Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Bioengineering

Konsentriske Gel System for å studere den Biofysikalsk rolle Matrix mikromiljøet på 3D-Cell Migration

doi: 10.3791/52735 Published: April 3, 2015

Summary

De mekaniske egenskapene og mikrostrukturen av den ekstracellulære matriks sterkt påvirke 3D migrering av celler. En in vitro fremgangsmåte for å studere den tid og rom cellemigrering oppførsel i biophysically variable omgivelser, både befolkning og individuelle cellenivå, er beskrevet.

Abstract

Evnen av celler til å migrere er avgjørende i en rekke cellefunksjoner gjennom hele livet fra embryoutvikling og sårheling til tumormetastase og kreft. Til tross for intense forskningsinnsats, de grunnleggende biokjemiske og biofysiske prinsipper for cellemigrering er fortsatt ikke fullstendig forstått, spesielt i fysiologisk relevante tre-dimensjonale (3D) microenvironments. Her beskriver vi en in vitro analyse utformet for å tillate kvantitativ undersøkelse av 3D-cellemigrering atferd. Metoden utnytter cellens mechanosensing evne og tilbøyelighet til å migrere inn tidligere ledig ekstracellulære matrise (ECM). Vi bruker invasjonen av meget invasiv brystkreft celler, MDA-MB-231, i kollagen geler som et modellsystem. Spredningen av cellepopulasjon og migrasjons dynamikken i enkeltceller i løpet av uker med kultur kan overvåkes ved hjelp av levende celle bildebehandling og analysert for å trekke spatiotemporally-løst data. DessMetoden er lett å tilpasse for ulike ekstracellulære matriser, og dermed tilby en enkel, men effektiv måte å undersøke hvilken rolle biofysiske faktorer i mikromiljøet på celle migrasjon.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Migrering av celler spiller en sentral rolle i forskjellige fysiologiske responser som embryonisk utvikling, hemostase og immunrespons, samt i patologiske prosesser slik som vaskulære sykdommer, inflammasjon, cancer og en. Dissekere de biokjemiske og biofysiske faktorer underliggende cellemigrasjon er derfor grunnleggende viktig ikke bare for å forstå de grunnleggende prinsippene for cellulære funksjoner, men også for å fremme ulike biomedisinske applikasjoner, for eksempel i tissue engineering, anti-metastaser og anti-inflammatorisk narkotika utvikling. Siden in vivo observasjon er teknisk utfordrende, har mye av arbeidet vært fokusert på in vitro gjentagelse av celle migrasjon.

In vitro-metoder for å studere cellemigrasjon har i stor grad blitt utviklet for analyser på todimensjonale (2D) overflater, særlig scratch eller sårheling analysen to. Slike analyser har enkel eksperimentelt oppsett, lett live-celle bildebehandling, og gir nyttig innsikt i ulike biokjemiske mekanismene bak cellemigrasjon. Men disse analysene ikke står for ekstracellulære matrise (ECM) arkitektur og ombygging, som er kritiske aspekter i forståelse in vivo migrasjon. Nylig er det blitt stadig mer verdsatt at en 3D-modell kultur, gjerne i kollagenbaserte matriser 3, tilveiebringer en plattform som bedre ligner in vivo situasjonen. Faktisk, celler vise migrational dynamikk som er forskjellig fra de på 2D overflater, spesielt på grunn av ulike dimensionality av miljøet fire. Videre har de biofysiske og mekaniske egenskaper av matrisen følsomt påvirke cellemigrering 5, blant annet i forbindelse med tumorcelle-invasjon 6.

Her presenterer vi en metode for å studere 3D celle migrasjon atferd i ECM med biofysiske egenskaper som kan være lett variert med forberedelser forhold. Celleneseedet i en "indre gel", og får lov til å slippe inn og invadere utgangspunktet acellulær "ytre gel". Metoden baserer seg på cellens evne til å gjenkjenne tilstedeværelsen av, og tilbøyelighet til å migrere inn, cellefrie områder i den ytre gel, som er nært knyttet til celle mechanosensing 7. I denne studien, ansetter vi kollagen-nettverk som de ECM'er invadert av svært invasiv brystkreft celler, MD-MBA-231. De mekaniske egenskapene og mikrostrukturen til både de indre og ytre geler kan være innstilt 8 og 9, karakterisert å oppnå fysiologisk relevante betingelser. Rekonstruksjon og analyse av celle spor tillate detaljert kvantitativ undersøkelse av tid og rom migrasjon atferd på både befolkningsnivå og enkelt celle nivå. Viktigere, oppsettet av den konsentriske gel system ligner in vivo vev topologi møtt av migrerende celler, spesielt invaderende kreftceller, og tilbyr dermed viktig innsikt itil de fysiske mekanismer for cellemigrasjon og metastase.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Cell Høsting

  1. Skaff MD-MBA-231 celler fra 37 ° C, 5% CO 2 inkubator. Løsne cellene fra vevskulturplate ved hjelp av 0,5% Trypsin-EDTA-løsning. Bruker 1 ml av trypsin-EDTA-oppløsning for celle dyrket i en T25-kolbe.
  2. Pellet-celler i en 15 ml konisk rør ved sentrifugering ved 200 x g i 4 minutter, supernatanten aspireres og resuspender cellene i 5 ml kulturmedium.
  3. Telle celletetthet, ρ, ved hjelp av et hemocytometer.
    Merk: For å forberede celle-seeded indre gel, vil cellesuspensjonen senere fortynnes 10 × å nå finalen celle seeding tetthet. Derfor er 10 x konsentrert cellesuspensjon nødvendig.
  4. Beregn volum av medium som kreves for å oppnå en 10 x cellekonsentrasjon:
    Ligning 1
    Merk: En endelig celle seeding tetthet, c endelig, på rundt 215; 10 6 celler / ml er anbefalt for MD-MBA-231-celler og brukes i denne protokollen. Andre seeding tettheter kan også utforskes for andre celletyper.
  5. Pellet cellene én gang i et 15 ml konisk rør ved sentrifugering ved 200 x g i 4 minutter, og aspirere supernatanten.
  6. Resuspender cellene i den nødvendige mengde (V medium beregnet i trinn 1.3) i serumfritt cellekulturmedium grundig for å minimalisere celleklumpdannelse.
    Merk: Fenolrødt er auto-fluorescerende, og kan forstyrre fluorescens / refleksjon bildebehandling. Bruk av fenolrødt-fritt medium kan anses for å oppnå best mulig bildekvalitet.

2. Fremstilling av kollagenløsninger

  1. Skaff aksjen kollagen løsning, 10 × PBS buffer, Milli-Q H 2 O, 0,1 M NaOH, og flere mikrosentrifugerør. Hold alt på is for å hindre for tidlig kollagen polymerisasjon, og opprettholde steril tilstand.
  2. Stabilisere en steril glass-bunn fatet ved forvarme den i 37 ° C inkubator.
    Merk: Alle volumer i denne protokollen er optimalisert for en glassbunn tallerken med 12 mm også. Hvis annen type servise brukes, justere volum tilsvarende.
  3. Beregn nødvendig volum for å fremstille 50 ul 2,4 mg / ml kollagen løsning for den indre gel (løsning I) basert på kollagen lager konsentrasjon.
    Merk: Andre kollagenkonsentrasjoner for den indre gel kan også brukes.
  4. I et sterilt miljø (typisk en biosikkerhet hette), tilsett langsomt 5 pl 10 x PBS-buffer til den påkrevde mengde kollagen stamløsning (beregnet i trinn 2.3) med forsiktig virvling. Ta vare for å unngå luft bobledannelse.
  5. Juster pH i blandingen til 7,4 ved bruk av 0,1 M NaOH ved bruk av kalibrert pH-meter. Som en røff guide, bruker ca 5 mL å bringe pH nær 7,4 (beløpet varierer avhengig av lager konsentrasjon og pH).
    Merk: Legg merke til at volumene er involvert i dettetrinn er for liten for bruk av standard pH-meter. Bruk en av følgende triks:
    1. Forbered kollagen løsninger for flere prøver. Justere pH i bulk ved hjelp av standard pH-meter og distribuere kollagen løsninger på tvers av prøvene.
    2. Alternativt, justere pH i en kollagen-oppløsning i større volum (i. E., Volum som tillater bruk av standard pH-meter). Legg merke til den mengde NaOH som er nødvendig for å bringe pH-verdien til den endelige pH-verdi. Skalere ned volumene og bruk riktig mengde NaOH for forsøket. Bekreft pH-verdien ved hjelp av lakmuspapir.
    3. Ellers bruker en mikro-pH-elektrode for mer nøyaktig å justere pH i små mengder.
  6. Bring løsningen til et volum på 45 pl ved bruk av H 2 O. Utføre alle trinnene på is for å hindre for tidlig kollagen polymerisasjon.

3. Dannelse av Concentric Gel Culture

  1. Ta forvarmet glass-bottom fatet (se trinn 2.2) fra the kuvøse.
  2. Tilsett 5 ul av 10 x konsentrert cellesuspensjon (fremstilt i trinn 1.5) til løsningen I. Resuspender grundig. Ta vare for å unngå luft bobledannelse. Blandingen har nå et volum på 50 ul og inneholder sluttkonsentrasjon kollagen (2,4 mg / ml) og celletetthet (c endelige = 2 x 10 6 celler / ml).
  3. Tilsett 20 pl av celle-inneholdende oppløsning i sakte til midten av brønnen, slik at den danner en kuppelformet dråpe (figur 1A). Ta vare å unngå bobledannelse på dette trinnet. Hvis en boble former, nøye, men raskt prøve å enten briste det eller suge den ut ved hjelp av en pipette. Forsiktig plassere parabolen tilbake i kuvøse for å la den indre gel polymerisere i 45 min.
  4. Forbered løsning O (for det ytre, acellulær kollagen-gel) ca 15 min før slutten av denne inkubering trinn.
    Merk: Den ytre gel tilstand kan varieres i form av kollagen konsentrasjon og polymerisasjon pH tilskaffe nettverk med forskjellige mikrostrukturer 10. I denne protokoll, fokusere på en 1,5 til 4,0 mg / ml kollagen-gel polymerisert ved en pH-verdi på 7,4.
    1. Basert på kollagen lager konsentrasjon, beregne det nødvendige volum for å fremstille 200 ul av kollagenløsning O på sluttkonsentrasjon.
  5. Tilsett 20 pl av 10 x PBS-buffer sakte til den nødvendige mengden av kollagen stamløsning (beregnet i trinn 3.4) med forsiktig virvling. Juster pH i blandingen til den endelige pH-verdi ved anvendelse av 0,1 M NaOH ved bruk av kalibrert pH-meter. Se note til trinn 2.5 angående pH-justering.
  6. Bring løsningen til et sluttvolum på 200 ul ved bruk av H 2 O. Utføre alle trinnene på is for å hindre for tidlig kollagen polymerisasjon.
  7. Ta formen fra inkubatoren etter 45 min polymerisering av den indre gel (se trinn 3.3). Tilsett 180 ul av løsningen O på toppen av den indre gel, slik at oppløsningen fullstendig dekker den indregel og fyller opp brønnen (figur 1B).
    1. Dette utføres forsiktig uten omrøring av oppløsningen, noe som kan føre til ikke-ensartet fiberorienteringer i den ytre gel. Pass på å unngå å berøre den indre gel med en pipette tips, og for å unngå dannelse av bobler eller luftlommer. Hvis en boble former, nøye, men raskt prøve å enten briste det eller suge den ut ved hjelp av en pipette. Forsiktig plassere parabolen tilbake i kuvøse for å la den ytre gel polymerisere.
  8. Ta parabolen fra inkubatoren etter 45 minutter av polymerisasjon. Gelen bør allerede være ganske størknet på dette tidspunkt, selv om det fortsatt kan løsne fra bunnflaten hvis hardhendt behandling.
    1. Forsiktig helle 2 ml varmet cellekulturmedium til fatet (figur 1C). Pass på at gelen er helt nedsenket i mediet. Oppdatere medium hver 2 - 3 dager under hele kulturen.

4. Live-celle Imaging

  1. Utføre bildebehandling ved hjelp av en invertert konfokal mikroskop utstyrt med langsiktig live cell imaging evne. Omfatte en innebygd inkubasjon kammer med en temperatur (37 ° C) og CO2 (5%) kontroll. Slå på mikroskopet, og varme opp den fasen minst 1 time før forsøket.
    Merk: Bruk objektiv med lang arbeidsavstand for å optimalisere observasjon og lokalisering av celler i 3D-geler.
  2. Inkuber gelen i medium inneholdende 5 ul av celle tracker fluorescerende fargestoff i 30 min for å tillate nøyaktig lokalisering av celler i 3D-systemet. Deretter fjerne ubundet fargestoff ved å vaske tre ganger med 1 × PBS. Etterpå legger celledyrkingsmedium til parabolen.
  3. Ta parabolen fra inkubatoren og plassere den på mikroskopet scenen (figur 1D).
    Merk: Levende celle avbildning kan starte i prinsippet like etter at polymeriseringen av den ytre gel. Men på dette punktet, cellene In de indre gel ikke har spredt seg ennå. For å undersøke migrasjons av de første celler som har invadert den ytre gel, kan levende celler avbildning start 24 timer (avhengig av celletype) etter initiering av kulturen. Som en grov veiledning, ca. 12 - 14 dager av kulturen er nødvendig for de fleste av cellene i den indre gel for å angi den ytre gel.
  4. Velg Volumes of View (VoV s) i regionene i ytre gel rundt indre gel. Etter 24 timers inkubasjon, vil cellepopulasjonen har spredd seg, krysset grensesnittet mellom de indre og ytre geler, og begynte å invadere den ytre gel.
    1. For VoV tallet, inkluderer gel regionene umiddelbart ved siden av gel-grensesnittet, mellomliggende regioner, og regioner nær utkanten av den ytre gel 7. Ekskludere regioner nærmere enn 50 um fra overflatene bunn og side, så vel som fra toppen av gelen, for å unngå mulige kanteffektene. Hver VoV måler vanligvis 647 × 647 × 100 mikrometer 3 (i x, y og z retninger, henholdsvis), med fem mikrometer intervall i z -stack.
  5. Sørg avbildningsmodi, kanaler / filtre, eksponeringstider, og bildeoppløsninger er riktig valgt. For label-fri avbildning av kollagen nettverk, bruker konfokal refleksjon mikros samtidig under time-lapse levende celle bildebehandling.
  6. Ta eksempelbilder, plotte intensitets histogrammer, og justere gevinster og forskyvninger å observere tilstrekkelig signal og unngå metning ved å sikre at histogrammet ligger mellom null og maksimal intensitet. Ikke endre disse innstillingene noe mer under hele forsøket.
  7. Ta time-lapse bilder av de valgte vov-tallet, med et tidsintervall, Δ t, 10 min for 8 timer (eller lenger om nødvendig).

5. Cell Tracking og dataanalyse

  1. Gjennomføre kvantitative bilde etterbehandling fra z -stack bilder ved hjelp appropria te bildebehandling.
    1. Segmentet time-lapse bilder å velge automatisk 3D-celle stillinger i (x, y, z, t).
    2. For hver ramme, sjekk lokalisering nøyaktighet manuelt og fjerne falske positiver på grunn av cellerester og cellulære utstikkere som kan ha blitt tatt for cellene. Fjern proliferative celler fra analyse og dele overlappende eller tilkoblede celler inn i forskjellige gjenstander.
  2. Generere 3D-time-lapse celle spor fra celle koordinater (x, y, z, t) oppnådd i det foregående trinn ved å koble plasseringen av hver enkelt celle i tidssekvens.
  3. Eliminere tilfeldig og systemstøy ved å fjerne spor som er kortere enn en terskelsporlengde (typisk 20 minutter).
  4. Korrigere for prøven avdrift ved å subtrahere den samlede netto forskyvninger fra sporene om nødvendig.
  5. Beregne celle forskyvning,iles / ftp_upload / 52735 / 52735eq2.jpg "width =" 80 "/>, og cellemigrasjon avstand, Ligning 3 Fra de observerte celle baner, der er en vektor som representerer den 3D plassering av en celle i gangen, og er det totale antall tidspoeng.
    1. Beregne celle hastighet som S = d / (n • Δ t), der Δ t er tidsintervallet mellom rammer. Beregne cellemigrasjon retnings (eller utholdenhet) med P = DD / d. Denne enkle mål på utholdenhet innebærer at for P = 0 nettoforskyvningen er null, og for P = 1 banen er en rett linje retnings.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den konsentriske gel-analyse som presenteres her ble utført ved anvendelse av meget invasiv brystkreft celler, MDA-MB-231, med 2,4 mg / ml kollagen indre gel og en celletetthet på seeding = 2 x 10 6 celler / ml, som et eksempel. Som vist i figur 2, vanligvis etter noen få dagers dyrking ble cellene brutt indre-ytre gel-grensesnitt og begynte å invadere den ytre gel. Cellepopulasjonen spredt hovedsakelig radielt utover.

Polymerisasjonsbetingelsene i den ytre gel kan bli modifisert for å studere rollen til tetthet og mekaniske egenskaper av matrisen på cellemigreringsegenskaper. Figur 3 viser bevegelsene av de enkelte celler i ytre geler av 1,5 mg / ml, 2,4 mg / ml, og 4,0 mg / ml kollagen, polymerisert ved pH 7,4. Konfokale time-lapse bilder ble kjøpt på grensen mellom den indre og ytre gel i 8 timer, og forskyvning av cellene i de tre forskjellige kollagen konsenrasjoner er indikert i hvite piler. Avhengig av celletetthet og såing proliferasjonsrate, ~ 200 individuelle celle baner kan typisk bli ekstrahert og analysert i hver prøve.

Vi analysert kvantitativt celle baner i tre forskjellige kollagen konsentrasjoner i form av gjennomsnittlig netto fortrengning, distanse, retnings utholdenhet, og mener hastighet over 8 timer med bildebehandling (figur 4). Det ble observert at den midlere forskyvningsavstand og var høyest for 4,0 mg / ml konsentrasjon ved 58 um og 141,5 nm henholdsvis, selv om det ikke var noen betydelig forskjell i forskyvnings og avstanden mellom celler i 2,4 mg / ml og 4,0 mg / ml gel . I 1,5 mg / ml gel, den midlere forskyvning og avstanden er minst. Denne observasjonen kan synes å motsi siste rapportene som viser at invasjonen effektivitet avtar i gels med økende kollagen konsentrasjon 11,12. Vær imidlertid oppmerksom på at forskyvninger ogavstander i vår analyse måles fra alle individuelle celle spor innen overveiende radielt utover migrere befolkning. Disse parametrene er derfor mye mindre utsatt for raske bevegelse celle subpopulasjon og er ikke fullstendig dominert av stokastiske bevegelser.

I alle tilfeller er den totale distanse (figur 4B) var større enn netto fortrengning (figur 4A). Definere utholdenhet ganske enkelt som forholdet mellom forskyvningen til avstand, erholdt vi persistens av ~ 0,4 tvers av gel-forhold (Figur 4C). Denne relativt lav utholdenhet reflekterer den iboende svake retnings migrering av cellene i vår analyse. Vi forventer at tilstedeværelsen av retnings kjemotaktiske stimuli eller biokjemiske gradienter vil øke utholdenhet, potensielt i kollagen konsentrasjonsavhengig måte. Videre også observerte vi at gjennomsnittlig hastighet på celle migrasjon ikke vesentlig endre with kollagenkonsentrasjon (figur 4D), sannsynligvis på grunn av samspillet mellom matrise stivhet (som øker med kollagenkonsentrasjon) og porestørrelse (som avtar med kollagenkonsentrasjon) 10, så vel som tid og rom variasjon av migreringsegenskaper innenfor cellepopulasjonen 7. Den midlere hastighet varierte mellom 31 um / time og 37,5 um / time, med et minimum av enkeltceller hastighet på 7 um / time og en maksimum cellehastighet på 114 um / time.

Figur 1
Figur 1. Skjematisk av trinnene involvert i å sette opp den konsentriske gel 3D-migrasjonsanalyse. (A) Dannelse av den indre kollagen-gel i sentrum av brønnen i glassbunn fatet, inneholdende cellene. (B) Dannelse av (acellulær) ytre kollagen gel innkapsle den indregel. (C) Nedsenking av gelene i cellekulturmedium. Cellene blir deretter modnes og fester seg til de omkringliggende fibrøse matrise. Dette trinnet kan ta noen timer opp til 1 dag etter initiering av gel polymerisasjon. (D) Levende-celle bildebehandling, overvåking av spredning av cellepopulasjonen i den ytre gel.

Figur 2
Figur 2. Spredning av cellepopulasjon. (A) Etter 12 dagers dyrking, hadde MDA-MB-231-celler brutt indre-ytre gel-grensesnitt (grønn stiplet linje) og invaderte utad inn i den opprinnelig acellulær ytre gel (Målestokk = 200 um). De lysere områdene er områder okkupert av celler, mens de mørkere områdene er cellefrie områdene i denne fasen kontrast. De gule rektangler representerer vov er av interesse, der 3D kreftcelle invasjon ble overvåket. Den cells migrert hovedsakelig radialt utover, som antydet med pilene (B) overlapping av konfokal fluorescens bilde av de trekkende MDA-MB-231-celler (rød, gul når den dekkes med grønt pseudo-farget kollagen). og reflektans bilde av kollagen matriks ( grønn). Pilene peker på migreringsretningen av individuelle celler innenfor et tidsrom på 5 timer. Skala bar = 50 mikrometer. (C) Fra time-lapse bilder, kan spor av cellene oppnås. Her celle sporene er fargekodet for tiden, som indikert av fargelinjen (tidsskala = 8 timer). Tilpasset fra Sun et al 7,10. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 3
Figur 3. Cell bevegelse i ulike kollagen gel tettheter. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 4
Figur 4. Analyse av celle migrasjon baner. De migrasjon baner av de enkelte MD-MBA-231 celler over 8 timer ble kvantifisert i form av (A) netto fortrengning, (B) avstand, (C) utholdenhet, og (D) betyr hastighet for forskjellige ytre gel kollagenkonsentrasjon: 1,5 mg / ml, 2,4 mg / ml og 4,0 mg /ml. Time-lapse bilder ble kjøpt nær grensesnittet av de indre og ytre geler. Dataene er gjennomsnitt ± standardavvik av gjennomsnittet (SEM) oppnådd fra mer enn 200 celle baner i tre uavhengige forsøk i hver tilstand. Stjernene (*) angir signifikant forskjell (p-verdi <0,01).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takker W. Sun og K. Jansen for de kritiske diskusjonene, og erkjenner støtte av Nano Biomechanics Lab ved National University of Singapore. NAK erkjenner støtte av et Marie Curie IIF Fellowship.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cell culture incubator Fisher Scientific Pte Ltd Model: 371, S/No 318854-6055
Confocal microscope Nikon A1R Inverted confocal laser scanning microscope equipped with incubator chamber
Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) Life Technologies 11965-092
Fetal Bovine Serum (FBS) Life Technologies 10082-147
Fluorescent CellTracker dye CMTMR Life Technologies C2927
Glass-bottom dish IWAKI Cell Biology 3931-035 35 mm diameter dish with 12 mm diameter glass-bottom well
Hemocytometer iN CYTO DHC-N01 (Neubauer Improved)
Microprocessor pH meter Hanna Instruments pH 211
Nutragen Collagen Advanced BioMatrix #5010-D Acid-solubilized bovine collagen type I (stock pH ~ 2)
Objective lens Nikon CFI Super Plan Fluor ELWD ADM 20XC, W.D. 8.2-6.9mm, NA 0.45.
Penicillin-Streptomycin Life Technologies 15140-122
pH meter Sartorius S/No 29153352 Basic pH Meter PB-11
Trypsin-EDTA Life Technologies 15400-054

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Horwitz, R., Webb, D. Cell migration. Curr Biol. 13, (19), R756-R759 (2003).
  2. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nat. Protoc. 2, (2), 329-333 (2007).
  3. Provenzano, P. P., Eliceiri, K. W., Inman, D. R., Keely, P. J. Engineering three-dimensional collagen matrices to provide contact guidance during 3D cell migration. Curr. Prot. Cell Biol. 10, 10-17 (2010).
  4. Friedl, P., Sahai, E., Weiss, S., Yamada, K. M. New dimensions in cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, (11), 743-747 (2012).
  5. Grinnell, F., Petroll, W. M. Cell motility and mechanics in three-dimensional collagen matrices. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 26, 335-361 (2010).
  6. Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nat. Rev. Cancer. 11, (7), 512-522 (2011).
  7. Sun, W., Kurniawan, N. A., Kumar, A. P., Rajagopalan, R., Lim, C. T. Effects of migrating cell-induced matrix reorganization on 3D cancer cell migration. Cell. Mol. Bioeng. 7, (2), 205-217 (2014).
  8. Achilli, M., Mantovani, D. Tailoring mechanical properties of collagen-based scaffolds for vascular tissue engineering: the effects of pH, temperature and ionic strength on gelation. Polymers. 2, (4), 664-680 (2010).
  9. Kurniawan, N. A., Wong, L. H., Rajagopalan, R. Early stiffening and softening of collagen: interplay of deformation mechanisms in biopolymer networks. Biomacromolecules. 13, (3), 691-698 (2012).
  10. Sun, W., Lim, C. T., Kurniawan, N. A. Mechanistic adaptability of cancer cells strongly affects anti-migratory drug efficacy. J. R. Soc. Interface. 11, (99), 20140638 (2014).
  11. Guzman, A., Ziperstein, M. J., Kaufman, L. J. The effect of fibrillar matrix architecture on tumor cell invasion of physically challenging environments. Biomaterials. 35, (25), 6954-6963 (2014).
  12. Wolf, K., et al. Physical limits of cell migration: control by ECM space and nuclear deformation and tuning by proteolysis and traction force. J. Cell Biol. 201, (7), 1069-1084 (2013).
  13. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, (7), 445-457 (2009).
  14. Vedula, S. R. K., Ravasio, A., Lim, C. T., Ladoux, B. Collective cell migration: a mechanistic perspective. Physiology. 28, (6), 370-379 (2013).
  15. Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. Random versus directionally persistent cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, (8), 538-549 (2009).
  16. Miron-Mendoza, M., Seemann, J., Grinnell, F. The differential regulation of cell motile activity through matrix stiffness and porosity in three dimensional collagen matrices. Biomaterials. 31, (25), 6425-6435 (2010).
  17. Mouw, J. K., et al. Tissue mechanics modulate microRNA-dependent PTEN expression to regulate malignant progression. Nat. Med. 20, (4), 360-367 (2014).
  18. Wolf, K., et al. Collagen-based cell migration models in vitro and in vivo. Semin. Cell Dev. Biol. 20, (8), 931-941 (2009).
  19. Wong, L. H., Kurniawan, N. A., Too, H. -P., Rajagopalan, R. Spatially resolved microrheology of heterogeneous biopolymer hydrogels using covalently bound microspheres. Biomech. Model. Mechanobiol. 13, (4), 839-849 (2014).
  20. Gupton, S. L., Waterman-Storer, C. M. Spatiotemporal feedback between actomyosin and focal-adhesion systems optimizes rapid cell migration. Cell. 125, (7), 1361-1374 (2006).
  21. Provenzano, P. P., Inman, D. R., Eliceiri, K. W., Trier, S. M., Keely, P. J. Contact guidance mediated three-dimensional cell migration is regulated by Rho/ROCK-dependent matrix reorganization. Biophys. J. 95, (11), 5374-5384 (2008).
  22. Wolf, K., et al. Multi-step pericellular proteolysis controls the transition from individual to collective cancer cell invasion. Nat. Cell Biol. 9, (8), 893-904 (2007).
  23. Jansen, K. A., Bacabac, R. G., Piechocka, I. K., Koenderink, G. H. Cells actively stiffen fibrin networks by generating contractile stress. Biophys. J. 105, (10), 2240-2251 (2013).
Konsentriske Gel System for å studere den Biofysikalsk rolle Matrix mikromiljøet på 3D-Cell Migration
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kurniawan, N. A., Chaudhuri, P. K., Lim, C. T. Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration. J. Vis. Exp. (98), e52735, doi:10.3791/52735 (2015).More

Kurniawan, N. A., Chaudhuri, P. K., Lim, C. T. Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration. J. Vis. Exp. (98), e52735, doi:10.3791/52735 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter