Summary
Vi viser variasjoner av ekstracellulære multi-unit opptak teknikk for å karakterisere lukt-evoked responser i de tre første stadiene av virvelløse olfactory veien. Disse teknikkene kan lett tilpasses til å undersøke ensemble aktivitet i andre nevrale systemer også.
Abstract
Deteksjon og tolkning av olfactory pekepinner er avgjørende for overlevelsen av mange organismer. Bemerkelsesverdig, har arter i phyla påfallende lignende olfactory systemer som tyder på at den biologiske tilnærming til kjemisk sensing har blitt optimalisert over evolusjonær tid en. I insekt olfactory system, er odorants transduced av olfactory reseptor nevroner (ORN) i antennen, som konverterer kjemisk stimuli i tog med aksjonspotensialer. Sanseinntrykk fra ORNs blir så videresendt til antennal lobe (AL, en struktur analog til virveldyr olfactory bulb). I AL, nevrale representasjoner for lukt kommer i form av Spatiotemporal skyte mønstre fordelt på ensembler av viktige nevroner (PNS, også referert til som projeksjon nevroner) 2,3. AL utgang blir deretter behandlet av Kenyon celler (KCS) i nedstrøms sjampinjong kroppen (MB), en struktur assosiert med olfactory hukommelse og læring 4,5. Hennese, presenterer vi elektrofysiologiske opptak teknikker for å overvåke lukt-fremkalt nevrale responser i disse olfactory kretser.
Først presenterer vi et enkelt sensillum opptak metode for å studere lukt-evoked respons på nivå med bestander av ORNs 6,7. Vi diskuterer bruken av saltløsning fylt skjerpet glass pipetter som elektrodene til ekstracellulært overvåke Ørn responser. Deretter presenterer vi en metode for å ekstracellulært overvåke PN svarene ved hjelp av en kommersiell 16-kanals elektrode 3. En lignende tilnærming ved hjelp av en skreddersydd 8-kanals vridd wire tetrode er demonstrert for Kenyon celle opptak 8. Vi tilbyr detaljer om våre eksperimentelle oppsett og presentere representative opptak spor for hver av disse teknikkene.
Protocol
1. Lukt Klargjøring og levering
- Fortynn lukt løsninger i mineralolje etter volum for å oppnå ønsket konsentrasjonsnivå. Lagre en 20 ml blanding av mineralolje og odorant i en 60 ml glassflaske. Sett to sprøyte nåler i en gummipropp (måleren 19), en fra bunnen og den andre fra toppen, for å gi et innløp og en utløpsledning. Forsegle glass flaske med denne gummipropp og legge ved en tilpasset designet aktivt kullfilter til innløpsledningen (figur 1A).
- Kullfilter er laget ved hjelp av to 6 ml sprøyter. Skjær sprøyter i to og kast stempelet slutten. Fyll hver av de gjenværende brikkene med bomull og aktivt kull før du kobler dem sammen ved hjelp varmekrympingsrør.
- Koble utløpsledning av lukt flasken (ved bruk av polyetylenrør, ID 0,86 mm) til plastrøret (Nalgene FEP Slange, ID 5,8 mm) som leverer en konstant luftmengde over antennen (figur 1B
- Direkte karbon-filtrert, avfuktes luft (bærergass; strømningsrate, 0,75 l / min) mot gresshoppen hjelp en plastslange plassert innen et par cm av gresshoppen antenne.
- For lukt stimulering, fortrenge en konstant volum (0,1 l / min) av den statiske headspace ovenfor lukt løsningen i flasken. Dette oppnås ved å injisere en lik mengde avfuktet luft inn i flasken ved hjelp av en Pico-pumpe (WPI, PV-820). Dampene fra lukt flasken blir dirigert gjennom utløpsledningen på luftstrømmen røret (figur 1B).
- Fjern de leverte lukt damp ved å plassere et vakuum trakt ~ 10 cm bak gresshoppen antenne.
2. Forbereder Locust Antenne for Single Sensillum opptak
- Velg en ung-voksen locust av begge kjønn med fullt vokst vinger, men før parring scenen fra en overfylt koloni. Å begrense gresshoppe, først amputere bena. Forsegle amputasjon områder med vev lim (Vetbond, 3M). Sikker than locust til en tilpasset designet kammer med et lite stykke av elektrisk tape drapert rundt brystkassen sin (figur 2A).
- Under en disseksjon mikroskop, lage en grunne groove i voks-plattformen (figur 2A) for plassering av antennen. Plassere antennen i sporet og stabilisere den ved hjelp batikk voks på de to endene av antennen (figur 2B, en electrowaxer brukes for å smelte voks).
- Sett inn en Jordelektroden (chlorided sølv wire) i thorax (~ 1 cm unna hodet). Bruk batikk voks til både sel innsnitt området og hold jordledningen på plass (figur 2A).
3. Enkelt Sensillum Recording å overvåke lukt-evoked respons fra Olfactory Receptor Neurons (ORNs)
- Plasser stabilisert gresshoppen antennen under en stereomikroskop (Leica M205C) på en vibrasjonsisolering tabell (TMC) (figur 3A). Sørg for at bunnen av opptaket sensillum er klartly synlig (figur 3B).
- Bruk en mikropipette avtrekker (Sutter P-1000) å dikte glass elektroder (impedans 3-10 MΩ når fylt med gresshoppe 9 saltvann, tips diameter 1-3 mikrometer) ved hjelp av en borsilikatglass kapillarrør (OD 1,2 mm, ID 0,69 mm).
- Sett glasset elektroden i en mikropipette holder som er festet til en motorisert micromanipulator (Sutter MP-285). Forsiktig inn elektroden i bunnen av en sensillum (Figur 3B). Vær oppmerksom på at hver sensillum kan inneholde 3-50 ORNs i gresshoppene 10.
- Forsterke signalet (10.000 ganger) ved hjelp av en AC-forsterker (Grass P-55). Filtrere signalet mellom 0,3 til 10,0 kHz og få på en 15 kHz sampling rate (figur 3D) med en datainnsamling system (LabView, PCI-MIO-16E-4 DAQ kort, National Instruments).
4. Locust Dissection Prosedyre for antennal Lobe og Mushroom Body Recordings
- Følg restraining prosedyrer som beskrevet i kapittel 2.1. Plasser gresshoppen i en spesialdesignet kammer som vist i Figur 4A og B.
- Å perfuse saltvann under og etter disseksjon prosedyren, bygge en voks cup rundt Locust hodet. Voks cup bør starte like over munnpartiet, og strekke seg utover de sammensatte øyne omfatter regionen mellom to antenner som vist i figur 4C.
- Å tillate antennen å passere gjennom voks cup, lage små tunneler på begge sider ved hjelp av plast (polyetylen) rør (5 mm lang, 0,86 ID mm). Sørg for at plastrør kan gli gjennom voks cup. Sistnevnte oppnås ved å bruke en gummipakning som tett brytes rundt plastrøret, men er festet til voks-kopp (Figur 4C).
- Bruke epoksyharpiks, fest sokkelen av antennene til bunnenden av plastslanger. Dette trinnet sikrer at antennene holdes på plass selv etter at omkringliggendecuticle er fjernet.
- Hold voks kopp fylt med saltvann 9 fra dette tidspunktet. Begynn med å fjerne en sentral rektangulær region mellom de to antenner (lengre side av rektangelet innrettet med anteroposterior aksen). Deretter fjerner du cuticle i naboregionene uten å forstyrre de sammensatte øyne og cuticle ved foten av antennen (Figur 4D).
- Ved hjelp av fine tang, forsiktig fjerne luftblærer og fett organer som omgir hjernen. Ved slutten av dette trinnet, skal gresshoppen hjernen sees klart (Figur 4D). Legg merke til at hjernen regioner som behandler olfactory informasjon (med lys gul pigmentering) ligger mellom de to antennene.
- I gresshopper tarmen går nedenfor hjernen og langs lengden av legemet. For å hindre bevegelse i tarmen fra potensielt destabiliserende forberedelse, trekker du forutgående og klippe det ved hjelp av fine saks. Gjør et lite snitt i buken bareover endetarmen og fjern tarmen ved å trekke hindgut med grove tang. Å hindre en saltløsning lekkasje, knytte magen umiddelbart anterior til innsnitt området med sutur tråder.
- Bruk en liten plattform laget av en tynn ledning belagt med et fint lag av voks for å heve hjernen og stabilisere det 11 i løpet av elektrofysiologi som vist i figur 4D.
- Den insekt hjernen er dekket av et tynt isolerende kappe som må fjernes før eksperimenter. Slik desheath hjernen, forsiktig spre en liten mengde av et enzym (0.3-0.4 mg protease, Sigma Aldrich) over overflaten av hjernen ved hjelp av fine tang 9. Etter ~ 5-10 s av enzymet program, skyll hjernen grundig med saltvann. Ved hjelp av super-fine tang svært forsiktig klemme og trekk skjede opp og deretter rive det åpne over innspillingsfunksjonene steder (AL og MB; vist i figur 4E, F).
5. Multi-unit Opptak fra antennal Lobe ogsjampinjong Body
- Plasser gresshoppen forberedelse (figur 5A) under stereomikroskop suspendert fra en bom stativ plassert på et vibrasjonsisolering tabell.
- Holde en konstant saltløsning perfusjon hastighet (ca. 0,04 liter / time) gjennom hele forsøket. Bruk en chlorided sølv wire nedsenket i saltvann-fylt voks cup som jordelektroden.
- For PN opptak, bruke en 16-kanals silisium probe (NeuroNexus Technologies, element # A2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, figur 5B). Før hvert forsøk electroplate elektrodene med gull for å oppnå impedanser i 200-300 kohm rekkevidde. Bruk kretsen vist i figur 7 for galvanisering.
- Plasser elektroden nær overflaten av den antennal lapp og sett det forsiktig inn i vevet ved hjelp av en manuell mikromanipulator (WPI, M3301R) (figur 5D).
- Advance elektroden i ~ 10 mikrometer trinnene. Vent 2-3 min ved hvert trinn og evaluere erverved signal kvalitet. I en ideell innspilling nettsted, vil ekstracellulære signaler bli plukket opp av flere registreringskanaler og vil ha et høyt signal-til-støy-forhold (SNR> 3-5 ganger støy SDS).
- For KC opptak, bruk en skreddersydd vridd wire tetrode (Figur 5C, steg-for-steg fabrikasjon prosedyre presentert i kapittel 6). Electroplate disse elektrodene som diskutert i trinn 5.3. Plasser tetrode på overflaten av MB (figur 5E) som KC somata er begrenset til den overfladiske lag av MB 8.
- Både PN og KC opptak kan gjøres samtidig fra samme locust forberedelse som skjematisk vist i figur 5A.
- Vent minst 15 min etter å finne innspillingen plasseringen for å tillate stabilisering av elektrodene.
- Erverve alle ekstracellulære signaler ved 15 kHz, filter mellom 0,3 til 6 kHz, og forsterke (10000 ganger) med en 16 kanals AC forsterker (Biologi Electronics Shop, Caltech, Pasadena, CA) (Figur 6A, B).
6. Prosedyrer for å gjøre Twisted Wire Elektrode for KC Recordings
- Å utforme en multi-unit elektrode for KC opptak, bruker isolert nikkel, krom wire (RO800, 0,0005 "filament) 8.
- Om åtte elektroder er ønsket deretter vikle kabelen rundt en 10-15 cm lang bit av papp 4 ganger. Endene av papp kan dekkes med plastslanger å hindre kantene fra kutte ledningen. Mens innpakning, gjør at det er litt slakk, men pass på at ledningen ikke er stramt. Håndter ledningen forsiktig da det bryter lett.
- Bunch ledningene sammen øverst i pappen og bruke et stykke tape (Time Tape, T-534-RP) for å holde dem sammen. Skjær trådene i den andre enden. Fjerne ledningskordelene og gruppe ledningene på den avskårne enden samt å bruke en annen del av båndet.
- Ved hjelp av en titer plate shaker (Thermo Scientific, 4625Q modell), vind trådene sammen (~ 72 o / min for 3min) for å danne en tvunnet wire. Bunnen av tapet tilnærmingene kan festes til titer plate rotor og toppen kan være festet til en bom stand. Under svingete, skal kabelen ha liten slakk, ennå ikke være stram.
- Smelt isolasjonen sammen med en varmepistol (Weller 6966C) å feste de individuelle tråder sammen og danner en enkelt ledning. 3-4 langsomme passerer (3-4 sek hver) over lengden av ledningen bør være tilstrekkelig til å varme opp og smelte trådene sammen. Deretter slipper ledningen fra bunnen og la den slappe av. Trim ledningen nær endene til å fjerne tapen.
- Sett den ene enden av ledningen gjennom en 5-6 cm lang, glass kapillarrør (OD 1,0 mm, 0,58 ID mm). Erte hverandre vridd wire i den ene enden ved hjelp av fine pinsett og fjerne belegget ved svært kort torching slutten med en flamme. Dette trinnet må gjøres forsiktig, utsette ledningen til flammen for lenge vil føre til at strengene for å smelte og floke.
- Forsiktig skille de 8 tråder på flammet slutt ennd loddetinn hvert hårstrå separat inn i en 8-pinners IC socket. Coat toppen av IC stikkontakt med epoksyen holde strengene og glass kapillære på plass. Også plassere en liten dråpe av epoksy på den andre enden av kapillæret å holde ledningen på plass (figur 5C).
- Slutt kuttet tuppen av tråden i en 45 graders vinkel med karbid saks ca 0,5 cm fra kapillær tips.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Lukt-fremkalt respons av en enkelt ORN til to forskjellige alkoholer er vist i Figur 3D. Avhengig innspillingen plasseringen (sensilla attraksjon, plassering av elektroden) multi-unit opptak kan oppnås.
En rå ekstracellulære bølgeform fra en Al-opptak er vist i figur 6A. Aksjonspotensialer eller pigger av ulik amplituder som stammer fra forskjellige PNS kan observeres i denne spenningen spor. Selv om gresshoppen antennal lapp har eksitatoriske projeksjon nevroner og hemmende lokale nevroner, bare PNS generere natrium pigger som kan oppdages ekstracellulært 3. Denne observasjonen tyder på at den multi-unit opptaksteknikk presentert her kan brukes for selektivt å overvåke utmatningen fra antennal lobe kretser, og dermed gjør gresshopper en attraktiv invertebrate studiemodeller olfactory koding.
Et eksempel på en sopp kropp opptaket vises i Å isolere enkelt enhet svar fra disse multi-unit opptak, utførte vi off-line pigg sortering (med de beste fire kanaler) med publisert programvare implementert i IGOR Pro (Wavemetrics) 12. Eksempler på PN og KC spike sortering er vist i 6C Fig. og D, henholdsvis. 
Figur 1. Lukt stimulering. (A) Alle komponenter som trengs for å utarbeide en lukt flaske vises. (B) Den innløpsforbindelsen fra pico-pumpen og utløpsforbindelsen fra lukt flasken til lukt leveringsrør vises. En konstant strøm av desiccated luft blir brukt som bærer gasstrøm og er rettet mot antennen under eksperimenter.
Figur 2. Fremstilling av en gresshoppe antenne for single sensillum innspillinger. (A) johannesbrød er plassert i en tilpasset gjort kammer med et første elektrode plassert i tarmen. (B) En fremgangsmåte for å stabilisere en antenne ved hjelp av en voks plattform er vist.
Figur 3. Enkelt sensillum innspillinger. (A) En typisk opptak satt opp. En blanding av bærergass og lukt damp tilføres gjennom et leveringsrør. Ørn aksjonspotensialer er registrert med et glass elektrode. Leverte odorants fjernes ved hjelp av en støvsuger trakt som ligger rett bak antennen. (B) Elektrodeplasseringen sett gjennom stereomikroskop. Pilene indikerer plassering av glasset elektrodespissen ved foten av en sensillum. (C) Et skjematic av singelen sensillum innspillingen tilnærming. (D) Råvarer ekstracellulære spenning spor viser responser en ORN til to forskjellige lukter (2-oktanol og 1-heksanol).
Figur 4. Gresshoppe disseksjon prosedyre. (A) En gresshoppe er behersket og plassert i en spesialdesignet disseksjon oppsett som vist. (B) View of the Locust hodet ovenfra. Både sammensatte øyne og antenner kan tydelig ses (C) En voks cup er bygget rundt disseksjon området som skal tillates saltvann perfusjon under og etter disseksjon prosessen. (D) En eksponert locust hjerne er vist (den gule-pigmentert nevrale vev). En plattform er plassert under hjernen som vist for å stabilisere hjernen. En saltløsning perfusjon tube er festet til voks koppen. (E) En skjematisk av gresshoppen hjernen. (F) et forstørret bilde av gresshoppen hjernen etter disseksjon tydelig viser de regioner av interesse: entennal lobes (AL) og sjampinjong organer (MB). Den antennal nerve (AN) inneholder axon bunter som overfører de Örn aksjonspotensialer fra antennen til antennal lapp.
Figur 5. Multi-unit opptak fra antennal lapp og sjampinjong kroppen. (A) viser skjematisk innspillingen konfigurasjonen og lukt produksjonstid oppsettet. (B) En 16-kanals NeuroNexus opptak elektrode brukes for PN opptak er vist. (C) Venstre panel, gjorde en tilpasset 8-kanals vridd trådelektrode vises. Høyre panel, elektrodespissen og tilkoplingene for ledninger til IC socket vises. (D) plassering av den 16-kanal opptak elektrode i AL. Bare den nederste fire elektroder i hver skaft settes inn i vevet. (F) Plassering av vridd trådelektrode i overfladiske MB lag for KC opptak vises.
Figur 6. Representative resultater fra en antennal lobe (AL) og en sopp kroppen (MB) opptaket. (A) En rå ekstracellulære spor fra en multi-unit AL opptaket vises. En 4 s lukt puls ble anvendt i løpet av tidsperioden indikert av den grå boksen. (B) Lignende tomt, men viser rå KC svar på en lukt. (C) Et eksempel på PN spike sortering. Ekstracellulære bølgeformer fra fire uavhengige kanalene et flerkanals elektrode er vist for alle spiking hendelser som oppstår fra en enkelt PN. Enkelthendelser (svart), gjennomsnitt (rød), og SDS (blå) er vist for begge celler. Histogrammer oppnådd ved å projisere høy-dimensjonale PN event representasjoner (180 dimensjonal vektor oppnådd ved å lenke sammen 3 ms signaler fra alle fire elektroder) på linjen mellom sine midler. Ansees å være en godt isolertted enhet, som i dette tilfellet, en bimodal fordeling med cluster sentre minst fem ganger støy SD hverandre er forventet for hvert par av samtidig registrerte celler 12. (D) Et eksempel på KC pigg sortering vises.
Figur 7 galvanisering satt opp:. Koblingsskjemaet viser forbindelser mellom de forskjellige komponenter er vist over en bilde av den faktiske oppsettet. Kort, er 3 Hz torget pulser (5V amplitude) fra en funksjon generator (MCP, SG 1639A) som brukes til gate en stimulans isolator (WPI, A365) som deretter leverer 5 μA av strøm til en elektrode impedans tester (BAK Electronics, IMP- 2). Impedansen testeren kan opereres til å enten teste elektroden impedans eller tillate strømpulser fra stimulus isolator som skal anvendes til elektroden for gull. I begge tilfeller er den multi-unit elektroden holdt immersed i en galvanisering godt med gull løsning. En bryter tillater valg av elektroden kanal å være gullbelagt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Mest sensoriske stimuli fremkalle kombinatoriske responser som er fordelt på ensembler av nerveceller. Derfor er simultan overvåkning av multi-neuron aktivitet nødvendig å forstå hvordan stimulans-spesifikk informasjon representert og behandlet av nevrale kretser i hjernen. Her har vi vist ekstracellulære multi-unit opptak teknikker for å karakterisere lukt-evoked respons på de tre første behandling sentre langs insekt olfactory veien. Vi gjør oppmerksom på at teknikkene som presenteres her har blitt brukt i en rekke tidligere studier på olfactory koding og er blitt en vanlig praksis på dette feltet 3,6,13-17. Kombinere teknikker som presenteres her kan man utvikle et system tilnærming til å undersøke design og databehandling prinsippene i virvelløse olfactory system. Her må vi erkjenne nyskapende bidrag fra Gilles Laurent, Mark Stopfer, og deres kolleger 2,3,8,9,13,16,18-21, som pioner disse approaches å avdekke og belyse flere grunnleggende prinsipper for olfactory koding.
Til slutt er det verdt å merke seg at optiske teknikker har også blitt brukt til å studere ensemble aktivitet i insekt olfactory kretser 22-27. Mens disse optiske teknikker er fordelaktig når målet er å samtidig overvåke nerveaktivitet over et stort antall av neuroner, elektrofysiologiske teknikker er fortsatt "gullstandard 'når påvisning av individuelle aksjonspotensialer er ønsket.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikter erklært.
Acknowledgments
Forfatterne ønsker å takke følgende for finansiering dette arbeidet: generøse oppstart midler fra Institutt for Biomedical Engineering i Washington University, en McDonnell Center for Systems Neuroscience stipend, en Office of Naval Research Grant (Grant #: N000141210089) til BR
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrophysiology Equipment | |||
| A.C. amplifier | GRASS | Model P55 | for single sensillum recordings |
| Audio monitor (model 3300) | A-M Systems | 940000 | |
| Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier | Cal. Tech. Biology Electronics Shop | for AL and MB recordings | |
| Data acquisition unit | National Instruments | BNC-2090 | |
| Fiber optic light | WPI | SI-72-8 | |
| Light source 115 V | WPI | NOVA | |
| Manual micromanipulator | WPI | M3301R | for locust brain recordings |
| Stereomicroscope1 on boom stand | Leica | M80 | for locust brain recordings |
| Stereomicroscope2 | Leica | M205C | for single sensillum recordings |
| Vibration-isolation table | TMC | 63-500 series | |
| Motorized micromanipulator | Sutter Instruments | MP285/T | |
| Oscilloscope | Tektronix | TD2014B | |
| Electrodes/Construction Tools | |||
| 16-channel electrode | NeuroNexus | A2x2-tet-3mm-150-121 | for antennal lobe recordings |
| Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm | Sutter Instruments | BF120-69-10 | for making glass electrodes |
| Micropipette puller | Sutter Instruments | P-1000 | |
| Function generator | Multimeter Warehouse | SG1639A | for gold-plating electrodes |
| Gold plating solution (non cyanide) | SIFCO Industries | NC SPS 5355 | |
| Impedance tester | BAK Electronics Inc. | IMP-2 | for gold-plating electrodes |
| Switch rotary | Electroswitch | C7D0123N | for gold-plating electrodes |
| Pulse isolator | WPI | A365 | for gold-plating electrodes |
| Q series electrode holder | Warner Instruments | 64-1091 | |
| Silver wire 0.010" diameter | A-M Systems | 782500 | ground electrode |
| 8 pin DIP IC socket | Digikey | ED90032-ND | |
| Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm | Warner Instruments | 64-0787 | |
| Heat gun | Weller | 6966C | |
| Rediohm-800 wire | Kanthal Precision Technologies | PF002005 | |
| Titer plate shaker | Thermo Scientific | 4625Q | twisting wires |
| Carbide scissors, 4.5" | Biomedical Research Instr | 25-1000 | for cutting twisted tetrode wires |
| Fine point tweezers | HECO | 91-EF5-SA | for teasing tetrode wires apart |
| Odor Delivery | |||
| 6 ml syringe | Kendall | 1180600777 | for custom designed activated carbon filter |
| Brown odor bottles | Fisher | 08-912-165 | |
| Charcoal | BuyActivatedCharcoal.com | GAC-48C | |
| Desiccant | Drierite | 23005 | |
| Drierite gas drying jar | Fischer Scientific | 09-204 | |
| Heat shrink tubing | 3M | EPS-200 | odor filter preparation |
| Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 | Kendall | 8881-200136 | for providing inlet and outlet lines for odor bottles |
| Mineral oil | Mallinckrodt Chemicals | 6357-04 | for odor dilution |
| Nalgene plastic tubing, 890 FEP | Thermo Scientific | 8050-0310 | for carrier gas delivery |
| Pneumatic picopump | WPI | sys-pv820 | for odor delivery |
| Polyethylene tubing ID 0.86 mm | Intramedic | 427421 | for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing |
| Stoppers | Lab Pure | 97041 | for sealing odor bottles |
| Time tape | PDC | T-534-RP | |
| Tubing luer | Cole-Parmer | 30600-66 | |
| Vacuum tube | McMaster-Carr | 5488K66 | |
| Preparation/Dissection | |||
| 100 x 15 mm petri dish | VWR International | 89000-304 | |
| 18 AWG copper stranded wire | Lapp Kabel | 4510013 | |
| 22 AWG stranded hookup wire | AlphaWire | 1551 | brain platform |
| Batik wax | Jacquard | 7946000 | |
| Dental periphery Wax | Henry-Schein Dental | 6652151 | |
| Electrowaxer | Almore International | 66000 | |
| Epoxy, 5 min | Permatex | 84101 | |
| Hypodermic needle aluminum hub | Kendall | 8881-200136 | |
| Protease from Streptomyces griseus | Sigma-Aldrich | P5147 | for desheathing locust brain |
| Suture thread non-sterile | Fisher | NC9087024 | for tying the abdomen after gut removal |
| Vetbond | 3M | 1469SB | for sealing amputation sites |
| Dumont #1 forceps (coarse) | WPI | 500335 | |
| Dumont #5 titanium forceps (fine) | WPI | 14096 | |
| Dumont #5SF forceps (super-fine) | WPI | 500085 | desheathing locust brain |
| 10 cm dissecting scissors | WPI | 14393 | for removing legs and wings |
| Vannas scissors (fine) | WPI | 500086 | for removing cuticle, cutting the foregut |
| Saline Profusion | |||
| Extension set with rate flow regulator | Moore Medical | 69136 | for regulating saline flow |
| IV administration set with Y injection site | Moore Medical | 73190 | for regulating saline flow |
References
- Ache, B. W., Young, J. M. Olfaction: diverse species, conserved principles. Neuron. 48, 417-430 (2005).
- Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. Temporal representations of odors in an olfactory network. Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).
- Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system. Neuron. 39, 991-1004 (2003).
- Steven de Belle, J., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, 692-695 (1994).
- Cassenaer, S., Laurent, G. Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning. Nature. 482, 47-52 (2012).
- Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
- Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors. Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).
- Perez-Orive, J., et al. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, 359-365 (2002).
- Naraghi, M., Laurent, G. Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust. The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).
- Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae). Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).
- Burrows, M., Laurent, G. Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ. Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).
- Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).
- Mazor, O., Laurent, G. Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons. Neuron. 48, 661-673 (2005).
- Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).
- Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).
- Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors. Neuron. 61, 570-586 (2009).
- Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. Sparse odor representation and olfactory learning. Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).
- Laurent, G. Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals. Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).
- Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation. Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).
- MacLeod, K., Laurent, G. Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies. Science. 274, 976-979 (1996).
- Wehr, M., Laurent, G. Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system. The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).
- Moreaux, L., Laurent, G. Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo. Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).
- Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).
- Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification. Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).
- Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior. Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).
- Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe. J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).
- Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging. Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).
