Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Bioengineering

Koncentrisk Gel System til Undersøgelse den biofysiske rolle Matrix mikromiljø på 3D Cell Migration

doi: 10.3791/52735 Published: April 3, 2015

Summary

De mekaniske egenskaber og mikrostruktur af den ekstracellulære matrix påvirker kraftigt 3D migration af celler. En in vitro metode til at studere spatiotemporale cellemigrering adfærd i biofysisk variable miljøer på både befolkning og individuelle celle niveauer, er beskrevet.

Abstract

Cellernes evne til at migrere er afgørende i en lang række cellefunktioner hele livet fra fosterudvikling og sårheling til tumor og cancer metastaser. Trods intens forskningsindsats, de grundlæggende biokemiske og biofysiske principper cellemigration stadig ikke fuldt forstået, især i de fysiologisk relevante tredimensionale (3D) mikromiljøer. Her beskriver vi et in vitro assay designet til at tillade kvantitativ undersøgelse af 3D cellemigration adfærd. Metoden udnytter cellens mechanosensing evne og tilbøjelighed til at vandre ind tidligere ubesatte ekstracellulære matrix (ECM). Vi bruger invasion af meget invasive brystcancerceller, MDA-MB-231, i kollagengeler som et modelsystem. Kan overvåges Udbredelsen af ​​cellepopulationen og migrationen dynamik individuelle celler i løbet ugers dyrkning ved hjælp af live-cell imaging og analyseres for at udtrække spatiotemporally-løst data. EndvidereEr fremgangsmåden let at tilpasse til forskellige ekstracellulære matricer, hvilket giver en enkel, men effektiv måde at undersøge den rolle, biofysiske faktorer i mikromiljø på celle migration.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Migration af celler spiller en central rolle i forskellige fysiologiske reaktioner, såsom fosterudvikling, hæmostase, og immunrespons samt i patologiske processer, såsom vaskulære sygdomme, inflammation og cancer 1. Dissekere de biokemiske og biofysiske faktorer bag celle migration er derfor fundamentalt vigtigt ikke kun at forstå de grundlæggende principper for cellulære funktioner, men også at fremme forskellige biomedicinske applikationer, såsom i tissue engineering, anti-metastase og anti-inflammatorisk lægemiddeludvikling. Da in vivo observation er teknisk udfordrende, har en stor indsats været fokuseret på in vitro sammenfatning af celle migration.

In vitro-metoder til at studere celle migration er stort set udviklet til analyser på todimensionale (2D) overflader, især den bunden eller sårheling assay 2. Sådanne analyser giver simpel forsøgsopstilling, let hus-cell imaging, og give nyttig indsigt i forskellige biokemiske mekanismer bag celle migration. Men disse assays ikke højde for ekstracellulær matrix (ECM) arkitektur og remodeling, som er kritiske aspekter i forståelse in vivo migration. For nylig er det blevet stadig mere klart, at en 3D-kultur-model, ofte i collagen-baserede matricer 3, tilvejebringer en platform, der bedre ligner in vivo-situationen. Faktisk celler udviser migrational dynamik, der er forskellige fra dem på 2D overflader, især på grund af de forskellige dimensioner af miljøet 4. Desuden de biofysiske og mekaniske egenskaber af matrixen følsomt påvirke cellemigration 5, herunder i forbindelse med tumorcelleinvasion 6.

Her præsenterer vi en metode til at studere 3D celle migration adfærd i ECM med biofysiske egenskaber, der kan nemt varieres med forberedelse betingelser. Cellernepodet i en "indre gel" og får lov til at slippe ind og invadere den oprindeligt acellulær "ydre gel". Metoden bygger på cellens evne til at genkende tilstedeværelsen af, og tilbøjelighed til at vandre ind, cellefrie regioner i den ydre gel, som er tæt knyttet til celle mechanosensing 7. I denne undersøgelse beskæftiger vi kollagen netværk som de ECM'er invaderet af meget invasive brystkræftceller, MD-MBA-231. De mekaniske egenskaber og mikrostruktur af både de indre og ydre geler kan indstilles 8 og kendetegnet 9 for at opnå fysiologisk relevante betingelser. Genopbygning og analyse af celle spor tillader detaljerede kvantitative undersøgelse af spatiotemporale migration adfærd på både befolkningen og enkelte celle niveau. Vigtigt er det, at opsætning af koncentriske gelsystem efterligner in vivo væv topologi ved at migrere celler, især invaderer kræftceller, hvilket giver vigtig indsigt i konfronteretde fysiske mekanismer cellevandring og metastase.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Cell Høst

  1. Opnå MD-MBA-231-celler fra 37 ° C, 5% CO 2-inkubator. Frigør celler fra vævskulturplade anvendelse af 0,5% trypsin-EDTA-opløsning. Brug 1 ml trypsin-EDTA-opløsning for celle dyrket i en T25 kolbe.
  2. Pellet-celler i et 15 ml konisk rør ved centrifugering ved 200 x g i 4 min, aspireres supernatanten og resuspender cellerne i 5 ml dyrkningsmedium.
  3. Tæl celletæthed, ρ, anvendelse af et hæmocytometer.
    Bemærk: For at forberede celle-seedede indre gel, vil cellesuspensionen senere fortyndes 10 × at nå den endelige celle seeding tæthed. Derfor er 10 × koncentreret cellesuspension påkrævet.
  4. Beregn rumfanget af medium kræves for at opnå en koncentration 10 × celle:
    Ligning 1
    Bemærk: En endelig cellepodning massefylde, c endelig omkring 215; 10 6 celler / ml anbefales til MD-MBA-231-celler og anvendes i denne protokol. Kan også udforskes andre seeding tætheder for andre celletyper.
  5. Pellet celler en gang mere i et 15 ml konisk rør ved centrifugering ved 200 x g i 4 min, og aspireres supernatanten.
  6. Resuspender cellerne i den nødvendige mængde (V medium beregnet i trin 1.3) i serumfrit cellekulturmedium grundigt for at minimere celle sammenklumpning.
    Bemærk: Phenolrødt er auto-fluorescerende, og kan forstyrre fluorescens / reflektans billeddannelse. Anvendelse af phenolrødt-frit medium kan anses for at opnå bedste billedkvalitet.

2. Fremstilling af kollagen Solutions

  1. Opnå bestanden collagen opløsning, 10 × PBS-buffer, Milli-Q H 2 O, 0,1 M NaOH, og flere mikrocentrifugerør. Hold alle på is for at forhindre for tidlig polymerisation collagen og vedligeholde steril tilstand.
  2. Ækvilibrer en steril glas-nederste skål med præ-varme det i 37 ° C inkubator.
    Bemærk: Alle mængder i denne protokol er blevet optimeret til et glas-bund fad med 12 mm godt. Hvis der anvendes andre skålen typen, justere volumen tilsvarende.
  3. Beregn den nødvendige mængde er nødvendig for at fremstille 50 pi 2,4 mg / ml collagen opløsning for den indre gel (opløsning I) baseret på collagen lager koncentration.
    Bemærk: Andre kollagen koncentrationer for den indre gel kan også anvendes.
  4. I et sterilt miljø (typisk en biosikkerhed hætte), tilsættes langsomt 5 pi 10 x PBS-buffer til den nødvendige mængde af kollagen stamopløsning (beregnet i trin 2.3) med forsigtig omhvirvling. Sørg for at undgå luftbobler formation.
  5. Indstil blandingens pH til 7,4 ved anvendelse af 0,1 M NaOH under anvendelse af kalibreret pH-meter. Som en grov vejledning, bruge omkring 5 pi at bringe pH tæt på 7,4 (beløbet varierer afhængigt af bestanden koncentration og pH).
    Bemærk: Bemærk, at de mængder, der er involveret i dennetrin er for lille til brug af standard pH-meter. Brug en af ​​de følgende tricks:
    1. Forbered kollagen løsninger til flere prøver. PH justeres i bulk ved hjælp standard pH-meter og distribuere kollagen løsninger på tværs af prøverne.
    2. Alternativt justere pH af en collagen-opløsning i større volumen (i. E., Volumen, som tillader anvendelse af standard pH-meter). Bemærk mængde NaOH for at bringe pH til den endelige pH. Skaler ned mængderne og brug passende mængde NaOH til eksperimentet. Bekræft pH-værdi ved hjælp af lakmuspapir.
    3. Ellers brug en mikro-pH-elektrode til mere nøjagtigt at indstille pH-værdien af ​​små mængder.
  6. Bring opløsningen til et volumen på 45 pi ved anvendelse af H 2 O. Udfør alle trin på is for at forhindre for tidlig collagen polymerisation.

3. Dannelse af koncentriske Gel Kultur

  1. Tag den forvarmet glasbund fad (se trin 2.2) fra the inkubator.
  2. Tilsæt 5 pi 10 x koncentreret cellesuspension (fremstillet i trin 1.5) til opløsning I. Resuspender grundigt. Sørg for at undgå luftbobler formation. Blandingen har nu en volumen på 50 pi og indeholder slutkoncentrationen collagen (2,4 mg / ml) og celletæthed (c endelige = 2 x 10 6 celler / ml).
  3. Tilføj 20 pi af opløsningen celleholdige jeg langsomt til centrum af brønden, således at den danner et kuppelformet dråbe (figur 1A). Sørg for at undgå bobledannelse på dette trin. Hvis en boble formularer, omhyggeligt men hurtigt forsøge at enten brud det eller suge det ud ved hjælp af en pipette spids. Anbring forsigtigt skålen tilbage i inkubatoren for at lade den indre gel polymerisere i 45 minutter.
  4. Forbered opløsning O (til det ydre, acellulær kollagengel) omkring 15 minutter før afslutningen af ​​denne inkubation.
    Bemærk: Den ydre gel tilstand kan varieres i form af collagen koncentration og polymerisation pHfå netværk med forskellige mikrostrukturer 10. I denne protokol, fokusere på et 1,5-4,0 mg / ml collagen gel polymeriseret ved en pH-værdi på 7,4.
    1. Baseret på collagen stamkoncentration den beregne den nødvendige mængde er nødvendig for at fremstille 200 pi kollagenopløsning O ved slutkoncentrationen.
  5. Der tilsættes 20 pi 10 × PBS-buffer langsomt til den nødvendige mængde af kollagen stamopløsning (beregnet i trin 3.4) med forsigtig omrystning. Indstil blandingens pH til den endelige pH ved anvendelse af 0,1 M NaOH under anvendelse af kalibrerede pH-meter. Se bemærkning til trin 2.5 vedrørende pH-justering.
  6. Bring opløsningen til en endeligt volumen på 200 pi hjælp H 2 O. Udfør alle trin på is for at forhindre for tidlig collagen polymerisation.
  7. Tag skålen fra inkubatoren efter 45 min polymerisation af den indre gel (se trin 3.3). Forsigtigt tilføje 180 pi opløsning O på toppen af ​​den indre gel, således at opløsningen fuldstændig dækker den indreGel og fylder brønden (figur 1B).
    1. Udfør dette trin forsigtigt, uden at omrøring af opløsningen, hvilket kan føre til ikke-ensartede fiberorienteringer i den ydre gel. Vær omhyggelig med at undgå at røre den indre gel med en pipettespids, og for at undgå dannelse af bobler eller luftlommer. Hvis en boble formularer, omhyggeligt men hurtigt forsøge at enten brud det eller suge det ud ved hjælp af en pipette spids. Forsigtigt placere skålen tilbage i inkubatoren at lade den ydre gel polymerisere.
  8. Tag fadet fra inkubatoren efter 45 minutter af polymerisation. Gelen bør allerede være temmelig størknede på dette tidspunkt, selv om det stadig kan løsne sig fra undersiden, hvis de håndteres groft.
    1. Hæld forsigtigt 2 ml opvarmet celledyrkningsmedium i skålen (figur 1C). Sørg for, at gelen er helt nedsænket i mediet. Opdater medium hver 2 - 3 dag gennem varigheden af ​​kulturen.

4. Live-cell Imaging

  1. Udfør billeddannelse under anvendelse af et inverteret konfokal mikroskop udstyret med langsigtet live-cell imaging kapacitet. Omfatter en indbygget inkubation kammer med en temperatur (37 ° C) og CO 2 (5%) kontrol. Tænd mikroskopet og varme op på scenen mindst 1 time før start eksperimentet.
    Bemærk: Brug objektiv med lang arbejdsafstand at optimere observation og lokalisering af celler i 3D geler.
  2. Inkubér gelen i medium indeholdende 5 pi fluorescerende celle tracker farvestof i 30 minutter for at tillade nøjagtig lokalisering af cellerne i 3D-system. Efterfølgende fjernelse af ubundet farvestof ved vask tre gange med 1 × PBS. Bagefter tilsættes celledyrkningsmediet i skålen.
  3. Tag fadet fra inkubatoren og placere den på mikroskopbordet (figur 1D).
    Bemærk: Levende cell imaging kan starte i princippet lige efter polymerisation af den ydre gel. Men på dette punkt, cellerne In de indre gel har ikke spredes endnu. For at undersøge migrationen af ​​de første celler, der har invaderet den ydre gel, kan live-cell imaging starte 24 timer (afhængig af celletypen) efter initiering af kulturen. Som en grov vejledning, omkring 12-14 dages dyrkning er behov for de fleste af cellerne i den indre gel til at indtaste den ydre gel.
  4. Vælg Mængden af ​​Se (VOV s) i områder i den ydre gel omgiver den indre gel. Efter 24 timers inkubation vil cellepopulationen har spredt, krydsede grænsefladen mellem de indre og ydre geler, og begyndte at invadere ydre gel.
    1. For Vov s, omfatter gel regioner umiddelbart ved siden af gelen interface, mellemliggende regioner og regioner tæt på udkanten af den ydre gel 7. Ekskluder regioner tættere end 50 um fra bunden og sideflader samt fra toppen af ​​gelen, for at undgå mulige randeffekter. Hver Vov typisk måler 647 × 647 × 100 pm 3 (ix, y og z retninger, henholdsvis), med 5 um interval i z -stack.
  5. Sørg billedbehandlingstyper, kanaler / filtre, eksponeringstider og billedopløsninger udvælges korrekt. For label-fri billeddannelse af kollagen nettet, bruger konfokal reflektans mikroskopi samtidig i den time-lapse live-cell imaging.
  6. Tag eksempelbilleder, plotte intensitet histogrammer, og justere gevinster og forskydninger at observere tilstrækkelig signal og undgå mætning ved at sikre, at histogrammet ligger mellem nul og den maksimale intensitet. Du må ikke ændre disse indstillinger mere under hele forsøget.
  7. Tag tid-lapse billeder af de udvalgte Vov s, med et tidsinterval, Δ t, på 10 min i 8 timer (eller længere, hvis det er nødvendigt).

5. Cell Tracking og dataanalyse

  1. Udføre kvantitative billede efterbehandling fra z -stack billeder ved hjælp appropria te billedbehandling software.
    1. Segment af time-lapse billeder at vælge automatisk 3D celle positioner i (x, y, z, t).
    2. For hver ramme, manuelt tjekke lokalisering nøjagtighed og fjerne falske positiver grundet cellerester og cellulære fremspring, der kan have taget fejl for celler. Fjern proliferative celler fra analysen og split overlappende eller forbundne celler i adskilte objekter.
  2. Generere 3D time-lapse celle spor fra cellen koordinater (x, y, z, t) opnået i det foregående trin ved at forbinde placeringen af hver celle i tidssekvens.
  3. Eliminer tilfældige og systemet støj ved at fjerne spor kortere end en tærskel banelængde (typisk 20 min).
  4. Korrigere for prøve afdrift ved at fratrække de samlede netto forskydninger fra sporene, hvis det er nødvendigt.
  5. Beregn celle forskydning,Iles / ftp_upload / 52735 / 52735eq2.jpg "width =" 80 "/>, og cellevandring afstand, Ligning 3 Fra de observerede celle baner, hvor er en vektor, der repræsenterer 3D placeringen af ​​en celle på tid og er det samlede antal af tidspunkter.
    1. Beregn celle hastighed som S = d / (n • Δ t), hvor Δ t er tidsintervallet mellem rammer. Beregn cellemigration retningsbestemmelse (eller vedvarende) ved hjælp af P = af d / d. Denne enkle foranstaltning vedholdenhed indebærer, at P = 0 nettet forskydning er nul, og for P = 1 bane er en lige retningsbestemt linje.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den koncentriske gel assay præsenteres her blev udført under anvendelse af meget invasive brystcancerceller, MDA-MB-231, med 2,4 mg / ml indre kollagengel og cellepodning densitet = 2 x 10 6 celler / ml, som et eksempel. Som vist i figur 2, typisk efter et par dages dyrkning blev cellerne tilsidesat indre ydre gel interface og begyndte at invadere ydre gel. Cellepopulationen spredes overvejende radialt udad.

Polymerisationsbetingelserne af den ydre gel kan modificeres til at undersøge den rolle, densitet og mekaniske egenskaber af matrixen på cellemigration egenskaber. Figur 3 viser de bevægelser af de individuelle celler i ydre geler af 1,5 mg / ml, 2,4 mg / ml, og 4,0 mg / ml collagen, polymeriseret ved pH 7,4. Konfokale time-lapse billeder blev erhvervet til grænsen mellem den indre og ydre gel i 8 timer, og forskydningen af ​​cellerne i de tre forskellige kollagen koncentioner er angivet i hvide pile. Afhængigt af cellen podningstæthed og proliferation rate, ~ 200 individuelle celle baner kan typisk være ekstraheret og analyseret i hver prøve.

Vi kvantitativt analyseret celle baner i de 3 forskellige kollagen fusioner på grundlag af gennemsnitlig netto forskydning, distance, retningsbestemt vedholdenhed, og midlet fart over 8 timers imaging (Figur 4). Det blev observeret, at den gennemsnitlige forskydning og afstand var højest 4,0 mg / ml koncentration på 58 um og 141,5 um, henholdsvis, selvom der ikke var nogen signifikant forskel i forskydning og afstand mellem celler i 2,4 mg / ml og 4,0 mg / ml geler . I 1,5 mg / ml gel, den gennemsnitlige forskydning og afstand var mindste. Denne observation kan synes at modsige de seneste rapporter, der viser, at invasion effektiviteten falder i geler med stigende kollagen koncentration 11,12. Bemærk dog, at forskydningerne ogafstande i vores assay måles fra alle individuelle celle numre inden overvejende radialt udad migrerer befolkning. Disse parametre er derfor langt mindre modtagelige for den hurtigste bevægelse cellesubpopulation og er ikke helt domineret af stokastiske bevægelser.

I alle tilfælde er den samlede tilbagelagte afstand (figur 4B) var større end netto forskydning (figur 4A). Definition vedholdenhed simpelthen som forholdet mellem forskydning til afstand, opnåede vi vedvarende ~ 0,4 på tværs af alle gel forhold (figur 4C). Denne relativt lav persistens afspejler den iboende svage retningsbestemt migration af celler i vores assay. Vi forventer, at tilstedeværelsen af ​​retningsbestemte kemotaktiske stimuli eller biokemiske gradienter vil øge persistens, potentielt collagen koncentrationsafhængig måde. Desuden er vi også observeret, at den gennemsnitlige hastighed celle migration ikke ændredes væsentligt with koncentration collagen (figur 4D), sandsynligvis på grund af samspillet mellem matrix stivhed (hvilket øger med kollagen koncentration) og porestørrelse (som aftager med koncentrationen collagen) 10, samt spatiotemporale variation af migration egenskaber inden cellepopulationen 7. Den gennemsnitlige hastighed varierede mellem 31 um / time og 37,5 um / time, med en enkelt celle hastighed på 7 um / time minimum og et maksimum individuel celle hastighed på 114 um / time.

Figur 1
Figur 1. Skematisk af de trin, der er involveret i oprettelsen af koncentriske gel 3D migration assay. (A) Dannelse af den indre kollagengel i centrum af brønden i glasbund fad, som indeholder cellerne. (B) Dannelse af (acellulær) ydre kollagengel indkapsler den indregel. (C) nedsænkning af gelerne i cellekulturmedium. Cellerne får derefter lov at ækvilibrere og vedhæfte til den omgivende fibrøse matrix. Dette trin kan tage et par timer op til 1 dag efter indledningen af gel polymerisation. (D) live-cell imaging, overvågning spredning af cellepopulationen i den ydre gel.

Figur 2
Figur 2. Spredning af cellepopulation. (A) Efter 12 dages dyrkning var MDA-MB-231-celler tilsidesat indre ydre gel interface (grøn stiplet linie) og invaderede udad i den oprindeligt acellulær ydre gel (skala bar = 200 um). De lysere områder er områder besat af celler, mens de mørkere områder er cellefrie regioner i denne fase kontrast billede. De gule rektangler repræsenterer Vov er af interesse, hvor kræftcelle invasion 3D blev overvåget. CELLS migreret overvejende radialt udad, som angivet med pilene (B) overlejring af konfokal fluorescens billede af de vandrende MDA-MB-231-celler (rød, gul, når overlejret med grøn pseudo-farvet collagen). og reflektans billede af collagen matrix ( grøn). Pilene peger på migration retning af individuelle celler inden for et tidsrum af 5 timer. Scale bar = 50 um. (C) fra Time-lapse billeder, kan der opnås spor af cellerne. Her celle spor er farvekodede for tiden, som angivet af farve bar (tidsplaner = 8 timer). Tilpasset fra Sun et al 7,10. Klik her for at se en større udgave af dette tal.

Figur 3
Figur 3. Cell bevægelse i forskellige kollagengel tætheder. Klik her for at se en større udgave af dette tal.

Figur 4
Figur 4. Analyse af celle migration baner. De migration baner for de enkelte MD-MBA-231-celler over 8 timer blev talmæssige (A) net forskydning, (B) afstand, (C) Persistens og (D) betyder hastighed for forskellige ydre gel kollagen koncentrationer: 1,5 mg / ml, 2,4 mg / ml og 4,0 mg /ml. Time-lapse billeder blev erhvervet nær grænsefladen mellem de indre og ydre geler. Data er gennemsnit ± standardfejl af middelværdien (SEM) fra mere end 200 celle baner i 3 uafhængige eksperimenter i hver tilstand. Stjerner (*) angiver statistisk signifikant forskel (p-værdi <0,01).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at afsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takker W. Sun og K. Jansen for de kritiske diskussioner, og anerkende støtte fra Nano Biomekanik Lab på National University of Singapore. NAK anerkender støtte fra et Marie Curie IIF Fellowship.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cell culture incubator Fisher Scientific Pte Ltd Model: 371, S/No 318854-6055
Confocal microscope Nikon A1R Inverted confocal laser scanning microscope equipped with incubator chamber
Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) Life Technologies 11965-092
Fetal Bovine Serum (FBS) Life Technologies 10082-147
Fluorescent CellTracker dye CMTMR Life Technologies C2927
Glass-bottom dish IWAKI Cell Biology 3931-035 35 mm diameter dish with 12 mm diameter glass-bottom well
Hemocytometer iN CYTO DHC-N01 (Neubauer Improved)
Microprocessor pH meter Hanna Instruments pH 211
Nutragen Collagen Advanced BioMatrix #5010-D Acid-solubilized bovine collagen type I (stock pH ~ 2)
Objective lens Nikon CFI Super Plan Fluor ELWD ADM 20XC, W.D. 8.2-6.9mm, NA 0.45.
Penicillin-Streptomycin Life Technologies 15140-122
pH meter Sartorius S/No 29153352 Basic pH Meter PB-11
Trypsin-EDTA Life Technologies 15400-054

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Horwitz, R., Webb, D. Cell migration. Curr Biol. 13, (19), R756-R759 (2003).
  2. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nat. Protoc. 2, (2), 329-333 (2007).
  3. Provenzano, P. P., Eliceiri, K. W., Inman, D. R., Keely, P. J. Engineering three-dimensional collagen matrices to provide contact guidance during 3D cell migration. Curr. Prot. Cell Biol. 10, 10-17 (2010).
  4. Friedl, P., Sahai, E., Weiss, S., Yamada, K. M. New dimensions in cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, (11), 743-747 (2012).
  5. Grinnell, F., Petroll, W. M. Cell motility and mechanics in three-dimensional collagen matrices. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 26, 335-361 (2010).
  6. Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nat. Rev. Cancer. 11, (7), 512-522 (2011).
  7. Sun, W., Kurniawan, N. A., Kumar, A. P., Rajagopalan, R., Lim, C. T. Effects of migrating cell-induced matrix reorganization on 3D cancer cell migration. Cell. Mol. Bioeng. 7, (2), 205-217 (2014).
  8. Achilli, M., Mantovani, D. Tailoring mechanical properties of collagen-based scaffolds for vascular tissue engineering: the effects of pH, temperature and ionic strength on gelation. Polymers. 2, (4), 664-680 (2010).
  9. Kurniawan, N. A., Wong, L. H., Rajagopalan, R. Early stiffening and softening of collagen: interplay of deformation mechanisms in biopolymer networks. Biomacromolecules. 13, (3), 691-698 (2012).
  10. Sun, W., Lim, C. T., Kurniawan, N. A. Mechanistic adaptability of cancer cells strongly affects anti-migratory drug efficacy. J. R. Soc. Interface. 11, (99), 20140638 (2014).
  11. Guzman, A., Ziperstein, M. J., Kaufman, L. J. The effect of fibrillar matrix architecture on tumor cell invasion of physically challenging environments. Biomaterials. 35, (25), 6954-6963 (2014).
  12. Wolf, K., et al. Physical limits of cell migration: control by ECM space and nuclear deformation and tuning by proteolysis and traction force. J. Cell Biol. 201, (7), 1069-1084 (2013).
  13. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, (7), 445-457 (2009).
  14. Vedula, S. R. K., Ravasio, A., Lim, C. T., Ladoux, B. Collective cell migration: a mechanistic perspective. Physiology. 28, (6), 370-379 (2013).
  15. Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. Random versus directionally persistent cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, (8), 538-549 (2009).
  16. Miron-Mendoza, M., Seemann, J., Grinnell, F. The differential regulation of cell motile activity through matrix stiffness and porosity in three dimensional collagen matrices. Biomaterials. 31, (25), 6425-6435 (2010).
  17. Mouw, J. K., et al. Tissue mechanics modulate microRNA-dependent PTEN expression to regulate malignant progression. Nat. Med. 20, (4), 360-367 (2014).
  18. Wolf, K., et al. Collagen-based cell migration models in vitro and in vivo. Semin. Cell Dev. Biol. 20, (8), 931-941 (2009).
  19. Wong, L. H., Kurniawan, N. A., Too, H. -P., Rajagopalan, R. Spatially resolved microrheology of heterogeneous biopolymer hydrogels using covalently bound microspheres. Biomech. Model. Mechanobiol. 13, (4), 839-849 (2014).
  20. Gupton, S. L., Waterman-Storer, C. M. Spatiotemporal feedback between actomyosin and focal-adhesion systems optimizes rapid cell migration. Cell. 125, (7), 1361-1374 (2006).
  21. Provenzano, P. P., Inman, D. R., Eliceiri, K. W., Trier, S. M., Keely, P. J. Contact guidance mediated three-dimensional cell migration is regulated by Rho/ROCK-dependent matrix reorganization. Biophys. J. 95, (11), 5374-5384 (2008).
  22. Wolf, K., et al. Multi-step pericellular proteolysis controls the transition from individual to collective cancer cell invasion. Nat. Cell Biol. 9, (8), 893-904 (2007).
  23. Jansen, K. A., Bacabac, R. G., Piechocka, I. K., Koenderink, G. H. Cells actively stiffen fibrin networks by generating contractile stress. Biophys. J. 105, (10), 2240-2251 (2013).
Koncentrisk Gel System til Undersøgelse den biofysiske rolle Matrix mikromiljø på 3D Cell Migration
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kurniawan, N. A., Chaudhuri, P. K., Lim, C. T. Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration. J. Vis. Exp. (98), e52735, doi:10.3791/52735 (2015).More

Kurniawan, N. A., Chaudhuri, P. K., Lim, C. T. Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration. J. Vis. Exp. (98), e52735, doi:10.3791/52735 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter