Enregistrement simultané intracellulaire d'un motoneurone lombaire et la force produite par l'unité de moteur chez la souris adulte Published: December 5, 2012 doi: 10.3791/4312

DOI

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Marin Manuel¹, C.J. Heckman¹

¹Department of Physiology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

Summary

Cette nouvelle méthode permet l'enregistrement simultané intracellulaire d'une souris adulte seul motoneurone et la mesure de la force produite par les fibres musculaires. L'enquête combine des propriétés électriques et mécaniques des unités motrices chez les animaux normaux et génétiquement modifiées est une percée pour l'étude du système neuromusculaire.

Abstract

Le motoneurone spinal a longtemps été un bon modèle pour l'étude de la fonction nerveuse parce que c'est un neurone du système nerveux central avec des propriétés uniques de (1) ayant des cibles facilement identifiables (les fibres musculaires) et donc ayant une fonction bien connue (pour contrôler la contraction musculaire), (2) d'être la cible de convergence de plusieurs réseaux spinaux et descendant, d'où le nom de «voie finale commune», et (3) ayant une grande soma qui permet de les pénétrer avec de fortes électrodes intracellulaires . En outre, lorsqu'ils sont étudiés in vivo, il est possible d'enregistrer simultanément l'activité électrique des neurones moteurs et la force développée par leurs cibles musculaires. Effectuer des enregistrements intracellulaires de motoneurones in vivo donc mis l'expérimentateur dans la position unique d'être en mesure d'étudier, dans le même temps, tous les compartiments de l '"unité moteur" (le nom donné à l'motoneurone, son axone, etles fibres musculaires qu'il innerve ^1): les entrées empiétant sur ​​le motoneurone, les propriétés électrophysiologiques du motoneurone, et l'impact de ces propriétés sur la fonction physiologique des motoneurones, c'est à dire la force produite par son moteur. Cependant, cette approche est très difficile parce que la préparation ne peut pas être paralysé et donc la stabilité mécanique de l'enregistrement intracellulaire est réduite. Ainsi, ce type d'expériences a été réalisée que chez les chats et les rats. Cependant, l'étude des systèmes spinaux pourrait faire un bond formidable s'il était possible de réaliser des expériences similaires chez les souris normales ou génétiquement modifiés.

Pour des raisons techniques, l'étude des réseaux spinaux chez la souris a été principalement limitée aux nouveau-nés dans les préparations in vitro, où les motoneurones spinaux et les réseaux sont immatures, les motoneurones sont séparés de leurs objectifs, et lorsqu'ils sont étudiés en tranches, le motoneurons sont séparées de la plupart de leurs intrants. Jusqu'à récemment, seuls quelques groupes ont réussi à effectuer des enregistrements intracellulaires de motoneurones in vivo ^2-4, y compris notre équipe qui a publié une nouvelle préparation qui nous a permis d'obtenir des enregistrements très stables des motoneurones in vivo chez la souris adulte ^5,6. Toutefois, ces enregistrements ont été obtenus chez les animaux paralysés, c'est à dire sans la possibilité d'enregistrer la sortie de force de ces motoneurones. Ici, nous présentons une extension de cette préparation originale dans laquelle nous avons pu obtenir des enregistrements simultanés des propriétés électrophysiologiques des motoneurones et de la force développée par leur moteur. Il s'agit d'une réalisation importante, car elle nous permet d'identifier les différents types de motoneurones en fonction de leur profil de force, et révélant ainsi leur fonction. Couplés avec des modèles génétiques perturbant la colonne vertébrale segmentaire circuits ^7-9, ou reproducting humaine disea^10,11 soi, nous nous attendons que cette technique soit un outil essentiel pour l'étude du système moteur spinal.

Protocol

1. Première étape

Pré-anesthésique médicaments: 10-15 min avant l'induction de l'anesthésie, injecter atropine (0,20 mg / kg) et methylprenidsolone (0,05 mg) sous-cutanée pour éviter salivation, un œdème, respectivement.

2. Deuxième étape

L'induction de l'anesthésie: injection de pentobarbital sodique (70 mg / kg) ou un mélange de kétamine / xylazine (100 mg / kg et 10 mg / kg, respectivement) intra-péritonéale. Laissez la souris jusqu'à passer sous aucun réflexe pincement de l'orteil peut être obtenue. Si l'anesthésie semble trop claire, complète avec 1/4 de la dose.

3. Troisième étape

* Remarque: cette chirurgie est une procédure terminale.

Quand un plan chirurgical de l'anesthésie a été atteint, le transfert de la souris sur une couverture posée au chaud dans une position couchée.

1. Couvrir le nez de la souris avec un masque délivrant O ₂ pur à un débit d'environ 100 ml / min.
2. Shave également la patte arrière droite.
3. Retournez la souris à la position couchée, mais prenez soin de laisser le masque à oxygène à la place.

4. Quatrième étape

Assurer la souris en place par des sutures en boucle autour des branches et fixé aux quatre coins de la surface de travail.

5. Cinquième étape

Insérer une sonde de température pour surveiller la température à coeur de la souris. Réglez couverture chauffante / puissance de la lampe pour maintenir la température centrale de 36 ° C et 38 ° C.

6. Trachéotomie et ventilation artificielle

1. Avec des ciseaux émoussés, faire une coupe au-dessus de la trachée et tirez la peau loin des deux côtés.
2. Utilisant le forceps émoussé, déchirer la glande salivaire de manière à exposer deux muscles sterno minces () couvrant la trachée.
3. Utilisant le forceps émoussé, séparer le musc deuxles le long de leur séparation médiane pour révéler la trachée.
4. En utilisant un 7 Dumont pince, faites glisser deux longueurs de 4,0 suture de soie sous la trachée.
5. Faites une coupe transversale dans la trachée entre deux anneaux cartilagineux mais prenez garde à ne pas complètement la section de la trachée.
6. Insérer le tube trachéal dans la trachée, puis la fixer sur les deux côtés de l'ouverture d'insertion en reliant les points de suture sur elle. Le tube trachéal est relié à un ventilateur de souris (SAR-830/AP, Inc CWE) et un capnographe (μcapstar, CWE Inc). Le ventilateur est relié, par l'intermédiaire d'un sac de conformité, à une source d'O ₂ pur. Réglez les paramètres du ventilateur (100-150 bpm rythme respiratoire, le volume de fin d'expiration 170-310 pi) de sorte que la souris ne se bat pas contre la ventilation artificielle et la pCO fin d'expiration ₂ est stable entre 4 et 5%.

7. Placement des lignes intraveineuses

1. En utilisant des techniques de dissection émoussés, exposer la jugulaireveine d'un côté de la nuque. A ce niveau, la veine jugulaire se divise en deux troncs principaux, les veines antérieures et postérieures du visage.
2. Effectuez les étapes suivantes deux fois, une fixés pour chacun de ces troncs:
   1. Utilisation Dumont 4 ou 5 pince, dégagez soigneusement la veine de son tissu conjonctif environnant.
   2. En utilisant une pince Dumont 7, faites glisser deux longueurs de 6,0 points de suture de soie sous la veine. les séparer autant que possible le long de la longueur de la veine.
   3. Placez un clip petit bâtiment sur le côté proximal de la veine (le côté le plus proche du cœur), et attacher le côté distal de la veine.
   4. En utilisant des ciseaux très fins iris, faire une petite incision transversale dans la veine, en prenant grand soin de ne pas la section de la veine complètement.
   5. Insérer un cathéter pré-remplie 1Fr (premicath, Vygon) dans l'ouverture, jusqu'à la pince navire.
   6. Tenir la veine et le cathéter ensemble dans un 4 Dumont pince, retirer délicatement le clip navire, puis pousser le cathéter d'un mor quelquese millimètres dans la veine.
   7. Fixer le cathéter en l'attachant avec deux fils de suture, des deux côtés de l'insertion.
3. L'un des cathéters est reliée à une seringue ou une pompe à seringue pour injecter des doses supplémentaires d'anesthésiques chaque fois que nécessaire (en général chaque min 10-30). La dose IV est soit 6 mg / kg de pentobarbital de sodium ou 1250 40 ug / kg / min de kétamine / xylazine ^12. Le cathéter autre est reliée à une pompe à seringue pour une injection intraveineuse lente (50 ul / heure) d'une solution de glucose à 4% contenant NaHCO ₃ (1%) et plasmion (14%).

8. Fermez la peau du cou avec aiguille et la suture, et le retour de la souris pour position couchée

9. Dissection du muscle Hind-membres et les nerfs

1. Avec des ciseaux, faire une incision du haut de la cuisse au tendon d'Achille. Séparer la peau des muscles sous-jacents, en prenant soin de ne pas endommager les vaisseaux sanguins. Cautériser au besoin.
2. Disséquer soigneusement les biceps crural. Cautériser / ligature au besoin pour prévenir les saignements. Le biceps fémoral peut être totalement retirée ou simplement incliné pour exposer le nerf sciatique et les triceps sural muscles.
3. Disséquer le nerf sural.
4. Utiliser du fil de soie 8/0, ficeler la partie distale du nerf fibulaire commun et couper distale du nœud. Disséquer le nerf tout le chemin jusqu'à, au plus près de la hanche que possible.
5. Identifier le nerf tibial entre les nerfs péronier commun et Sural. Parmi les différentes branches du nerf tibial, identifier les branches qui innervent le muscle triceps sural des branches qui vont plus en profondeur (ci-après dénommé nerf tibial).
6. Utilisation 8/0 de la soiefil, relier toutes les branches du nerf tibial tout en gardant intactes les branches innervent le triceps sural. Couper le nerf tibial distal du au noeud et à disséquer le nerf aussi loin que possible.
7. Couvrir la totalité des membres postérieurs avec une gaze imbibée de sérum physiologique pour éviter le dessèchement tout en procédant à l'étape suivante.

10. Laminectomie

1. Avec des ciseaux, faire une incision le long de la colonne vertébrale. Séparer la peau des muscles sous-jacents.
2. Faire deux incisions de chaque côté de la vertèbre pour séparer les muscles sous-cutanés. Puis couper chaque tendon des muscles qui se fixent sur le côté de la vertèbre de chaque côté.
3. Utilisant le forceps émoussé et une curette fine, retirer le reste du muscle de la face dorsale des vertèbres autour des apophyses épineuses d'identifier clairement chaque vertèbre individuelle.
4. Identifier les vertèbres T13 et L1. T13 est la dernière vertèbre à des nervures ci-joint. La colonne vertébrale wmal être immobilisé à l'aide des pinces Cunningham moelle épinière vertébrales (Stoelting Co.). Placer les pinces vertébrales, de chaque côté de T13 et L1. Veillez à ne pas comprimer la moelle épinière, mais mettre un peu de tension dans l'axe longitudinal. Vérifiez que la colonne vertébrale soit bien fixée en appuyant doucement avec une pince.
5. Utilisation rongeurs fines, retirer les apophyses épineuses des vertèbres, puis les lames sur T13 et L1, exposant ainsi la moelle épinière.
6. Couvrir le cordon médullaire exposée avec de petits morceaux de coton imbibés ou spongel avec du sérum physiologique pour éviter la dessiccation.
7. Placez une coutume de bain en plastique sur le dessus du dos, qui entoure la moelle épinière. Fixez le bain en place avec du fil de soie 4/0. Assurez-vous que le bain est étanche en la scellant avec Kwik-Cast étanchéité (WPI).
8. Une fois que le Kwik-Cast a séché, retirez le coton couvrant la moelle épinière, et remplir la baignoire avec de l'huile minérale.
9. Utilisation Dumont 5 pinces et ciseaux très fins iris, tirez doucement sur le second duréer entourant la moelle épinière, et ouvrez-le aussi loin que possible dans les deux sens. Plier la durée de chaque côté de la moelle épinière.
10. Abaisser la plate-forme surélevée sur laquelle la souris est située de manière à maintenir suspendu par la pince vertébrale.
11. Utilisez une autre pince vertébrale pour serrer une apophyse épineuse de la région sacrée pour soutenir la région lombaire de l'animal.
12. Dispositif de serrage troisième est utilisé pour immobiliser la patte arrière droite et de la cheville, à un angle de flexion de 90 ° au niveau du genou.

11. Dissection du tendon d'Achille

1. Avec la branche coudée à 90 ° au niveau du genou et de la cheville, retirer la toile recouvrant la zone des pattes arrière, et disséquer le tendon d'Achille sans le tissu environnant. Disséquer le plus possible le triceps sural du tissu environnant ainsi.
2. Couper le tendon du muscle plantaire près de calcanéum, puis coupez-le de nouveau pour enlever complètement le tendon.
3. En utilisant une aiguille fileté, fixez fil 6/0 de la soie à travers èmee tendon d'Achille et faire un noeud triple autour du tendon.
4. Placez le capteur de force près du nœud, coupez la partie distale du tendon, et l'attacher à l'aide du capteur de force le fil de soie.
5. Insérez deux longueurs de fil d'acier inoxydable sous l'aponévrose des muscles triceps sural. Ces fils sont reliés à un amplificateur de courant alternatif pour l'enregistrement extracellulaire EMG.
6. Placez le nerf fibulaire commun et le nerf tibial sur deux électrodes bipolaires crochet.
7. Placer le triceps sural nerf sur la cathode d'une électrode de crochet, avec l'anode de toucher un muscle à proximité.
8. Connecter tous les électrodes de stimulation à une unité d'isolement.
9. Placer une électrode de bille sur la surface dorsale de la moelle épinière, relié à un amplificateur AC extracellulaire à enregistrer les potentiels de cordon dos. Placez une électrode de référence Ag / AgCl en contact avec un muscle du dos.

12. Douze Étapes

Stimuler le nerf triceps suralà l'aide de 50 microsecondes carré impulsion d'intensité croissante à basse fréquence (<1 Hz) jusqu'à ce que l'amplitude contraction maximale est observée. Déplacer lentement le transducteur de force pour étirer le muscle tout en surveillant l'amplitude de la réponse contractile jusqu'à l'amplitude contraction atteint un maximum.

13. Les enregistrements intracellulaires de motoneurones

A partir de ce moment-là, des techniques électrophysiologiques sont utilisés pour préparer une électrode intracellulaire, pénétrer dans un neurone dans la moelle épinière et l'identifient comme un motoneurone.

1. Tirez une micropipette de verre à une extrémité ~ 1 um à l'aide d'un extracteur de pipette (P-97 Micropipette Puller, Instruments Sutter). Remplir l'électrode avec une solution de KCl 3M (résistance de l'électrode de 10-20 MQ).
2. L'utilisation d'un micropositionneur, conduire la micropipette, connecté à un amplificateur intracellulaire (Axoclamp 2B, Axon Instruments) dans la moelle épinière. Surveiller les potentiels de champs locaux provoquées par la stimulation de la ehaque nerf pour localiser le parc de véhicules du triceps sural.
3. Soigneusement approcher motoneurones putatifs tout en surveillant la résistance de la microélectrode. Lorsque l'on pousse contre une membrane, la résistance augmente. La pénétration peut parfois être facilitée en utilisant le «buzz» en fonction de l'amplificateur intracellulaire.

14. Procédure euthanasie

A la fin de l'expérience, l'animal est euthanasié par une surdose de pentobarbital (210 mg / kg IV), suivie par décapitation.

Representative Results

La figure 1 montre comment identifier un motoneurone du groupe triceps sural après la pénétration. Au intensité de la stimulation faible, seule une EPSP monosynaptique peuvent être observées (figure 1A). A plus haute intensité, l'EPSP peut être suffisamment importante pour déclencher une "orthodromique" pic (figure 1B). Au intensité de stimulation encore plus élevé, un antidromique tout-ou-rien pic apparaît, avec une latence plus courte que l'EPSP monosynaptique (figure 1C). Si le courant est injecté par assez de la microélectrode pour déclencher un pic, une activité EMG peut être enregistré sur le muscle après un court délai, suivie d'une contraction musculaire (figure 1D). Après l'identification du motoneurone, ses propriétés électrophysiologiques peuvent être caractérisées. Par exemple, la figure 2 illustre comment la résistance d'entrée peut être mesurée à l'aide d'hyperpolarisation et dépolarisation des impulsions de courant (figure 2A), et de traçage les variations du potentiel de membrane par rapport à la quantité de courant injecté (figure 2B).

Les propriétés contractiles du bloc moteur peut également être étudiés en utilisant différents protocoles de stimulation. Par exemple, la relation force-fréquence peut être obtenue par l'injection de courtes impulsions de courant à différentes fréquences dans le motoneurone (figure 3A). La force de l'état d'équilibre peut alors être fonction de la fréquence des impulsions de courant pour révéler une sigmoïde courbe force-fréquence (figure 3B).

Si l'anesthésie est bien sous contrôle, il est possible d'enregistrer à partir d'un bloc moteur unique pour plus de 15 min. Dans ce laps de temps, il devrait être possible d'exécuter un large éventail de protocoles pour caractériser à la fois le motoneurone et les propriétés contractiles des fibres musculaires qu'il innerve.

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Figure 1. Exemple de procédure pour identifier un motoneurone. Panneaux A. Aux trois C de réponse successive d'un motoneurone à une stimulation électrique croissante du nerf sciatique La ligne verticale en pointillés indique le moment de la stimulation. Chaque panneau est le potentiel de membrane intracellulaire enregistrés (trace supérieure) et de la volée afférente enregistrée sur la surface de la moelle lombaire (trace inférieure). A. Lors d'une intensité juste au dessus du seuil de recrutement des afférences du groupe I (1,1 x T), un EPSP est apparu en réponse à la stimulation électrique. Le PPSE était monosynaptique parce que son temps de latence centrale, 0,4 msec (petites lignes verticales en pointillé), était trop court pour une voie impliquant plus d'une synapse. B. L'augmentation de l'intensité de stimulation (2,0 x T) a augmenté la taille de l'EPSP jusqu'à ce qu'il soit suffisamment importante pour déclencher une flambée orthodromique. C. Lorsque l'intensité de stimulation a été augmenté encore plus(2,1 x T), l'axone a été recruté, et un potentiel d'action antidromique est apparu avec un temps de latence 1,2 ms par rapport à la durée de stimulation. Étant donné une longueur de 38mm de conduction, la vitesse de conduction axonale était de 32 m / s. D. Lorsque le courant est injecté (trace inférieure) dans un triceps sural motoneurone (motoneurone différente de celle AC), un potentiel d'action peut être déclenchée dans le soma ( seconde trace du bas). Ce potentiel d'action se déplace le long de l'axone, traverse la jonction neuro-musculaire, et déclenche des potentiels d'action musculaires dans les fibres musculaires innervées par le motoneurone enregistré. Le potentiel d'action composé (seconde trace du haut) peuvent être enregistrés à l'aide des électrodes EMG. La contraction contraction des fibres musculaires est montré dans la trace supérieure. Le temps de contraction de l'unité de moteur peut être estimée à partir de la réponse contractile entre les deux lignes verticales en pointillé. Figure adaptée dans le cadre de ref ^5.

Figure 2. Estimation de la résistance d'entrée d'un neurone moteur. A. réponse moyen pour une série d'impulsions de courant (traces de fond) d'une durée de 500 ms et allant de -3 à 2 nA. Remarquez l'affaissement de la réponse en tension du motoneurone (rempli flèche): la tension a rapidement atteint un pic (point noir) avant de se stabiliser à une valeur plateau inférieur (carré noir). Après l'impulsion de courant a été interrompu, un rebond (flèche vide) apparaît. B. Plot de la déviation de la tension (AV) par rapport à l'intensité de l'impulsion de courant. Les points ont été mesurés à l'apogée de la réponse, tandis que les carrés ont été mesurées à la fin de l'impulsion, tel que représenté par les symboles sur le dessus de la figure B1. Les lignes droites sont les meilleurs ajustements linéaires de la réponse maximale (en pointillés) et la réponse plateau (en points et tirets). Les pentes de ces lignes sont la résistance d'entrée de crête et le plateau irésistance nput du motoneurone, respectivement. Figure adaptée de ref ^5.

Figure 3. . Caractérisation de la relation force-fréquence d'un bloc moteur Les trois panneaux montrent: sur la trace du bas, les impulsions de courant répétées à la fréquence indiquée sur le dessus de chaque panneau et utilisé pour obtenir des potentiels d'action dans le motoneurone, sur la seconde tracer à partir du bas, le potentiel de membrane du motoneurone, montrant les potentiels d'action à la fréquence des impulsions, sur la seconde piste du haut, l'activité EMG; sur la trace supérieure à la force produite par le train de potentiel d'action. Le panneau inférieur montre le graphique de synthèse de la quantité de force atteint pendant les trains individuels fonction de la fréquence des potentiels d'action dans chaque train. La courbe est sigmoïde.

Discussion

La préparation décrite ici est la première qui permet, chez la souris adulte, simultanée d'un enregistrement intracellulaire motoneurone lombaire et la mesure de la force produite par les fibres musculaires innervées par son axone.

En raison de la petite taille de l'animal, les compétences chirurgicales nécessaires pour cette préparation peut être difficile à acquérir. Cependant, une fois ces compétences sont maîtrisées, toute la chirurgie peut être réalisée en trois heures, et les animaux peuvent survivre jusqu'à 7 heures de plus après la fin de l'intervention chirurgicale pour les enregistrements. Le succès de cette technique est essentiellement subordonnée à la gestion de l'anesthésie. Il est d'une importance cruciale de surveiller attentivement que de nombreux paramètres physiologiques que possible (température à cœur, pCO _2, la fréquence cardiaque, etc) et de maintenir entre eux est leur gamme respective physiologique. Tout écart doit être corrigée immédiatement, par exemple en augmentant / diminuant le pouvoir de l'hmanger blanchet, le réglage des paramètres de l'appareil respiratoire, ou ajouter d'autres anesthésiques. Il est de notre expérience que l'état physiologique de la souris peut prendre un tour étonnamment rapide pour le pire, si une attention particulière n'est pas payé en tout temps à ces paramètres.

La stabilité mécanique est d'une importance capitale en essayant de réaliser des enregistrements intracellulaires. Cela est particulièrement vrai in vivo, où motoneurones peuvent se déplacer sous l'influence de la pression artérielle, la respiration et les contractions musculaires. Même s'il est impossible de garantir une stabilité parfaite, notre procédure permet des enregistrements stables de motoneurones pendant dix minutes ou plus. Ce résultat est obtenu grâce à une combinaison de quatre pinces d'immobilisation de la colonne vertébrale et les os de la jambe. Deux pinces sont situées aussi près que possible du site de laminectomie pour immobiliser la moelle épinière dans ce domaine. Nous avons constaté que la réduction de la longueur de la moelle épinière entre les deux pinces ainsi que d'exercer un peu detension sur les os fourni une très bonne stabilisation, comme nous avons pu maintenir des enregistrements intracellulaires pendant plusieurs heures chez les animaux paralysés ^5. Toutefois, dans le cas présent, l'animal ne soit pas paralysé, et les muscles sont libres de contracter, en particulier lors de la stimulation du nerf sciatique. C'est la raison pour laquelle nous stabiliser le squelette jambe entière en utilisant deux pinces, l'un au niveau du sacrum, immobiliser la hanche entière et donc empêcher les contractions musculaires d'être transmises à la colonne vertébrale, et l'autre à la cheville pour immobiliser la jambe à 90 ° d'angle.

En utilisant cette technique, il est possible d'identifier le type physiologique d'un motoneurone sur la base du profil de la force de son bloc moteur ^13. Motoneurones peuvent être classés comme lente ou rapide en fonction de leur temps de contraction contraction, et en résistant fatigables ou de fatigue en fonction de leur capacité à maintenir une force donnée lors de la stimulation répétitive. En tant que tel, cette disposition préparationdes un avantage certain sur des préparations in vitro. Dans des conditions in vitro, la moelle épinière est extrait du corps de l'animal et placé dans une boîte entière ou en tranches. En raison de la couche de myéline qui entoure la matière grise, l'oxygénation correcte ne peut être obtenue chez les animaux nouveau-nés où la myélinisation n'est pas complète ^14. Les développements techniques récents ont permis des enregistrements de motoneurones spinaux en tranches adultes ^15-17, toutefois, cette approche ne résout pas l'inconvénient majeur d'enregistrements dans in vitro, qui est qu'il n'y a aucun moyen d'identifier le type physiologique du motoneurone enregistrées (S, FR ou FF, voire alpha vs gamma) et forcer l'expérimentateur de regrouper les enregistrements de motoneurones qui sont intrinsèquement différentes, en termes de fonction, les propriétés électrophysiologiques, et la teneur en protéines (voir Manuel & Zytnicki, 2011 ¹⁸ pour une revue des différents types de motoneurones).

enregistrements in vivo pourrait être effectuée sur des animaux génétiquement modifiés pour étudier l'impact direct de cette altération spécifique sur la fonction du système moteur: produire une force. Cette préparation est aussi très prometteur pour l'étude de maladies neurodégénératives comme la sclérose latérale de l'homme amyotrophique (SLA) ou l'amyotrophie spinale (SMA). Modèles génétiques ont en effet été généré que reproduire les symptômes reconnus de ces maladies ^10,11. La nouvelle préparation décrite ici ouvre la possibilité d'étudier le rôle des jonctions neuromusculaires dans ces maladies en testant le comportement des motoneurones et de fibres musculaires (à la fois indépendamment et ensemble) au cours de la progression de la maladie. Récemment, deux groupes indépendants ont réussi à développer une décérébrés dans la préparation de souris in vivo qui expose la locomotion spontanée ou fictif^19,20 locomotion. Si le genre de stabilité d'enregistrement que nous observons en suivant la procédure décrite ici peut être obtenu après décérébration, cela constituerait un formidable outil pour l'étude non seulement des motoneurones, mais de tous les circuits de pré-spinaux impliqués dans la génération du rythme locomoteur .

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Atropine sulfate	Aguettant
Methylprenidsolone	Pfizer	Solu-Medrol
Sodium pentobarbitone	Sanofi-Aventis	Pentobarbital
Ketamine
Xylazine
Glucose
Plasma expander	Roger Bellon	Plasmagel
Blunt scissors	FST	14079-10
Blunt fine scissors	FST	15025-10
Vannas Spring Scissors	FST	15002-08
Fine forceps serrated	FST	11370-32
Fine forceps serrated	FST	11370-31
Cunningham Spinal Adaptor	Stoelting Co.
Kwik-Cast sealant	WPI	#KWIK-CAST
Ventilator	CWE Inc	SAR-830/AP
Capnograph	CWE Inc	μcapstar
Heating blanket	Harvard Apparatus	507221F
Intracellular amplifier	Axon Instruments	Axoclamp 2B
Pipette puller	Sutter Instruments	P-97
KCl	Sigma-Aldrich	P9333-500G