Summary
Nous démontrons variations de la technique d'enregistrement multi-unité extracellulaire de caractériser les odeurs réponses évoquées dans les trois premières étapes de la voie olfactive invertébrés. Ces techniques peuvent être facilement adaptés pour examiner l'activité d'ensemble dans d'autres systèmes neuronaux ainsi.
Abstract
Détection et interprétation des signaux olfactifs sont essentiels pour la survie de nombreux organismes. Remarquablement, les espèces à travers phylums ont étonnamment semblables systèmes olfactifs qui suggère que l'approche biologique pour la détection chimique a été optimisé au fil du temps l'évolution 1. Dans le système olfactif des insectes, agents odorants sont transduites par les neurones récepteurs olfactifs (ORN) à l'antenne, qui convertit les stimuli chimiques dans des trains de potentiels d'action. La stimulation sensorielle des ORNs est ensuite relayée à l'lobe antennaire (AL; une structure analogue au bulbe olfactif des vertébrés). Dans l'AL, représentations neuronales des odeurs prendre la forme de schémas spatio-temporels de tir répartis dans des ensembles de neurones principaux (PNS; aussi appelé neurones de projection) 2,3. La sortie AL est ensuite traitée par des cellules de Kenyon (KCS) dans le corps de champignon aval (MB), une structure associée à la mémoire et de l'apprentissage olfactif 4,5. Sone, nous présentons les techniques d'enregistrement électrophysiologiques pour contrôler les odeurs évoquées réponses neuronales dans ces circuits olfactifs.
Tout d'abord, nous présentons une méthode unique d'enregistrement sensille pour étudier les odeurs réponses évoquées au niveau des populations de ORNs 6,7. Nous discutons de l'utilisation de pipettes en verre remplis de solution saline aiguisés comme des électrodes pour surveiller les réponses extracellulaire RRO. Ensuite, nous présentons une méthode pour surveiller les réponses extracellulaire PN en utilisant un spot publicitaire de 16 canaux électrode 3. Une approche similaire en utilisant une tétrode sur mesure fil 8-channel torsadée est démontré pour les cellules de Kenyon enregistrements 8. Nous fournissons des détails de notre dispositif expérimental et présentent des traces d'enregistrement représentatifs de chacune de ces techniques.
Protocol
1. Préparation d'odeur et de livraison
- Des solutions diluées d'odeurs dans une huile minérale en volume pour obtenir le niveau de concentration désiré. Stocker un mélange 20 ml d'huile minérale et la matière odorante dans une bouteille en verre 60 ml. Insérer deux aiguilles de seringue dans un bouchon en caoutchouc (calibre 19), une au fond et l'autre par le haut, pour fournir une entrée et une ligne de sortie. Placer la bouteille en verre avec bouchon en caoutchouc et ce attachent une coutume conçue filtre à charbon actif à la ligne d'entrée (figure 1A).
- Le filtre à charbon est faite en utilisant deux 6 seringues ml. Couper les seringues en deux et jetez l'extrémité du piston. Remplir chacune des pièces restantes avec du coton et du charbon actif avant de les raccorder ensemble à l'aide d'un tube thermorétrécissable.
- Connecter la ligne de sortie de la bouteille d'odeur (en utilisant des tubes de polyéthylène, ID 0,86 mm) sur le tube en matière plastique (tubes Nalgene FEP, ID 5,8 mm) qui fournit un débit d'air constant à travers l'antenne (figure 1B
- Liaison directe carbone-filtré, l'air déshumidifié (gaz porteur; débit, 0,75 L / min) en direction de la sauterelle l'aide d'un tube en plastique placé à l'intérieur de quelques centimètres de l'antenne acridienne.
- Pour la stimulation de l'odeur, de déplacer un volume constant (0,1 l / min) de l'espace de tête statique au-dessus de la solution d'odeur dans la bouteille. Ce résultat est obtenu par injection d'une quantité égale d'air déshumidifié dans la bouteille à l'aide d'une pompe à Pico (WPI, PV-820). Les vapeurs de la bouteille d'odeur sont dirigés à travers la conduite de sortie sur le tube d'air (figure 1B).
- Retirez les vapeurs odorantes livrés en plaçant un entonnoir vide ~ 10 cm derrière l'antenne acridienne.
2. Préparation d'antenne criquet pèlerin dans l'enregistrement sensille unique
- Sélectionnez un criquet jeunes adultes des deux sexes avec cuisine entièrement pousser des ailes, mais avant l'étape de l'accouplement d'une colonie surpeuplée. Pour limiter la sauterelle, d'abord amputer ses jambes. Sceller les sites d'amputation avec de la colle tissulaire (Vetbond, 3M). T sécuriséil criquets dans une chambre spécialement conçu à l'aide d'un petit morceau de ruban électrique drapé autour de son thorax (figure 2A).
- Sous un microscope de dissection, faire un sillon peu profond dans la plate-forme de cire (figure 2A) pour l'installation des antennes. Placer l'antenne dans la rainure et de la stabiliser à l'aide de cire batik aux deux extrémités de l'antenne (figure 2B; une electrowaxer est utilisée pour faire fondre la cire).
- Insérez une électrode de masse (fil d'argent chloruré) dans le thorax (~ 1 cm de la tête). Utiliser de la cire batik à la fois le sceau de l'endroit de l'incision et maintenir le fil de masse en place (figure 2A).
3. Enregistrement sensille unique pour surveiller odeur évoqués réponses des neurones récepteurs olfactifs (ORNs)
- Placez l'antenne criquets stabilisée sous un stéréomicroscope (Leica M205C) sur une table isolation contre les vibrations (TMC) (figure 3A). Assurez-vous que la base de la sensille enregistrement est évidentment visible (figure 3B).
- Utilisez un extracteur micropipette (Sutter P-1000) pour fabriquer des électrodes de verre (impédance 3-10 MQ lorsqu'il est rempli de solution saline criquets 9, um Embout de diamètre 1-3) à l'aide d'un tube capillaire en verre de borosilicate (OD 1,2 mm, 0,69 mm ID).
- Placer l'électrode de verre dans un support micropipette qui est attaché à un micromanipulateur motorisé (Sutter MP-285). Insérez doucement l'électrode dans la base d'un sensille (figure 3B). Notez que chaque sensille peut contenir 3-50 ORNs des criquets 10.
- Amplifier le signal (10.000 fois) à l'aide d'un amplificateur à courant alternatif (Grass P-55). Filtrer le signal entre 0,3 à 10,0 kHz et d'acquérir à un taux d'échantillonnage de 15 kHz (figure 3D) en utilisant un système d'acquisition de données (LabView, PCI-MIO-16E-4 cartes d'acquisition de données; National Instruments).
4. Procédure Dissection criquet pèlerin dans l'lobe antennaire et enregistrements corps pédonculé
- Suivez le restrainiprocédures ng tel que décrit dans la section 2.1. Placez la sauterelle dans une chambre de mesure conçu comme le montre la figure 4A et B.
- Pour perfuser une solution saline pendant et après la procédure de dissection, de construire une tasse de cire autour de la tête acridienne. La coupe de la cire doit commencer juste au-dessus des parties de mâchoire, et s'étendent au-delà des yeux composés englobant la zone située entre les deux antennes comme représenté sur la figure 4C.
- Pour permettre à l'antenne de passer à travers la coupe de la cire, de créer de petits tunnels sur les deux côtés à l'aide de plastique (polyéthylène) tube (5 mm de long, 0,86 mm ID). Assurez-vous que le tuyau en plastique peut glisser à travers la coupelle de cire. Celle-ci est obtenue en utilisant un joint en caoutchouc qui s'enroule fermement autour du tube en matière plastique, mais est fixé à la cire tasse (figure 4C).
- À l'aide de résine époxy, fixer la base de l'antenne à l'extrémité inférieure du tube en matière plastique. Cette étape permet de s'assurer que les antennes sont maintenus en place même après l'entourecuticule est retiré.
- Maintenez la tasse de cire remplis de solution saline 9 de ce point en avant. Commencer par enlèvement d'une région rectangulaire centrale entre les deux antennes (le côté plus long du rectangle aligné avec l'axe antéro-postérieur). Par la suite, enlever la cuticule dans les régions voisines sans déranger les yeux composés et les cuticules à la base de l'antenne (figure 4D).
- En utilisant des pinces fines, retirer délicatement les sacs aériens et des organismes de graisse entourant le cerveau. A la fin de cette étape, le cerveau antiacridienne doit être clairement visible (figure 4D). On notera que les régions du cerveau qui traitent l'information olfactive (avec pigmentation jaune clair) sont situés entre les deux antennes.
- Dans l'intestin criquets passe sous le cerveau et le long de la longueur du corps. Pour empêcher le mouvement de l'intestin à partir de potentiellement déstabilisant la préparation, tirez doucement sur l'intestin antérieur et le couper à l'aide de ciseaux fins. Faire une petite incision dans l'abdomen, justeau-dessus du rectum et retirer l'intestin en tirant le gros intestin avec des pinces grossières. Pour éviter une fuite de solution saline, attachez l'abdomen juste avant l'incision avec des fils de suture.
- Utiliser une petite plate-forme constitué d'un fil mince revêtu d'une fine couche de cire pour élever le cerveau et la stabiliser au cours de l'électrophysiologie 11 comme représenté sur la Figure 4D.
- Le cerveau d'insecte est recouvert d'une gaine isolante mince qui doit être éliminée avant les expériences. Pour desheath le cerveau, écartez doucement une petite quantité d'une enzyme (0,3-0,4 mg de protéase, Sigma Aldrich) sur la surface du cerveau à l'aide de pinces fines 9. Après s ~ 5-10 enzyme d'application, laver soigneusement le cerveau avec une solution saline. Utilisation ultra-fines pinces très doucement pincer et tirer la gaine et ensuite déchirer l'ouvrir sur les lieux d'enregistrement (AL et MB; montré dans la figure 4E, F).
5. Multi-unit enregistrements du lobe antennaire etle Conseil de champignons
- Placez la préparation criquets (figure 5A) sous un stéréomicroscope suspendu à un pied perche placée sur une table isolation contre les vibrations.
- Maintenir un taux de perfusion constante de solution saline (environ 0,04 L / h) tout au long de l'expérience. Utilisez un fil d'argent chloruré immergé dans la tasse de cire rempli de solution saline dans l'électrode de masse.
- Pour les enregistrements PN, utiliser un 16-canal en silicium sonde (Technologies NeuroNexus, article # a2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, figure 5B). Avant chaque expérience, la galvanoplastie les électrodes d'or pour atteindre impédances dans la gamme 200-300 kW. Utilisez le circuit représenté sur la figure 7 pour la galvanoplastie.
- Placez l'électrode près de la surface du lobe antennaire et doucement l'insérer dans le tissu à l'aide d'un micromanipulateur manuel (WPI, M3301R) (figure 5D).
- Avancer l'électrode dans ~ 10 étapes um. Attendez 2-3 min à chaque étape et d'évaluer l'acquisitionla qualité du signal d. Dans un site d'enregistrement idéal, les signaux extracellulaires sera repris par plusieurs canaux d'enregistrement et aura un fort rapport signal sur bruit (SNR> 3-5 fois le bruit DS).
- Pour les enregistrements KC, utilisez une tétrode sur mesure torsadée (figure 5C; procédé de fabrication étape par étape présentée dans la section 6). Galvanoplastie ces électrodes comme indiqué à l'étape 5.3. Placez la tétrode sur la surface de la MB (figure 5E) comme KC somata sont limitées à la couche superficielle de la MB 8.
- Les deux PN et enregistrements KC peut être faite en même temps de la préparation criquets comme représenté schématiquement sur la figure 5A.
- Attendre au moins 15 minutes après avoir trouvé l'emplacement d'enregistrement pour permettre la stabilisation des électrodes.
- Acquérir tous les signaux extracellulaires à 15 kHz, filtre entre 0,3 à 6 KHz, et amplifier (10000 fois) en utilisant un amplificateur à 16 canaux AC (Biologie Electronics Boutique, Caltech, Pasadena, CA) (La figure 6A, B).
6. Procédures pour rendre fil-électrode Twisted pour les enregistrements KC
- Pour concevoir une électrode multi-unités pour les enregistrements KC, utilisez un fil isolé nickel-chrome (RO800, 0,0005 "filament) 8.
- Si huit électrodes sont souhaitées, puis enrouler le fil autour d'un morceau de 10-15 cm de long sur carton 4 fois. Les extrémités du carton peut être recouverte avec un tube en matière plastique pour éviter que les bords de coupe du fil. Bien emballage, assurez-vous il ya peu de jeu, mais faire en sorte que le fil n'est pas tendu. Manipuler le fil avec précaution car il se casse facilement.
- Bunch les fils ensemble en haut du carton et utiliser un morceau de ruban adhésif (bande du temps, T-534-RP) pour les maintenir ensemble. Couper les brins à l'autre extrémité. Retirer les brins de fil et les fils du groupe à l'extrémité coupée et une autre pièce à l'aide de la bande.
- L'utilisation d'un titre Agitateur de plaque (Thermo Scientific, Modèle 4625Q), le vent les brins ensemble (~ 72 tr / min pendant 3min) pour former un fil torsadé. Le fond des brins enregistrées peuvent être coupés à la plaque de rotor titre et le haut peut être fixé à un pied perche. Pendant le bobinage, le fil doit avoir peu de mou, mais ne pas être tendu.
- Faire fondre l'isolation avec un pistolet à air chaud (Weller 6966C) pour coller les brins ensemble et forment un seul fil. 3-4 passes lentes (3-4 sec pièce) sur la longueur du fil doit être suffisante pour chauffer et fondre les brins ensemble. Relâchez ensuite le fil du bas et lui permettre de se détendre. Coupez le fil près des extrémités pour retirer la cassette.
- Insérer une extrémité du fil à travers un tube de verre 5-6 cm de long, capillaire (OD 1,0 mm, 0,58 mm ID). Démêler le fil torsadé à une extrémité à l'aide des pinces fines et retirer le revêtement en très brièvement le feu à la fin à l'aide d'une flamme. Cette étape doit être effectuée avec soin; exposer le fil à la flamme pendant trop longtemps entraîne les fils pour faire fondre et sans enchevêtrement.
- Séparez délicatement les 8 brins à l'extrémité d'une flambéee à souder chaque brin séparément dans une prise à 8 broches IC. Manteau de la partie supérieure de la douille IC avec un époxy pour tenir les fils de verre et capillaire en place. Également placer une petite goutte d'époxy à l'autre extrémité du capillaire pour maintenir le fil en place (Figure 5C).
- Enfin, couper le bout du fil à un angle de 45 degrés avec des ciseaux carbure d'environ 0,5 cm de l'extrémité du capillaire.
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Representative Results
Réponses aux odeurs évoquées d'une ORN unique à deux alcools différents sont présentés dans la figure 3D. Selon le lieu d'enregistrement (type sensilles, le placement de l'électrode) à unités multiples enregistrements peuvent être réalisés.
Une forme d'onde brute extracellulaire partir d'un enregistrement AL est illustré à la figure 6A. Les potentiels d'action ou les pics d'amplitudes variables provenant de différentes unités de raccordement peuvent être observés dans cette trace de tension. Bien que le lobe antennaire criquets possède des neurones de projection des neurones excitateurs et inhibiteurs locaux, seuls les billets à ordre générer des pics de sodium qui peuvent être détectés de manière extracellulaire 3. Cette observation suggère que la technique d'enregistrement multi-unitaire présenté ici peut être utilisé pour surveiller sélectivement la sortie des circuits lobe antennaire, ce qui sauterelles un modèle intéressant pour l'étude des invertébrés codage olfactif.
Un exemple d'un enregistrement corps pédonculé est indiqué dans Pour isoler des réponses unitaires de ces enregistrements multi-unitaires, nous avons effectué hors ligne de tri pointe (avec les quatre meilleurs canaux) en utilisant le logiciel mis en œuvre dans publiée IGOR Pro (Wavemetrics) 12. Des exemples de PN et KC pic de tri sont présentés dans la figure 6C et D, respectivement. 
Figure 1. Stimulation odeur. (A) Tous les composants nécessaires à la préparation d'une bouteille d'odeur sont affichés. (B) la connexion d'entrée du pico-pompe et le raccord de sortie de la bouteille à l'odeur du tube de distribution d'odeur sont affichés. Un flux constant d'air desséché est utilisé comme courant de gaz porteur et est dirigé vers l'antenne pendant les expériences.
Figure 2. Préparation d'une antenne de criquets pour les enregistrements sensille unique. (A) Le criquet est placé dans une chambre de mesure avec une électrode de masse placée dans l'intestin. (B) Un procédé pour stabiliser une antenne à l'aide d'une plate-forme de cire est représenté.
Figure 3. Enregistrements sensille unique. (A) Un enregistrement typique mis en place. Un mélange de gaz porteur et de la vapeur d'odeur est alimenté à travers un tube de distribution. Potentiels d'action ORN sont enregistrés en utilisant une électrode de verre. Odorants fournis sont retirés à l'aide d'un entonnoir vide situé juste derrière l'antenne. Placement d'électrode (B) comme vu à travers la loupe binoculaire. Les flèches indiquent la position de la pointe de l'électrode de verre à la base d'un sensille. (C) Un schématic de l'approche d'enregistrement sensille unique. (D) premières traces de tension extracellulaires montrent des réponses d'une ORN à deux odeurs différentes (2-octanol et le 1-hexanol).
Figure 4. Procédure de dissection pèlerin. (A) Un criquet est retenu et placé dans une configuration dissection conçu sur mesure, comme illustré. (B) Vue de la tête de criquets ci-dessus. Les deux yeux composés et des antennes peut être clairement vu (C) Une tasse de cire est construit autour du site de dissection pour permettre perfusion saline pendant et après le processus de dissection. (D) Un cerveau criquets exposés est affiché (le tissu jaune pigmenté de neurones). Une plate-forme est placée en dessous du cerveau telles quelles pour stabiliser le cerveau. Un tube de perfusion saline est fixée à la cuvette de cire. (E) Un schéma du cerveau acridienne. (F) Une image agrandie du cerveau criquets après la dissection montrant clairement les régions d'intérêt: unelobes tennal (AL) et les organes de champignons (MB). Le nerf antennaire (AN) contient des faisceaux d'axones qui transmettent les potentiels d'action RRO de l'antenne à l'lobe antennaire.
Figure 5. Multi-unit enregistrements du lobe antennaire et le corps de champignon. (A) un schéma montrant la configuration d'enregistrement et la configuration de la livraison odeur. (B) une électrode d'enregistrement 16-canal utilisé pour NeuroNexus PN enregistrements est représenté. (C) Le panneau de gauche, une coutume fait 8-channel électrode fil torsadé est affiché. Panneau de droite, la pointe de l'électrode et les connexions des fils de raccordement au support de circuit intégré sont affichés. (D) Mise en place de l'électrode d'enregistrement à 16 canaux dans la LR. Seuls les quatre électrodes de fond de chaque tige sont insérés dans le tissu. (F) Le placement de l'électrode de fil torsadé dans les couches superficielles Mo pour KC enregistrements est affiché.
Figure 6. Résultats représentatifs d'un lobe antennaire (AL) et un corps de champignon (MB) d'enregistrement. (A) Une première trace extracellulaire à partir d'un appareil d'enregistrement multi-AL est représenté. Une odeur d'impulsion 4 secondes a été appliquée pendant la période de temps indiquée par la case grise. (B) intrigue similaire mais montrant premières réponses KC à une odeur. (C) Un exemple de PN pic de tri. Formes d'onde extracellulaire de quatre canaux indépendants d'une électrode multi-canaux sont indiqués pour tous les événements de dopage découlant d'une unité de raccordement unique. Épreuves individuelles (noir), moyenne (rouge) et écarts-types (en bleu) sont présentés pour les deux cellules. Histogrammes obtenus par projection de grande dimension représentations d'événements (180 PN vecteur dimensionnel obtenu par concaténation des signaux de 3 ms à partir de l'ensemble des quatre électrodes) sur la ligne de jonction de leurs moyens. Pour être considéré comme un bien isolated unité, comme dans ce cas, une distribution bimodale avec des centres de classe au moins cinq fois le SD bruit dehors prévu pour chaque paire de cellules enregistrées simultanément 12. (D) Un exemple de KC pic de tri est affiché.
Figure 7 La galvanoplastie mis en place:. Le schéma de circuit montrant les connexions entre les différents composants sont indiqués ci-dessus une photo de la configuration réelle. En bref, 3 Hz carré impulsions (5V amplitude) à partir d'un générateur de fonctions (MCP, SG 1639A) sont utilisés à la porte d'un isolateur stimulus (WPI, A365) qui délivre alors 5 mA de courant à un testeur d'impédance d'électrode (BAK Electronics, IMP- 2). Le testeur d'impédance peut être actionnée pour tester l'impédance ou l'autre électrode ou permettre des impulsions de courant à partir de l'isolateur de stimulation à appliquer à l'électrode de placage à l'or. Dans les deux cas, l'électrode unité multi-im est maintenueimmergé dans une solution contenant de galvanoplastie et d'or. Un commutateur permet de sélectionner le canal d'électrode pour être plaqué or.
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Discussion
Stimuli sensoriels les plus évoquer des réponses combinatoires qui sont distribués sur des ensembles de neurones. Par conséquent, la surveillance simultanée de plusieurs neurones activité est nécessaire de comprendre comment relance des informations spécifiques sont représentées et traitées par des circuits neuronaux dans le cerveau. Ici, nous avons démontré extracellulaires techniques d'enregistrement à logements multiples pour caractériser les odeurs réponses évoquées au cours des trois premiers centres de traitement le long de la voie olfactif des insectes. Nous notons que les techniques présentées ici ont été utilisées dans un certain nombre d'études antérieures sur le codage olfactif et deviennent une pratique courante dans ce domaine 3,6,13-17. En combinant les techniques présentées ici on peut développer une approche systémique pour enquêter sur les principes de conception et de calcul du système olfactif des invertébrés. Ici, nous devons reconnaître les contributions séminales faites par Gilles Laurent, Mark Stopfer, et leurs collègues 2,3,8,9,13,16,18-21, pionnier de ces Approaches de révéler et d'élucider plusieurs principes fondamentaux du codage olfactif.
Enfin, il est intéressant de noter que les techniques optiques ont également été utilisée avec succès pour étudier l'activité d'ensemble de circuits olfactifs d'insectes 22-27. Bien que ces techniques optiques sont avantageux lorsque l'objectif est de contrôler simultanément l'activité neuronale dans un grand nombre de neurones, les techniques d'électrophysiologie sont toujours le «gold standard» lorsque la détection de potentiels d'action individuels est souhaitée.
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Disclosures
Aucun conflit d'intérêt déclaré.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier les personnes suivantes pour le financement de ces travaux: généreux fonds de démarrage du département de génie biomédical à l'Université de Washington, un Centre McDonnell pour Systems Neuroscience subvention, un Office of Naval Research subvention (Grant #: N000141210089) à BR
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrophysiology Equipment | |||
| A.C. amplifier | GRASS | Model P55 | for single sensillum recordings |
| Audio monitor (model 3300) | A-M Systems | 940000 | |
| Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier | Cal. Tech. Biology Electronics Shop | for AL and MB recordings | |
| Data acquisition unit | National Instruments | BNC-2090 | |
| Fiber optic light | WPI | SI-72-8 | |
| Light source 115 V | WPI | NOVA | |
| Manual micromanipulator | WPI | M3301R | for locust brain recordings |
| Stereomicroscope1 on boom stand | Leica | M80 | for locust brain recordings |
| Stereomicroscope2 | Leica | M205C | for single sensillum recordings |
| Vibration-isolation table | TMC | 63-500 series | |
| Motorized micromanipulator | Sutter Instruments | MP285/T | |
| Oscilloscope | Tektronix | TD2014B | |
| Electrodes/Construction Tools | |||
| 16-channel electrode | NeuroNexus | A2x2-tet-3mm-150-121 | for antennal lobe recordings |
| Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm | Sutter Instruments | BF120-69-10 | for making glass electrodes |
| Micropipette puller | Sutter Instruments | P-1000 | |
| Function generator | Multimeter Warehouse | SG1639A | for gold-plating electrodes |
| Gold plating solution (non cyanide) | SIFCO Industries | NC SPS 5355 | |
| Impedance tester | BAK Electronics Inc. | IMP-2 | for gold-plating electrodes |
| Switch rotary | Electroswitch | C7D0123N | for gold-plating electrodes |
| Pulse isolator | WPI | A365 | for gold-plating electrodes |
| Q series electrode holder | Warner Instruments | 64-1091 | |
| Silver wire 0.010" diameter | A-M Systems | 782500 | ground electrode |
| 8 pin DIP IC socket | Digikey | ED90032-ND | |
| Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm | Warner Instruments | 64-0787 | |
| Heat gun | Weller | 6966C | |
| Rediohm-800 wire | Kanthal Precision Technologies | PF002005 | |
| Titer plate shaker | Thermo Scientific | 4625Q | twisting wires |
| Carbide scissors, 4.5" | Biomedical Research Instr | 25-1000 | for cutting twisted tetrode wires |
| Fine point tweezers | HECO | 91-EF5-SA | for teasing tetrode wires apart |
| Odor Delivery | |||
| 6 ml syringe | Kendall | 1180600777 | for custom designed activated carbon filter |
| Brown odor bottles | Fisher | 08-912-165 | |
| Charcoal | BuyActivatedCharcoal.com | GAC-48C | |
| Desiccant | Drierite | 23005 | |
| Drierite gas drying jar | Fischer Scientific | 09-204 | |
| Heat shrink tubing | 3M | EPS-200 | odor filter preparation |
| Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 | Kendall | 8881-200136 | for providing inlet and outlet lines for odor bottles |
| Mineral oil | Mallinckrodt Chemicals | 6357-04 | for odor dilution |
| Nalgene plastic tubing, 890 FEP | Thermo Scientific | 8050-0310 | for carrier gas delivery |
| Pneumatic picopump | WPI | sys-pv820 | for odor delivery |
| Polyethylene tubing ID 0.86 mm | Intramedic | 427421 | for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing |
| Stoppers | Lab Pure | 97041 | for sealing odor bottles |
| Time tape | PDC | T-534-RP | |
| Tubing luer | Cole-Parmer | 30600-66 | |
| Vacuum tube | McMaster-Carr | 5488K66 | |
| Preparation/Dissection | |||
| 100 x 15 mm petri dish | VWR International | 89000-304 | |
| 18 AWG copper stranded wire | Lapp Kabel | 4510013 | |
| 22 AWG stranded hookup wire | AlphaWire | 1551 | brain platform |
| Batik wax | Jacquard | 7946000 | |
| Dental periphery Wax | Henry-Schein Dental | 6652151 | |
| Electrowaxer | Almore International | 66000 | |
| Epoxy, 5 min | Permatex | 84101 | |
| Hypodermic needle aluminum hub | Kendall | 8881-200136 | |
| Protease from Streptomyces griseus | Sigma-Aldrich | P5147 | for desheathing locust brain |
| Suture thread non-sterile | Fisher | NC9087024 | for tying the abdomen after gut removal |
| Vetbond | 3M | 1469SB | for sealing amputation sites |
| Dumont #1 forceps (coarse) | WPI | 500335 | |
| Dumont #5 titanium forceps (fine) | WPI | 14096 | |
| Dumont #5SF forceps (super-fine) | WPI | 500085 | desheathing locust brain |
| 10 cm dissecting scissors | WPI | 14393 | for removing legs and wings |
| Vannas scissors (fine) | WPI | 500086 | for removing cuticle, cutting the foregut |
| Saline Profusion | |||
| Extension set with rate flow regulator | Moore Medical | 69136 | for regulating saline flow |
| IV administration set with Y injection site | Moore Medical | 73190 | for regulating saline flow |
References
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