Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Ansikts Nerve aksotomi i Mus: En modell for å studere Motoneuron Response to Injury

doi: 10.3791/52382 Published: February 23, 2015

Abstract

Målet med dette kirurgisk protokollen er å eksponere ansikts nerve, som innervates ansiktsmuskulaturen, på sin exit fra stylomastoid foramen og klippet ut eller knuse det å indusere perifer nerveskade. Fordeler med denne operasjonen er dens enkelhet, høy reproduserbarhet, og mangel på effekt på vitale funksjoner eller mobilitet fra den etterfølgende ansiktslammelse, noe som resulterer i et relativt mildt kirurgisk resultat sammenlignet med andre nerveskade modeller. En stor fordel med å bruke en hjernenerve skade modellen er at de motoneurons bor i en relativt homogen befolkning i ansikts motor kjernen i pons, forenkle studiet av motoneuron celle organer. På grunn av den symmetriske natur av ansiktsnerven innervasjon og mangel på krysstale mellom ansiktsmotor kjerner, kan operasjonen utføres ensidig med unaxotomized side tjener som en sammenkoblet intern kontroll. En rekke analyser kan utføres postoperativt for å asseser den fysiologiske reaksjon, detaljer som er utenfor omfanget av denne artikkelen. For eksempel, kan utvinning av muskelfunksjon tjene som en markør for atferds reinnervation, eller motoneurons kan kvantifiseres for å måle celleoverlevelse. I tillegg kan de motoneurons være nøyaktig fanget ved hjelp av laser mikrodisseksjon for molekylær analyse. Fordi ansikts nerve aksotomi er minimal invasiv og godt tolerert, kan det brukes på et bredt utvalg av genmodifiserte mus. Dessuten kan denne operasjonen modellen brukes til å analysere effektiviteten av perifer nerveskade behandlinger. Ansikts nerve skade gir et middel for å undersøke ikke bare motoneurons, men også svarene i det sentrale og perifere glial mikromiljøet, immunsystem, og målet muskulatur. Ansikts nerve skade modellen er en allment akseptert perifer nerveskade modell som fungerer som et kraftig verktøy for å studere nerveskader og regenerering.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Mange perifer nerveskade modeller finnes, men en som skiller seg ut for studiet av motoneurons er ansikts nerve aksotomi modell. Ansikts nerve, også kjent som hjernenerve VII, stammer i pons og innervates muskler av ansiktsuttrykk 1,2. I denne kirurgiske protokollen, er ansikts nerve eksponert på sin exit fra stylomastoid foramen og klippet ut eller knust. Alvorlighetsgraden av nerveskade kan klassifiseres følge Sunderland tre klassifikasjoner, som skiller skaden basert på intactness av aksoner, endoneurium, perineurium, og epineurium, som er bindevev lag som sekvensielt festes rundt aksonet bunter. I knusningsskade (axonotmesis), blir aksoner kuttet, men perineurium og epineurium er bevart. Komplett funksjonell utvinning fra ansikts nerve knuse skjer i ca 11 dager fordi intakt nerve slire fungerer som en kanal innen hvilke aksoner regrow 4,5. PåDerimot, i snitt skade (neurotmesis), aksonene og alle 3 bindevevslagene adskilles, og hele distale nerve må vokse for å gjenopprette muskulatur innervasjon. Kirurgisk gjeninnkobling av epineurium er ofte utført i menneskelige pasienter med nervetran skader, men gjenopprettings utfall er sjelden optimal. Videre studier er nødvendig for å forstå hvorfor nerve unnlater å vokse til målet, og hvilke behandlinger kan anvendes for å forbedre og påskynde regenerativ prosess.

Det er mange fordeler med å studere nerveskader ved bruk av ansiktsnerven aksotomi modell. Først er det ansikts nerve aksotomi prosedyre rask, enkel og svært reproduserbare; og den resulterende lammelse av ansiktsmusklene ikke påvirker vitale funksjoner og er godt tolerert av dyret. Fordi dette er en hjernenerve skade modell, studere motoneuron celle organer er forenklet fordi motoneurons bor i en relativt homogen befolkning i the ansikts motor kjernen i pons. Befolkningen skiller basert på subnuclear mønster i ansikts motor kjernen, som det er syv subnuclei hver enkelt å innervating en bestemt gruppe av muskler, så subnuclear forskjeller i respons til aksotomi kan påvirke resultatene 2,6,7.

En stor fordel med ansikts nerve skade modellen er at den unaxotomized side kan tjene som en sammenkoblet internkontroll fordi nerve innervasjon er svært symmetrisk og det er ingen crosstalk mellom ansiktsmotorkjerner 8. En annen fordel ved å bruke denne kirurgisk metode er mangelen på direkte skade på sentralnervesystemet eller forstyrrelse av blod-hjerne barrieren 9. Komplikasjoner som store blødninger og infeksjoner er sjeldne med denne prosedyren.

En rekke analyser kan utføres for å evaluere den fysiologiske reaksjon på nerveskade. Gjenvinningen av øyet blunkerefleksen og whisker-aktivitet kan anvendes som et adferdsmål på funksjonell utvinning 10,11. Videoopptak av vibrissae aktivitet er i dag den mest effektive metoden for å oppdage utvinning av ansikts nerve innervation 12,13. Etter eutanasi, kan histologisk analyse av hjernestammen utføres på motoneuron cellelegemer innen ansiktsmotorkjernen. Ansikts motor kjernen er delt inn i sju subnuclei, hver spesifikke for visse ansiktsmusklene, slik at for differensial undersøkelse av svarene til skade 2,6. Ansikts motoneurons kan telles for å kvantifisere celleoverlevelse, eller immunohistokjemi kan brukes til å identifisere biomarkører og spesifikke cellepopulasjoner 14. Ansikts motor kjernen kan være nøyaktig microdissected ved hjelp av laserskanning for molekylær analyse av cellulær respons til nerveskade 15,16. Konsekvenser av ansikts nerve aksotomi kan analyseres i motor cortex 17,18. Dessuten kan nerve bli dissekert å studere Wallerian degenerasjon 19 elleraxon regenerering 20, og musklene kan fjernes for å studere nevromuskulære veikryss 21. Ansikts nerve aksotomi kan også brukes til å studere vedlagte sentrale og perifere gliaceller 22, målrette muskulatur 21, og immunsystemet 23. Selv om mye er oppnådd i å studere ansiktsnerven aksotomi modell 24, er videre studier av perifer nerveskade nødvendig fordi nerveskader er et betydelig problem for pasienter og nåværende behandlinger mislykkes å produsere optimale resultater. Denne modellen er et kraftig verktøy for å undersøke den fysiologiske respons på nerveskade og analysere effektiviteten av nerve regenerering terapier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle prosedyrer som utføres er godkjent av Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care og bruk komité og følge National Institute of Health retningslinjer.

1. kirurgisk teknikk

  1. Opprettholde aseptisk teknikk under denne prosedyren ved hjelp av sterile hansker, instrumenter og en steril kirurgiske feltet ifølge NIH retningslinjer 25. Sterilisere verktøy før du starter kirurgi ved autoklave dem (se tabell over spesifikke reagenser / Utstyr for komplett liste). Bruk et glass perle sterilisator å sterilisere verktøy under operasjonen.

2. Anestesi og klargjøring

  1. Bedøve musen i en anestesi boks med en blanding av 0,9 l / min oksygen og 2,5% isofluran ved hjelp av en veterinær isofluran fordampersystemet. Sørg for at musen ikke reagerer på endringer i kroppsstilling før du tar det ut av esken.
  2. Påfør oftalmisk salve til mouSE øyne for å beskytte dem fra å tørke ut.
  3. Slå gasstrømmen fra boksen til nesepartiet. Plassere musen holdent på dens venstre side på en oppvarmet puten dekket med en kirurgisk puten og absorberende papir benk med sin nese og munn inne i konusen. Kontinuerlig overvåke musens puste rytme og hastighet og justere isofluran nivåer etter behov (mellom 2,5 til 3% isofluran) for å opprettholde et tilstrekkelig nivå av anestesi, og bruke tå klype refleks for å bekrefte total sedasjon.

3. Kirurgisk Approach

  1. Rett og fokusere stereoskop med den kirurgiske feltet. Juster nesen membran og tape det ned slik at det er plassert langs kanten av synsfeltet.
  2. Med musen liggende på venstre side, tape kanten av høyre øret til nesepartiet, utsette området bak øret der snittet vil bli gjort. Sørg for at den bakre aurikulær vene reiser horisontalt over øret. Vær oppmerksom på at riktig plassering av than dyr og taping av øret er avgjørende for å raskt finne ansikts nerve.
  3. Fukt pelsen på og bak øret med 70% etanol og barbere operasjonsstedet ved hjelp av et barberblad eller skalpell blad. Pre-fukte pelsen gjør barberingen enklere i denne anatomisk lokalisering.
  4. Rense huden med en jod-oppløsning, slik som Betadine kirurgisk kratt (7,5% povidon-jod), etterfulgt av 70% etanol. Gjenta denne renhold to ganger til grundig desinfisere området.
  5. Å bestemme hvor du skal gjøre snittet, spore posterior aurikulær blodåre fra øret caudally til området posterior til øret protuberance. Ved hjelp av våren saks, lage en 4 mm snitt 2 - 3 mm posteriort for protuberance.
  6. Dissekere gjennom underhudsfett og fascia hjelp stump disseksjon. Unngå direkte skjæring med saksen fordi blodkar eller muskelvev kan lett bli skadet.
  7. Hvis blødningen skjer, legg press på operasjonsstedet med en steril bomullspinnei minst 30 sek. Hvis betydelig tap fluid inntreffer, injisere mus intraperitonealt med opp til 0,5 ml steril 0,9% saltløsning ved hjelp av en 25 eller 27 G nål.
  8. Bruk flere viktige landemerker, rygg tilbehør nerve, øregangen, og fremre digastric- (beskrevet nedenfor), for å finne ansikts nerve. Dissekere rundt disse landemerkene til grenene av ansikts nerve er visualisert. Nerve vil fremstå som en betydelig solid hvit struktur når det blir avslørt og et lag av fascia fester det til de underliggende strukturer.
    1. Finn rygg tilbehøret nerve, som reiser fra hale del av hodeskallen til innerverer trapezius muskel, når underhudsfett og konseptet har blitt dissekert. Ansikts nerve er dypt til rygg tilbehør nerve.
    2. Finn den brusk øregangen som ser perlehvite og kan sees rostralt til ansikts nerve.
    3. Finn muskelbuken av fremre digastric- som ligger oppå og caudal til ansikts nerve.
  9. Når de viktigste grenene av ansikts nerve er visualisert, spore dem dorsally å finne sin opprinnelse fra de stylomastoid foramen. Med fint tippet Dumont tang # 5/45 å holde operasjonsstedet åpen, fremme våren sakse tips følgende nerve bane, og deretter flytte pinsett dorsally å holde den nylig avansert området åpent.
  10. Visualisere stammen av ansikts nerve med zygomatic, kinn, og marginale underkjevens grener på dette punktet.
    MERK: Den midlertidige gren vil bli funnet nærmere foramen. De marginale underkjevens nerve grener i øvre og nedre deler nærmere kjeven, og dermed disse nerve grenene vil ikke være synlig på dette nivået.
    1. Hvis du utfører en nerve tran, stabilisere nerve forsiktig med fin spiss tang og klippe nerven med våren saks. Unngå å bruke for mye trekkraft til nerve med pinsett for å hindre avulsing nerve fra hjernestammen. Skyvstubber fra hverandre, eller klippe og fjerne en del av den distale nerve å sikre at ingen omkobling kan forekomme.
    2. Hvis du utfører en knusningsskade, bruker Dumont # 5/45 pinsett til å komprimere nerve i 30 sekunder ved hjelp av konstant press for å kutte alle axoner, deretter gjenta dette crush på en annen vinkel vinkelrett på den første forelskelsen nettstedet. Unngå å bruke variable mengder press i løpet av 30 sek knuse, ellers skaden vil være inkonsekvent mellom dyr.

4. Åpning og gjenoppretting

  1. Reposisjonere fett og muskler i løpet av de underliggende strukturer.
  2. Tilnærmet kantene av snittet og lukke såret ved hjelp av en 7,5 mm såret klippet. Sting eller lim er også akseptabelt for sårheling. Postsurgical analgetika kan gis på dette tidspunktet.
  3. Fjern tapen fra musens øre. Slå av isofluran strømning og tillate at musen til å puste rent oksygen i 30 sekunder til 1 minutt. Pless musen i et tomt bur uten sengetøy for å gjenopprette fra anestesi.
  4. Når musen er gjenopprettet, undersøke sin oppførsel for bekreftende tegn på ansikts lammelse. Linjene blir paralysert og vinklet bakover mot kinnet, vil nesen fravikes, og øyet ikke vil blinke i respons til et drag av luft.
  5. Huset dyrene i fellesskap etter operasjonen hvis de er kvinner. Unngå bolig hannmus i fellesskap fordi de er mer aggressive og har en tendens til å tvangsflytte sin cagemate såret klipp, noe som fører til infeksjon. Gi postsurgical analgetika på denne tiden, hvis det er nødvendig.
  6. Overvåke mus en gang om dagen i flere dager etter operasjonen for å sikre at ingen infeksjon eller annen komplikasjon oppstår postoperativt. Fjern sår klipp 7-10 dager etter operasjonen hvis de ikke har falt ut på egenhånd.
  7. Påfør smørende øyesalve til de berørte øyet daglig for å hindre hornhinnen komplikasjoner, enten inntil øyet blunkerefleksen er redekket eller til aktiv dødshjelp.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Etter at ansiktsnerven aksotomi utføres, skjer motoneuron tap som et resultat av skaden. Motoneuron overlevelse etter skade avhenger av mange variabler, som kjønn, alder på dyr på tidspunktet for kirurgi, og den endepunktet hvor de motoneuron teller er ferdig, og Moran og Graeber gjennomgang 24 og Jinno og Yamada gjennomgang 22 både oppsummere motoneuron overlevelsesdata. Vanligvis ca 86% av motoneurons overleve 28 dager etter aksotomi 14,15,26. Kinetikken for motoneuron tap er beskrevet i Serpe et al. 2000. Figur 1 viser variasjonen i motoneuron overleve i flere genetisk modifiserte mus. Ingen signifikante forskjeller er observert i ansikts motoneuron tellinger av styresiden, noe som indikerer at de genetiske forandringer ikke påvirke baseline teller. Sammenlignet med motoneuron overlevelse i villtype-mus (84% ± 2,0; Figur 1A, D), betydelig celletap er observert i en musemodellav amyotrofisk lateral sklerose (SOD1 G93A; 68% ± 1, figur 1B, E) samt immunodeficient rekombinasjon-aktiverende gen-2-knockout mus (RAG-2 - / -; 57% ± 2,5; figur 1C, F) 27 .

Figur 2 demonstrerer den laser fangst mikrodisseksjon teknikk påføres ansiktsmotorkjernen. Hele ansiktsmotorkjernen kan fanges opp (figur 2A-C), eller subnuclei kan oppsamles separat (figur 2D-F). For større nøyaktighet kan motoneurons fanges individuelt, og de ​​resterende neuropil kan samles for analyse (figur 2G-I). Figur 3 viser qPCR resultatene av RNA-materialet utvinnes fra subnuclear prøver som sammenligner ventromediale og ventrolateral subnuclei. De fire gener testes, β II tubulin, vekst assosiert protein-43 (Gap-43), hemopoietic- og neurologiske-uttrykte sekvens-1 (Hn1) og hjerne-avledet neurotrofisk faktor (BDNF) er alle forbundet med nerve regenerering respons og det er interessante forskjeller mellom de to subnuclei og deres genekspresjonsprofiler etter aksotomi 16.

Figur 1
Figur 1. Representative koronale ansikts motoriske nucleus seksjoner farget med thionin og kvantifisert 28 dager etter ansikts nerve tran. Facial motor kjerner vises fra (A, D) WT, (B, E) SOD1 G93A, og (C, F) RAG- 2 - / - mus (kontrollsiden, axotomized side). Skala barer = 120 mikrometer. Dette tallet har blitt forandret fra 27. Klikk her for å se en større versjon av ther figur.

Figur 2
Figur 2. Laser mikrodisseksjon i ansiktsmotorkjernen. (A) Thionin-farget del av axotomized facial nucleus, (B) med delvis laser mikrodisseksjon av axotomized ansiktskjernen, og (C) samling av laser microdissected vev. En mal (D) av subnuclei ble lagt på skjermen for å identifisere ventromedial og ventrolateral ansikts subnuclei for laser mikrodisseksjon (E, F). Ansikts motoneurons ble laser microdissected basert på deres morfologi med en synlig kjerne og nukleolus (* indikerer motoneuron, G, H), mens FMN celle kroppen fragmenter, som markeres med piler (G), ble laser microdissected separat og returneres til eliminere FMN mRNA i neuropil samples. Etter at alle FMN og cellekropps fragmenter ble oppsamlet, den gjenværende ansiktskjernen vevet var laser microdissected som neuropil prøve (I). Skala barer = 100 mikrometer. Dette tallet har blitt forandret fra 16. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 3
Figur 3. Pro-regenerering og pro-overlevelse mRNA uttrykk i ventromediale (VM) og ventrolateral (VL) ansikts motor subnuclear regioner følgende ansikts nerve aksotomi. Gjennomsnittlig prosent av mRNA uttrykk ± SEM i transektert VM og VL ansikts subnuclei forhold til unoperated kontroll subnuclei (AD). Tidsforløpet av mRNA-ekspresjon omfatter ingen skade (0), 3, 7, 14 og 28 DPO for βII tubulin (A (B), Hn1 (C), og BDNF (D). # Representerer signifikante forskjeller av VL forhold til VM, ved p <0,05. Dette tallet har blitt forandret fra 16.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Stereo microscope Leica M60
Labeling tape Fisher Scientific 15-952
Vannas-Tübingen spring scissors - straight/sharp/8.5 cm/5 mm cutting edge Fine Science Tools 15003-08 Sterilize before use
Dumont #5/45 forceps - standard tips/angled 45°/Dumoxel/11 cm Fine Science Tools 11251-35 Sterilize before use
Michel suture clips - 7.5 mm x 1.75 mm Fine Science Tools 12040-01 Described as "wound clip" in protocol, sterilize before use
Hagenbarth cross action wound clip applier 5" George Tiemann & Co 160-910 Used to apply wound clip, sterilize before use
Michel suture clip applicator & remover - For 7.5 mm clips Fine Science Tools 12029-12 Used to remove wound clip
0.9% Sodium chloride injection, USP Hospira 0409-4888-10
Betadine, 16 oz, with dispenser Fisher Scientific 19-027132
70% Ethanol
Glass bead sterilizer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. Elsevier. New York, NY. (1999).
  2. Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
  3. Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
  4. Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
  5. Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
  6. Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
  7. Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
  8. Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
  9. Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
  10. Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
  11. Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
  12. Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
  13. Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
  14. Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
  15. Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
  16. Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
  17. Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
  18. Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
  19. Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
  20. Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
  21. Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
  22. Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
  23. Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
  24. Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
  25. Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. The National Academies Press. New York, NY. (2011).
  26. Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
  27. Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
  28. Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
  29. Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
  30. Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
  31. Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
  32. Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. (2014).
  33. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
  34. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).
Ansikts Nerve aksotomi i Mus: En modell for å studere Motoneuron Response to Injury
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).More

Olmstead, D. N., Mesnard-Hoaglin, N. A., Batka, R. J., Haulcomb, M. M., Miller, W. M., Jones, K. J. Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (96), e52382, doi:10.3791/52382 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter