Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

ניטור EEG הרציף ארוך טווח במודלים של מכרסמים קטנים של מחלות אנושיות באמצעות מערכת אפוק משדר אלחוטי

doi: 10.3791/52554 Published: July 21, 2015

Abstract

מחלות רבות מתקדמות נוירולוגית בבני אדם, כמו אפילפסיה, דורשות מודלים של בעלי חיים פרה-קליניים המתפתחים לאט המחלה על מנת לבדוק התערבויות בשלבים שונים של תהליך המחלה. מודלים של בעלי החיים אלה הם קשים במיוחד ליישום במכרסמים לא בוגרים, אורגניזם מודל קלאסי למחקר במעבדה של הפרעות אלה. EEG מתמשך הקלטה במודלים של בעלי חיים צעירים של התקפים והפרעות נוירולוגיות אחרות מהווה אתגר טכני בשל הגודל הקטן הפיזי של מכרסמים צעירים ותלותם בסכר לפני הגמילה. לכן, יש צורך ברור לא רק לשיפור מחקר פרה-קליני שיהיה טוב יותר לזהות את אותם הטיפולים מתאימים לתרגום למרפאת, אלא גם צורך במכשירים חדשים מסוגלים להקליט EEG המתמשך במכרסמים לא בוגרים. כאן אנו מתארים את הטכנולוגיה מאחורי ולהדגים את השימוש של מערכת טלמטריה זעירה רומן, במיוחד מהונדס לשימוש בחולדות בוגרות oעכברי r, שהוא גם יעיל לשימוש בבעלי חיים מבוגרים.

Introduction

המבוגר ביותר - ועדיין בשימוש נרחב ביותר - הטכניקה להקלטת biopotentials במוח הוא אלקטרואנצפלוגרם (EEG). הוא משמש קליני להפרעות נוירולוגיות, כולל זיהוי התקף 1, לוקליזציה של תפיסת מוקדים 2, ואבחנה של זעזוע המוח 3,4. טכניקה זו גם בשימוש נרחב כדי לספק מידע בסיסי על המנגנונים של שינה ולאבחן הפרעות שנת 5,6.

כמו באבחון הקליני של אפילפסיה, EEG הפך חיוני למחקר translational במודלים של בעלי חיים של שניהם אפילפסיה הגנטית ונרכשת. ביישומי מחקר הנוכחיים, "קווית" או הקלטות "קשורות" הן סטנדרטיים, ומבוצעות באופן שיגרתי במכרסמים מבוגרים במשך שבועות בכל פעם 7. עם זאת, רעש חשמלי, חפצי תנועה, ואת הסיכון שקשור בעלי חיים יפגעו בעצמם על ידי משיכת הכבל יש לי compr הארוךomised ניסויים אלה. לכן, כדי לשפר את תנאי ניסוי ושיעורי הצלחה, אנחנו צריכים לפתח טכנולוגיות חדשות שתאפשר לחיסול ממשק קווי בין בעלי החיים והמכשור. האזור הבולט ביותר של פיתוח הוא תכנון ויישום של מערכות טלמטריה המאפשרת להקלטות באיכות גבוהה, תוך שמירה על חיים ארוכים שימושיים ומזעור אי נוחות לנושאי בעלי חיים. הקטנת הגודל הפיזי של התקנים אלה תאפשר מחקר translational במודלים של מכרסמים בילוד ונוער של הפרעות נוירולוגיות.

הקלטות EEG נמוכות ערוץ-ספירה בחולדות מועסקות בהרחבה לפתח טיפולים חדשים לדיכוי התקפים אפילפטיים מסוגלים תרגום לבני אדם. הקלטות מאתר אחד או יותר לתקופה ממושכת לפתוח אפשרויות רבות לשימוש במודלים של מכרסמים של אפילפסיה במחקר translational. חלק גדול מהמחקר העכשווי בתחום זה נועד לחסום את המופע של seiz הכרוניures או הפיתוח של אפילפסיה (epileptogenesis כלומר,), ומאמצי מחקר כזה דורשים נרחבים אם ניטור EEG לא רציף לassay את האפקטיביות של הטיפול המוצע 8; מערכת קטנה, פשוטה, telemetric עם אחד, שתיים, או ארבעה ערוצים הפועלים בין .1-100 הרץ לכל ערוץ תהיה בתוקף לקדם סוג זה של מחקר translational. התקפי Electrographic מתרחשים לעתים קרובות עם התנהגויות מינימליות (ובוודאי ללא פרכוסים), אשר מגבילה את השימושיות של מבחני מבוססים על התקפי התנהגות. האסטרטגיה של שילוב הקלטת EEG וניטור וידאו בו זמנית מאפשרת את האפשרות של לכידת כל תפיסה; ויתר על כן, גישות אנליטיות אלה עשויות לאפשר הערכה כמותית של הקוצים interictal המתרחשים במוח אפילפסיה בין "ictal" (או תפיסה) אירועים 9. יתר על כן, היכולת להשיג הקלטות EEG נמוך חפץ באיכות גבוהה רציף, שלטכנולוגיה האלחוטית היא בדרך כללמעולה, יאפשר לפיתוח של שימוש באלגוריתמים מבוסס מחשב ללימוד צורות גל ספציפי EEG (למשל, תטא, גמא), כמו גם זיהוי אוטומטי של התקפים, הפחתת עומס העבודה של הניסוי באופן משמעותי.

המודל פרה-הקליני הראשוני ללימוד אפילפסיה כרונית לאחר פגיעה מוחית הוא העכברוש המבוגר או עכבר, או באמצעות כימותרפיה-convulsant (כלומר, חומצה או pilocarpine kainic) או סטטוס אפילפטיקוס המושרה חשמלי (SE), שאחריו אפילפסיה כרונית. בתנאים אלה, פרכוסים החמורים הקשורים SE או ההתקפים הבאים בבעלי החיים אפילפסיה יכולים להוביל לפגיעה מבעלי החיים או הקריעה מושך ברצועה ושחרור הברגים שלשמור את הקובץ המצורף של headcap. סופו של דבר, זה בעיה, כי בדרך כלל זה מסתיים ניסויים אלה, ובכל זאת הצורך בקבלה רשומות EEG ברזולוציה גבוהה לטווח ארוך לניסויים במטרה לפתח טיפולים חדשים לכרוניאפילפסיה היא בעל חשיבות עליונה. בנוסף, דיור, ניטור, וניתוח הנתונים מבעלי החיים מושתלים לטווח ארוך היא השקעה ניכרת בשתי עלויות הישירות וזמן חוקר; לכן, סיום מוקדם של הניסוי יכול לגרום לעלויות משמעותיות לחוקרים. כמודלים של התקדמות אפילפסיה אלה, ההתקפים בדרך כלל הפכו תכופים יותר וחמורים יותר 10-12, ויגדילו את הסבירות שבעלי החיים נפגעו, בדיוק כפי שהתועלת שלהם לפיתוח טיפולים חדשים הופך הגדול ביותר. בעלי חיים אלה יכולים באופן שיגרתי לפתח עשרות התקפים עוויתי ליום, לעתים קרובות מתרחשים באשכולות 13.

כנראה אחת ההתפתחויות החשובות ביותר במדעים ביו-רפואיים היה השימוש בגן ​​מיקוד במודלים של עכברים. גישה זו אפשרה, ותמשיך לאפשר, פיתוח מודלים של בעלי החיים של אפילפסיה גנטית שלשכפל תסמונות אדם בפועל 14-16. יכולות להתבצע מניפולציות גנטיות כטיפולי הוכחה של העיקרון לדכא התקפים אפילפטיים או אפילו לחסום את ההתפתחות של אפילפסיה לאחר פגיעה מוחית 17-20. סוג זה של מחקר ירוויח באופן דרמטי מהיכולת לבצע הקלטה רציפה תפוקה גבוהה של EEG. נכון להיום, ניתן להקליט מעכברים עם שתי מערכות קשורות או טלמטריה; עם זאת, האתגרים של קבלת באיכות גבוהה, הקלטות ללא חפץ הם באופן משמעותי יותר קשות מאשר חולדות, ולעתים קרובות זה דורש צורות שונות של תרמילים שעכברים ברציפות ינסו להסיר. מתח יכול להגדיל את חומרת התקפים, תדירות ו / או משך זמן, ובכך סופו של דבר לשנות את אפילפסיה של חיות ניסוי, כך בלבול המחקר. , מערכת קטנה, קל משקל פרופיל נמוך טלמטריה הזעירה תאפשר ההקלטה של ​​הטווח ארוך EEG ממודלי עכבר גנטיים של מחלות בבני אדם.

בנוסף לבעיות שתוארו לעיל, הקלטת EEG במודל מכרסם בוגרים של מחלה יש סט הייחודי משלו אתגרים. בעלי חיים בוגרים יכולים לשקול קטן כמו 6 גרם (P8 עכבר) 17 גרם (עכברים P6). זה כמעט בלתי אפשרי לבצע הקלטות סידוריים רב היום קשורות EEG עקב מתח מוגבר מרצועה וחוסר היכולת לאפשר גידול טבעי של הגור על ידי הסכר. עד בעלי חיים נגמלים, הם חייבים להישאר בטיפול של הסכר. הסכר הוא נוטה להרוס כל הרכבה מחבר מוחץ על הגור, לסיים את הגור, ובמקרים מסוימים לסיים את כל ההמלטה. יתר על כן, הגולגולת המכרסם בוגרת מקשה על הר כל הדום אלקטרודה לגולגולת עם יושרה מכאנית. אתגרים אלה, ייחודיים למכרסמים לא בוגרים, דורשים פתרון חדשני לביצוע הקלטות electrographic טווח ארוך חזק,. כאן אנו מתמקדים בהוכחת ההשתלה וההקלטה של ​​EEG באמצעות משדר אלחוטי זעיר רומן וניסויים הנוכחיים הוכחה של עיקרון שלוש דוגמאות לשימוש במערכת הזעירה האלחוטית טלמטריה: 1) imמודל גור חולדה בוגר של היפוקסיה-איסכמיה, 2) עכברים בוגרים שטופלו בDFP לגרום לסטטוס אפילפטיקוס והתקפים ספונטניים שלאחר מכן, ו- 3) מודל גנטי של מומים מחלה כלי דם אשר לגרום להתקפים ומוות בעכברים בוגרים.

מערכת טלמטריה האלחוטית הזעירה תוכננה כדי לענות על ארבע דרישות עיקריות: (1) השתלה כירורגית פולשנית; תאימות לדיור של גורי מכרסמים עם הסכר והמלטה (2); (3) צריכת חשמל נמוכה של היחידה, ובכך מאפשרת לחודשים של ניטור רציף ללא מחדש השתלה כירורגית; ו- (4) יכולת להקליט גל EEG באיכות גבוהה עם חפצי תנועה מינימאליים. משדר האלחוטי שוקל <0.6, 2.3, ו -4 G ו< 0.3, 0.8, ו -1.4 סנטימטר 3 תלוי בסוללה עם טביעת רגל של 5 x 7, 7 x 9, או 7 מ"מ x 12 שבקלות עולה לגולגולת של בעלי החיים עם ג'ל cyanoacrylate. אין צורך בעוגני בורג עצם להדביק היטב את המכשיר להגולגולת, צמצום מספר החורים שצריכות נקדחו בגולגולת וזמן הניתוח. המכשיר מסוגל הגברת שני ערוצים של EEG או פוטנציאלי שדה מקומיים ממבני מוח עמוקים, כמו בהיפוקמפוס, במשך 2 שבועות, 2 חודשים, או 6 חודשים בתצורה זו. הגודל הקטן של משדר האלחוטי מפחית סיכון לזיהום, מגביר את הניידות של בעלי חיים, וסופו של דבר מפחית את התחלואה ותמותה שאחרת מגדילה את הזמן, כסף, ומספר בעלי החיים הדרושים לניסוי. כל האלקטרוניקה והסוללה בעציצים באפוקסי הכיתה רפואית שהופך את המכשיר עמיד למים וקשים, המונע את הסכר מהלעיסה במכשיר אחר שעלולות להפוך את המכשיר לבלתי שמיש. בניגוד למשדרי רדיו תדר מערכת טלמטריה משתמשת צימוד קיבולי בין המשדר ומקלט אנטנה שיושבת מתחת לכלוב בעלי החיים, המאפשרים למשתמש לשמור על בעלי חיים בדיור מכרסמים סטנדרטיים. ערוצים מרובים של recording לאפשר ההקלטה של ​​biopotentials רב מודלי, כגון רל ואלקטרו. מודלים של בעלי החיים של עמיתים נלווים ייהנו מהיכולת להקליט biopotentials בהתנהגות 21-23. שילוב עם ניטור התנהגות EEG יספק לחוקרים עם כלי טוב יותר למחקר ומחקרים פרה-קליניים.

Protocol

בצע את ההנחיות מוסדיות לטיפול בבעלי חיים לעיקור כלי כירורגי, ולשנות את הפרוטוקול כנדרש בכדי לעמוד בהנחיות ולקבל אישור על ידי הוועדה מוסדי הטיפול בבעלי חיים ושימוש של המוסד שלך (IACUC).

1. הכנת כירורגי

  1. לנקות ולהכין את המשדר כדי להבטיח ניתוח בטוח וסטרילי. הסר את המשדר מהאריזה האנטי-סטטית שלה וגם ספריי או לטבול באתנול 70%. משדר שטיפה עם תמיסת מלח סטרילית ומקום בין ספוגים גפן סטרילי ספוגים בתמיסת מלח סטרילית או לשמור שקוע בתמיסת מלח סטרילית.
  2. לאסוף ולעקר את הכלים הנדרשים לניתוח; החיטוי קיטור לעיקור. ראה טבלה של חומרים וריאגנטים לרשימה של כלים כירורגיים.

2. השתלה כירורגית

  1. להרדים בעלי חיים ולשמור על הרדמה על פי פרוטוקול שאושר על-IACUC. בייזום ובמהלך surגרי לבדוק רפלקס הבוהן קמצוץ כל 15 דקות. חוסר התגובה מציין רמה מספקת של הרדמה.
    1. לגורים, להשתמש בהרדמה על ידי isoflurane (4%) עם O 2 (100%). למבוגרים, להשתמש קטמין (100 מ"ג / קילוגרם) עם xylazine (10 מ"ג / קילוגרם).
  2. תקן עמדה במסגרת stereotaxic. מניחים את הטיפים אוזן בר בmeatus השמיעתי. מוגזם אל תהדקו ברים אוזן כגולגולת רכה מאוד בגורי חולדה צעירים. אבטח את חרטומו הרדמה.
    1. שמור חמים לבעלי החיים במהלך ניתוח על ידי הצבתו על כרית החימום מוגדרת 37 מעלות צלזיוס. בבעלי חיים מבוגרים, להחיל סיכה משחה לעיניו של בעל החיים.
  3. לעקר אתר חתך ולשמור על שדה ניתוח סטרילי.
    1. ספוגית הקרקפת עם יישומים לסירוגין של 70% אתנול ו בבטאדין. התחל במרכז הקרקפת ולעשות מעגלים יותר ויותר רחבים.
    2. כסה את בעל החיים עם וילון ולנהל את הניתוח על בעלי חיים עטופים. לשמור על Steriתחום כירורגית le ידי המצפה את ההגדרה כירורגית בסדינים מעוקרים, ציוד תרסיס עם אתנול 70%.
    3. ללבוש כפפות מנתחים סטרילית ושמלה (או כפי שנדרש על ידי המוסד). כדי לסייע לשמור על שדה סטרילי, להשתמש עוזר כירורגית.
  4. עושה חתך בקרקפת של החיה מעט מאחורי העיניים לאורך קו האמצע, כ 2 סנטימטר. היזהר בעת החדרת האזמל כגולגולת היא עדיין רכה מאוד בגורי חולדה צעירים. ביצוע חתך בודד כל כך החתך מדמם פחות, ומרפא מהר יותר.
  5. לחשוף את הגולגולת. הכן אזור נקי ויבש על מנת למקסם את הקשר בין המשדר ועצמות הגולגולת. השתמש קליפים פרצה לתפוס קרקפת.
    1. משכו בעדינות את הקרקפת מקו האמצע בארבע פינות. חפש אתרים אנטומיים כגון גבחת ומבדה בגולגולת. עצמות גולגולת זכרו לא התמזגו בבעלי חיים בגיל זה. השתמש באטלס פקסינוס של קואורדינטות stereotaxic למצוא את המיקום הנכון לחור בר.
    2. השתמש בכלי Dremel סוג עם מקדח בר-סוג. צור שני חורים בר בעמדות הקלטה רצויה עם החורים גדולים יותר מלהיות 300 מיקרומטר בקוטר. מניחים את החור בר לאלקטרודה ההתייחסות על המוח הקטן מאחורי מבדה של הגולגולת.
    3. ודא שהחוטים במכשיר מיושרים עם החורים בר. אם חוטי אלקטרודה אינם מיושרים, זיהום דבק של אלקטרודות עשוי, ויגרום לאות עניה. כדי ליישר את החוטים, לבדוק את ההתאמה של המשדר ועדינות לכופף אלקטרודות בשורה על האתרים המיועדים לחורים בר.
    4. חתוך מוביל אלקטרודה. השתמש במספריים כירורגית כדי לקצץ את האלקטרודות לאורך הרצוי. עומק אלקטרודה הוא חשוב לסוג של הקלטה הנדרש לניסוי (כלומר, למקם את האלקטרודות מעל דורה להקלטות EEG, או להשתמש בקואורדינטות stereotaxic למבנים במוח שהוגדרו).
    5. בנדיבות להחיל cyanoacrylate על הבסיס לא משדרo לכסות את האזור והקפד להימנע מציפוי אלקטרודות. דבק cyanoacrylate הוא מבודד חשמלי, זיהום אלקטרודות עם דבק יגרום שום אות.
      1. אם הקלטה ממבני מוח עמוקים, הר משדר על בעל הצינורית ולמקם אותו בזרוע stereotaxic לשליטת Z- ציר. מנמיכים את המשדר באמצעות זרוע stereotaxic לנכס עומק ומניח ג'ל cyanoacrylate סביב משדר.
    6. גולגולת ביסודיות יבשה לפני הנחת משדר כדי להבטיח אג"ח דבק חזק. החל משדר מצופה cyanoacrylate לגולגולת. דואג ליישר אלקטרודות עם מקביל חורים בר.
      1. נסה להימנע ממבנים של כלי דם גדולים מזיקים. החזק את המשדר במקום עם לחץ קל לדקה אחת. השתמש לחץ קל כדי ליצור קשר חזק בין המשדר והגולגולת.
    7. החל cyanoacrylate נוסף, מספיק כדי לאטום ממשק משדר / גולגולת לחלוטין. כדי להבטיח AGOOD כושר וקשר חזק, למקסם את שטח הפנים של הדבק שקשר הגולגולת. החל דבק cyanoacrylate במעגל סביב המשדר, כדי לוודא שהן הגולגולת והקיר של המשדר מכוסה.
    8. החל מאיץ כימי (0.1 מיליליטר) באמצעות מזרק סביב cyanoacrylate בבסיס של המשדר המושתל. השתמש במשורה מאיץ, נזהר שלא יחולו על רקמות סמוכות.
      הערה: האצה כימית של ריפוי cyanoacrylate מבטיחה כי הקשר החזק בין המשדר והגולגולת נוצר במהירות. מאיץ cyanoacrylate שימושי לריפוי מהיר של דבק, אך לא הכרחי.
    9. הסר את המאיץ על ידי שטיפת האזור ביסודיות עם תמיסת מלח סטרילית. מאיץ cyanoacrylate עלול לגרום לגירוי רקמות אם לא שטף מאזור החתך. לשטוף את האזור, למלא מזרק 1.0 מיליליטר עם תמיסת מלח סטרילית ולהשקות את האזור באמצעות מחט מזרק. בדרך כלל 0.5 מיליליטר של תמיסת מלח הוא מספיק כדי לשטוף אתהמאיץ.
    10. לתפור את העור סביב הבסיס של המשדר, אך אינו מכסה את המשדר. לראש משדר חייב להיות מעל העור להעביר ביעילות אותות עצביים. עור צריך להיות הדוק למדי סביב משדר והדבק סביב היחידה. השתמש Vicryl או תפר משי (חוט רך); עור בבעלי חיים בוגרים הוא רך ונפגע בקלות אם לא נעשה שימוש בתפרים רכים. לבעלי חיים בוגרים, להשתמש בכל חומר תפירה.
    11. הסר בעלי חיים ממסגרת stereotaxic ומקום על שמיכה מחוממת להתאוששות.
    12. ודא בעלי החיים הם חמים (37 מעלות צלזיוס) ואמבולטורי (כלומר, התאוששו לחלוטין) לפני ההחזרה לסכר. ודא כי בעל החיים הוא התייבשות על ידי צובט את העור על הגב של החיה (אם בעל החיים הוא מיובש, העור יישאר מעוות). אם בעל חיים הוא מיובש, לנהל הזרקה תת-עורי של חיץ רינגר יונק. אל תשאירו את בעלי החיים ללא השגחה עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור עלכיבה sternal.
      1. לנהל עצירות (0.05 מ"ג / קילוגרם) לבעלי חיים לטיפול בכאב לאחר ניתוח והזרקה תת עורית של 0.1-מיליליטר bupivacaine סביב אתר ההזרקה.
        הערה: מהתחלה ועד סוף ההליך כולו אמור להסתיים ב5-10 דקות לבעלי חיים בגיל זה (יום לידה 6). זמן כירורגי עשוי להימשך זמן רב יותר לבעלי חיים מבוגרים.

    3. טיפול והשיכון

    הערה: סכרים מסוימים עשויים שלא לסבול גורים מושתלים עם המכשיר. סכרים ייתכן שיהיו הצורך נבחרו שסובלניים. זה מקובל לסכר להעביר גורים סביב הכלוב על ידי להרים אותם על ידי המשדר.

    1. ברגע שבעלים חיים נגמלים, ביחידים ביתם, כדי למנוע את הסרת ההתקנים מבן הזוג בכלוב שלהם.
    2. להרדים בעלי חיים על ידי מנה הקטלנית של pentobarbital (25 מ"ג / קילוגרם) או isoflurane (בצנצנת פעמון) כאשר סימני המצוקה נוכחים.
    3. שימו לב, כמה כלובי דיור חיה עם מוסיף חוט רשאי היתרfere עם המשדרים המושתלים. הקפד לבדוק את הגובה של להכניס את החוט לוודא כי בעלי חיים לא יכולים לקבל את המשדר נתפס בין 'הברים' של להכניס את החוט. יש להתייעץ עם הווטרינר שלך לעזרה.

    4. ההקלטה EEG

    1. מניחים את החיה בכלוב על ידי עצמו או שיתוף שוכנו עם המלטה והסכר. עם זאת, מקום אחד בלבד הושתל בבעלי חיים בכלוב אחד. אל תשאירו גורים לבד בתא ההקלטה במשך יותר מ 2 שעות. צג בעלי החיים לסימני מצוקה והתייבשות.
    2. חבר את אספקת החשמל המסופקת לבסיס המקלט ולאמת את נורית ההפעלה מוארת. חבר את בסיס המקלט לנתוני מערכת רכישה באמצעות כבלים (כידון ניל-Concelman) BNC.
    3. מניחים את כלוב בעלי החיים על גבי בסיס המקלט (איור 2). אור "האות" צריך להאיר מצביע על משדר זוהה. הנתונים עשויים להיות מוקלטים עכשיו.
    4. To נתוני שיא, לחבר את בסיס המקלט לממיר אנלוגי לדיגיטלי ולחבר את ממיר למחשב (איור 1).
    5. הגדר את קצב הדגימה של ההקלטה. להבטיח נתונים נדגם כראוי. בחר שיעור לפחות 250 הרץ דגימה (500 הרץ המומלץ) להקלטה (רוחב פס של המשדר הוא .1-100 הרץ).
    6. שמור את הנתונים דיגיטליים ולנתח באמצעות חבילות תוכנה לעיבוד אות כגון Matlab.

    5. EEG ניתוח - כללי

    1. בצע FFTs (התמרות פורייה מהירה) כדי להפוך את נתוני ה- EEG זמניים לתחום התדר של 0-100 הרץ.
    2. לבצע הערכה של צפיפות הספקטרלית כוח (PSDs) מFFT באמצעות 256 מגזרים האן-חלון המבוססת על שיטת וולש והמנורמלת על ידי 10 x 10 להיכנס (PSD). ספקטרום כוח להראות את התדרים הספציפיים ששולטים באות EEG על פני תקופת הזמן הרצויה.
    3. נתוני קבוצה על פני בעלי חיים על ידי לקיחת הממוצע של PSD מכל חיהעל טיפולים בהתאמה זמן. צור מרווחי ביטחון של 95% על ידי 1.96 x ממוצע (PSD) / שורש הריבועי (n) כאשר n הוא מספר בעלי החיים (עקבות PSD). עלילה מרווחי ביטחון הממוצע ו -95% מהנתונים כדי להפיק דוח הכמותי של כל התוכן בתדירות של EEG על פני קבוצות של בעלי חיים כגון השוואת קבוצות שטופלו לעומת קבוצות ביקורת.

    (HI) פרוטוקול דגם 6. Perinatal היפוקסיה-איסכמיה

    1. להרדים את P6 - 7 גור ​​חולדה בהרדמה isoflurane (4% עם 100% O 2) על ידי הצבת בעלי החיים בתיבת הרדמה (תיבה עם קלט ממאדה הרדמה). בייזום ובמהלך הניתוח לבדוק הבוהן קמצוץ רפלקס כל 15 דקות. חוסר התגובה מציין רמה מספקת של הרדמה.
    2. הנח את הגור על הגב שלה, לחשוף את הצוואר ולשפשף עם יישומים לסירוגין של 70% אתנול ו בבטאדין 10%. חזור לשפשף אתנול / בטאדין 3 פעמים.
    3. לעשות חתך 1 סנטימטר בעור של הצוואר עם יםcissors על קו האמצע של הצוואר. הרם את העור עם מלקחיים ולעשות חתך במספריים. יש להיזהר שלא לחתוך את רקמת השריר בעת ביצוע החתך.
    4. להשתמש בטכניקה לנתיחה בוטה לחשוף עורק הראשי. כדי לבצע נתיחה בוטה, להשתמש בשני זוגות של מלקחיים בוטים-האף. הכנס את הטיפים לרקמות ולתת פעולת האביב של המכשיר כירורגי להפיץ את הרקמה. חזור על פעולה עד העורק הראשי חשוף. זהה את העורק הראשי בצבע אדום בהיר והנוכחות של דופק גלוי.
    5. עורק תרדמה נפרד מהעצב התועה באמצעות מלקחיים בוטים. הכנס את קצו המלקחיים הבוטה בין העורק והעצב. שחרר את המלקחיים ולתת פעולת אביב הכלי להפריד את הצוואר מהעצב התועה.
    6. פרצת מקום מלחציים 4-5 גזרי מ"מ בעורק הראשי. יש להיזהר שלא לפגוע בעורק עם מלחציים על ידי הימנעות תנועות מהירות.
    7. לצרוב את העורק הראשי בין מלחציים הפרצה. ללצרוב את העורק, לגעת בעורק בין מלחציים עם קצה cauterizer חם. לאחר העורק הוא חתך, להבטיח את שני הקצוות צרובים כראוי כדי למנוע דימום.
    8. הסר את מהדק, לסגור את החתך בצוואר עם 3 תפרים. לתפור רק את העור, לדאוג שלא תפר את רקמת השריר.
    9. לאפשר לבעלי החיים להתאושש במשך שעה 1. לפקח נשימה של בעלי החיים ודימום מהצוואר. אם הדימום הוא בהווה, אל תחשוף את בעלי החיים לHI (שלב 6.10).
    10. מניחים את החיה בחדר בטמפרטורה מבוקרת על 37 מעלות צלזיוס וברציפות להציג 8% 2/92% תערובת N 2 O לתוך התא לשעה 2.

Representative Results

אנחנו פיתחנו ויישמנו את הרעיון של הקלטת EEG ממכרסמי מבוגר יחיד, schematized באיור 1 לתהליך אישור IACUC, העיצוב חייב לשלב גם לתוך קיימים מתקני בעלי חיים מוסדיים.; לכן, המערכת נועדה להיות מותקן בקלות במתקן סטנדרטי בבעלי חיים ללא שימוש בשטח נוסף: בעלי החיים שוכן בכלוב רגיל "מתקן-נושא בעלי חיים" דיור שממוקם בתוך מקלט עם כלוב פאראדיי משולב להפחתה רעש חשמלי. האות מכל בסיס מקלט שנערכה על ידי חוטים לdigitizer שמחובר למחשב (איור 1). יש צורך במחשב בודד כדי לאסוף נתונים מהמרחק של עד 32 בעלי החיים שנרשמו במקביל, בהתאם ליכולת של מערכת רכישת נתונים של המשתמש. סוג זה של התקנה צורך מעט חשמל ומייצר חום קטן, תכונה תואמת עם מתקני בעלי חיים אקלים מבוקר. הנתונים יכולים להיותלטווח ארוך מוצג בזמן אמת על המסך, המאפשר ניטור ניסוי, ומאוחסן בכוננים קשיחים חיצוניים (יחידת אחסון 10 TB).

על מנת למזער את הנזק על ידי המלטה וקניבלי גור על ידי הסכר, שבדקנו גורמי צורת משדר שונים. העיצוב הסופי היה גליל כיפה; צורה קשה לחולדות לנשוך ונזק. משדר בודד על הגולגולת של חולדה בוגרת מוצג באיור 2 א וגרסה מוקדמת של צפיפות גבוהה (32 בעלי חיים) בסיסי מקלט ואסדות הקלטה שבי דיור מכרסמים סטנדרטי ממוקם מוצגת באיור 2. יעילות צריכת חשמל הייתה שיקול חשוב מאוד; בחרנו צימוד קיבולי כפרוטוקול העברת נתונים. העיצוב הבא מאפשר הקלטת EEG המתמשך במשך 6 חודשים בהתאם לקיבולת סוללה (איור 2 א). עכברים צעירים כמו יום לידה 12 (P12, איור 3 א) וחולדות צעירות כמו P6 (Figurדואר 3B) לסבול משדר די טוב. הקפדת משדר לגולגולת עם cyanoacrylate מאפשרת חיות לגדול עם משדר לבגרות (איור 3 ג), תוך שמירה על רכישה רציפה של נתוני ה- EEG.

גורם צורה הממוזערת הייחודית של ממשק משדר אלחוטי ומשאיל את עצמו לעבודה עם מודלים של בעלי חיים בתנאים הניאו וסביב לידה. הנתונים באיור 4 מראה דו-ערוצי הקלטת EEG של תת-פעילות של התקפים חריפים שלהלן (HI) (קשירת עורק הראשי ואחריו 2 שעות של היפוקסיה עם O 8% 2 תערובת) אוטם חוסר חמצן-איסכמי בP7 Sprague-Dawley גור חולדה 13. טיפול HI גורם נגע גדול בחצי הכדור ipsilateral לתרדמת ligated. כאן, ההקלטות להראות אשכול של שני התקפים כלליים על שני ההמיספרות של המוח נפגע. העקבות השחורות מתארת ​​את פעילות ה- EEG בחצי הכדור הנגדי לנגע,עקבות כחולות מציגה EEG באונות ipsilateral (כלומר באזור של הנגע). בעוד פעילות ההתקפים נמצאת בשני ההמיספרות של המוח, בחצי כדור ispilateral תערוכות דיכוי רקע EEG, אשר מעיד על נזק מוחי מתמשך 21.

סטטוס אפילפטיקוס יכול להיגרם בחולדות מבוגרות על ידי הזרקת החיות עם organophosphate, DFP 22,23. הנתונים בפריקות EEG איור 5 תכנית חוזר על עצמו, שמעידים על סטטוס אפילפטיקוס (ראו הרחבות זמניות איור 5 א ', ב'). להלן מדגם העקבות, כמובן הזמן של הסטטוס אפילפטיקוס מעל 12 שעות כבר ניתח עם מודל מעורב תופעות שאינם ליניארי שמכמת את עוצמת ההתקפים לאורך זמן. החומרה של הסטטוס אפילפטיקוס מוגדרת על ידי כוח EEG בלהקת גמא (20-60 הרץ). כאן, הכח שתואר לעיל היה בממוצע על פני 12 בעלי חיים וזמם על 12 שעות עם מרווחי ביטחון של 95%. ה נתוני דואר תערוכות עלייה ניכר בכוח גמא בתוך השעה הראשונה של טיפול DFP, שנמשך מעל 12 שעות שבמהלכו בעלי החיים היו במעקב באופן רציף. השיטה של ​​הניתוח הבא מאפשרת למדוד כמותית של חומרת הסטטוס אפילפטיקוס החריף, תופעה ניתחה בעבר בעיקר באמצעים התנהגותיים. אנו כוללים טכניקת ניתוח זה כדוגמא, כי הוא מנצל את כוח חישוב בלהקות EEG קלאסיים וכבר נעשה שימוש נרחב במחקרים פרה-קליניים לבדיקת היעילות של תרופות נוגדות פרכוסים במעבדה שלנו 24-26. אולי ההיבט החשוב ביותר של ביצוע הקלטות רציפות, ללא הפרעה אלחוטיות עם טלמטריה האלחוטית הוא היכולת להקליט אירועים ספונטניים חריגים המתרחשים בשכיחות נמוכה. נתונים אלו סוגים להדגים את התועלת הרחבה של מערכת משדר האלחוטית.

554fig1.jpg "/>
איור 1:. סכמטי של מערכת הקלטת אפוק מערכת ההקלטה האלחוטית מורכבת משני רכיבים: משדר רכוב גולגולת אלחוטית שמגביר את biosignal, ו -2) צלחת מקלט ממוקמת מתחת דיור מכרסמים סטנדרטי 1). הפלט של בסיס המקלט הוא אות אנלוגי המורכב מbiosignal demodulated המוגבר עד למקסימום של 4 V שיא-לשיא. אות זה אז יכולה להיות מוזנת למערכת רכישת נתונים להקלטה.

איור 2
איור 2:. משדר ומקלט משדר זה ​​בפרט אלחוטי () שוקל 4 גרם ומחליף <1.4 סנטימטר 3 של נפח ועם טביעת רגל של 7 x 12 מ"מ מותקן בקלות לגולגולת של חולדות ועכברים. המשדר יכול להגביר 2 ערוצים של biopotentials עד 6 חודשים לאחר שהסוללה הוא ניקוזאד. סוללות גדולות יותר יכולות לשמש לזמן הקלטה ארוך יותר. בעלי חיים ממוקמים בכליאת מכרסמים סטנדרטית על גבי מקלט אפוק (B). מופיע בצד ימין הוא דוגמא מוקדמת של שתי אסדות הקלטה נפרדות לכל מסוגלים להקליט מ -16 בעלי חיים בו זמנית מדגים את טביעת הרגל קטנה יחסית (2 "x 4", 60 סנטימטרים x 120 סנטימטרים בערך) של כל אחד מאסדות ההקלטה.

איור 3
איור 3:. השתלת משדר האלחוטי בחולדות ועכברים המשדר מאפשר הקלטות EEG מתמשכות לתקופה של עד 6 חודשים בעכברים צעירים כמו יום לידה 12 (P12, למעלה). התמונה האמצעית היא של גור החולדה P7 מושתל עם משדר הזעיר. משדר נשאר מחובר היטב לגולגולת כחיה מתבגרת. בעלי החיים בתחתית הוא P280 והושתל במשדר דמה בP7 גיל. המערכת מאפשרת simultaהקלטות EEG neous ורציפות מבעלי חיים רבים בגילי P7 באמצעות גמילה, צמצום מספר ההמלטות הדרושות לטווח ארוך פרה-קליני,, מחקרי ניטור EEG.

איור 4
איור 4: Dual-ערוץ הקלטת התקפים נגרמים היפוקסיה-איסכמיה עם מערכת טלמטריה הקלטות ערוץ הכפול של EEG החריג עם טלמטריה האלחוטית בגור חולדה P7 לאחר קשירת הצוואר (איסכמיה) במהלך 8% טיפול O 2 (היפוקסיה).. (א) ו- (ב), הרחיבו את הנופים של הגל. פעילות התקפים נמצאת בשני ההמיספרות (השחור, כחול) עם דיכוי EEG משמעותי נוכח בחצי הכדור עם אוטם איסכמי (כחולה).

איור 5
איור 5: הקלטת epilepti מעמדcus בחולדות מבוגרות. הקלטות EEG השטח (כלומר, dural) עם מערכת טלמטריה האלחוטית הזעירה בתגובה לdiisopropylfluorophosphate טיפול (DFP) בחולדה בוגרת. תקופות מוצלות בזכר העליון (A ו- B) מתרחבות נופים של צורות הגל בעקבות להלן. הנתונים שנרשמו עם משדר האלחוטי אז יכולים להיות מנותחים בתחום התדר המאפשר השוואות סטטיסטיות במדגם של בעלי חיים. (ג) נתונים הם מרווחי ביטחון הממוצע ו -95% מכוח להקת גמא (20-60 הרץ) הבאים אפילפטיקוס המושרה DFP מעמד (N = 12) מעל 12 שעות לאחר מתן של DFP.

איור 6
ה הקלטה של התקפים ושינויים בEEG במודל של עכברים מהונדסים של מומים מחלה כלי דם כאן, אנו להקליט מעכבר מהונדס (): איור 6.בעובר פעילות התקפים. בהתחלה, דפוס EEG הרגיל הוא הווה (1); מייד לפני ההתקף יש תקופה של דיכאון טרום ictal (2), שאחריו מקבץ של חמישה התקפים (3). בעקבות ההתקפים, פריקות ictal נורמליות נמצאות באות (4). יש חיה בקרה לא התקפים ולא תכונות חריגות EEG (B).

Discussion

זה יכול להיות מאוד יקר לבצע הקלטות electrographic לטווח ארוך בדגמים קטנה-חיה של מחלה. על ידי הסתמכות על מעגלים חשמליים פשוטים והדגשת צריכת הספק נמוך, הצלחנו ליצור מערכת משדר (איורים 1 ו -2) שמפחיתה את העלות של ניסויי ניטור ארוך טווח. העלות הכוללת של ניסוי ניטור 6 חודשים יכולה להיות נמוכה כמו 470 $, בתוספת העלות של בעלי החיים (~ 1.5 $ החיה אש"ל, $ 200 משדר). הגודל הקטן של המשדר מאפשר הקלטות רציפות ללא הפרעות electrographic בקטנים-בעלי חיים, מודלים פרה-קליניים של מחלה אנושית, אשר קשות מאוד להשיג עם מערכות מבוססות תדר רדיו קשור או אלחוטיות הקלטה (איור 4). לבסוף, הטבע רכוב הגולגולת של המשדר מפחית את זמן ניתוח ולחץ על בעלי החיים, כי אחר יכול להתפשר ניסוי. כאן, אנו מציגים ניסויי הוכחה של עיקרון משלושה הבדלמודלים erent ניסיוניים של התקפים: סביב הלידה היפוקסיה-איסכמיה 13, 27, 28 בגור חולדה (איור 4), אפילפטיקוס המושרה DFP מצב (איור 5) והתקפים במודל גנטי-induced של מומים לב וכלי דם העמוקים (איור 6).

אולי ההיבט הקריטי ביותר לקבלת הקלטות electrographic ללא חפץ, לטווח ארוך הוא כדי לוודא גישת אלקטרודה חסרת מעצורים לאזור בקליפת המוח של עניין (איור 4-6). זה כולל את האלקטרודה התייחסות / מכנה המשותפת. במיוחד קריטי הוא מצרף את המשדר לגולגולת ליישומי EEG אפידורל. במהלך תהליך זה, ניתן בטעות מעיל קצה אלקטרודות עם cyanoacrylate ניתנו האורך קצר מאוד של אלקטרודות. ציפוי אלקטרודות בcyanoacrylate יכול להחליש את אותות EEG או לחלוטין בודד אותם בתרחיש הגרוע ביותר. כמו כן, חוסר ב חיבור חשמלי טובetween התייחסות / מכנה משותף והמוח של החיה ימנע פעולה נכונה של מגבר ההפרש במשדר, וכתוצאה מכך חשמלי פלט אות "רועש". לעתים קרובות, לאחר ניתוח, יכולים להיות בסכנת אותות באיכות טובה עד 48 שעות בשל בצקת סביב החורים בר בגולגולת. כבצקת שוככת, אותות, בדרך כלל, לשפר. זה יכול להימנע על ידי הצבת אלקטרודות על פני השטח של הגולגולת בלי חורים בר. ההשלכות של תהליך זה גדלו פוטנציאל למעייל אלקטרודות עם cyanoacrylate, צמצמו פעילות בתדירות גבוהה בשל המאפיינים נמוכים לעבור החשמליים של עצם הגולגולת, והפוטנציאל לבודד את רעש התייחסות / מכנה המשותף טיוח באותות חשמלי. מיקום נכון תרגול של אלקטרודות ניתן לעשות עם פיסה דקה של עץ או פורניר המחקה את העובי של גולגולת העכבר או חולדה. התוצאות שהוצגו בכתב היד הזה ממחישות את קואהlity של הקלטות שניתן להשיג באמצעות טכנולוגיה אלחוטית טלמטריה.

השתלה כירורגית בשיטה המתוארת במסמך זה יכול לקחת קצת כמו 10 דקות, תלוי במורכבות של הניתוח. לגישה ניתוחית למבני מוח עמוקים, כגון אזור CA1 של ההיפוקמפוס, עדיף לצרף את המשדר לmicromanipulator רכוב על מסגרת stereotaxic. Micromanipulator יספק מנתח עם הדיוק להשתיל את המשדר לפי קואורדינטות stereotaxic פורסמו באטלס של עכבר והחולדה 29 30 המוחות. ניתן לעשות זאת פשוט על ידי tacking חתיכת צינור מזרק למשדר עם cyanoacrylate ולאחר מכן ההרכבה המזרק בmicromanipulator. שליטת micromanipulator של x, y, z וקואורדינטות תספק יציבות נוספת בעת התקנת משדר לגולגולת לפני תפירת העור סגור. התוספת של ברגי עצם סביב PErimeter של המשדר יכול לעזור לעגן את המשדר לגולגולת, למרות שהם לא הכרחיים. ברגי עצם יכולים להיות יעילים, לעומת זאת, בדגמים מסוימים של בעלי חיים של התקפי אפילפסיה ו, כגון חולדה הבוגרת שטופלה ליתיום-pilocarpine. בעלי חיים אלה נוטים להיות התקפים עוויתי ספונטניים עם פעילות מוטורית אינטנסיבית שעלולה לגרום נזק למשדר במהלך ההתקף. מורכבות נוספות ניתן להוסיף לניסויים אלה. לדוגמא, משדר תואם מודלים רבים ושונים של פגיעה מוחית טראומטית, כגון השפעת קליפת המוח מבוקר 31. העמידות של מכשיר משדר נבדקה על ידי השתלת חיות עם משדרים בP7, ולאחר מכן שיכונם במתקן בעלי החיים. לאחר 12 חודשים, רוב השתלים נותרו על כנן בגולגולת. כאשר בעלי החיים היו מורדמים, הגולגולות נראים נורמלי והמשדר היה מוטבע בעצמות הגולגולת, הדורש כוח משמעותי כדי לחלץ אותו. היזהר בעת מבני מוח עמוקים הם למדו; כמוח גדל, ואלקטרודות להישאר נייחות, עמדתו הסופית של אלקטרודות שניתן הייתה לצפות לשינוי. לטכניקות המתוארות כאן, אלקטרודות הוצבו בדרך כלל מעל הדורה, שאיפשר גם את המוח והגולגולת לגדול ולאלקטרודות להישאר בעמדות המקוריות שלהם. הגורם המגביל בכמה זמן ניתן להשתמש במשדר הוא בגודל הסוללה (כלומר עד שהסוללה נגמר).

עיצוב עצמאי מונוליטי (כלומר משדר מוטבע באפוקסי הקשה) של הדיור של המשדר משאיל את עצמו לשימוש עם גורים בוגרים שוכנו עם הסכר וההמלטה שלהם. לעתים קרובות, שיתוף דיור מושתל חיות עם תוצאות רצועות קווי בהרס של החומרה או קניבלים של הגורים מושתלים על ידי הסכר. הצורה החלקה דופן של המשדר מאפשרת להשתלה עם כמעט שום כשל חומרה או אובדן של גורים בשל קניבלים.

ss = "jove_content"> תכנית שידור מצמידים קיבולי צריכת החשמל הנמוך במערכת זו משאילה את עצמו היטב לשימוש בתרחישים ניסיוניים רבים ושונים כגון מיקום בחממה בטמפרטורה מבוקרת או אפילו לשימוש עם מנגנונים ניסיוניים, כגון תאי plethysmography. כמו כן, את הצורה של אנטנת המקלט ניתן להשפיע כדי שתתאים בסביבות שונות בהתנהגות, כגון מגוון T-maze.The הגבוה של המשדר הוא רק כמה אינץ 'כמשדר חייב להיות מסוגל (זוג capacitively "כונן" ל) אנטנת המקלט ומסתמך על בעלי החיים ששוכנים בכליאת מכרסמים סטנדרטית או כלוב מתאים המכוסה בשטח אנטנת מקלט. המשדר פועל כקוטב אחד של שדה חשמלי ואילו גופו של בעל החיים משמש כקוטב אחר. השדה הוא כזה שאורינטציות מסוימות, כגון 90 מעלות מחוץ לשלב עם אנטנת המקלט, ייכשלו לנהוג אנטנת המקלט וכתוצאה מכך "לנשור". זוהי תופעה נדירה למדי. עבודה עתידית עם טכנולוגיה זו תאפשר הקלטה מבעלי חיים רבים באותו הכלוב שיפחית את עלויות עלייה למטוס ולאפשר לאינטראקציה חברתית. התפתחויות נוספות יהיו כרוכות בהגדלת מספר הערוצים, כולל טמפרטורה, וelectromyogram. העיצוב הנוכחי של המכשיר מספק רוחב פס, כי הוא מותאם לקידוד מחדש של להקות EEG קלאסיות, שאינה מתאים להקלטה של ​​אדוות מהירות או תנודות בתדירות גבוהה. בעתיד, המכשיר יכול להיות שונה כדי להקליט את רכיבי תדר הגבוה של האות, אבל במחיר של חיי סוללה. סוגים שונים של מתמרים יכללו את לחץ דם ואת לחץ-נפח, ואפילו בנייה של הסדר אלקטרודה משדר לממדים למשתמש מסוים לפי קואורדינטות stereotactic של מבני המוח הרצויים.

Disclosures

בני הזוג. יש לי Lehmkuhle ודודק אינטרס כלכלי בEpitel, Inc, מעצבים של מערכת הקלטת biopotential האלחוטית אפוק.

Acknowledgments

עבודה זו מומנה באמצעות המכון הלאומי להפרעות נוירולוגיות ושבץ R43 / R44 NS064661.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sterile Surgical Gloves Protective Industrial Products 100-3201 PF Powder Free Sterile Latex Surgical Glove
Scalpel Handle FST 10003-12
Scalpel Blade #15 FST 10015-00
Fine Scissors FST 14090-09
Burr tool Ram Products, Inc. Microtorque II
Fine burr FST 19007-07
Aneurism clip ROBOZ RS-5422
Toothed Forceps FST 11022-14
Cotton-Tipped applicators McKesson 24-103
Needle Driver WPI 521725 Olsen-Hegar Needle Holder
Cyanoacrylate gel Henkel Loctite 4541
Cyanoacrylate accelerant Henkel Loctite 7452
Suture Ethicon Vicryl RB-1 J304
Elecrocautery disposable Bovie AA01 Fine Tip
Surgical Tray FST 20311-21
Epitel Receiver Base Epitel Inc N/A
Epitel wireless transmitter Epitel Inc N/A
Biopac digitizer Biopac MP-150
PC-compatible computer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Boylan, G. B., Stevenson, N. J., Vanhatalo, S. Monitoring neonatal seizures. Semin. Fetal Neonatal Med. 18, (4), 208-208 (2013).
  2. Panzica, F., Varotto, G., Rotondi, F., Spreafico, R., Franceschetti, S. Identification of the Epileptogenic Zone from Stereo-EEG Signals: A Connectivity-Graph Theory Approach. Front Neurol. 6, (4), 175 (2013).
  3. Arciniegas, D. B. Clinical electrophysiologic assessments and mild traumatic brain injury: state-of-the-science and implications for clinical practice. Int J Psychophysiol. 82, (1), 41-52 (2011).
  4. Mizrahi, E. M., Kellaway, P. Cerebral concussion in children: assessment of injury by electroencephalography. Pediatrics. 73, (4), 419-425 (1984).
  5. Pisarenco, I., Caporro, M., Prosperetti, C., Manconi, M. High-density electroencephalography as an innovative tool to explore sleep physiology and sleep related disorders. Int J Psychophysiol. S0167-8760, (14), 3-8 (2014).
  6. Konadhode, R. R., et al. Stimulation of MCH neurons increases sleep. J. Neurosci. 33, (25), 10257-10263 (2013).
  7. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res. Protoc. 1-2, (1), 85-97 (1997).
  8. Stables, J. P., et al. Therapy discovery for pharmacoresistant epilepsy and for disease-modifying therapeutics: Summary of the NIH/NINDS/AES Models II Workshop. Epilepsia. 44, (12), 1472-1478 (2003).
  9. White, A. M., et al. Efficient unsupervised algorithms for the detection of seizures in continuous EEG recordings from rats after brain injury. J. Neurosci. Methods. 152, (1-2), 255-266 (2006).
  10. Bertram, E. H., Cornett, J. F. The ontogeny of seizures in a rat model of limbic epilepsy: evidence for a kindling process in the development of chronic spontaneous seizures. Brain Res. 625, (2), 295-300 (1993).
  11. Bertram, E. H., Cornett, J. F. The evolution of a rat model of chronic spontaneous limbic seizures. Brain Res. 661, (1-2), 157-162 (1994).
  12. Williams, P. A., et al. Development of spontaneous recurrent seizures after kainate-induced status epilepticus. J. Neurosci. 29, (7), 2103-2112 (2009).
  13. Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. Continuous electroencephalographic monitoring with radio-telemetry in a rat model of perinatal hypoxia-ischemia reveals progressive post-stroke epilepsy. J. Neurosci. 30, (1), 404-415 (2010).
  14. Galanopoulou, A. S. Basic mechanisms of catastrophic epilepsy -- overview from animal models. Brain Dev. 35, (8), 748-756 (2013).
  15. Lerche, H., et al. Ion channels in genetic and acquired forms of epilepsy. J Physiol. 591, (Pt 4), 753-764 (2013).
  16. Rossignol, E., et al. WONOEP appraisal: new genetic approaches to study epilepsy). Epilepsia. 55, (8), 1170-1186 (2014).
  17. Westmark, C. J., et al. Reversal of fragile X phenotypes by manipulation of AβPP/Aβ levels in Fmr1KO mice. PLoS One. 6, (10), e26549 (2011).
  18. Sukhotinsky, I., et al. Optogenetic delay of status epilepticus onset in an in vivo rodent epilepsy model. PLoS One. 8, (4), e62013 (2013).
  19. Krook-Magnuson, E., Armstrong, C., Oijala, M., Soltesz, I. On-demand optogenetic control of spontaneous seizures in temporal lobe epilepsy. Nat Commun. 4, 1376 (2013).
  20. Paz, J. T., et al. Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury. Nat Neurosci. 16, (1), 64-70 (2013).
  21. Monod, N., Pajot, N., Guidasci, S. The neonatal EEG: statistical studies and prognostic value in full-term and pre-term babies. Electroecephalogr Clin Neurophysiol. 32, (5), 529-544 (1972).
  22. Deshpande, L. S., Carter, D. S., Blair, R. E., DeLorenzo, R. J. Development of a Prolonged Calcium Plateau in Hippocampal Neurons in Rats surviving Status Epilepticus Induced by the Organophosphate Diisopropylfluorophosphate. Toxicol Sci. 116, (2), 623-631 (2010).
  23. Todorovic, M. S., Cowan, M. L., Balint, C. A., Sun, C., Kapur, J. Characterization of status epilepticus induced by two organophosphates in rats. Epilpsy Res. 101, (3), 268-276 (2012).
  24. Lehmkuhle, M. J., et al. A simple quantitative method for analyzing electrographic status epilepticus in rats. J. Neurophysiol. 101, (3), 1660-1670 (2009).
  25. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Fisher, J. H., Ekstrand, J. J., Dudek, F. E. Recording EEG in immature rats with a novel miniature telemetry system. J. Neurophysiol. 109, (3), 900-911 (2013).
  26. Pouliot, W., et al. A comparative electrographic analysis of the effect of sec-butyl-propylacetamide on pharmacoresistant status epilepticus. Neuroscience. 12, (231), 145-156 (2012).
  27. Levine, S. Anoxic-ischemic encephalopathy in rats. Am J Pathol. 36, 1-17 (1960).
  28. Vannucci, R. C., Vaccucci, S. J. A model of perinatal hypoxic-ischemic brain damage. Ann N Y Acad Sci. 835, 234-249 (1997).
  29. Paxinos, G., Franklin, K. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 4th Ed, Academic Press. Waltham, MA. (2012).
  30. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 7th Ed, Academic Press. Waltham, MA. (2013).
  31. Bolkvadze, T., Pitkanen, A. Development of post-traumatic epilepsy after controlled cortical impact and lateral fluid-percussion-induced brain injury in the mouse. J. Neurotrauma. 29, (5), 789-812 (2012).
ניטור EEG הרציף ארוך טווח במודלים של מכרסמים קטנים של מחלות אנושיות באמצעות מערכת אפוק משדר אלחוטי
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System. J. Vis. Exp. (101), e52554, doi:10.3791/52554 (2015).More

Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System. J. Vis. Exp. (101), e52554, doi:10.3791/52554 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter