Introduction
Eine funktionelle Gefäßzugangsleitung ist von entscheidender Bedeutung für Patienten mit Nierenversagen, die auf chronischer Hämodialyse hängen am Leben zu bleiben. Der Aufbau eines arteriovenöse Fistel (AVF) ist derzeit die bevorzugte Wahl für Gefäßzugang. Allerdings bilden AVF Komplikationen im Zusammenhang mit einer der Hauptursachen für Morbidität bei Patienten unter chronischer Hämodialyse. Trotz der umfangreichen wissenschaftlichen Bemühungen, keiner der neue Ansätze AVF Zugang im Zusammenhang mit Komplikationen zu reduzieren, hat zu erheblichen Verbesserung der AVF Haltbarkeit führen. Ein Teil dieser enttäuschenden Fortschritte betrifft unvollständigen Verständnis der Pathophysiologie der Hämodialyse Zugriffsfehler.
Um die Pathophysiologie der AV-Zugriffsfehler, Tiermodelle zu entwirren, die eng der menschlichen Pathologie imitieren sind von größter Bedeutung. In diesem Zusammenhang nicht nur die Tierarten, sondern auch die Anastomose, die erforderliche Anti-Gerinnungstherapie und die Dauer der Follow-up nach Überspannungsry sollte in Betracht 1 entnommen werden. Während die großen Tiere am besten geeignet für Interventionsstudien ausgerichtet sind neue therapeutische Strategien zu entwickeln, haben murine Modelle das größte Potenzial mehr Einblick in die molekularen Mechanismen zu gewinnen zugrunde liegenden AV-Zugriffsfehler aufgrund der Verfügbarkeit von transgenen Mäusen. Darüber hinaus kann eine große Anzahl von Mäusen für diesen Zweck zu geringeren Kosten im Vergleich zu größeren tierischen Gebrauch verwendet werden.
Die erste Mausmodell der AVF Scheitern im Jahr 2004 von Kwei und et al. 2 beschrieben wurde in diesem Modell wurden AVFs mit der Halsschlagader und die Halsschlagader in einer Ende-zu-Ende-Weise konstruiert einen intravaskulären Katheter. Dieses Modell könnte nützlich sein, früh venösen Anpassung in AVFs zu studieren, obwohl die End-to-End-Konfiguration und das Vorhandensein eines intravaskulären Katheter, die Gültigkeit dieses Modell für den menschlichen AVFs begrenzen. Eine verbesserte AVF Modell wurde von Castier und et al vorgestellt. 3, in der das EndeDie Halsschlagader wird zur Seite der Jugularvene verbunden. AVFs bei Hämodialyse-Patienten werden jedoch gewöhnlich durch anatomizing das Ende einer Ader zur Seite einer Arterie konstruiert. Die genaue Konfiguration des AVF ist ein entscheidendes Merkmal eines Modells AV Zugang, da es die hämodynamische Profil innerhalb der Leitung 4 bestimmt. Letzteres ist ein wichtiger Faktor Dysfunktion und anschließende Entwicklung von Intimahyperplasie (IH) 5 an Endothelzellen.
Eine neuartige Mausmodell wurde vor kurzem mit einem identischen anatomischen Konfiguration entwickelt wie beim Menschen 6 verwendet wird. In diesem Modell AVF sind in C57BL / 6-Mäuse geschaffen, indem das Ende eines Zweiges der äußeren Halsschlagader auf der Seite der Arteria carotis communis mit Knopfnähten anastomosirenden. In der vorliegenden Arbeit konzentrieren wir uns auf die mikrochirurgische Verfahren dieses Modell, um die weit verbreitete Verwendung von diesem Mausmodell zu erleichtern, richtet die komplexe Pathophysiologie zu entwirrenvon Hämodialyse-Zugriffsfehler.
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Protocol
Alle Experimente wurden vom Ausschuss für Tierschutz des Leiden University Medical Center genehmigt.
1. Vorbereitung der Tiere und Anästhesie
- Betäuben die Maus (1-3 Monate alt) in einer kontinuierlichen Narkoseeinleitung Kammer mit 3-4% Isofluran gefüllt.
- Rasur der ventralen Seite des Nackens und der Innenteil des linken Oberschenkels mit einem elektrischen Rasierapparat und mit einem Stück Klebeband, das Haar zu entfernen.
- Bewerben Augensalbe auf beiden Augen.
- Positionieren Sie das Tier auf der Heizdecke, an dem die Nase Beatmungsmaske befestigt ist. Fixieren Sie den Kopf mit dem Nasenmaske mit Klebeband.
- Luft 0,3 l / min, 100% Sauerstoff 0,2 l / min: Isofluran in einer Konzentration von 1,5 bis 2,0% mit Sauerstoff angereicherte Luft Satz unter der folgenden Strom fördern. Drücken Sie die Haut zwischen den Zehen der Narkosetiefe zu beurteilen und die Konzentration von Isofluran anpassen, wenn nötig.
- Fixieren Sie das Tier zu derHeizdecke mit Klebeband an allen Gliedern, die bei ungefähr 37 ° C in einer Rückenlage festgelegt ist.
- Injizieren gelöst Buprenorphin in Natriumchlorid (NaCl) 0,9% bei einer Dosierung von 0,1 mg / kg zusammen mit 0,5 ml steriler 0,9% NaCl subkutan in der Flanke des Tieres.
- Übernehmen Chlorhexidin Tinktur 0,5% auf die vorbereitete Fläche.
2. Hautschnitt
- Positionieren Sie das Tier unter dem Mikroskop mit dem Kopf in Richtung des Chirurgen.
- Machen Sie einen Längsschnitt von etwa 1,5 cm in der Mittellinie der ventralen Hals ein Mikro Schere verwenden.
- Besorgen Sie sich die Speicheldrüsen mit einer Pinzette und verdrängen das Recht Speicheldrüse kranial, bis es teilweise außerhalb der Wunde ist.
3. Präparieren und Vorbereiten des Vein
- Identifizieren und unverblümt die dorsomedialen Zweig der rechten äußeren Halsschlagader vollständig von seiner perivaskulären Gewebe sezieren durch die Verbreitung nur einLängsseite und in Richtung des Blutgefäßes.
- Legen Sie eine Schleife (10,0 Naht) um den seziert Vene und einen Knoten anwenden, ohne sie zu sperren.
4. Entfernen der Kopfnicker
- Mit einer Pinzette, sezieren unverblümt die richtige Kopfnicker von seiner Umgebung durch an der Grenze zu verbreiten. Setzen Sie ein Paar offener Zange unter dem isolierten Muskeln und abzubinden es proximal und distal mit einem 6,0 Naht. Anschließend zuschneiden den Muskel ein Ausbrenner verwenden.
5. Zergliedern und Vorbereiten der Arteria carotis communis
- Identifizieren und sezieren die rechte Arteria carotis communis Pinzette. Legen Sie eine 6,0 Nähfaden um die Arterie in der Manipulation der Arterie zu unterstützen.
- Bewerben Sie sich so distal Gefäßklemmen und proximal wie möglich.
- Machen Sie einen Längsschnitt in der Mitte der Arterie von etwa 1 mm die spezialisierte Mikro Schere verwenden.
- Spülen Sie dieArterie mit einer Heparin-Lösung [100 IE / ml], bis der Behälter von Blut ist klar.
- Messen und die Länge des Einschnitts anpassen, wenn notwendig, die Breite der Gefäßklemme [1.1 mm] entsprechen.
6. Ligation der Vene
- Tragen Sie eine Gefäßklemme proximal von dem bereits vorbereitet Vene und setzen Sie einen Faden um die Vene.
- Sie vorsichtig Schwanz Traktion auf die Vene ein haemostat verwenden, die auf dem Faden gelegt und Ligation der Vene als distal wie möglich mit dem 10,0 Naht, die früher getätigt.
- Schneiden Sie die Vene eine Schere gerade proximal zu dem Ligation unter Verwendung.
- Anhand von Gefäß Zange öffnen sanft das Lumen der Vene und spülen Sie ihn mit einer Heparin-Lösung [100 IU / ml].
7. Schaffung von Anastomose Teil 1
- Verbinden Sie die Vene zur Arterie mit einem Knopfnaht (10.0) unter Verwendung von 2 Quadrat Knoten an der Zwölf-Uhr-Position durch eine Naht folgte am sechs o 'Uhr-Position. Sicherstellen, dass die Vene in die Arterie zu verbinden, ohne dass es seine eigene Achse zu drehen, um. Drehen Sie das Tier, um die chirurgische Freilegung zu verbessern.
- Positionieren Sie einen Faden um die Vene und gelten sanfte Seitenführung eine haemostat verwenden.
- Mit den gleichen Nähten, vervollständigen die Anastomose von etwa 3-4 zusätzliche Nähte in dem sichtbaren Bauchseite der Anastomose platzieren.
8. Heparingabe
- Drehen Heizdecke 180 ° und fokussieren Sie das Mikroskop auf der linken Oberschenkel.
- Identifizieren der Oberschenkelvene / Arterie / Nervenbündel durch eine Gefäßstruktur suchen, der in Längsrichtung in den medialen Teil des oberen Schenkels verläuft und durch die Haut gesehen werden. Einen Einschnitt mit dem Mikroscheren von etwa 1 cm direkt über die Oberschenkelvene in einer Längs Weise.
- sezieren vorsichtig das perivaskuläre Gewebe von Vena femoralis und injizieren Heparin in einer Dosis of 0,2 IU / g Körpergewicht in die Oberschenkelvene.
9. Schaffung von Anastomose Teil 2
- Zurück zu den Nackenbereich und entfernen Sie den Faden, der um die Vene getätigt.
- Legen Sie einen Faden (6,0), die später unter der Halsschlagader verläuft, über die Vene und wieder unter die Halsschlagader. (Abbildung 1 l)
- Entfernen Sie den venösen Gefäßklemme.
- Als nächstes drehen Sie den arteriovenöse Fistel 180 ° entlang der Achse der Halsschlagader im Uhrzeigersinn um die Gefäßklemmen sowohl durch gleichzeitiges Drehen Hälfte abgeschlossen und medial Traktion zu den Enden des Fadens anzuwenden.
- Füllen Sie das Anastomose in der gleichen Weise wie in Schritt 7.2 beschrieben wird.
10. Gefäßklemme Removal
- Entfernen Sie den Faden und drehen das Gefäß 180 ° gegen den Uhrzeigersinn klemmt.
- Entfernen Sie die distal von der proximalen Gefäßklemme gefolgt Gefäßklemme. <li> Bewerten Sie die Durchgängigkeit der Anastomose durch sanft das venöse Ausflusstrakt mit den Gefäßzange verschließt. Im Falle einer Patent Anastomose, die Pre-verdeckenden Venenabschnitt wird in einer pulsierenden Art und Weise erweitern. Stellen Sie den richtigen Speicheldrüse mit seiner ursprünglichen anatomischen Position mit einer Pinzette.
11. Wundverschluss und Nachsorge
- Schließen die Haut des oberen Schenkels mit einer ununterbrochenen Naht (6.0).
- Schließen Sie die Haut des Halses mit einer ununterbrochenen Naht (6.0).
- Entfernen Sie das Tier aus der Wärmedecke und injizieren 0,5 ml NaCl 0,9% subkutan.
- Legen Sie das Tier in einem abgedunkelten Käfig, der mit einer Wärmelampe erhitzt wird und lassen Sie es vollständig erholen. Wenn ein Tier nicht vollständig erholen, stellen Sie sicher, dass es nicht von einer hämodynamischen Schock leidet wegen in das Operationsgebiet zu Blutungen. Achten Sie auf Anzeichen wie eine geschwollene Hals und das Austreten von Blut.
- Nach etwa 6 Stunden nach der ersten Injektion von BUPRenorphine injizieren eine Einzeldosis einer Formulierung mit verzögerter Freisetzung von Buprenorphin subkutan in einer Dosis, die vom Hersteller empfohlen wird, um eine adäquate Analgesie für eine zusätzliche 72 Stunden zu liefern.
12. Gewebeernte
- Betäuben das Tier mit einem Anästhetikum-Mischung, die Midazolam (5 mg / kg), Medetomidin (0,5 mg / kg) und Fentanyl (0,05 mg / kg) intraperitoneal verabreicht.
- Fixieren Sie das Tier in Rückenlage durch Nadeln durch seine Pfoten und Wangen in einen nicht beheizten Silikonmatte einlegen.
- Einen Einschnitt von ungefähr 1,5 bis 2,0 cm über die Narbe am Hals mit dem Mikro-Schere.
- Präparieren Sie die AVF und legen Nahtfäden (6.0) um die proximal, distal Arterie und venösen Ausflusstrakt zur einfachen Identifizierung.
- Bewerten Sie die Durchgängigkeit der AVF, wie in Abschnitt 10.3 des Protokolls beschrieben.
- Öffnen Sie die Bauchhöhle durch eine mediale Laparotomie durchführen usingen die Mikro Schere.
- Schnitt durch den linken und rechten ventralen Brustkorb mit einer Schere ausgehend kaudal im Medioklavikularlinie verwenden. Mit Hilfe eines Mikro Schere, durchschneiden die Membran, die in den mittleren Teil des ventralen Brustkorb befestigt und anschließend diesen Abschnitt verdrängen kranial Pinzette.
- Suchen Sie die minderwertige Hohlvene und durchschneiden es mit einer Mikroschere.
- Legen Sie eine Nadel 23 Gauge-Nadel in die linke Herzkammer und Perfusion bei einem Druck von etwa 100 mmHg mit PBS, bis die intravasale Flüssigkeit fast klar.
- Ohne die Nadel entfernen, perfundieren jetzt mit 4% Formalin für 10 min bei einem Druck von etwa 100 mmHg.
- Zuschneiden die AVF durch Durchtrennung sowohl die Arterien und Venen mit dem Mikroscheren und tauchen sie in einer 4% igen Formalinlösung O / N.
13. Gewebeeinbettung und Schnitte
- Verarbeiten Sie das Gewebe zu Paraffin nach der Herstellung des Protocol. Das Protokoll angewendet wie folgt zusammen:
- Tauchen in 70% Ethanol für 1 h bei RT. 2x wiederholen.
- Tauchen in 96% Ethanol für 1 h bei RT. 2x wiederholen.
- Tauchen in Ethanol 99,5% für 1 h bei RT. Wiederholen Sie einmal.
- Tauchen in Ethanol 99,5% für 1,5 h bei RT.
- Tauchen in Xylol 100% für 1 h bei RT. Wiederholen Sie einmal.
- Tauchen in Parafin 1 h bei 62 ° C. 2x wiederholen.
- Betten Sie die AVF in Paraffin, so dass der venöse Ausflusstrakt senkrecht zur Einbettungskassette ausgerichtet ist.
- Mit Hilfe eines Mikrotoms, erstellen 12 Serienschnitte, die jeweils mit einem 5 & mgr; m Dicke von 30 Abschnitten besteht. Dann jedes Serienbereich, stellen Sie einen Abschnitt auf einer einzigen Glasmontage ausgehend von Position eins bis zwölf in einer geordneten Art und Weise mit dem Bereich beginnend am nächsten an der Anastomose.
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Representative Results
Nach dem Anlegen der Anastomose (Abbildung 1), sollte die Durchgängigkeit von kurz Verschließen des venösen Ausflusstrakt mit einem Gefäß Zange beurteilt werden. Wenn die Anastomose Patent ist, sollte die Gefäßwege proximal zur Okklusion eindeutig in einer pulsartigen Weise erweitern. Zusätzlich wird die Durchlässigkeit unter Verwendung nahen Infrarot Fluoroskopie (NIRF) bestätigt, die effektiv als Angiographie Funktionen (Abbildung 2). Ein Ausfall in der chirurgischen Prozedur kann zu einer Verstopfung der Anastomose führen wie in (2) dargestellt. Dieser Fehler kann durch eine zu enge Fläche Anastomosen, Torsion der Gefäße, unzureichende Heparindosis oder einer zufälligen Nahtplatzierung verursacht werden, dass die Vorderseite der Anastomose an der Rückseite verbindet.
Bei einer histologischen Ebene kann der Prozess der Gefäßumbau in AVF elegant Verwendung dieses Modells untersucht werden. Vaskuläre Remodelling in AVF tritt als Folge derErhöhung des Blutflusses und Druck. In Mäusen wird diese Reaktion durch eine Erhöhung der Umfangs gekennzeichnet (beispielsweise nach außen Remodeling) zu einer Erhöhung der luminalen Fläche in den ersten 2 Wochen nach der Operation führt. Nach diesen 2 Wochen nimmt die luminale Fläche progressiv durch einen Anschlag in der nach außen laufenden Umbau und Verdickung der Intima. Die Bildung dieser progressive Stenosen führt zu Verstopfung von 50% der AVF nach 4 Wochen nach der Operation. Daher Punkt die optimale Zeit, um die AVFs zu ernten würde bei 2 Wochen nach der Operation, da in dieser Phase AVF korrekte Analyse der Gefäßreaktion in Patent noch durchführbar ist. Immunfärbung des venösen Ausflusstrakt bei 2 Wochen nach der Operation zeigt, dass das Zellkompartiment der Intima überwiegend alpha-Aktin der glatten Muskulatur (α-SMA) positive Zellen (Abbildung 3) besteht, wie in fehlgeschlagenen menschlichen AVFs und 7 beobachtet.
Im Hinblick auf die Komplexität der mikrochirurgische Verfahren, es ist realistisch mit technischem Versagen des Verfahrens in einem Anteil der Mäuse zu rechnen. In unseren Händen, war die Erfolgsquote des Verfahrens 67% am Anfang. Doch mit Weiterbildung wurde diese Rate auf 97% erhöht. Die Hauptursache des Scheiterns war Blutungen (60%), gefolgt von akuten Thrombose (27%) und anesthesia- Todesfälle (13%). Nach ausreichender Ausbildung kann der chirurgische Eingriff in etwa 1 Stunde durchgeführt werden.
Abbildung 1. Detaillierte Schema des chirurgischen Eingriffs (A - T). Die wichtigsten Schritte für die erfolgreiche Schaffung einer AVF. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Abbildung 2. Die makroskopische Bilder von Patent- und verschlossenen AVFs. (A) Ein Patent AVF mit einer Gefäßklemme an der distalen Arteria carotis communis. (B) einer verstopften AVF. (Weißer Pfeil) zeigt die Richtung des Blutflusses. (C) Ein Patent AVF demonstriert mit Nah-Infrarot-Durchleuchtung. (Roter Pfeil) zeigt Arterie. (blauer Pfeil) zeigt venöse Ausflusstrakt. Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 3. Die histologische Färbungen des venösen Ausflusstrakt des AVF an Tag 14 im Vergleich zu nicht operierten Kontrollgefäße (A - B). Morphologische Übersicht mit Hämatoxylin, Phloxin und saffron einen deutlichen Anstieg der Behälterumfang und Intimahyperplasie 14 Tage nach der AVF Schaffung Entwicklung zeigt. (C - D) Immunhistochemische Färbung zeigt, daß die Mehrzahl der Zellen präsentieren den Intimahyperplasie sind alpha smooth muscle actin positiv. (L) Lumen; (IH) Intimahyperplasie; Maßstab:. 200 & mgr; m Bitte klicken Sie hier eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Die AVF gilt als die Achillesferse in der Hämodialyse-Behandlung zu sein. Leider leidet die AVF noch von einer hohen Anzahl von Versagen 8-10. Trotz intensiver Forschung über die zugrunde liegenden Mechanismen, bleibt die genaue Pathophysiologie unbekannt. Zahlreiche Mausmodellen für haben AVF Scheitern in der Literatur bereits 2,3,11,12 beschrieben worden. Keines dieser Modelle umfassen eine venöse Ende arterielle Anastomose Konfiguration, die am meisten in der klinischen Situation verwendet wird. Dies ist sehr wichtig, da die resultierende hämodynamische Profil eine wichtige Rolle bei der Gefäßumbau spielt. Darüber hinaus verwendet, um einige der Modelle ein synthetisches Manschette für die Verbindung zwischen der Arterie und Vene 2,11, die nicht in der klinischen Umgebung verwendet wird.
Um die klinische Relevanz zu verbessern, haben wir daher ein Mausmodell, in dem eine einseitige venösen Ende arteriellen Anastomose zwischen einer Filiale der jugu erstellt wurdelar Vene und Arteria carotis communis mit Knopfnähten 6. In diesem Modell entscheidend histomorphologische Änderungen wurden beobachtet, einschließlich nach außen Umbau und progressive Intimahyperplasie, was letztlich zu AVF Versagen führen.
Ein entscheidender Aspekt des chirurgischen Eingriffs ist die Anästhesie-Protokoll. Es wird empfohlen, Isofluran Inhalationsanästhesie zu verwenden, da dies zum Erhalt längeren Zeitraum der Anästhesie eine sichere und einfache Methode. Letzteres ist besonders wichtig für die Trainingsphase, in der der gesamte Vorgang bis zu 3 h dauern kann.
Braucht, um den notwendigen Raum für das durchlauf Abfluss Vene des arteriovenöse Fistel, die ipsilateralen Kopfnicker zu schaffen herausgeschnitten werden.
In Bezug auf den Behälter Handhabung während der Operation, Dissektion von Gefäßen sollte in einem stumpfen Weise mit einer Pinzette durchgeführt werden. Der Einsatz von spezialisierten Gefäß gerade Zange sind recommended für die direkte Handhabung und Manipulation der Schiffe, da sie mehr Präzision liefern und produzieren weniger mechanische wegen Schäden an der Spitze abgerundet. Die Verwendung von Nahtfäden als Gefäß Schleifen mit einer Gefäßklemme kombiniert in sichere Gewebehandhabungshilfe und darüber hinaus, in das Gewebe in optimaler Weise zu präsentieren, wenn sie als dritte Hand verwendet, die von entscheidender Bedeutung ist, so kann dieser Vorgang ohne direkte Unterstützung durchgeführt werden.
Zweifellos sind der schwierigste Schritt in dem Verfahren die Nahtplatzierungen zwischen der Arterie und Vene. Es muss darauf geachtet werden, nicht den "Zurück" -Seite der Anastomose mit dem "Front" -Seite zu nähen, da dies zu einer Verengung der Anastomose führen werden, die zu einem frühen Versagen des AVF führen kann. Um zu verhindern, dass dies geschieht, setzen Sie die Spitze der Gefäß Zange zwischen den beiden Wänden des Gefäßes, um sie zu trennen. Die technische Schwierigkeit kann angenommen werden, eine Beschränkung von diesem Modell zu sein. Allerdings glauben wir nicht, thBei diesem Verfahren ist eine größere Herausforderung als das Modell, das derzeit am häufigsten 3,6 verwendet wird.
Es ist schwierig, eine allgemeine Bemerkung über die Stichprobengröße für zukünftige Studien zu machen, wie die berechnete Probengröße ist nicht nur die Variabilität zwischen den Tieren, sondern auch von der "Stärke" der Intervention. Wir schätzen, dass eine Gruppengröße von etwa 10 Mäusen (mit Ausnahme von Mäusen, die von der AVF wegen technischer Fehler aus der Studie fallen) sollten für Studien ausreichen, um die in AVF Ausfall über die Rolle eines bestimmten Gens konzentrieren. Kürzlich konnten wir signifikante Ergebnisse mit einer durchschnittlichen Teilnehmerzahl von 10 Tieren in einer Studie über die Rolle von Elastin in murine AVF 13 Umgestaltung zu erhalten.
Ein Aspekt unserer Mausmodell erfordert die weitere Diskussion. Es ist bekannt, dass die urämischen Milieu bei Patienten mit Nierenerkrankung im Endstadium trägt zu einer Vielzahl von Gefäßerkrankungen wie Venen Intima hyperplasieine vorherige sogar zu Hämodialyse Zugang Chirurgie 14-16. Das vorliegende Modell übernehmen nicht die urämischen Milieu. Daher 17 der Einbau eines Modells der chronischen Niereninsuffizienz wäre eine wertvolle Zusatzstoff Schritt sein, um die Gültigkeit dieses Mausmodell verbessern.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu offenbaren.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dissecting microsocpe | Leica | M80 | |
| Forceps | Medicon | 07.61.25 | |
| Vascular forceps | S&T | JFL-3D.2 | |
| Vascular forceps | S&T | D-5a.2 | |
| Forceps | Roboz | SS/45 | |
| Micro scissor 5 mm blade | Fine science tools | 15000-08 | |
| Micro scissor 2 mm blade | Fine science tools | 15000-03 | |
| Scissor | Medicon | 05.12.21 | |
| Clip applier 1 | S&T | CAF-4 | |
| Vascular clamp 1 | S&T | B-1V | |
| Clip applier 2 | BBraun | FE572K | |
| Vascular clamp 2 | BBraun | FE740K | |
| Hemostatic forceps | BBraun | BH110 | |
| 10.0 sutures | BBraun | G1117041 | |
| 6.0 sutures | BBraun | 768464 | |
| Cauterizer | Fine science tools | 18010-00 | |
| Needle holder | Medicon | 11.82.18 | |
| Ocular ointment | Pharmachemie | 41821101 | |
| Chlorhexidine tincture 0,5% | Leiden University Medical Center | NA | |
| Heparin | Leo Pharma | 012866-08 | |
| Buprenorphin | RB Pharmaceuticals | 283732 | |
| Isoflurane | Pharmachemie | 45,112,110 | |
| Anesthesia mask | Maastricht university | custom made | |
| Midazolam | Actavis | AAAC6877 | |
| Dexmedetomidine | Orion | 141-267 | |
| Fentanyl | Bipharma | 15923002 | |
| Continuous anaesthetic induction chamber | Vet-tech solutions | AN010R |
References
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