Summary
Analisi di anatomia roditore cerebrovascolari svolge un ruolo importante nella ricerca sperimentale ictus. In questo contesto, la perfusione intravascolare con lattice colorato è stato considerato come uno strumento standard per diversi anni. Tuttavia, questa tecnica comporta diverse limitazioni tecniche che mettono a repentaglio la sua riproducibilità. Qui, descriviamo un metodo semplice per visualizzare i vasi cerebrali in modo riproducibile. Iniezione di una miscela di due inchiostri carbon black commercialmente disponibili attraverso i risultati ventricolo sinistro del miocardio nel riempimento adeguato dei vasi cerebrali con visualizzazione ad alto contrasto. Abbiamo applicato con successo questa tecnica per identificare i punti di anastomosi tra territori vascolari cerebrali di topi con diversi background genetici. Abbiamo finalmente le prove che questo nuovo metodo e semplice per la colorazione del serbatoio può essere combinato con cloruro di trifeniltetrazolio (TTC) colorazione - uno strumento ampiamente utilizzato per osservare e analizzare i volumi di infarto nei topi.
Abstract
La struttura anatomica dei vasi cerebrali è un fattore determinante per l'emodinamica del cervello così come la gravità delle lesioni in seguito insulti ischemici. Vascolarizzazione cerebrale risponde dinamicamente ai diversi stati patofisiologici e presenta notevoli differenze tra i ceppi e in condizioni di manipolazioni genetiche. Essenzialmente, una tecnica affidabile per la colorazione di vasi intracranici è essenziale per studiare la patogenesi di ictus ischemico. Fino a poco tempo, un insieme di tecniche diverse è stato impiegato per visualizzare la vascolarizzazione cerebrale compresa l'iniezione di resina a bassa viscosità, Araldite F, gelatina miscelato con coloranti vari 1 (cioè rosso carminio, India inchiostro) o lattice con 2 o 3 senza nerofumo. Perfusione del bianco composizione di lattice attraverso l'aorta ascendente è stata riportata da Coyle e Jokelainen 3. Maeda et al. 2 hanno modificato il protocollo con l'aggiunta di carbon inchiostro nero per la composizione di lattice per la visualizzazione migliore contrasto delle navi dopo perfusione fisiologica del cervello. Tuttavia, perfusione inefficiente e inadeguato riempimento dei vasi sono spesso sperimentata a causa della elevata viscosità del composto lattice 4. Pertanto, abbiamo descritto una tecnica semplice ed efficace utilizzando una miscela di due inchiostri neri di carbonio disponibili in commercio (CB1 e CB2) per visualizzare la vascolarizzazione cerebrale in modo riproducibile 5. Abbiamo dimostrato che la perfusione con CB1 CB2 + in topi risultati in colorazione significativamente più piccoli vasi cerebrali ad una densità maggiore rispetto alla perfusione lattice 5. Qui, descriviamo il nostro protocollo di individuare i punti di anastomosi tra la parte anteriore (ACA) e medio arterie cerebrali (MCA) per studiare le variazioni delle navi nei topi con differenti background genetici. Infine, abbiamo dimostrato la fattibilità della nostra tecnica in un modello transitoria ischemia cerebrale focale in topi combinando CB1 +CB2-mediata colorazione vaso con colorazione TTC in vari gradi di lesioni ischemiche.
Protocol
1. Animali
- Gli esperimenti sono stati effettuati secondo le linee guida NIH per la cura e l'uso di animali da laboratorio e approvato dalle autorità locali. Per tutti gli esperimenti, C57Bl6 / J sorci di tipo selvatico, ApolipoproteinE - / - (ApoE KO) e SV129 topi (12-16 settimane, 26-30 g di peso corporeo, 5-6 animali per gruppo sperimentale) sono stati utilizzati.
2. La colorazione dei vasi cerebrali con lattice colorato
- Preparare una miscela di 25 pl di inchiostro nero di carbonio (Herlitz, Germania) con 0,5 ml della composizione di lattice (Pebeo, Francia) in un rapporto di 1:20 in una provetta EP e scaldare la miscela a 37 ° C in un bagno d'acqua. Raccogliere il composto in una siringa 2 ml con un ago di 28-30G prima anestetizzante l'animale.
- Sciogliere 50 mg di polvere cloridrato papavarine in 1 ml di soluzione fisiologica sterile. Raccogliere la soluzione in una siringa da insulina. Rompere l'ago da un'altra siringa da insulina sterile. Posizionare questo ago al termine di un 20 cm PE10 tubo. Ora attaccate questo tubo PE10 sull'ago della siringa contenente insulina soluzione papavarine cloridrato essere iniettato attraverso la vena femorale per garantire vasodilatazione e corretto riempimento dei vasi.
- Preparare altri due siringhe da insulina ciascuna contenente 1 ml di soluzione fisiologica. Siringhe da insulina consentono una regolare erogazione del fluido iniettato in una posizione precisa. Tuttavia, a causa della elevata viscosità del lattice, alternativa 1 ml siringhe con aghi rimovibili ampia dovrebbero essere usati.
- Prendere tutte le siringhe e strumenti sterilizzati dissezione vicino alla fase operativa. Stendere un foglio chirurgica mercante di stoffe intorno la fase di esercizio. La fase di esercizio deve essere sufficientemente illuminata e un microscopio operativo possono essere utilizzati, se necessario.
- Ora misurare il peso corporeo di un C57Bl6 / J mouse e quindi indurre anestesia con isoflurano vaporizzato 5% in 70% N 2 O e 30% O 2. Continua l'anestesia con 1% di isoflurano vaporizzato. Dopo POSIZIONAM correttag del mouse sul dorso e la fissazione degli arti, valutare la profondità dell'anestesia. Poi tagliare la pelle sopra la vena femorale sinistra e localizzare la vena. Inserire la punta affilata dell'ago posto sulla PE10 tubo e iniettare lentamente papavarine cloridrato soluzione ad una velocità di 100 pl per min (50 mg / kg di peso corporeo).
- Dopo l'iniezione, tagliare la cavità addominale e perforare la membrana. Tagliare le costole per esporre il cuore senza danneggiare o lividi esso. Agganciare l'aorta toracica discendente con una pinza arterie. Fare un taglio netto sopra l'atrio destro per consentire al sangue venoso defluire. Iniettare 2 ml di soluzione fisiologica nel ventricolo sinistro, seguita iniettando il lattice colorato manualmente con una leggera pressione sul 18-20 sec. Utilizzare le siringhe pre-riempite uno dopo l'altro. Evitare di iniettare eventuali bolle.
- Dopo iniezione di lattice, lasciare l'animale per 5 min. Decapitare l'animale e rimuovere con attenzione l'intero cervello. Abbiate cura di non danneggiare l'architettura navale e cortex Durante la rimozione dell'osso del cranio e meningi. Mettere il cervello in un piatto cella 60 millimetri di coltura contenente 6-8 ml del 4% PFA per scattare una foto. Posizionare un righello di misura sotto il piatto trasparente. Scatta foto con un ingrandimento 25x della dorsale e la superficie ventrale del cervello con una macchina fotografica collegata al microscopio operatorio. Le foto devono essere prese a un angolo di 90 ° tra la piastra di Petri e l'obiettivo microscopio al fine di quantificare la distanza originale.
- Ripetere la procedura in altri animali 4-5.
3. La colorazione dei vasi cerebrali con miscela di inchiostri nero di carbonio
- Per confrontare il risultato di lattice a base colorazione vascolare cerebrale con il nostro protocollo, preparare una miscela di 100 pl di Herlitz Stempelfarbe inchiostro (CB1) con 900 microlitri di Pelican Scribtol Schwarz inchiostro (CB2) in una provetta da 1,5 ml EP. Preparare due tubi PE per fare un volume totale di 2 ml della miscela CB1 e CB2 in un rapporto 1:9. Raccogliere il composto in due siringhe da insulina separate (1ml ciascuna). Tappare le siringhe e metterli in un bagno d'acqua per riscaldare fino a 37 ° C. Raccogliere 2 ml di soluzione fisiologica in altri due siringhe da insulina, e metterli in un bagno di acqua come bene.
- Anestetizzare l'animale e ripetere la stessa procedura descritta sopra, eccetto per iniezione di cloridrato papavarine. Dopo iniezione di 2 ml salaine nel ventricolo sinistro, iniettare una miscela di 2 ml di inchiostri nero di carbonio invece del lattice colorato. Eseguire le iniezioni a mano con una leggera pressione sul 18-20 sec per ml. Agganciare l'aorta toracica discendente prima delle iniezioni.
- Sacrificio l'animale, rimuovere il cervello e prendere le foto.
- Per conservazione a lungo termine del cervello, mettere il cervello in 4% PFA overnight seguita da incubazione con saccarosio con concentrazione aumenta gradualmente fino a quando il cervello galleggiante sommerge totalmente (5% seguito da 15% e 30%). Cervelli degli animali perfusi con il lattice colorato può essere conservato nello stesso modo.
- Eseguire laprocedura in un altro 4-5 animali. Per confrontare la differenza di anatomia vascolare cerebrale a causa di differenti background genetico o ceppi, ripetere il protocollo in numero uguale di ApoE KO e SV129 topi, rispettivamente.
- Per studiare l'anatomia vascolare in condizioni ischemiche, inducono transitoria ischemia cerebrale focale per 45 min o 90 min secondo un protocollo standard di occlusione intraluminale del MCA sotto anestesia profonda (una descrizione dettagliata della chirurgia è oltre la portata di questo articolo, la si rimanda a Doeppner et al., 2010). Al termine del periodo di riperfusione programmato (1 giorno o 5 giorni), eseguire la colorazione vascolare con + CB1 CB2 solo gli inchiostri e macchiare l'intero cervello con 2% di soluzione di TTC a 37 ° C per 5-10 minuti per identificare il volume dell'infarto . TTC è ridotto a formazano rosso colorato dagli enzimi mitocondriali (succinato deidrogenasi in particolare). Dopo la colorazione TTC, le macchie dei tessuti metabolicamente attivi profondo rosso, mentre il tessuto infartuato rimane unstaiNed e appare bianca a causa di disfunzioni e denaturato enzima mitocondriale. Raccogliere immagini nello stesso modo come sopra descritto.
4. Studio dei territori vascolari cerebrali
- Per analizzare l'anatomia dei vasi cerebrali, immagini della superficie dorsale del cervello sia macchiata di colore lattice o CB1 + CB2 inchiostri possono essere analizzati con il software ImageJ (un software basato su Java di dominio pubblico utilizzato per l'elaborazione delle immagini e l'analisi). I cervelli perfusi con il lattice di colore può mostrare gradi variabili di colorazione nave si trova sulla superficie dorsale, mentre CB1 + CB2 perfusione si macchia tutti gli arredi su entrambe le superfici ventrale e dorsale.
- Aprire un file di immagine con il software ImageJ. Identificare tutti i punti anastomotiche tra l'ACA e la MCA. Un punto anastomotico viene definito come il sito in cui il diametro del vaso è più stretta o la distanza tra il mezzo più vicini punti di ramificazione della ACA ei rami MCA, rispettivamente 2.
- Impostare la scala in mm. Misurare la distanza tra la linea di anastomosi e la linea mediana a 4 mm caudalmente al polo frontale del cervello utilizzando retta strumento di disegno linee e strumento di "misura". Fate lo stesso a 6 mm caudalmente dal polo frontale. Analizzare le immagini 3-4 per animale e calcolare il valore medio. Confrontare i valori tra i diversi gruppi di animali per identificare la variazione di anatomia cerebrovascolare. In C57Bl6 / J animali, la linea anastomotica tra ACA e l'MCA può essere fatta più vicino alla linea mediana a 4 mm rispetto a 6 mm caudalmente dal polo frontale. ApoE topi KO presenterà alcuna differenza significativa in questo senso. Al contrario, in topi SV129 linea anastomotica giacerà millimetri ulteriormente e parallelamente alla linea mediana sia a 4 mm e 6 caudalmente dal polo frontale.
- Per analizzare l'anatomia vascolare in condizioni di ischemia, eseguire gli stessi calcoli di cui sopra. Identificare il confine infarto come il bordo rosso e bianco velina colorata che rappresenta un tessuto metabolicamente attivo e tessuto necrotico senza macchia, rispettivamente. Misurare la distanza del bordo infarto dalla linea mediana a 4 mm e di 6 mm caudale dal polo frontale del cervello. Raccogliere il valore medio a partire da immagini 3-4 per animale. Confrontare i risultati tra ischemia diverso e periodi di riperfusione.
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Representative Results
Il protocollo qui descritto supera le limitazioni tecniche di visualizzazione tradizionali a base di lattice di vascolarizzazione cerebrale dei roditori. Figura 1A mostra che la perfusione seguito del lattice colorato, solo i grandi vasi sulla superficie ventrale sono macchiati, lasciando l'intera superficie dorsale senza macchia. Il risultato è anche molto variabile. Solo un animale su sei spettacoli colorazione parziale del ACA e la MCA visibile sulla superficie dorsale del cervello (dati non mostrati). Al contrario, CB1 + CB2 risultati di perfusione nel riempimento sufficiente di imbarcazioni piccole e grandi in modo uguale (Figura 1B). La colorazione è stabile fino a 7 giorni, senza alcun cambiamento di qualità. Utilizzando il programma ImageJ, abbiamo quantificato la distanza dei punti anastomotiche tra l'ACA e la MCA dalla linea mediana di tipo selvatico C57Bl6 / topi J (Figura 1C). Abbiamo confrontato questi valori con ApoE topi KO per osservare se la genetica MODIFICAsu ha avuto alcun effetto sulla anatomia regionale vascolare (Figura 1D). Anche se buttando giù di ApoE non ha influenzato la struttura anatomica dei vasi cerebrali in C57Bl6 / J topi, una differenza significativa è stata notata tra C57BL/6J e SV129 ceppi (Figura 1E, F). Così, siamo in grado di dimostrare la fattibilità di questo protocollo di colorazione per valutare le differenze anatomiche della vascolarizzazione cerebrale dovute a differenze genetiche o ceppo di topi.
In modelli sperimentali corsa roditori, colorazione TTC è ampiamente usato per osservare il volume infarto. Visualizzazione simultanea dei vasi cerebrali e il volume infarto ci danno la possibilità di analizzare i cambiamenti morfologici a seguito di ischemia-riperfusione. Pertanto, abbiamo verificato se CB1 + CB2-mediata colorazione vascolare è rimasto stabile con colorazione TTC in vari gradi di ischemia-riperfusione lesioni (Figura 2A-H). Abbiamo ulteriormente analizzato l'anastomosi punti tra l'ACA e la MCA dopo 45 minuti o 90 minuti di ischemia trovati sia con 1 giorno o 5 periodi riperfusione giorno (Figura I, J). Come previsto, la distanza media tra la linea mediana ed i punti anastomotiche mostrato alcuna differenza significativa tra i gruppi (Figura 2I, J) ed era nello stesso intervallo di non ischemiche animali (Figura 1F). Tuttavia, la distanza dalla linea mediana al confine infarto differivano significativamente, riflettendo il maggior volume infarto con più alto grado di ischemia-riperfusione (Figura 2K, L). Questi dati mostrano che CB1 CB2 + colorazione può essere riprodotto in animali sottoposti a vari gradi di ischemia-riperfusione e la stabilità della colorazione quando combinato con colorazione TTC.
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Figura 1. Osservazione dell'anatomia cerebrale vascolare in topi con differenze genetiche e la tensione. Figura 1A mostra che la perfusione intravascolare di macchie colorate in lattice soltanto le navi di grandi dimensioni sulla superficie ventrale, mentre la superficie dorsale rimane senza macchia. Al contrario, CB1 + CB2 risultati di perfusione in colorazione permanente di entrambe le navi piccole e grandi sul ventrale e le superfici dorsali del cervello (Figura 1B). Quantificazione della distanza dei punti anastomotiche tra l'arteria cerebrale anteriore (ACA) e l'arteria cerebrale media (MCA) dalla linea mediana di tipo selvatico mice C57Bl6 / J (Figura 1C) mostrano alcuna differenza con le loro controparti ApoE geneticamente mutanti KO (Figura 1D). Tuttavia, si nota differenza significativa tra C57Bl6 / J e SV129 ceppi (Figura 1E, F). Scala bar = 2 mm. * Significativamente diverso da entrambi C57BL6 / J wild type e ApoE topi KO a 4 mm, p p <0.01.
Figura 2. Analisi di anatomia vascolare nel cervello ischemici. Figura 2A-H mostrare immagini delle superfici ventrale e dorsale del cervello sottoposto a 45 min o 90 min ischemia seguiti da 1 giorno o 5 giorni di tempo riperfusione. Il pannello di sinistra mostra CB1 CB2 + colorazione vascolare mediata, mentre il pannello di destra mostra la combinazione di entrambi colorazione vascolare e colorazione TTC, che indica la stabilità della colorazione vascolare in vari gradi di ischemia-riperfusione lesioni (Figura 2A-H). Analisi dei punti anastomotiche tra l'arteria cerebrale anteriore (ACA) e l'arteria cerebrale media (MCA) dopo 45 min o 90 min ischemia o riperfusione abbinato con 1 giorno o periodo di 5 giorni dePitti alcuna differenza significativa tra i gruppi (Figura 2I, J). Tuttavia, differenza significativa può essere osservato nella distanza dalla linea mediana al confine infarto, indicando l'aumento di volume infarto con più alto grado di ischemia-riperfusione (Figura 2K, L). Barra di scala = 2 mm. * Significativamente diverso da ischemia 45 min con 1 riperfusione giorni, p <0.05, ** 5 e riperfusione giorni, p <0.01. Clicca qui per ingrandire la figura .
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Discussion
Perfusione di CB1 CB2 + per iniezione manuale può essere effettuata con successo da senza formazione intensiva in quanto non comporta alcun dispositivo specifico per implicare certa pressione 2,3. L'eterogeneità dei risultati di perfusione nel nostro protocollo è anche trascurabile. Solo 1 animale su 16 non ischemiche animali e 3 su 20 animali ischemici hanno mostrato perfusione incompleta. In questi casi, l'incorporazione di bolle durante la perfusione salina conseguente occlusione di vasi stata probabilmente la ragione l'esito negativo.
Sebbene perfusione del lattice è stato originariamente effettuato attraverso l'aorta ascendente 2,3, percorsi alternativi di perfusione sono riportati anche compreso il ventricolo sinistro 7,8 o carotide comune 9. Abbiamo trovato alcuna differenza significativa nella perfusione seguenti risultati attraverso sia l'aorta ascendente o del ventricolo sinistro (osservazioni non pubblicate). Come tale, quest'ultimo erascelto per la sua facile accessibilità.
Prima di scegliere gli inchiostri neri di carbonio specifiche menzionate in questo studio, abbiamo valutato i risultati di perfusione intravascolare con una gamma di inchiostri neri di carbonio disponibili in commercio. CB1 e CB2 sono selezionati per la loro efficienza perfusione e stabilità di colorazione. CB1 ha una viscosità molto bassa (1,1 mPa / sec) contenente 2,1% di carbonio nero mentre CB2 - originariamente prodotto come inchiostro calligrafia - contiene 2,5% di nerofumo con viscosità superiore (10-50 mPa / s). Applicazione individuale di questi inchiostri è stato trovato per essere insufficiente per quanto riguarda sia l'efficienza e la stabilità di colorazione. Di conseguenza, abbiamo unito gli inchiostri e titolato i rapporti di combinazione. Perfusione con CB1: CB2 a un risultato rapporto 01:09 in colorazione permanente di entrambe le navi grandi e piccole. Pertanto, arterie anastomotiche punti possono essere facilmente ricondotti a definire la giunzione tra due territori vascolari, vale a dire. l'ACA e la MCA. Questi findings sono coerenti con precedenti relazioni 2,10,11.
ApoE topi KO presentano un più elevato 5-8 volte il livello di colesterolo nel plasma e sono molto suscettibili a sviluppare aterosclerosi quando viene messo sul colesterolo dieta ricca 12. Se la modificazione genetica influisce anche l'anatomia dei vasi cerebrali non è stato segnalato ancora. D'altra parte, SV129 topi sono già segnalati per presentare il volume infarto maggiore rispetto a topi C57Bl6 / J a causa della loro diversa anatomia vascolare 2. Abbiamo verificato il nostro protocollo in questi tre gruppi di animali per confrontare la differenza in anatomia vascolare.
Per convalidare il protocollo di colorazione in cervelli ischemici, abbiamo coinvolto transitoria ischemia cerebrale focale per includere gli effetti di riperfusione in contrasto con studi precedenti, che principalmente focalizzati su occlusione permanente del MCA 2-4, 10,13. Come previsto, non è stata osservata alcuna differenza significativa nel modello della line di anastomosi dopo diversi periodi di ischemia e riperfusione in C57BL6 / J topi. Non ci sono variazioni di diametro dei vasi tra gli emisferi ischemici e non ischemici sono stati osservati, presumibilmente, tali cambiamenti si verificano in momenti riperfusione più lunghi, vale a dire 2-3 settimane post-ictus 14. In conclusione, il protocollo dimostrato da noi è meno complicato, conveniente tecnica, che può essere facilmente riprodotto in confronto alla convenzionale perfusione a base di lattice per visualizzare vascolarizzazione cerebrale. Essa può essere considerata come uno strumento efficace per analizzare la anatomia dei vasi cerebrali e territori vascolari in diverse condizioni fisiologiche e patologiche. Combinando con colorazione TTC questa tecnica fornisce una nuova opportunità di individuare l'entità di un insulto ischemico nel contesto di zone di approvvigionamento vascolari del cervello.
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Disclosures
Nessun conflitto di interessi dichiarati.
Acknowledgments
Vorremmo ringraziare Britta Kaltwasser per la sua eccellente assistenza tecnica e Mahesh Kumar Teli a organizzare la preparazione delle riprese video.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Scribtol Schwarz (CB2) | Pelican, Germany | 221 135 | |
| Stempelfarbe (CB1) | Herlitz PBS AG, Germany | 10417202 | |
| Gedeo Latex | Pebeo, France | 13042B |
References
- Meng, H., Peng, Y., et al. Nuclear contrast angiography: A simple method for morphological characterization of cerebral arteries. Brain Research. 1261, 75-81 (2009).
- Maeda, K., Hata, R., et al. Differences in the cerebrovascular anatomy of C57black/6 and SV129 mice. Neuroreport. 9 (7), 1317-1319 (1998).
- Coyle, P., Jokelainen, P. T. Dorsal cerebral arterial collaterals of the rat. The Anatomical Record. 203, 397-404 (1982).
- Coyle, P. Dorsal cerebral collaterals of stroke-prone spontaneously hypertensive rats (SHRSP) and Wistar Kyoto rats (WKY). The Anatomical Record. 218, 40-44 (1987).
- Hasan, M. R., Herz, J., et al. Visualization of macroscopic cerebral vessel anatomy—A new and reliable technique in mice. Journal of Neuroscience Methods. 204, 249-253 (2012).
- Doeppner, T. R., Nagel, F., et al. TAT-Hsp70-mediated neuroprotection and increased survival of neuronal precursor cells after focal cerebral ischemia in mice. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 29, 1187-1196 (2009).
- Todo, K., Kitagawa, K., et al. Granulocyte-macrophage colony-stimulating factor enhances leptomeningeal collateral growth induced by common carotid artery occlusion. Stroke. 39 (6), 1875-1882 (2008).
- Sugiyama, Y., Yagita, Y., et al. Granulocyte colony-stimulating factor enhances arteriogenesis and ameliorates cerebral damage in a mouse model of ischemic stroke. Stroke. 42 (3), 770-775 (2011).
- Busch, H. J., Buschmann, I. R., et al. Arteriogenesis in hypoperfused rat brain. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 23 (5), 621-628 (2003).
- Maeda, K., Hata, R., et al. Regional metabolic disturbances and cerebrovascular anatomy after permanent middle cerebral artery occlusion. in C57black/6 and SV129 mice. Neurobiology of Diseases. 6, 101-108 (1999).
- Wang, Y., Kilic, E., et al. VEGF overexpression induces post-ischaemic neuroprotection, but facilitates haemodynamic steal phenomena. Brain. 128 (1), 52-63 (2005).
- ElAli, A., Doeppner, T. R., et al. Increased blood-brain barrier permeability and brain edema after focal cerebral ischemia induced by hyperlipidemia: Role of lipid peroxidation and calpain 1/2, matrix metalloproteinase-2/9, and RhoA overoxidation. Stroke. 42, (2011).
- Coyle, P., Jokelainen, P. T. Differential outcome to middle cerebral artery occlusion in spontaneously hypertensive stroke-prone rats (SHRSP) and Wistar Kyoto (WKY) rats. Stroke. 14, 605-611 (1983).
- Coyle, P. Diameter and length changes in cerebral collaterals after middle cerebral artery occlusion in the young rat. The Anatomical Record. 210 (2), 357-364 (1984).
