Summary
Demostramos variaciones de la técnica de grabación extracelular de múltiples unidades para caracterizar el mal olor respuestas evocadas en las tres primeras etapas de la vía olfativa invertebrado. Estas técnicas se pueden adaptar fácilmente para examinar la actividad conjunto en otros sistemas neurales también.
Abstract
La detección e interpretación de señales olfativas son críticos para la supervivencia de muchos organismos. Cabe destacar que las especies a través de phyla han sistemas olfativos sorprendentemente similares sugiere que el enfoque biológico para la detección química ha sido optimizada en el tiempo evolutivo 1. En el sistema olfativo de insectos, sustancias odoríferas son transducidas por neuronas receptoras olfativas (ORN) en la antena, que convierten los estímulos químicos en los trenes de potenciales de acción. La información sensorial desde los ORNs entonces se retransmite al lóbulo antenal (AL; una estructura análoga a la del bulbo olfatorio de vertebrados). En la Liga Americana, representaciones neurales de los olores en forma de patrones de disparo espacio-temporales distribuidos a través de conjuntos de neuronas principales (PN, también conocida como las neuronas de proyección) 2,3. La salida AL se procesa posteriormente por células de Kenyon (KCS) en el cuerpo de hongo aguas abajo (MB), una estructura asociada con la memoria y el aprendizaje olfativo 4,5. Ellae, se presentan técnicas electrofisiológicas de registro para controlar el mal olor respuestas evocadas en estos circuitos neuronales olfatorios.
En primer lugar, se presenta un método sensillum sola grabación para estudiar el mal olor respuestas evocadas en el nivel de las poblaciones de ORNs 6,7. Se discute el uso de pipetas de vidrio llenos de solución salina afilados como electrodos para monitorear las respuestas ORN extracelularmente. A continuación, se presenta un método para monitorear las respuestas extracelularmente PN utilizando un canal comercial 16-electrodo 3. Un enfoque similar utilizando un tetrodo alambre a medida 8-canal trenzado se demuestra para células Kenyon grabaciones 8. Nosotros proporcionamos detalles de nuestra configuración experimental y presentes trazas de grabación representativos para cada una de estas técnicas.
Protocol
1. Olor Preparación y entrega
- Las soluciones diluidas de olor en aceite mineral en volumen para alcanzar el nivel de concentración deseado. Almacene una mezcla de 20 ml de aceite mineral y el olor en un frasco de vidrio de 60 ml. Insertar dos agujas de jeringa en un tapón de goma (calibre 19), una de la parte inferior y la otra desde la parte superior, para proporcionar una entrada y una línea de salida. Sellar la botella de vidrio con tapón de caucho y este adjuntar un diseño personalizado filtro de carbón activado a la línea de entrada (Figura 1A).
- El filtro de carbono se hace utilizando dos jeringas 6 ml. Cortar las jeringas en la mitad y descartar el extremo del émbolo. Rellenar cada una de las piezas restantes con algodón y carbón activado antes de conectar juntos utilizando calor tubo retráctil.
- Conectar la línea de salida de la botella de olor (con tubo de polietileno, ID 0,86 mm) para el tubo de plástico (Nalgene Tubos FEP, ID 5,8 mm) que suministra un flujo de aire constante a través de la antena (Figura 1B
- Directo carbono-filtrada, aire deshumidificado (gas portador; caudal, 0,75 L / min) hacia la langosta usando un tubo de plástico que se coloca dentro de unos pocos cm de la antena de la langosta.
- Para la estimulación olor, desplazar un volumen constante (0,1 L / min) de la cámara de aire estática por encima de la solución de olor en la botella. Esto se consigue mediante la inyección de una cantidad igual de aire deshumidificado en el frasco utilizando un Pico-bomba (WPI, PV-820). Los vapores de la botella de olor se dirige a través de la línea de salida en el tubo de flujo de aire (Figura 1B).
- Retire los vapores de olor entregados mediante la colocación de un embudo vacío ~ 10 cm detrás de la antena contra la langosta.
2. Preparación para la grabación de Antena Locust sensillum individual
- Seleccione una langosta de adultos jóvenes de ambos sexos con alas totalmente crecido, pero antes de la etapa de apareamiento de una colonia llena de gente. Para frenar la langosta, en primer lugar amputar las piernas. Selle los sitios de amputación con adhesivo tisular (Vetbond, 3M). Secure tél langosta a una cámara de diseño personalizado con un pequeño trozo de cinta aislante envuelto alrededor de su tórax (Figura 2A).
- Bajo un microscopio de disección, hacer una ranura poco profunda en la plataforma de cera (Figura 2A) para la colocación de la antena. Coloque la antena en la ranura y estabilizar usando cera batik en los dos extremos de la antena (Figura 2B; una electrowaxer se utiliza para la fusión de la cera).
- Inserte un electrodo de tierra (alambre de plata clorada) en el tórax (~ 1 cm de distancia de la cabeza). Use cera batik tanto el sello del sitio de la incisión y mantenga el cable de tierra en su lugar (Figura 2A).
3. Grabación sensillum Individual de Seguimiento de olor-evocó las respuestas de las neuronas receptoras olfativas (ORNs)
- Coloque la antena langosta estabilizado bajo un microscopio estereoscópico (Leica M205C) en una tabla de aislamiento de vibraciones (TMC) (Figura 3A). Asegúrese de que la base de la sensillum grabación es claraLy visible (Figura 3B).
- Use un extractor de micropipeta (Sutter P-1000) para la fabricación de electrodos de vidrio (impedancia de 3-10 mW cuando se llena con solución salina 9 langosta, m diámetro de la punta 1-3) utilizando un tubo capilar de vidrio de borosilicato (OD 1,2 mm, ID 0,69 mm).
- Coloque el electrodo de vidrio en un soporte micropipeta que está unido a un micromanipulador motorizado (Sutter MP-285). Suavemente insertar el electrodo en la base de un sensillum (Figura 3B). Tenga en cuenta que cada sensillum puede contener 3-50 ORNs en langostas 10.
- Amplificar la señal (10.000 veces) utilizando un amplificador AC (Grass P-55). Filtrar la señal de entre 0,3 a 10,0 kHz y adquirir a una velocidad de muestreo de 15 kHz (Figura 3D) usando un sistema de adquisición de datos (LabView, PCI-MIO-16E-4 tarjetas DAQ; National Instruments).
4. Locust Procedimiento para la disección del lóbulo antenal y grabaciones de setas del cuerpo
- Siga el restrainiprocedimientos ng como se describe en la sección 2.1. Coloque la langosta en una cámara diseñada a tal como se muestra en la Figura 4A y B.
- Para la perfusión de solución salina durante y después del procedimiento de disección, construir una taza de cera alrededor de la cabeza de la langosta. La taza de cera debe comenzar justo por encima de las partes de la boca, y se extienden más allá de los ojos compuestos que abarca la región entre las dos antenas como se muestra en la Figura 4C.
- Para permitir que las antenas para pasar a través de la copa de cera, crear pequeños túneles en ambos lados con plástico (polietileno) tubo (5 mm de largo, 0,86 mm ID). Asegúrese de que el tubo de plástico se puede deslizar a través de la copa de cera. Esto último se logra mediante el uso de una junta de goma que envuelve herméticamente alrededor del tubo de plástico, pero está unido a la cera-taza (Figura 4C).
- Uso de resina epoxi, una la base de las antenas con el extremo inferior del tubo de plástico. Este paso asegura que las antenas se mantiene en su lugar, incluso después de los alrededorescutícula se retira.
- Mantenga la copa cera llena con solución salina 9 desde este punto en adelante. Comenzar por la eliminación de una región rectangular central entre las dos antenas (lado más largo del rectángulo alineado con el eje anteroposterior). Posteriormente, retirar cutícula en las regiones vecinas sin molestar a los ojos compuestos y cutícula en la base de la antena (Figura 4D).
- Con unas pinzas finas, retire suavemente sacos de aire y los cuerpos grasos que rodean el cerebro. Al final de este paso, el cerebro langosta debe ser visto claramente (Figura 4D). Nótese que las regiones del cerebro que procesan la información olfativa (con pigmentación amarillo claro) está situado entre las dos antenas.
- En el intestino langostas pasa por debajo del cerebro y a lo largo de la longitud del cuerpo. Para evitar el movimiento de los intestinos de potencialmente desestabilizar la preparación, tire suavemente del intestino anterior y lo cortó con unas tijeras finas. Haga una pequeña incisión en el abdomen justopor encima del recto y quitar el intestino tirando del intestino posterior con pinzas gruesas. Para evitar una fuga de solución salina, atar el abdomen inmediatamente anterior al sitio de la incisión con hilos de sutura.
- Utilice una pequeña plataforma hecha de un alambre fino recubierto con una fina capa de cera para elevar el cerebro y estabilizarla durante 11 electrofisiología como se muestra en la Figura 4D.
- El cerebro de los insectos está cubierto por una funda aislante delgada que necesita ser eliminado antes de los experimentos. Para desheath el cerebro, se extendió suavemente una pequeña cantidad de una enzima (0.3-0.4 mg de proteasa, Sigma Aldrich) sobre la superficie del cerebro utilizando unas pinzas finas 9. Después de s ~ 5-10 de aplicación de enzima, enjuagar el cerebro a fondo con solución salina. Con super-finas pinzas muy suavemente pellizcar y tirar de la vaina y posteriormente romper abrirlo en los lugares de grabación (AL y MB, se muestra en la Figura 4E, F).
5. Grabaciones de varias unidades del lóbulo antenal yel Consejo de la seta
- Colocar la preparación langosta (Figura 5A) bajo un estereomicroscopio suspendido de un soporte de brazo colocado sobre una mesa de aislamiento de vibraciones.
- Mantener un ritmo constante de perfusión de solución salina (aproximadamente 0,04 L / h) durante todo el experimento. Usar un cable de plata clorada sumergido en la taza de cera lleno de solución salina como el electrodo de tierra.
- Para las grabaciones PN, utiliza un 16-canal de silicio sonda (Tecnologías NeuroNexus, artículo # a2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, Figura 5B). Antes de cada experimento, electrochapar los electrodos de oro para conseguir impedancias en el rango de 200-300 kW. Utilice el circuito mostrado en la Figura 7 para la galvanoplastia.
- Coloque el electrodo cerca de la superficie del lóbulo antenal y suavemente insertar en el tejido usando un micromanipulador manual (WPI, M3301R) (Figura 5D).
- Haga avanzar el electrodo en ~ 10 pasos micras. Espere 2-3 minutos en cada paso y evaluar la adquisición ded calidad de la señal. En un sitio de grabación ideal, señales extracelulares será recogido por múltiples canales de grabación y tendrá una alta relación señal a ruido (SNR> 3-5 veces el ruido de las desviaciones estándar).
- Para grabaciones de KC, use un tetrodo medida alambre trenzado (Figura 5C, paso a paso el procedimiento de fabricación presentan en la Sección 6). Electrochapar estos electrodos como se discute en el paso 5,3. Coloque el tetrodo en la superficie de la MB (Figura 5E) como KC somata están restringidas a la capa superficial de la MB 8.
- Tanto PN y grabaciones KC se puede hacer al mismo tiempo de preparación langosta del mismo como se muestra esquemáticamente en la Figura 5A.
- Espere por lo menos 15 min después de encontrar la ubicación de grabación para permitir la estabilización de los electrodos.
- Adquirir todas las señales extracelulares a 15 KHz, filtro entre 0.3-6 KHz, y amplificar (10.000 veces) usando un amplificador de 16 canales AC (Biología Electronics Shop; Caltech, Pasadena, CA) (La Figura 6A, B).
6. Procedimientos para hacer electrodo de alambre trenzado para grabaciones de KC
- Para diseñar un electrodo de múltiples unidades para las grabaciones de KC, utilice cable aislado cromo níquel (RO800, 0,0005 "filamento) 8.
- Si se desean ocho electrodos luego envolver el alambre alrededor de un pedazo largo de 10-15 cm de cartón 4 veces. Los extremos de la cartulina puede ser cubierta con un tubo de plástico para evitar que los bordes de corte del alambre. Si bien el embalaje, asegúrese de que hay poco flojo, pero asegúrese de que el cable no quede tirante. Manipule el cable con cuidado, ya que se rompe fácilmente.
- Bunch los cables juntos en la parte superior del cartón y usar un trozo de cinta (cinta de tiempo, T-534-RP) para mantenerlos juntos. Cortar los cordones en el otro extremo. Quitar los hilos de alambre y el grupo de los hilos en el extremo de corte, así utilizando otra pieza de la cinta.
- El uso de un título agitador de placas (Thermo Scientific, Modelo 4625Q), el viento los hilos juntos (~ 72 rev / min durante 3min) para formar un hilo trenzado. La parte inferior de las hebras grabadas puede ser recortado a la placa de titulación de rotor y la parte superior se puede enganchar a un soporte de la pluma. Durante el bobinado, el cable debe tener poco flojo, pero no estar tensada.
- Fundir el aislamiento junto con una pistola de calor (Weller 6966C) para pegar los filamentos individuales entre sí y forman un solo cable. 3-4 pases lentos (3-4 segundos cada uno) sobre la longitud del alambre debe ser suficiente para calentar y fundir los hilos juntos. A continuación, suelte el cable desde la parte inferior y permitir que se relaje. Recorte el cable cerca de los extremos para quitar la cinta.
- Insertar un extremo del cable a través de un tubo de vidrio de 5-6 cm de largo, capilar (OD 1,0 mm, ID 0,58 mm). Separar el alambre retorcido en un extremo con unas pinzas finas y eliminar el recubrimiento por muy brevemente quemando el extremo usando una llama. Este paso debe realizarse con cuidado; exponer el alambre a la llama durante demasiado tiempo hará que las hebras para fundir y enredo.
- Suavemente separar las hebras 8 en el extremo de un flameadond soldadura cada capítulo por separado en una conexión de 8-pin IC. Escudo de la parte superior de la toma de IC con epoxi para mantener los filamentos de vidrio capilar y en su lugar. También coloque una pequeña gota de epoxi en el otro extremo del capilar para mantener el cable en su sitio (Figura 5C).
- Por último, cortar la punta de la aguja en un ángulo de 45 grados con tijeras carburo de aproximadamente 0,5 cm de la punta capilar.
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Representative Results
Respuestas evocadas olor-de una sola ORN a dos alcoholes diferentes se muestran en la Figura 3D. Dependiendo de la ubicación de la grabación (tipo sensilla, la colocación del electrodo) de unidades múltiples grabaciones se puede lograr.
Una forma de onda prima extracelular de una grabación de AL se muestra en la Figura 6A. Los potenciales de acción o picos de amplitudes variables procedentes de PN diferentes se puede observar en esta traza de tensión. Aunque el lóbulo antenal langosta tiene neuronas excitadoras de proyección y las neuronas inhibidoras locales, sólo PN generar picos de sodio que pueden ser detectados extracelularmente 3. Esta observación sugiere que la técnica de grabación de múltiples unidades que aquí se presenta se puede utilizar para controlar selectivamente la salida de los circuitos del lóbulo antenal, con lo que las langostas de un modelo atractivo para el estudio de invertebrados codificación olfativas.
Un ejemplo de un cuerpo de hongo de grabación se muestra en la Para aislar las respuestas de una sola unidad de estas grabaciones de unidades múltiples, se realizó fuera de línea de clasificación espiga (con el mejor de los cuatro canales) usando software implementado publicado en IGOR Pro (Wavemetrics) 12. Ejemplos de PN y KC clasificación pico se muestran en la Figura 6 C, y D, respectivamente. 
Figura 1. Estimulación olor. (A) Todos los componentes necesarios para la preparación de una botella de olor se muestran. (B) La conexión de entrada de la pico-bomba y la conexión de salida de la botella de olor para el tubo de suministro de olor se muestran. Una corriente constante de aire desecado se utiliza como la corriente de gas portador y se dirige a la antena durante los experimentos.
Figura 2. Preparación de una antena de langosta para grabaciones sensillum individuales. (A) La langosta se coloca en una cámara de encargo con un electrodo de tierra colocado en el intestino. (B) Un método para estabilizar una antena utilizando una plataforma de cera se muestra.
Figura 3. Grabaciones individuales sensillum. (A) Un registro típico de configurar. Una mezcla de gas portador y vapor de olor se suministra a través de un tubo de suministro. Los potenciales de acción ORN se graban usando un electrodo de vidrio. Entregado olores se eliminan mediante un embudo vacío situado justo detrás de la antena. (B) Colocación de los electrodos como se ve a través del microscopio estereoscópico. Las flechas indican la colocación de la punta del electrodo de vidrio en la base de un sensillum. (C) Un esquematic del enfoque sensillum única grabación. (D) Raw trazas de tensión extracelular que muestran respuestas de un ORN a dos olores diferentes (2-octanol y 1-hexanol).
Figura 4. Locust procedimiento de disección. (A) Una langosta es restringido y se coloca en una configuración de disección de diseño personalizado tal como se muestra. (B) Vista de la cabeza de la langosta desde arriba. Ambos ojos compuestos y antenas se puede ver claramente (C) Una taza cera se construye alrededor del sitio de la disección para permitir la perfusión de solución salina durante y después del proceso de disección. (D) Un cerebro langosta expuesta se muestra (el tejido neural de pigmentación amarilla). Una plataforma se coloca debajo del cerebro, como se muestra para estabilizar el cerebro. Un tubo de perfusión de solución salina está fijado a la taza cera. (E) Un esquema de la langosta del cerebro. (F) Una imagen ampliada de la langosta del cerebro después de la disección que muestra claramente las regiones de interés: unalóbulos tennal (AL) y los órganos de setas (MB). El nervio antenal (AN) contiene haces de axones que transmiten los potenciales de acción ORN desde la antena hasta el lóbulo antenal.
Figura 5. De unidades múltiples grabaciones desde el lóbulo antenal y el cuerpo de hongo. (A) un esquema que muestra la configuración de la grabación y la configuración para el Olor. (B) Un electrodo 16-NeuroNexus canal de grabación utilizado para grabaciones PN se muestra. (C) Panel izquierdo, un encargo 8-canales electrodo de alambre trenzado se muestra. Panel de la derecha, la punta del electrodo y las conexiones de los cables a la toma de IC se muestran. (D) La colocación del electrodo de registro de 16 canales en la Liga Americana. Sólo la parte inferior cuatro electrodos en cada vástago se inserta en el tejido. (F) La colocación del electrodo de alambre retorcido en las capas superficiales MB para KC grabaciones se muestra.
Figura 6. Representante resultados de un lóbulo antenal (AL) y un cuerpo de setas (MB) de grabación. (A) Una traza prima extracelular de una unidad de grabación de multi-AL se muestra. A pulso 4 s olor se aplicó durante el período de tiempo indicado en el cuadro gris. (B) trama similar pero mostrando primas respuestas KC a un olor. (C) Un ejemplo de clasificación PN espiga. Formas de onda extracelular a partir de cuatro canales independientes de un electrodo de múltiples canales se muestran para todos los eventos enriquecidas derivadas de una única red de puertos. Los eventos individuales (negro), media (rojo) y SDS (azul) se muestran para ambas células. Histogramas obtenidos mediante la proyección de grandes dimensiones representaciones de eventos PN (180 vector dimensional obtenida mediante la concatenación de 3 ms señales de los cuatro electrodos) en la línea que conecta sus posibilidades. Para ser considerado un bien isolaTed unidad, como en este caso, una distribución bimodal con centros de los conglomerados al menos cinco veces el ruido SD aparte se espera para cada par de células registradas simultáneamente 12. (D) Un ejemplo de clasificación KC espiga se muestra.
Figura 7 La galvanoplastia configurar:. El diagrama de circuito que muestra las conexiones entre los diferentes componentes se muestran encima de una imagen de la instalación real. Brevemente, 3 Hz pulsos cuadrados (5V de amplitud) a partir de un generador de funciones (MCP, SG 1639A) se utilizan para puerta de un aislador de estímulo (WPI, A365) que luego entrega 5 μA de corriente a un probador de impedancia de los electrodos (BAK Electronics, IMP- 2). El probador de impedancia puede ser operado a prueba, o bien la impedancia de los electrodos o permitir impulsos de corriente desde el aislador de estímulo que se aplica al electrodo para chapado en oro. En ambos casos, la unidad multi-electrodo se mantiene imsumerge en una solución de galvanoplastia bien contiene oro. Un interruptor permite la selección del canal de electrodo para ser chapados en oro.
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Discussion
Estímulos sensoriales más evocan respuestas combinatorias que se distribuyen a través de conjuntos de neuronas. Por lo tanto, la supervisión simultánea de múltiples neurona actividad es necesario entender como estímulo específico de información está representada y procesada por los circuitos neurales en el cerebro. En este caso, hemos demostrado extracelulares unitarios múltiples técnicas de grabación para caracterizar el mal olor respuestas evocadas en los centros de procesamiento de los tres primeros lo largo de la vía olfativa de insectos. Observamos que las técnicas presentadas aquí se han utilizado en una serie de estudios previos sobre la codificación olfativos y se están convirtiendo en una práctica estándar en este campo 3,6,13-17. La combinación de las técnicas presentadas aquí se puede desarrollar un enfoque de sistema para la investigación de los principios de diseño y cálculo del sistema olfativo de invertebrados. En este sentido, hay que reconocer las contribuciones seminales realizados por Gilles Laurent, Stopfer Marcos y sus colegas 2,3,8,9,13,16,18-21, pionero estos distintos criteriosches para revelar y aclarar algunos principios fundamentales de la codificación olfativos.
Por último, cabe señalar que las técnicas ópticas también se han utilizado con éxito para estudiar la actividad en conjunto insectos circuitos olfativos 22-27. Si bien estas técnicas ópticas son ventajosos cuando el objetivo es controlar simultáneamente la actividad neuronal a través de un gran número de neuronas, las técnicas de electrofisiología son todavía el "patrón oro" cuando la detección de potenciales de acción individuales se desea.
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Disclosures
No hay conflictos de interés declarado.
Acknowledgments
Los autores desean agradecer a las siguientes personas por financiar este trabajo: generoso arranque fondos del Departamento de Ingeniería Biomédica en la Universidad de Washington, un Centro de Neurociencia de Sistemas McDonnell subvención, una Oficina de Investigación Naval de subvención (Grant #: N000141210089) para BR
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrophysiology Equipment | |||
| A.C. amplifier | GRASS | Model P55 | for single sensillum recordings |
| Audio monitor (model 3300) | A-M Systems | 940000 | |
| Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier | Cal. Tech. Biology Electronics Shop | for AL and MB recordings | |
| Data acquisition unit | National Instruments | BNC-2090 | |
| Fiber optic light | WPI | SI-72-8 | |
| Light source 115 V | WPI | NOVA | |
| Manual micromanipulator | WPI | M3301R | for locust brain recordings |
| Stereomicroscope1 on boom stand | Leica | M80 | for locust brain recordings |
| Stereomicroscope2 | Leica | M205C | for single sensillum recordings |
| Vibration-isolation table | TMC | 63-500 series | |
| Motorized micromanipulator | Sutter Instruments | MP285/T | |
| Oscilloscope | Tektronix | TD2014B | |
| Electrodes/Construction Tools | |||
| 16-channel electrode | NeuroNexus | A2x2-tet-3mm-150-121 | for antennal lobe recordings |
| Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm | Sutter Instruments | BF120-69-10 | for making glass electrodes |
| Micropipette puller | Sutter Instruments | P-1000 | |
| Function generator | Multimeter Warehouse | SG1639A | for gold-plating electrodes |
| Gold plating solution (non cyanide) | SIFCO Industries | NC SPS 5355 | |
| Impedance tester | BAK Electronics Inc. | IMP-2 | for gold-plating electrodes |
| Switch rotary | Electroswitch | C7D0123N | for gold-plating electrodes |
| Pulse isolator | WPI | A365 | for gold-plating electrodes |
| Q series electrode holder | Warner Instruments | 64-1091 | |
| Silver wire 0.010" diameter | A-M Systems | 782500 | ground electrode |
| 8 pin DIP IC socket | Digikey | ED90032-ND | |
| Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm | Warner Instruments | 64-0787 | |
| Heat gun | Weller | 6966C | |
| Rediohm-800 wire | Kanthal Precision Technologies | PF002005 | |
| Titer plate shaker | Thermo Scientific | 4625Q | twisting wires |
| Carbide scissors, 4.5" | Biomedical Research Instr | 25-1000 | for cutting twisted tetrode wires |
| Fine point tweezers | HECO | 91-EF5-SA | for teasing tetrode wires apart |
| Odor Delivery | |||
| 6 ml syringe | Kendall | 1180600777 | for custom designed activated carbon filter |
| Brown odor bottles | Fisher | 08-912-165 | |
| Charcoal | BuyActivatedCharcoal.com | GAC-48C | |
| Desiccant | Drierite | 23005 | |
| Drierite gas drying jar | Fischer Scientific | 09-204 | |
| Heat shrink tubing | 3M | EPS-200 | odor filter preparation |
| Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 | Kendall | 8881-200136 | for providing inlet and outlet lines for odor bottles |
| Mineral oil | Mallinckrodt Chemicals | 6357-04 | for odor dilution |
| Nalgene plastic tubing, 890 FEP | Thermo Scientific | 8050-0310 | for carrier gas delivery |
| Pneumatic picopump | WPI | sys-pv820 | for odor delivery |
| Polyethylene tubing ID 0.86 mm | Intramedic | 427421 | for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing |
| Stoppers | Lab Pure | 97041 | for sealing odor bottles |
| Time tape | PDC | T-534-RP | |
| Tubing luer | Cole-Parmer | 30600-66 | |
| Vacuum tube | McMaster-Carr | 5488K66 | |
| Preparation/Dissection | |||
| 100 x 15 mm petri dish | VWR International | 89000-304 | |
| 18 AWG copper stranded wire | Lapp Kabel | 4510013 | |
| 22 AWG stranded hookup wire | AlphaWire | 1551 | brain platform |
| Batik wax | Jacquard | 7946000 | |
| Dental periphery Wax | Henry-Schein Dental | 6652151 | |
| Electrowaxer | Almore International | 66000 | |
| Epoxy, 5 min | Permatex | 84101 | |
| Hypodermic needle aluminum hub | Kendall | 8881-200136 | |
| Protease from Streptomyces griseus | Sigma-Aldrich | P5147 | for desheathing locust brain |
| Suture thread non-sterile | Fisher | NC9087024 | for tying the abdomen after gut removal |
| Vetbond | 3M | 1469SB | for sealing amputation sites |
| Dumont #1 forceps (coarse) | WPI | 500335 | |
| Dumont #5 titanium forceps (fine) | WPI | 14096 | |
| Dumont #5SF forceps (super-fine) | WPI | 500085 | desheathing locust brain |
| 10 cm dissecting scissors | WPI | 14393 | for removing legs and wings |
| Vannas scissors (fine) | WPI | 500086 | for removing cuticle, cutting the foregut |
| Saline Profusion | |||
| Extension set with rate flow regulator | Moore Medical | 69136 | for regulating saline flow |
| IV administration set with Y injection site | Moore Medical | 73190 | for regulating saline flow |
References
- Ache, B. W., Young, J. M. Olfaction: diverse species, conserved principles. Neuron. 48, 417-430 (2005).
- Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. Temporal representations of odors in an olfactory network. Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).
- Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system. Neuron. 39, 991-1004 (2003).
- Steven de Belle, J., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, 692-695 (1994).
- Cassenaer, S., Laurent, G. Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning. Nature. 482, 47-52 (2012).
- Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
- Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors. Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).
- Perez-Orive, J., et al. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, 359-365 (2002).
- Naraghi, M., Laurent, G. Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust. The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).
- Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae). Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).
- Burrows, M., Laurent, G. Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ. Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).
- Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).
- Mazor, O., Laurent, G. Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons. Neuron. 48, 661-673 (2005).
- Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).
- Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).
- Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors. Neuron. 61, 570-586 (2009).
- Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. Sparse odor representation and olfactory learning. Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).
- Laurent, G. Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals. Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).
- Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation. Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).
- MacLeod, K., Laurent, G. Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies. Science. 274, 976-979 (1996).
- Wehr, M., Laurent, G. Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system. The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).
- Moreaux, L., Laurent, G. Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo. Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).
- Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).
- Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification. Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).
- Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior. Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).
- Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe. J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).
- Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging. Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).
