The Complete og oppdatert "Rotatorie polyculture Method" for oppdrett First Feeding Sebrafisk
Summary
Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This “polyculture” strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.
Abstract
The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an “on-demand”, nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.
Introduction
Sebrafisk (Danio rerio) er en fremtredende forsøksdyr benyttet i stadig flere vitenskapelige disipliner, inkludert men ikke begrenset til utviklings genetikk, toksikologi, atferd, havbruk, regenerativ biologi, og modellering av mange menneskelige lidelser 1 – 5. Selv om arten er relativt lett å vedlikeholde i laboratoriet, er det en rekke administrative utfordringer knyttet til deres kultur 6. Den mest fremtredende av disse er larve stell, spesielt når fisken først begynner å mate etter at gassblæren inflasjon 7. Under normale, kontrollerte forhold, oppstår denne utviklings hendelsen på ~ 5 dager etter befruktning (DPF), med følgende 3 – 5 dager med vekst å være spesielt kritisk 7. Den sentrale tekniske problemer i denne fasen er å tilstrekkelig møte de ernæringsmessige kravene til den første fôring larver – fôr elementer må være riktig størrelse, Digesbare mellomlegg, attraktivt og tilgjengelig på en nesten kontinuerlig basis, uten å skape for mye avfall i dyrkingstanker. Historisk har dette blitt oppnådd for eksempel ved å levere mange små mengder av tilførsel til fisk i tanker, sammen med rutine vannutskifting 8,9. Selv om disse metodene er til en viss grad lykkes, de er ineffektive, krever innganger høye lønnskostnader, og returnere eneste variabelen og begrensede vekstrater og overlevelse 10.
I naturen sebrafisk larver antagelig lever av tallrike små dyreplankton til stede i vannsøylen 11. Av denne grunn, larviculture protokoller som inneholder liveopptak som paramecium, rotatorier og Artemia er vanligvis mest effektive 7. I 2010, Best og medforfattere viste at det var mulig å dyrke larvesebrafisk i statisk, brakkvann sammen med saltvanns rotatorier de første 5 dagene av eksogene fôring 12. Denne tilnærmingen, som selees naturlig høy produktivitet av rotatorier kulturer å gi god, svært næringsrik byttedyr uten å forurense vannet, utbytter svært høy forekomst av larve vekst og overlevelse med lav arbeidsinnsats 12,13. I de senere årene har et økende antall laboratorier rundt om i verden vedtatt varianter av denne protokollen, og mange er nå dyrkning rotatorier i en kontinuerlig måte å støtte barnehage systemer 14.
I løpet av de siste årene, har metoder for både rotatorier / sebrafisk polyculture og rotatorieproduksjon blitt videreutviklet og forbedret for å bli mer standardisert og lett skalerbar. Denne artikkelen gir trinnvise instruksjoner for en) kontinuerlig og robust rotatorieproduksjon og 2) etablering av rotatorie / sebrafisk polyculture systemet brukes til å støtte robust vekst av fisk for de første 5 dagene av eksogene fôring.
Protocol
Representative Results
Discussion
Vellykket gjennomføring av rotatorie polyculture metode for fôring tidlig larvesebrafisk krever effektive protokoller for to oppgaver: etablering og vedlikehold av en kontinuerlig rotatoriekulturen system for å mate fiskene, og dyrking av første-fôring sebrafisk larver sammen med rotatorier i samme tank.
Oppsettet for en kontinuerlig saltvanns rotatorier produksjonssystem for sebrafisk laboratorier først beskrevet av Lawrence og medforfattere 14 har blitt endret og forbedret…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Omsorg og behandling av fisk generert for representative resultater er beskrevet i denne protokollen ble utført i full overensstemmelse med retningslinjene fastsatt av Institutional Animal Care og bruk komité ved Boston Children Hospital, protokoll # 14-05-2673R.
Materials
| Rotifer Culture Infrastructure | |||
| 100 Liter Culture Vessel | Aquaneering | Custom | Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve |
| 5 Gallon Culture Bucket Kit | Reed Mariculture | CCS Starter Kit | Small volume culture vessel for small facilities |
| Rigid Clear Tubing 1/2" O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery |
| Mesh tube | Pentair Aquatic Ecosystems | RT444X | Mesh tube support for floss filter |
| Rotifer Floss | Reed Mariculture | Rotifer floss 12” x 42” | Particulate waste trap |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD | Grainger | 38M003 | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/h (for smaller-scale culture) | Coral Vue | SKU: IC-LQD-DSR | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Silicone Tubing | Cole Parmer | Tubing for algae delivery to rotifer vessel | |
| Rigid Clear Tubing " O.D.,36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery to algae paste |
| Rigid Clear Tubing O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for algae delivery |
| Rotifers | |||
| Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L | Reed Mariculture | Type L 5 million | Rotifer stock culture for system startup |
| Rotifer Feed | |||
| Sodium hydroxymethylsulfonate | Reed Mariculture | ClorAm-X® 1lb tub | Ammonia reducer for algae feed mix |
| Sodium Bicarbonate | Fisher Scientific | S25533B | pH buffer for algae feed mix |
| Microalgae concentrate | Reed Mariculture | Rotigrow Plus® 1 liter bag | Nutritionally optimized rotifer feed |
| Water Preparation | |||
| Reef Crystals Reef Salt | That Fish Place | 198210 | Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used). |
| Refractometer | Pentair Aquatic Ecosystems | SR6 | measuring salinity |
| Rotifer Culture Equipment | |||
| Plankton Collectors 12" Dia, 53 microns | Pentair Aquatic Ecosystems | BBPC20 | Mesh screen for collecting rotifers |
| Scrub Pads | Pentair Aquatic Ecosystems | SCR-58 | Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels |
| Scrub Brush | |||
| Bucket | Grainger Supply | 43Y530 | Graduated bucket for mixing culture water |
| Hatching Jar | Pentair Aquatic Ecosystems | J30 | Storage of algae feed mix |
| Lugol’s Solution, Dilute | Fisher Scientific | S99481 | Agent used to immobilize live rotifers for counting |
| Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid | Pentair Aquatic Eco-Systems | M415 | Counting rotifers |
| Miscelleneous | |||
| Tea Strainer | Kitchenworks | 971972 | Used for collecting zebrafish embryos after spawning |
References
- Ribas, L., Piferrer, F. The zebrafish (Danio rerio) as a model organism, with emphasis on applications for finfish aquaculture research. Reviews in Aquaculture. 6, 209-240 (2014).
- Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nature reviews. Genetics. 11, 710-722 (2010).
- Gemberling, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. The zebrafish as a model for complex tissue regeneration. Trends in genetics TIG. 29, 611-620 (2013).
- Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! modeling human disease in zebrafish. Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).
- Selderslaghs, I. W. T., Blust, R., Witters, H. E. Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds. Reproductive Toxicology. 33 (2), 142-154 (2012).
- Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): A review. Aquaculture. 269, 1-20 (2007).
- Harper, C., Lawrence, C. . The Laboratory Zebrafish (Laboratory Animal Pocket Reference). , (2010).
- Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. . Zebrafish, A Practical Approach. , (2002).
- Westerfield, M. . The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish. , (2007).
- Carvalho, P., Arau, L. Rearing zebrafish (Danio rerio) larvae without live food: evaluation of a commercial, a practical and a purified starter diet on larval performance. Aquaculture Research. 37, 1107-1111 (2006).
- Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio. Biol Rev Camb Philos Soc. 83 (1), 13-34 (2008).
- Best, J., Adatto, I., Cockington, J., James, A., Lawrence, C. A novel method for rearing first-feeding larval zebrafish: polyculture with Type L saltwater rotifers (Brachionus plicatilis). Zebrafish. 7 (3), 289-295 (2010).
- Lawrence, C. Advances in zebrafish husbandry and management. Methods in Cell Biology. 104, 429-451 (2011).
- Lawrence, C., Sanders, E., Henry, E. Methods for culturing saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) for rearing larval zebrafish. Zebrafish. 9, 140-146 (2012).
- Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. . Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 634-657 (2004).
