et arrière du réservoir d’absorption. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Courts essais exploratoires en RT3 pour déterminer l’efficacité L/G. Le vert foncé correspond à CH4, le vert correspond au CO2, le rose clair correspond à O2 et le rose foncé correspond à N2. pH moyen 9,2435 ; Entrée de liquide 60-100 L/min ; Entrée de gaz 50-120 L/min. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Courts essais exploratoires en RT4 pour déterminer l’efficacité L/G. Le rose foncé correspond à N2, le rose clair correspond à O2, le vert foncé correspond au CO2 et le vert clair correspond à CH4. pH moyen 9,95 ; Entrée de liquide 116-118 L/min ; Entrée de gaz 35-75 L/min. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7
Figure 7 : Comparaison de tous les pourcentages d’élimination de H2S dans chaque L/G au cours des courts essais exploratoires. Les L/G de 0,5, 1, 1,5 et 2 correspondent à RT3, et 1,6, 2,5, 3,3 et 3,4 à RT4. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8
Figure 8 : Profil pH et OD. Profil pH (vert foncé) et OD (vert clair) pour RT4 entre le 28 septembre et le 10 octobre 2020. Entrée de liquide 75-118 L/min ; Entrée de gaz 57-75 L/min. Concentrations moyennes d’alimentation pour chaque gaz : CH4- 60%vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34%vol, O2- 0,6%vol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 9
Figure 9 : Profils de pourcentage d’élimination du CO2 en fonction des niveaux de pH et de L/G. Le vert correspond aux pourcentages d’élimination du CO2 aux rapports L/G : 1,58 (triangles vert foncé) et 1,64 (cercles vert clair). Le rose correspond aux valeurs de pH aux rapports L/G : 1,58 (triangles rose foncé) et 1,64 (cercles rose clair). Entrée de liquide 75-118 L/min ; Entrée de gaz 57-75 L/min. Concentrations moyennes d’alimentation pour chaque gaz : CH4- 60%vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34%vol, O2- 0,6%vol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 10
Figure 10 : Profil de température pour RT4 entre le 28 septembre et le 10 octobre 2020. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 11
Figure 11 : Résultats d’échantillonnage pour RT4 (carrés vert clair) et RT3 (cercles vert foncé) entre le 28 septembre et le 10 octobre 2020. Les rapports L/G sont indiqués par des flèches. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 12
Figure 12 : Résultats de la récolte pour RT4 (carrés vert clair) et RT3 (cercles vert foncé) entre le 28 septembre et le 10 octobre 2020. Les rapports L/G sont indiqués par des flèches. En pointillés rouges, la période pendant laquelle il n’y a pas eu de récolte pour l’un ou l’autre des réacteurs est indiquée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 13
Figure 13 : La courbe d’étalonnage réalisée en août 2020, corrélant la concentration de la culture d’algues en grammes par litre à l’absorbance à 750 nm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Composant (%vol) Composition du biogaz obtenu Composition améliorée du biogaz Composition commerciale du biométhane NOM-001-SECRE-2010
CH4 64,2 ± 0,8 85,1 ± 2,0 >84
CO2 33,8 ± 0,1 7,2 ± 1,2 <3
H2S (ppmv) 2539 ± 32 30,5 ± 4,2 <6
O2 0,3 ± 0,1 1,7 ± 0,5 <0,2

Tableau 1 : Compositions comparatives du biogaz

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Discussion

Au fil des ans, cette technologie algale a été testée et utilisée comme alternative aux techniques physico-chimiques difficiles et coûteuses pour purifier le biogaz. En particulier, le genre Arthrospira est largement utilisé à cette fin spécifique, avec Chlorella. Cependant, il existe peu de méthodologies à l’échelle semi-industrielle, ce qui ajoute de la valeur à cette procédure.

Il est essentiel de maintenir des concentrationsd’O2 plus faibles en utilisant le bon rapport L/G ; Cependant, cela dépend de la région où ce protocole sera appliqué. La teneur en oxygène du biométhane est fortement régulée en raison des risques d’explosion et de corrosion dans les canalisations. Certains pays de l’Union européenne exigent que les teneurs soient aussi basses que 1%vol 29,30,31. Le méthane, quant à lui, doit être à une concentration supérieure à 65% vol31. Au Mexique, il n’existe pratiquement aucune réglementation concernant le biogaz et le biométhane, car il est considéré comme équivalent au gaz naturel, où, selon les normes mexicaines32, la teneur minimale en CH4 dans le biométhane est de 84 % vol et une teneur maximale en O2 de 0,20 % vol est autorisée.

De plus, le pH détermine grandement l’élimination du CO2 , plus que le L/G, pendant la culture, c’est pourquoi il est essentiel de maintenir un contrôle adéquat du pH tout au long de la méthodologie, en particulier pendant le bouillonnement du biogaz. Il est important de comprendre qu’une fois que le CO2 est solubilisé dans le liquide, il y a un équilibre chimique en jeu qui a un impact direct sur les niveaux de pH. Aux niveaux de pH autour desquels ces cultures ont oscillé (8,5-9,5), les bicarbonates sont la forme sous laquelle cette molécule est présente, avec une légère augmentation des carbonates à l’extrémité supérieure de la plage de pH33. Sous cette forme, les microalgues sont également capables de métaboliser le carbone lors des réactions sombres de la photosynthèse pour produire des glucides34. Le moment du bouillonnement du biogaz est également important, dont il est recommandé de maintenir le bouillonnement diurne. Néanmoins, L/G affecte également l’élimination du CO2 et le pH, comme on peut le voir sur la FIG. 5. Le pourcentage d’élimination et le pH dans un rapport de 1,58 étaient moins constants et beaucoup plus faibles que ceux enregistrés pour le rapport de 1,64. Ce comportement pourrait être attribué à une consommation plus élevée de gaz dans le rapport de recirculation (plus de gaz donne un rapport plus petit), ce qui abaisse le pH à un rythme plus rapide. Cependant, on pourrait également faire valoir que le pH de départ pour 1,64 était plus élevé, ce qui a favorisé le comportement tamponné des efficacités d’élimination du CO2 pendant ce test. Dans ce protocole, la L/G est contrôlée par la quantité de biogaz qui est mise en bulle ; Cependant, d’autres protocoles font varier le débit de liquide de recirculation, ce qui est également une option. De plus, il n’est pas possible de faire des bulles de biogaz la nuit en raison de l’acidification de la culture et du métabolisme des algues, car aucune lumière artificielle n’est fournie à ce moment-là.

Un autre phénomène qui introduit une variabilité dans la validité des résultats est le bouillonnement intermittent de l’air utilisé pour éviter la sédimentation de la biomasse dans les réacteurs, ce qui empêche l’inhibition de la croissance par l’accumulation d’oxygène. Ceci, cependant, ne peut pas être évité si cette méthode est utilisée. Une alternative au bouillonnement de l’air consiste à ajouter plus de roues à aubes pour améliorer le mouvement sur toute la longueur du réacteur, ce qui peut être efficace dans d’autres expériences. D’autre part, les vastes superficies de terrain nécessaires à l’installation des réacteurs, ainsi que la consommation importante d’eau pour démarrer et maintenir le système afin d’obtenir une productivité équitable du biométhane.

Il est important de noter que ce processus d’échantillonnage régulier utilise la courbe d’étalonnage poids - absorbance de la biomasse (figure 9), où la corrélation entre les données est de près de 1 (0,9995) ; Bien que la méthode ne soit peut-être pas basée sur un article précédent sur les mêmes algues, le coefficient de détermination montre un lien statistique fort avec la fiabilité de cette méthode. De plus, il est pertinent de décrire l’importance de l’échantillonnage et de la récolte dans une méthodologie comme celle-ci. L’échantillonnage a permis d’assurer un bon entretien de la culture d’algues, tandis que la récolte a un triple objectif : d’une part, elle a permis d’éviter l’inhibition de la croissance due à un surpeuplement de la culture qui pourrait provoquer une accumulation d’oxygène35 ; deuxièmement, la récupération de la biomasse algale peut ouvrir la voie à de nouvelles opportunités économiques ; Et enfin, cela a donné une autre occasion de mesurer la tendance de croissance de la culture.

Néanmoins, la détermination des moments appropriés pour la récolte (qui dans ce protocole sont définis par les résultats de l’échantillonnage) est également une étape critique car elle réduit la biomasse dans les réacteurs. Une concentration de biomasse plus faible affecte l’élimination du pH et du CO2 en tant que cycle : dans des conditions défavorables du système (par exemple, à des valeurs de pH plus faibles), la croissance de la biomasse ralentit, ce qui, à son tour, réduit la capacité du système à éliminer le CO2 car il y a moins de biomasse pour le métaboliser ; Une plus grande quantité de CO2 dissous acidifierait le milieu de culture et fermerait le cycle36. De nombreux autres facteurs contribuent à la croissance du pH et de la biomasse, ce qui ne doit pas être négligé dans cette simplification excessive de la relation de cause à effet ; La disponibilité de l’azote peut être extrêmement importante pour les algues Arthrospira maxima, ainsi que pour les conditions climatiques telles que la température et l’intensité lumineuse16,36, qui ne peuvent pas être contrôlées dans un système comme celui-ci. À titre d’exemple, l’ajout d’urée, comme le montre la figure 4, est la preuve que l’azote, associé à des valeurs de pH plus élevées, peut régulariser un système d’algues.

D’autres limites de cette méthode sont liées à la productivité de la récolte qui, par rapport à l’échantillonnage, est environ 50% moins efficace, ce qui entrave la faisabilité économique du système et nécessiterait l’amélioration des techniques de filtration. Les résultats du poids de récolte sont surestimés de 6 % (mesurés par la suite selon les méthodes standard de poids sec), étant donné que les conditions de séchage de cette partie du protocole n’entraînent pas une élimination complète de l’eau. En ce qui concerne la biomasse, les résultats d’échantillonnage (y compris la courbe d’étalonnage) sont surestimés d’au moins 5 % en raison de l’élimination incomplète de l’eau dans la méthodologie19 ; Cependant, comme l’erreur est systématique, il est recommandé de procéder uniquement à une analyse thermogravimétrique pour vérifier la teneur en eau dans la culture à considérer et apporter les corrections analytiques aux résultats et à la courbe d’étalonnage.

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Disclosures

Conflit d’intérêts. Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts.

Acknowledgments

Nous remercions la DGAPA du projet UNAM numéro IT100423 pour le financement partiel. Nous remercions également PROAN et GSI de nous avoir permis de partager nos expériences techniques sur leurs installations complètes de valorisation du biogaz photosynthétique. Le soutien technique de Pedro Pastor Hernández Guerrero, Carlos Martin Sigala, Juan Francisco Díaz Márquez, Margarita Elizabeth Cisneros Ortiz, Roberto Sotero Briones Méndez et Daniel de los Cobos Vasconcelos est très apprécié. Une partie de cette recherche a été réalisée au laboratoire d’ingénierie environnementale de l’IIUNAM avec un certificat ISO 9001 :2015.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1" rotameter CICLOTEC N/A
1" rotameter GPI A10-LMA100IA1
Absorption tank EFISA Made under previous design
Air blower (2.35 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas blower (2 HP) Elmo Rietschle 2BH11007AH01
Biogas composition measure Geotech BIOGAS 5000
Data-acquisition device LabJack Co. U3-LV
Diffuser tubes Aero-Tube C3060AR
DO sensor Applisens Z10023525
Dodecahydrated trisodium phosphate  Quimica PIMA N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Dodecahydrated trisodium phosphate  Fermont 35963 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Durapore membrane (45 µm) MerckMillipore HVLP04700 
Electric motor 1.5 HP Weg 00158ET3ERS56C
Ferrous sulfate heptahydrate Agroquimica Samet N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Ferrous sulfate heptahydrate Fermont 63593 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Geomembrane GEOSINCERE N/A
Magnesium sulfate heptahydrate Tepeyac N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Magnesium sulfate heptahydrate Fermont 63623 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Paddle wheel GSI Made under previous design
pH sensor Van London pHoenix 715-772-0041
Portable screen Rasspberry Pi 3 B+
Recirculation centrifugal pump (1.5 HP) Aquapak  ALY 15
Sodium bicarbonate Industria del alcali N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium bicarbonate Fermont 12903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium chloride Sal Colima N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium chloride Fermont 24912 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Sodium nitrate Vitraquim N/A Fertilizer grade (greenhouse and experior use)
Sodium nitrate Fermont 41903 Analytical grade (Used in cultures inside the laboratory)
Storing program (pH, DO)  Python Software Foundation  Python IDLE 2.7
Tedlar bags SKC Inc. 232-25
Temperature recorder T&D TR-52i
UV-Vis Spectrophotometer ThermoFisher Scientific instrument GENESYS 10S 
Vacuum pump EVAR EV-40

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References

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Sciences de l’environnement Numéro 205 ratios liquide/biogaz L/G sulfure d’hydrogène Arthrospira maxima photosynthétique absorption
Purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues
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Vega Blanes, M.,… More

Vega Blanes, M., Pérez-Hermosillo, I. J., Ramírez Rueda, A., González Sánchez, A. Biogas Purification through the use of a Microalgae-Bacterial System in Semi-Industrial High Rate Algal Ponds. J. Vis. Exp. (205), e65968, doi:10.3791/65968 (2024).

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