Summary
En utilisant une webcam et une combinaison de logiciels libres et peu coûteux, les modèles de locomotives de Drosophila melanogaster peuvent être analysés pour détecter des différences dans la vitesse, la distance et le temps de diverses activités motrices.
Abstract
des systèmes de suivi vidéo ont été largement utilisés pour analyser Drosophila melanogaster mouvement et détecter diverses anomalies dans le comportement de la locomotive. Bien que ces systèmes peuvent fournir une foule de renseignements sur le comportement, le coût et la complexité de ces systèmes peuvent être prohibitifs pour de nombreux laboratoires. Nous avons mis au point un test à faible coût pour mesurer le comportement locomotive et le mouvement de saisie dans D. melanogaster. Le système utilise une webcam pour capturer des images qui peuvent être traitées en utilisant une combinaison de logiciel et peu coûteux libre de suivre la distance parcourue, la vitesse moyenne de circulation et de la durée du mouvement pendant un laps de temps spécifié. Pour démontrer l'utilité de ce système, nous avons examiné un groupe de mutants de D. melanogaster, les (BS) paralytiques Bang-sensibles, qui sont 3-10 fois plus sensibles à l'activité de saisie-comme (SLA) que sauvages mouches de type. L'utilisation de ce nouveau système, nous avons pu détecter que le BS mutanet coup insensé (BSS) présente des niveaux inférieurs de locomotion exploratoire dans un nouvel environnement de mouches de type sauvage. En outre, le système a été utilisé pour indiquer que la metformine, qui est couramment utilisé pour traiter le diabète de type II, réduit l'intensité de la SLA chez les mutants de BS.
Introduction
Compte tenu de sa courte durée de vie et les outils génétiques robustes disponibles, Drosophila melanogaster est un excellent modèle pour étudier l'étiologie de diverses maladies et la physiologie sous-jacente de divers processus biologiques. Dans de nombreux cas, il est avantageux de mesurer les effets des manipulations que du comportement, génétiques ou pharmacologiques ont sur la locomotion chez ces organismes modèles 1,2.
Il existe une variété de procédés qui sont couramment utilisés pour mesurer le déplacement de la mouche à deux dimensions 7.3. Ces systèmes peuvent soutenir le suivi des multiples vol simultanément et peuvent mesurer la vitesse, fiche chemin longueurs et enregistrer le pourcentage de temps une mouche a passé en mouvement. Ils ont été utilisés pour étudier le mouvement dans une variété de contextes, y compris les effets des médicaments sur la locomotion et la nature dimorphisme sexuel de la mouche mouvement 6-9. L'inconvénient majeur de ces systèmes est le coût des systèmes de suivitempérature ou le logiciel et la caméra correspondante. Dans certains cas, cela peut fonctionner dans les milliers de dollars. Le coût est une préoccupation particulière pour un laboratoire qui suffit usage limité d'un tel système, par exemple, de quantifier les modèles de locomotives d'un mutant nouvellement isolée.
Une méthode plus simple mais moins robuste est d'utiliser des systèmes qui mouvement d'enregistrement basées sur le nombre de fois une mouche traverse un chemin de faisceau de lumière infrarouge qui est placé au milieu d'un tube fermé 10,11. Bien que ces systèmes peuvent donner de précieuses informations sur les cycles de mouvement et de veille-sommeil, ils peuvent plus ou moins de mouvement estimation parce qu'ils ne parviennent pas à saisir la trajectoire réelle de la mouche. Par exemple, les mouches qui présentent un mouvement considérable aux extrémités du tube enregistreront aussi bas mouvement vole bien que les méthodes à haute résolution supplémentaires ont été utilisées pour essayer de contourner ces limitations 12.
Plus simple et moins cher encore sont des dispositifs qui mesurent geotaxi grimpantess, le mouvement ascendant de vol, par un tube unique ou une série de tubes 2,13. Bien que ces systèmes ne coûtent pas cher et peuvent facilement identifier les défauts de géotaxie, ils ne parviennent pas à capturer de nombreux autres aspects de mouvement qui serait intéressant pour les chercheurs.
Pour de nombreux laboratoires, un système d'analyse robuste à faible coût qui est simple à mettre en place et faire fonctionner serait un outil intéressant pour caractériser les différences de comportement dans D. melanogaster souches. Nous décrivons ici un test qui peut être mis en place depuis moins de deux cents dollars et est en mesure de donner des informations sur le chemin, la vitesse et la durée du mouvement de la mouche. Pour démontrer l'efficacité du dosage, on présente des données montrant que il peut être utilisé pour identifier: 1) un défaut locomoteur dans un mutant Bang-sensible (BS) qui est sensible à des convulsions et 2) la capacité de la metformine, qui est couramment utilisé pour traiter le diabète de type II, de réduire l'intensité de l'activité de saisie-comme (SLA) in deux mutants de BS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Une. Préparation de l'individu vole pour Locomotion Assay
- Transfert vole en tapotant doucement dans des flacons individuels vides et coiffer les flacons avec un tampon de coton. Permettre vol de s'asseoir tranquillement 20-30 min avant l'observation. Il est important de ne pas anesthésier les mouches dans les heures précédant l'observation du comportement que des études antérieures ont montré que l'exposition de l'anesthésie peut modifier le comportement par rapport aux mouches non anesthésiés 14.
- Tapoter doucement la volée sur le flacon et placez-mouches individuels sous un couvercle plat de Pétri de 5 cm de diamètre (5 mm de haut) avec de petites fentes pour permettre le passage de l'air. Éclairer par en dessous et observer les mouches à l'aide d'une webcam montée au-dessus de la boîte de Pétri.
2. Préparation de l'individu vole de saisie Assay
- Nourrir deux jours anciens mouches sensibles de saisie soit médias gélose levure / farine de maïs / standards ou médias classiques mélangés directement avec la drogue. Pour les données présentées ici, les mouches ont été nourris soit 1 Gof médias standard ou 1 g de médias classiques mélangés avec 25 mg de metformine.
- Après les mouches ont nourri pendant deux jours sur les médias ou les médias ainsi que la drogue, les transférer en tapotant doucement dans des flacons individuels vides et coiffer les flacons avec un tampon de coton. Permettre vol tranquille pendant 20 min avant l'observation. Il est important de ne pas anesthésier les mouches dans les heures précédant l'observation du comportement que des études antérieures ont montré que l'exposition de l'anesthésie peut modifier le comportement par rapport aux mouches non anesthésiés 14.
- Vortex flacons individuels contenant une mouche sur un vortex de laboratoire en utilisant le réglage le plus élevé pendant 10 sec. Placez la volée immobilisé sur une feuille de papier blanche directement sous une webcam montée au-dessus du papier.
3. Enregistrement vidéo
- Enregistrer le mouvement ou SLA en utilisant le logiciel HandyAvi http://www.azcendant.com/download.htm . Ce programme utilise la webcamcapturer des images sur la base des paramètres de l'utilisateur.
- Sélectionnez l'option Heure en images-Lapse sous l'onglet Capture, Lorsque la fenêtre s'ouvre, sélectionnez la webcam comme périphérique de capture. Pour la plupart des expériences, la taille de l'image vidéo de 640 x 480 est suffisante.
- Sélectionnez Intel IYUV codec pour la compression et choisir 0,1 sec / cadre pour le dosage de la saisie ou de choisir 0,1-0,5 sec / cadre pour l'analyse de mouvement. Sous l'onglet Avancé, sélectionnez créer un fichier image bmp. Pour chaque capture et sélectionnez un dossier pour le programme pour stocker les images qu'il prend (la pile de l'image).
- Placez une mouche morte sur la feuille de papier. Cliquez sur la boîte des paramètres vidéo et d'ajuster les paramètres sous l'onglet Paramètres de l'appareil afin qu'il y ait un fond blanc lumineux et un contraste évident avec la mouche sombre.
- Cliquez sur le bouton start pour commencer l'enregistrement. Une fois la période d'enregistrement est terminée, cliquez sur le bouton d'arrêt. La pile de l'image devrait maintenant être dans le dossier sélectionné. Remarque: Avant d'enregistrer, d'assurer le respect des loisder sélectionné pour la pile d'image est vide.
4. Analyse des données utilisant ImageJ
- Image libre de ImageJ logiciel de traitement d'Open NIH, qui peut être téléchargé à http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html . Remarque: En plus de télécharger le programme, le plug-in Multitracker doit être téléchargé et installé comme indiqué à http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/index.html .
- Importez la pile d'images dans ImageJ en cliquant sur l'onglet Fichier, puis sélectionnez Importer → séquence de l'image.
- Sélectionnez le dossier qui contient la pile d'images, sélectionnez l'une des images et sélectionnez Ouvrir. Une boîte de dialogue Options de la séquence s'ouvre. Cliquez sur les noms Trier numérique, puis cliquez sur OK et la pile d'image sera chargée dans ImageJ.
- Seuil toutes les images de sorte que chaque compose d'un fond blanc avec la mouche étantconverti à un point noir. Pour commencer ce processus, convertir l'image en un format 8 bits en sélectionnant type → 8 bits sous l'onglet Image.
- Cliquez sur l'onglet Image et sélectionnez Ajuster → Seuil. Cela va ouvrir la boîte de dialogue de seuil dans lequel le seuil point de coupure peut être réglée.
- Parcourez les images pour voir s'il ya des points noirs supplémentaires ou si une tranche manque un point noir. Si tel est le cas, ajuster le seuil pour atténuer le problème. Habituellement, le seuil n'a pas besoin d'être ajusté les paramètres par défaut du programme à une valeur adéquate.
Remarque: Chaque diapositive dans la pile devrait avoir seulement un point noir représentant la position de la mouche. - Sélectionnez s'applique dans la boîte de dialogue de seuil et un Convertir Masque boîte de dialogue s'ouvre. Ne cliquez pas sur l'une des options, mais il suffit de cliquer sur OK pour seuil, la pile d'images.
- Après seuillage la pile d'images, sélectionnez la Multitracker plug-in dans l'onglet Plugins pourmesurer le mouvement de la mouche en pixels. La boîte de dialogue Objet Tracker apparaît.
- Cliquez sur toutes les quatre options proposées dans la boîte de dialogue, puis sélectionnez OK. Le plug-in Multitracker alors joindre coordonnées pour le point noir dans chaque tranche et énumérez-les dans la fenêtre des résultats, ainsi que la longueur totale du trajet en pixels. La fenêtre Chemins donne un affichage graphique de la trajectoire de la mouche a.
- Copiez le x et y coordonner liste de la fenêtre Résultats et coller les données dans une feuille de calcul Excel. Si n'importe quelle diapositive de la pile n'a pas de point noir, le programme Multitracker s'arrête à cette diapositive. Si cela se produit, il est nécessaire de revenir à l'étape 4.2 et re-seuil, la pile à veiller à ce que les registres de mouches comme un point noir dans la diapositive en question.
- Afin de convertir le chemin longueurs de pixels cm, prendre une image distincte de deux points qui sont espacés d'un cm d'intervalle sur un morceau de papier blanc.
- Suivez ci-dessusles étapes (3.1-4.4.2), afin de déterminer les coordonnées x, y pixel pour les deux points et à utiliser cette information pour déterminer le nombre de pixels correspondant à un cm. Ce facteur de conversion est utilisé dans l'étape cinq pour générer des données de mouvement en cm. Remarque: Une fois cela fait, il est important de garder la caméra fixe pour tous les futurs enregistrements. Chaque fois que la caméra est déplacée ou ajusté, on a besoin de répéter cette étape pour convertir les pixels cm.
- La longueur du chemin qui est généré par le plug-in Multitracker surestime mouvement parce que de légères fluctuations de la position du corps et l'intensité lumineuse / réflexion auront une incidence sur la taille et le centre du point noir qui est généré lorsque seuillage des images. Ce bruit doit être enlevé afin d'obtenir une estimation précise du mouvement de la mouche.
5. Analyse des données Utilisation d'Excel
- Retirez le bruit à partir des données enregistrées par l'importation de la série de coordonnées x, y généré par le pr MultitrackerOgram dans Fly analyse, un programme Visual Basic Excel créé par les auteurs. (Le programme est disponible en communiquant avec les auteurs.)
- Cliquez sur l'icône Click Me bouton et sélectionnez une valeur de seuil de coupure. Sélectionner une valeur seuil de 0,5 cm / sec pour l'analyse de SLA ou sélectionnez une valeur comprise entre 0,1 à 0,3 cm / sec pour l'analyse du mouvement. Cliquez sur OK et le programme va calculer la vitesse, le temps et la distance de mouvement. Remarque: Le programme utilise une analyse de fenêtre coulissante pour évaluer les données séquentielles 0,5-1,0 bacs sec et calcule la vitesse au cours de cette fenêtre. Tout ce qui dépasse le seuil défini par l'utilisateur est considéré comme un mouvement à la mouche.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
La technique décrite ici a déjà été utilisé pour analyser les différences de SLA dans les mutants de Drosophila BS 1. Les résultats présentés ici concernent les souches de BS facilement choqué (SD), coup insensé (BSS), et KO technique (TKO). Le locus eas code pour une kinase impliquée dans la synthèse de l'éthanolamine phosphatidyl éthanolamine 15 et le locus tko code pour une riboprotein mitochondrial 16. La mutation de BSS est un allèle de la (para) des canaux sodiques voltage-dépendants paralytique 17. Les allèles utilisés dans cette étude étaient EAS 1, bss 1, et tko 25t.
Une illustration de l'efficacité de la méthode pour mesurer la SLA peut être vu sur la figure 1, qui représente la longueur du trajet d'une mouche de commande de saisie sensible eas par rapport à unequi a été introduit la metformine. La metformine est un biguanide utilisé pour traiter le diabète de type II. Le médicament inhibe respiratoire mitochondriale complexe de la chaîne I, qui, par l'intermédiaire de la régulation à la hausse de l'AMPK, déclenche une augmentation de la glycolyse et de l'absorption du glucose dans les cellules de mammifères 18. Des études antérieures ont montré que la metformine régule les gènes de la glycolyse, probablement pour compenser l'inhibition de métabolisme aérobie cheminements de 19. Figure 2 montre que l'alimentation des BS mutants EAS et tko metformine pendant deux jours (25 mg / g d'aliment) réduit la longueur du trajet SLA .
En plus de réduire la longueur du trajet, les données générées par cette méthode peuvent être utilisés pour analyser les différences de vitesse SLA et la durée SLA. Dans ce cas, les données indiquent que la durée SLA a été réduit de manière significative (figure 3), tandis que la vitesse SLA n'a pas été modifiée de façon significative (figure 4).
Le dosage décrit ci-dessus peut également être utilisé pour mesurer la locomotion, sur une période de temps définie. Figure 5 montre un exemple d'un chemin traversé par un type sauvage Canton-spéciaux (CS), la mouche et un trajet parcouru par un bss mouche pendant une période de 15 min. Bien que le mouvement des deux mouches a été concentré au niveau des bords de la surface circulaire, la mouche CS présentait beaucoup plus locomotion sur la période d'enregistrement de 15 min. Le dosage est donc utile dans la recherche à la fois la quantité de mouvement et le modèle de mouvement de vol.
La distance moyenne parcourue par bss vol était significativement inférieure à celle de CS opérant comme indiqué par la figure 6. Non seulement les mouches bss affichent moins de mouvement, ils ont tendance à se déplacer à une vitesse plus lente. Les variations de la vitesse de circulation des deux mouches individuelles sont représentées sur la figure 7. Grâce à ces données, une vitesse moyenne peut être calculée et comparée comme dans F igure 4 pour SLA. Sur la base de vol représentatives représentées sur la figure 7, il est évident que les mouches CS eu des épisodes plus fréquents de mouvement rapide tout vol d'BSS plus des épisodes d'inactivité au cours de la période représentée sur la figure.
Figure 1. Chemins représentatifs de SLA dans des mutants et mutants EAS EAS nourris metformine. Mouches individuelles étaient mécaniquement choqué pour induire SLA. Le chemin d'une mouche individu au cours de la SLA est représenté dans la figure. A) chemin d'un mutant EAS. B) chemin d'un mutant metformine alimenté EAS. (Bar représente 1 cm).
files/ftp_upload/51460/51460fig2highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/51460/51460fig2.jpg "/>
Figure 2. Vol individuels sont mécaniquement choqué pour induire SLA. La distance la volée déplacé pendant la SLA a été utilisé comme une mesure de l'intensité SLA. Dans les deux mutants BS examinés, la metformine réduit significativement la distance parcourue. Les données ont été analysées en utilisant le test U de Mann-Whitney (* p <0,05; *** p <0,001, n = 15).
Figure 3. Vol individuels sont mécaniquement choqué pour induire SLA. Le temps passé à la volée en cours de SLA a été utilisé comme une mesure de l'intensité SLA. Dans les deux mutants BS examinés, la metformine réduit de manière significative la durée SLA. Les données ont été analysées en utilisant le test U de Mann-Whitney (* p <0,05; *** p <0,001, n = 15).
Figure 4. Vol individuels sont mécaniquement choqué pour induire SLA. La vitesse moyenne de la mouche pendant le combat de l'ALS a été utilisé comme une mesure de l'intensité SLA. Il n'y avait pas de changement significatif de la vitesse moyenne pour les deux mutants BS testés lorsqu'ils sont nourris metformine. Les données ont été analysées en utilisant le test de Mann-Whitney U (n = 15).
Figure 5. Chemins de vol individuels dans l'arène. Traces représentent les chemins vol individuels traversés dans l'arène au cours de la période de surveillance de 15 min. A) chemin d'un CS actif voler avec le movement concentrée autour de la périphérie de l'arène circulaire. B) de chemin d'une mouche typique de BSS. Mouvement était encore concentrée autour de la périphérie, mais il y avait beaucoup moins de mouvement par rapport à CS vol. (Bar représente 1 cm)
Figure 6. Locomotion voler lorsqu'elle est exposée à un nouvel environnement. Mouches individuelles ont été placées dans une enceinte de 5 cm de diamètre (5 mm de hauteur) et le mouvement a été surveillée pendant 15 min. longueurs de trajet ont été calculés pour chaque volée et les longueurs moyennes ont été prises pour chaque génotype. Les mutants bss affichées une réduction significative de la longueur de trajet par rapport à CS vol. Les données ont été analysées en utilisant le test de Mann-Whitney U (** p <0,01, n = 10).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Lors de l'examen locomoteur ou les habitudes de déplacement chez la drosophile, il est utile de pouvoir extraire des informations sur la distance parcourue, la vitesse de déplacement et le modèle de mouvement. Pour extraire ces informations, du matériel coûteux a été traditionnellement employée qui est souvent prohibitif pour les petits laboratoires ou des laboratoires qui souhaitent utiliser ces tests avec parcimonie 4,8,9.
L'essai décrit ici peut être utilisé pour déterminer la distance parcourue (figures 2 et 6), la vitesse du mouvement (figures 4 et 7) et le modèle de mouvement (figures 1 et 5) en utilisant un équipement qui coûte moins de deux cents dollars . En utilisant le programme Visual Basic Excel nous avons mis au point, la série de coordonnées X, Y généré par le programme ImageJ peut être analysée pour extraire toutes ces informations. Ce système présentedéjà été utilisé pour identifier les deux suppresseurs génétiques et pharmacologiques de SLA chez la drosophile mutants BS de saisie sensible 1.
Bien que le système peut extraire de précieuses informations, nous avons seulement analysé une mouche à la fois. Cela peut être un inconvénient important par rapport aux possibilités commerciales hautement parallèles 4. Le plug-in Multitracker pour ImageJ a la capacité de suivre plusieurs objets simultanément, mais nous n'avons pas essayé cette option. Pour ce dosage locomotrice, une mouche est placé sous une boîte de Petri en matière plastique couvercle. En fonction de la position de la caméra, on peut filmer plusieurs boîtes de Petri de faire des enregistrements parallèles. L'inconvénient est que la résolution diminue à mesure que la caméra Web est positionné pour tirer dans un champ plus large. Comment cela affecte l'intégrité de l'enregistrement n'est pas connue, mais un appareil photo haut de gamme serait une option si l'on voulait poursuivre enregistrements parallèles.
Les enregistrements dPersonne ici sont limitées à 15 minutes, mais il est possible de faire des enregistrements plus longs si l'on utilise la version 64 bits de ImageJ. La version 32 bits a une limite de mémoire qui limite la taille des fichiers, on peut analyser. Pour des enregistrements plus longs, il est essentiel d'utiliser la version 64 bits de ImageJ.
Une des plus grandes questions concernant cette méthode est la nécessité d'éliminer le bruit des données générées par le traitement dans le logiciel ImageJ. Cependant, ce n'est pas propre à cette méthode que les problèmes de bruit similaires doivent être résolus avec d'autres options d'enregistrement 3,5,6,8. Comme indiqué dans les méthodes, une mouche fixe peut afficher de petites quantités de mouvement lors du traitement par ImageJ parce que le programme mesure le mouvement du centre de l'objet, qui peut varier, même dans un objet fixe en raison des fluctuations de lumière et voler posture.
Notre programme de base Excel Visual utilise une analyse de fenêtre coulissante de fixer un seuil pour le mouvement. Cette SEUILSd variable en fonction de l'analyse. Pour l'analyse de la saisie, la fenêtre coulissante porte sur dix points d'enregistrement, qui s'étend sur une seconde de temps réel. Si la mouche est passée de 0,5 cm ou plus pendant ce temps il est considéré comme saisissant activement. Si elle est inférieure, il est considéré comme étant au repos. Lorsque l'on regarde le mouvement normal, un seuil inférieur est nécessaire pour déterminer la coupure et ce qui doit être réalisé par l'intermédiaire d'essais et d'erreurs. Un seuil de 0,1 cm / sec a été utilisé dans cette étude. La meilleure façon d'y parvenir est d'enregistrer une mouche alors qu'il est à l'arrêt pour une brève période de temps et ensuite ajuster la fréquence de coupure afin qu'il indique l'absence de mouvement lors de l'enregistrement.
En résumé, cette méthode à faible coût représente un test viable pour extraire des informations utiles concernant les différents paramètres de vol locomotion. Il s'agit d'une technique de dépistage idéal à utiliser pour identifier si une manipulation comportementale, génétique ou pharmacologique a un effet sur la locomotion ou la susceptibilité aux crises.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.
Acknowledgments
Les auteurs souhaitent également exprimer grâce à Kris Burner, Stephen McKinney, Laura Tobin, Jenny Gilbreath, Ashley Olley, Megan Hoffer, et Megan Hyde pour leur travail de réglage fin de ce test.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| WebCam | Logitech | Pro900 | Any quality webcam will suffice. |
| HandiAVI time-lapse software | Azcendant software | Latest version can be found at http://www.azcendant.com/ | |
| ImageJ | NIH | Latest version can be found at http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html | |
| Multiracker Plug-In | NIH | Latest version can be found at http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/index.html | |
| Vortexer | VWR | Vortex Genie 2 | Most standard size vortexers such as the Vortex Genie 2 will suffice. |
| 5 cm Petri dish cover | LabM Limited | D011 | Smaller or larger Petri dish covers can be used for an arena in movement assay. |
| Light box | custom made | Built from scrap material. Illumination is used for the locomotion assay. Depending on the room lighting, it is possible to perform the assay without the light box. |
References
- Stone, B., Evans, L., Coleman, J., Kuebler, D. Genetic and pharmacological manipulations that alter metabolism suppress seizure-like activity in. 1496, 94-103 (2013).
- Benzer, S. Behavioral mutants of Drosophila isolated by countercurrent distribution. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 58, 1112-1119 (1967).
- Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (24), (2009).
- Spink, A. J., Tegelenbosch, R. A., Buma, M. O., Noldus, L. P. The EthoVision video tracking systema tool for behavioral phenotyping of transgenic mice. Physiol. Behav. 73, 731-744 (2001).
- Kohlhoff, K. J., Jahn, T. R., Lomas, D. A., Dobson, C. M., Crowther, D. C., Vendruscolo, M. The iFly tracking system for an automated locomotor and behavioural analysis of Drosophila melanogaster. Integr. Biol. 3, 755-760 (2011).
- Gomez-Marin, A., Partoune, N., Stephens, G. J., Louis, M. Automated tracking of animal posture and movement during exploration and sensory orientation behaviors. PLoS ONE. 7, (2002).
- Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T., Heberlein, U. High-Resolution analysis of ethanol-induced locomotor stimulation in Drosophila. J. Neurosci. 22, 11035-11044 (2002).
- Martin, J. R. A portrait of locomotor behaviour in Drosophila determined by a video-tracking paradigm. Behav. Processes. 67, 207-219 (2004).
- Meunier, N., Belgacem, Y. H., Martin, J. R. Regulation of feeding behaviour and locomotor activity by takeout in Drosophila. J. Exp. Biol. 210, 1424-1434 (2007).
- Koudounas, S., Green, E. W., Clancy, D. Reliability and variability of sleep and activity as biomarkers of ageing in Drosophila. Biogerontology. 13, 489-499 (2012).
- Catterson, J. H., Knowles-Barley, S., James, K., Heck, M. M., Harmar, A. J., Hartley, P. S. Dietary modulation of Drosophila sleep-wake behaviour. PLoS One. 5, (2010).
- Donelson, N., Kim, E. Z., Slawson, J. B., Vecsey, C. G., Huber, R., Griffith, L. C. High-Resolution positional tracking for long-term analysis of Drosophila sleep and locomotion using the ''Tracker'' program. PLos ONE. 7, (2012).
- Duboff, B., Fridovich-Keil, J. L. Mediators of a long-term movement abnormality in a Drosophila melanogaster model of classic galactosemia. Dis. Model Mech. 5, 796-803 (2012).
- Seiger, M. B., Kink, J. F. The effect of anesthesia on the photoresponses of four sympatric species of Drosophila. Behav. Genet. 23, 99-104 (1993).
- Pavlidis, P., Ramaswami, M., Tanouye, M. A. The Drosophila easily shocked gene: a mutation in a phospholipid synthetic pathway causes seizure, neuronal failure, and paralysis. Cell. 79, 2333 (1994).
- Royden, C. S., Pirrotta, V., Jan, L. Y. The tko locus, site of a behavioral mutation in D. melanogaster, codes for a protein homologous to prokaryotic ribosomal protein S12. Cell. 51, 165-173 (1987).
- Parker, L., Padilla, M., Du, Y., Dong, K., Tanouye, M. A. Drosophila as a model for epilepsy: bss is a gain-of-function mutation in the para sodium channel gene that leads to seizures. Genetics. , 187-534 (2011).
- Hardie, D. G. Role of AMP-activated protein kinase in the metabolic syndrome and in heart disease. FEBS Lett. 582, 81-89 (2008).
- Fulgencio, J. P., Kohl, C., Girard, J., Pegorier, J. P. Effect of metformin on fatty acid and glucose metabolism in freshly isolated hepatocytes and on specific gene expression in cultured hepatocytes. Biochem. Pharma. 62, 439-446 (2001).
