Summary

Formación de imágenes in vivo de calcio neuronal en C. elegans

Published: April 10, 2013
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Summary

Con su pequeño cuerpo transparente y bien documentado neuroanatomía y una serie de técnicas genéticas susceptibles y reactivos,<em> C. elegans</em> Hace que un organismo modelo ideal para<em> In vivo</em> Imagen neuronal utilizando relativamente simples y de bajo costo técnicas. Aquí se describe imagen única neurona dentro de animales adultos intactos utilizando genéticamente codificados indicadores de calcio fluorescente.

Abstract

El gusano nematodo C. elegans es un organismo modelo ideal para relativamente simple, formación de imágenes de bajo coste neuronal in vivo. Su pequeño cuerpo transparente y simple, bien caracterizado sistema nervioso permite la identificación y obtención de imágenes de fluorescencia de cualquier neurona en el animal intacto. Técnicas sencillas de inmovilización con un impacto mínimo sobre la fisiología del animal permitir extendido time-lapse de imágenes. El desarrollo de los fluoróforos de calcio genéticamente codificados sensibles como cameleon 1 y 2 GCaMP permitir la formación de imágenes in vivo de calcio neuronal relacionada tanto fisiología celular y la actividad neuronal. Numerosas cepas transgénicas que expresan estos fluoróforos en neuronas específicas están fácilmente disponibles o se pueden construir utilizando técnicas bien establecidas. A continuación, se describen los procedimientos detallados para medir la dinámica del calcio dentro de una sola neurona in vivo utilizando tanto GCaMP y cameleon. Se discuten las ventajas y disadvantedades de ambos, así como varios métodos de preparación de la muestra (inmovilización animal) y análisis de imagen. Finalmente, se presentan los resultados de dos experimentos: 1) Usando GCaMP para medir la respuesta sensorial de una neurona específica a un campo eléctrico externo y 2) Utilizando cameleon para medir la respuesta de calcio fisiológico de una neurona a daño traumático láser. Técnicas de formación de imágenes de calcio tales como éstos se utilizan ampliamente en C. elegans y se han extendido a las mediciones en los animales que se desplazan libremente, neuronas de forma simultánea y la comparación entre fondos genéticos. C. elegans presenta un sistema robusto y flexible para imágenes in vivo neuronal con ventajas sobre otros sistemas modelo de sencillez técnica y coste.

Introduction

Aquí presentamos métodos prácticos para la formación de imágenes in vivo del calcio en C. Elegans neuronas. El desarrollo de las codificadas genéticamente sensibles calcio-fluoróforos con alta relación de señal a ruido hace C. elegans un sistema efectivo comparativamente sencillo y rentable para la medición de la neurofisiología y la actividad. Nuestra formación de imágenes se realiza con un microscopio compuesto estándar utilizando amplio campo de imágenes de fluorescencia de los fluoróforos disponibles comúnmente. Se presentan varias técnicas que emplean diferentes fluoróforos y preparaciones diferentes de la muestra, discutir las fortalezas y debilidades de cada uno. Los datos se presentan a continuación, a partir de dos experimentos de ejemplo. Un excelente recurso adicional sobre las técnicas descritas aquí se pueden encontrar en WormBook, "Imagen de la actividad de las neuronas y los músculos" por R. Kerr, ( http://www.wormbook.org ) 3.

Dos clases principales de genéticamentecamente codificados reporteros fluorescentes de calcio se utilizan comúnmente en C. elegans: GCaMP solo canal y cameleon FRET basada. Vamos a describir los métodos y ejemplos para mostrar los datos generados por cada uno.

GCaMP se basa en una modificación de la proteína verde fluorescente (GFP) que es sensible a la concentración de calcio circundante. Esto se logra mediante la fusión de GFP y la calmodulina calcio de alta afinidad de proteína, de tal manera que la unión del calcio por la calmodulina lleva la molécula de GFP en una confirmación eficiente fluorescente 2. Los recientes avances en estos fluoróforos generar tamaño de la señal excepcional con hasta 500% de aumento en la intensidad de fluorescencia en un rango fisiológico de los niveles de calcio y la cinética razonablemente rápidos de ~ 95 ms tiempo de subida y el tiempo de decaimiento ~ 650 mseg 4. Durante períodos de tiempo relativamente cortos (minutos), estas señales pueden permitir grandes para obtener imágenes de resolución más baja (menor magnificación) y, dado un buen comportamiento initmedida de referencia ial, niega la necesidad de línea de base continua o mediciones comparativas.

Cameleon tiene la ventaja de ser un fluoróforo FRET basada en el que genera una medición radiométrica comparando dos canales independientes o longitudes de onda 1. Se compone de dos fluoróforos diferentes (proteínas fluorescentes cian y amarillo, emisores de PPC y YFP) unidos por una proteína calmodulina. El complejo está iluminado con luz azul (440 nm) que excita la PPC. La unión de calcio trae los fluoróforos más juntos, aumentando la transferencia de energía de resonancia fluorescente (FRET) de la PPC (donante) a la YFP (aceptor) y provocando la emisión PPC (480 nm) para disminuir la emisión y YFP (535 nm) para aumentar . Los niveles relativos de calcio se mide como la relación de la intensidad YFP / CFP. Cinética Cameleon son más lentas que la de GCaMP, medido in vivo para tener un tiempo de subida de ~ 1 sec y un tiempo de desintegración de 3 ~ 5 seg. Sin embargo,la relación de las señales que se mueven opuestamente aumenta el tamaño de la señal y compensa un número de posibles artefactos debido a los cambios en la concentración de fluoróforo, el movimiento o la deriva enfoque y blanqueo.

Codificados genéticamente reporteros fluorescentes negar gran parte de la preparación de la muestra requiere exógenamente con sondas administrados y C. elegans pequeño cuerpo transparente permite visualizar imágenes en el animal intacto utilizando fluorescencia sencilla de campo amplio. El principal reto técnico en preparación de la muestra es por lo tanto, para inmovilizar de forma segura a los animales. Hay un número de diferentes técnicas comúnmente utilizadas cada uno con ventajas y desventajas. El uso de un agente farmacológico para paralizar a los animales es fácil de implementar y permite el montaje de múltiples animales en una preparación (Levamisol, un agonista colinérgico que hace que el tejido muscular para aprovechar se utiliza típicamente 6). C. elegans también puede ser físicamente inmovilizada mediante el montaje de losen 10% de agarosa rígido 7, 8. Esto minimiza el impacto en la fisiología del animal, permite a largo plazo de imágenes (horas) y la recuperación de varios animales, pero es más difícil técnicamente. Ambas técnicas restringir el acceso físico a los animales (que están bajo un cubreobjetos) y, por tanto, sólo pueden utilizarse con ciertos estímulos experimentales (tal como luz, temperatura, campo eléctrico o daño láser). Para los estímulos que se requiere acceso físico, como el tacto o la administración de los productos químicos, muchos estudios han pegado con éxito C. elegans en su lugar (el uso de pegamento de grado veterinario) 9. Esto es técnicamente más difícil, es una preparación solo animal y no permite la recuperación de los animales. Por último, numerosos dispositivos de microfluidos han sido empleados que físicamente restringir C. elegans, preservando la fisiología animal, permitiendo la exposición a la mayoría de los tipos de estímulos (dependiendo del diseño del dispositivo) y puede permitir el intercambio rápido y la recuperación de los animales <sup> 10, 11. Sin embargo microfluidos adicionales requieren habilidades técnicas y capacidades en diseño, fabricación e implementación. En actividad inmovilizado animales y estímulo respuesta generalmente se puede medir en sensorial y interneuronas. Actividad de las neuronas motoras requiere de técnicas más sofisticadas para la formación de imágenes en movimiento en los animales. Aquí vamos a presentar métodos detallados que emplean las dos técnicas más sencillas de paralización e inmovilización farmacológica con rigidez de agarosa.

Los métodos presentados aquí pueden ser utilizados para medir la actividad neuronal y la fisiología celular en C. elegans. Damos un ejemplo de cada uno de: el uso de GCaMP para medir la respuesta de la neurona sensorial ASJ a un campo eléctrico externo, y utilizando cameleon para medir la respuesta de calcio fisiológica a la lesión con láser de una neurona. Estos ejemplos muestran las ventajas y los inconvenientes de los dos tipos de fluoróforos e ilustran lo que es posible con el sistema.

Protocol

1. Configuración óptica El uso de un microscopio compuesto estándar con capacidades de imagen de epifluorescencia. Utilizamos una Nikon Eclipse Ti-U microscopio invertido con un iluminador Intensilight HG. Para una mejor imagen y calidad de la señal utiliza un gran aumento, objetivo gran apertura numérica. Nos suelen utilizar una Nikon X60 1,4 NA objetivo de inmersión en aceite. En algunos casos es posible usar menor aumento (X40, X20) dependiendo del nivel de expresión del fluoróforo y fuer…

Representative Results

Aquí se presentan los resultados de dos experimentos separados. El primero emplea GCaMP para medir la respuesta de una neurona sensorial específico a un estímulo externo definido, dando un buen ejemplo de cómo los reporteros fluorescentes de calcio se puede utilizar para controlar ópticamente la actividad neuronal en intacto C. elegans. El segundo emplea cameleon para medir el calcio intracelular transitoria activa dentro de una neurona en respuesta al daño del láser específico, lo que ilustra cómo la …

Discussion

Genéticamente codificados indicadores de calcio se han utilizado ampliamente en C. elegans neurobiología. Numerosos grupos han empleado estas técnicas para estudiar la respuesta de las neuronas sensoriales primarias a estímulos externos como se demuestra aquí con la respuesta ASJ a un campo eléctrico. Ejemplos destacados incluyen sensación del tacto mecánico, productos químicos específicos, la temperatura y un campo eléctrico 12, 16-19. Actividad de interneuronas y células musculares tamb…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Varias personas contribuyeron al trabajo descrito en este documento. CVG construyó el montaje experimental, y LS, SHC, y CVG realizado los experimentos. CVG y SHC escribió el manuscrito. Todos los autores participaron posteriormente en el proceso de revisión y aprobó la versión final del manuscrito. Damos las gracias a Paul Sternberg para la cepa GCaMP. Algunas cepas de nematodos utilizadas en este trabajo fueron proporcionados por el Centro de Genética Caenorhabditis (CGC), que es financiado por el NIH Centro Nacional para Recursos de Investigación (CNRR). El programa de análisis de imagen MATLAB se adaptó del que se utiliza en 18. Los autores recibieron el apoyo de la Universidad de Boston y el Massachusetts Life Sciences Center.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Eclipse Ti-U inverted
microscope
Nikon    
Intensilight HG Illuminator Nikon C-HGFI Fluorescent light source
CFI Plan Apo VC 60X Oil Nikon    
Optical table or 3’X3′ optical
grade breadboard
Thor Labs   If an optical table is not used an
optical grade breadboard on a
solid laboratory bench should
suffice.
Clara Interline Camera Andor
Technology
  High-sensitivity CCD camera
wtGFP Longpass Emission Chroma Technology
Corp.
41015 GFP filter set for imaging GCaMP
Filter 440 +/- 10 nm Chroma D440/20x EX excitation filter for cameleon
Dichroic mirror > 455 nm
longpass
Chroma 455DCLP BS microscope dichroic for cameleon
imaging
Dichroic mirror > 515 nm
longpass
Chroma 515DCLP BS dichroic mirror for cameleon
imaging
Filter 535 +/- 15 nm Chroma D535/30m EM YFP emission filter
Filter 480 +/- 20 nm Chroma D485/40m EM CFP emission filter
Lens, 200 mm, Achromat Thor Labs AC508-200-A1 Relay lens for FRET optics (3)
Silver broadband mirror Thor Labs ME2S-P01 FRET optics (2)
NGM buffer      
Levamisole Sigma    
Polybead Microspheres Polysciences, Inc. 08691-10, 2.5% by
volume, 50 nm
diameter
polystyrene nanoparticles for C.
elegans immobilization
Transgenic strain, Strain
gpa-9::GCaMP3(in pha-1;
him-5 bkg)
Sternberg Lab Strain PS6388  
Transgenic strain, mec-
4::YC3.60
Gabel Lab Strain CG1B  

References

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Cite This Article
Chung, S. H., Sun, L., Gabel, C. V. In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans. J. Vis. Exp. (74), e50357, doi:10.3791/50357 (2013).

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