Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Ikke-fastholdende EEG radiotelemetri: Epidural og Deep intracerebral stereotaktisk EEG Placering af elektroder

Published: June 25, 2016 doi: 10.3791/54216
Automatic Translation
1, 1, 1, 2, 1, 1, 1, 1
1Department of Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM), 2Molecular and Cellular Cognition Lab, German Center for Neurodegenerative Diseases (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, DZNE)

Summary

Ikke-fastholdende EEG radiotelemetri er en værdifuld metodisk tilgang til at registrere in vivo langsigtede elektroencephalogrammer i frit bevægelige gnavere. Denne detaljerede protokol beskriver stereotaktisk epidural og dyb intracerebral elektrode placering i forskellige hjerneområder regioner for at opnå pålidelige optagelser af CNS rytme og CNS-relaterede adfærdsmæssige etaper.

Abstract

Implanterbar EEG radiotelemetri er af central betydning i den neurologiske karakterisering af de transgene musemodeller af neuropsykiatriske og neurodegenerative sygdomme samt epilepsi. Denne kraftfulde teknik ikke kun give værdifuld indsigt i de underliggende patofysiologiske mekanismer, dvs.. Den ætiopatogenese af CNS-relaterede sygdomme, det fremmer også udviklingen af nye translationel, dvs.., Behandlingsmetoder. Ud fra følgende betragtninger konkurrerende teknikker, der gør brug af recorder systemer, der anvendes i jakker eller tøjrede systemer lider deres ufysiologisk fastholdende til semi-fastholdende karakter, radiotelemetrisk EEG optagelser overvinde disse ulemper. Teknisk set implanterbar EEG radiotelemetri giver mulighed for præcis og meget følsom måling af epidurale og dybe, intracerebrale EEG under forskellige fysiologiske og patofysiologiske forhold. Først præsenteres en detaljeret protokol for en lige fremad, vellykket,hurtig og effektiv teknik til epidural (overflade) EEG optagelser resulterer i høj kvalitet electrocorticograms. For det andet, vi demonstrere, hvordan at implantere dybe, intracerebrale EEG elektroder, fx i hippocampus (electrohippocampogram). For begge metoder, der anvendes en edb 3D stereotaktisk elektrode implantation system. Den radiofrekvens senderen selv er implanteret i en subkutan lomme i både mus og rotter. Særlig opmærksomhed skal også betales til præ-, peri- og postoperativ behandling af forsøgsdyr. Præoperativ forberedelse af mus og rotter, egnede anæstesi samt postoperativ behandling og smertebehandling er beskrevet i detaljer.

Introduction

Radiotelemetri er et mest værdifulde metodisk tilgang til måling af en række adfærdsmæssige og fysiologiske parametre i bevidste, uhæmmet dyr af forskellige størrelser, især i forbindelse med EEG, EKG, EMG, blodtryk, kropstemperatur eller aktivitetsmålinger 1-7. Teoretisk set kan enhver art analyseres ved hjælp implanterbar EEG radiotelemetri fra laboratorieforsøg gnavere såsom mus og rotter til katte, hunde, grise og primater 3,8. Selv fisk, krybdyr og padder er omfattet radiotelemetrisk undersøgelse 9. I løbet af de sidste to årtier, har implanterbar EEG radiotelemetri vist sig at være værdifuld i karakteriseringen af forskellige transgene dyremodeller for humane sygdomme, såsom epilepsi, søvnforstyrrelser, neurodegenerative og neuropsykiatriske lidelser 7,10-12. I fortiden har talrige metodiske tilgange indsamler fysiologiske data, herunder biopotentialer fra mus og rotter været described. Slidt i jakke recorder systemer, fysiske fastholdelsesanordninger metoder, ikke-implanterede radiosendere og tøjrede systemer har fået den største opmærksomhed i fortiden 13,14. Dag, forskellige systemer til radiotelemetrisk implantation er kommercielt tilgængelige. Men en litteratur skærm afslørede også 29 publikationer, der beskriver udviklingen af self-made radiotelemetrisk systemer 15-40. Henviser hjemmelavede systemer vil sandsynligvis være billigere og mere brugervenlig tilpasset, kommercielt tilgængelige systemer er ligetil, relativt let at installere og kan sættes op hurtigt.

Implantable EEG radiotelemetri har en række fordele sammenlignet med konkurrerende teknikker såsom fysisk fiksering metoder, slidte i jakke systemer eller bundne tilgange. Sidstnævnte fastholdende per definition, dvs.., Dyret er ude af stand til at bevæge sig eller dens normale adfærd er svækket. Det kan endda være nødvendigt at bedøve dyret for erhvervelse af reansvarlige data. Moderne tøjrede systemer er dog sandsynligvis være mindre fastholdende, men dette skal videnskabeligt valideret. Radiotelemetri på den anden side tillader, at dyr til at udstille deres fulde repertoire af adfærd uden spatiotemporale restriktioner og derfor, menes at være bedre end fastholdende tilgange og være mere prædiktive for de resultater, som kunne erhverves hos mennesker 1,3. Det er kendt for et godt stykke tid at fastholdende tilgange dramatisk kan ændre grundlæggende fysiologiske parametre, f.eks., Fødeindtagelse, kropstemperatur, blodtryk og puls og fysisk aktivitet for eksempel 3. Tøjrede systemer udgør en stadig udbredt klassisk fastholdende tilgang 13,14. Elektroderne, som enten epidurale eller dybe elektroder er generelt forbundet med en miniature sokkel, som er forankret til kraniet. Fatningen selv er udsat for fastgørelse af et kabel, der tillader forholdsvis fri bevægelse af dyret. Althdybdegående dag tøjrede systemer er blevet meget filigran og meget fleksibel, en af ​​sine store ulemper er, at det stadig er semi-fastholdende. Desuden kan der være en risiko for infektion ved elektroden implantationsstedet som dyrene har tendens til at manipulere alle eksterne enheder, der stammer fra deres krop (hoved). Selv trådløs radiotelemetri teknologi i forskellige arter allerede er blevet beskrevet i slutningen af 60'erne og har således eksisteret i årtier, har det først for nylig blevet overkommelige, pålidelige og relativt let at bruge 10,41,42, navnlig i små gnavere sådanne som mus og rotter. Små, miniature implantable EEG sendere er nu kommercielt tilgængelige og kan implanteres i mus højere end 20 g (~ 10 uger). Således har elektrofysiologiske karakterisering af de transgene musemodeller især blevet et fremherskende anvendelsesområde implanterbar EEG radiotelemetri disse dage. Animal størrelse er ikke længere en absolut eksperimentel restriction mens levetid senderne 'batteri faktisk er. På trods af sin begrænsede levetid, implanterbare transmittersystemer er i stand til at minimere de fleste ulemper forbundet med potentiel optagelse-associeret stress ved at indskrænke systemer. Gnavere kan præsentere deres komplette udrustning af fysiologiske adfærd, herunder hvilende, bevægelsesaktivitet (efterforskning) og søvn (REM, slow-wave sleep) 43,44. Vigtigt er det, kan implanterbar radiotelemetri kraftigt reducere dyr brug 3. I øjeblikket er der en intens diskussion om, hvordan man begrænse antallet af forsøgsdyr inden for videnskab og mindske deres lidelser. Det er klart, dyreforsøg og dyremodeller for menneske- og dyresygdomme er afgørende for vores forståelse af bundlinien patofysiologi og efterfølgende fremskridt i terapi. Endvidere dyreforsøg er kritiske i lægemiddelforskning og -udvikling. De bidrage væsentligt til prækliniske / toksikologiske undersøgelser i Lægemiddelregistreringdermed forpligte sig til både menneskers og dyrs pleje. Det er bemærkelsesværdigt, at i øjeblikket ingen alternativer endnu tilgængelige for dyr forskning for at forstå de komplekse patofysiologiske mekanismer, som ellers ville være umuligt at blive fremkaldt. Samtidig, 3R, dvs.., Erstatning, begrænsning og forfinelse strategi i EU og USA opfordrer kraftigt forskning i komplementære og alternative metoder. Radiotelemetri er et vigtigt eksempel på en vellykket 3R strategi, da det kan reducere antallet af forsøgsdyr og deres lidelser i forhold til andre teknikker.

Her giver vi en detaljeret og sammenhængende trin-for-trin tilgang til at udføre en subkutan pose implantation af en radiofrekvens-sender i både mus og rotter. Denne første sekvens er efterfulgt af en beskrivelse af stereotaktisk epidural og dyb intracerebral EEG elektrode positionering. Der lægges særlig vægt på boligforhold, anæstesi, peri- og postoperative smerterforvaltning og eventuel antiinfektiøs behandling. Fokus er på den elektroniske 3D stereotaktisk tilgang til pålideligt målrette epidurale og dybe intracerebrale strukturer. Vi har også kommentere på hyppige eksperimentelle faldgruber i EEG elektrode implantation og strategier for reduktion af traumer og optimering af smertebehandling under postoperative opsving. Endelig eksempler på overfladen og dybe EEG optagelser præsenteres.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Etik Statement: Alle dyreforsøg blev udført i overensstemmelse med retningslinjerne i den lokale og institutionelle Rådet om Animal Care (University of Bonn, BfArM, LANUV, Tyskland). Desuden blev alle dyreforsøg udføres i overensstemmelse med overlegen lovgivning, f.eks., De Europæiske Fællesskaber Rådets direktiv af 24. november 1986 (86/609 / EØF) eller individuel regional eller national lovgivning. gøres Specifik indsats for at minimere antallet af anvendte dyr og deres lidelser.

1. forsøgsdyr

  1. Udvælgelse af forsøgsdyr og arter
    1. Udfør radiotelemetrisk studier i gnavere, dvs.., Mus og rotter, der opfylder kravene i homologi, isomorfi og forudsigelighed i relation til en bestemt sygdom hos mennesker 7,9,45,46.
      Bemærk: Diverse mus og rotte stammer rådighed kan alvorligt forskellige i grundlæggende fysiologiske og patofysiologiske characteristics 47-49.
    2. Overvej eller vurdere fysiologiske og patofysiologiske karakteristika mus / rotte stammer før udførelse efterfølgende elektrofysiologiske eksperimenter, fx respons på gældende doser af anæstetika, søvn arkitektur og beslaglæggelse modtagelighed 50,51.
    3. Bemærk kønsspecifikke kendetegn i undersøgelsen design. Den østrale cyklus kan stærkt påvirke central rytme, dens døgnrytmen afhængighed, søvn og beslaglæggelse aktivitet 52-54. Således udfører kønsspecifikke analyser.
      Bemærk: Hvis den finansielle og eksperimenterende kapacitet er begrænset, er begrænsningen til hanmus rådgivet.
  2. Animal boliger og håndtering
    1. Hus mus og rotter i filter-top bure eller endda bedre i individuelt ventilerede bure.
    2. Overfør mus fra dyret facilitet til ventilerede skabe placeret i særlige lab rum udelukkende dedikeret til implanterede dyr og deres efterfølgende optagelse (figur1).
    3. For akklimatisering efter landtransport, place dyr i en uge i et ventileret skab under standardbetingelser, dvs. 21 ± 2 ° C omgivelsestemperatur, 50 -. 60% relativ fugtighed, og en konventionel 12 timers lys / mørke-cyklus.
    4. Forud for kirurgisk implantation, hus mus i grupper på 3 - 4 i klar polycarbonat bure type II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, 410 cm 2) med ad libitum adgang til drikkevand og standard foderpiller. Brug klar polycarbonat bure type III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, område 800 cm2) for rotter.
    5. Må ikke adskille / isolere dyr på dette tidspunkt som isolation kan forårsage stress påvirke eksperimentelle resultater senere. Men efter kirurgisk instrumentering, hus dyr separat som dyrene har tendens til at manipulere sår masker / suturer eller metalclips (se nedenfor).
    6. Undgå åben boligforhold, som de er dømt upassende for en række scientific spørgsmål, f.eks., søvn studier.
    7. Brug mus og rotter særligt udstyr, således at hverken mus eller rotter kan føle tilstedeværelsen af ​​hinanden som dette udgør yderligere stress for dyrene.

2. EEG radiotelemetri System

Bemærk: Den beskrevne protokol er baseret på en kommercielt tilgængelig telemetrisystemer anvendes til overfladen og dybe intracerebrale EEG optagelser (figur 2).

  1. Brug en radiofrekvens telemetri implantat egnet til implantation i mus eller rotter, f.eks., En en-kanal transmitter eller en to-kanals sender.
    Bemærk:. Begge sendere er stand til at måle forskellige biopotentialer, dvs. elektroencefalogram (EEG), elektrokardiogram (EKG), elektromyogram (EMG), men også fysisk aktivitet og temperatur. De har en magnetisk aktiveret on-off-mekanisme. Senderen og sensing kundeemner leveres sterile. Hvis senderen erskal genanvendes følge producentens anvisninger for resterilisation.
  2. For højfrekvente gamma analyse (op til 500 Hz) for eksempel vælge sendere med højere nominel samplingfrekvens (f, op til 5.000 Hz) og transmitter båndbredde (B, op til 500 Hz). Især overveje Nyquist-Shannon sampling grænse, dvs.., Kan EEG-data analyseres op til et absolut maksimum på f / 2, men ikke ud over. For pålidelig frekvens analyse, en frekvens båndbredde (B) på f / 10 - anbefales f / 5.
    Bemærk: Det videnskabelige spørgsmål, der skal behandles, skal opfylde de tekniske specifikationer for senderen.

3. Anæstesi og smertebehandling

  1. Brug isofluran inhalation narkose.
    1. Sende dyret i en "induktion kammeret" fyldes med 4. - 5.% isofluran og 0,8 - 1% oxygen eller carbogen (5% CO2 og 95% O2) L / min. Bevar den ønskede dybde af anæstesi med en silicium ansigtsmaske giver et flow 1,5- 3,0% isofluran og 0,8 - 1% oxygen eller carbogen L / min (figur 3A).
      Bemærk: Den passende isofluran koncentration varierer efter legemsvægt (fordelingsvolumen), alder, køn og genetiske baggrund af dyret. Hvis gas anæstesiapparater ikke er tilgængelig, dvs. "induktion kammer", carbogen eller iltforsyning, flowmåler, isofluran fordamper, latrintømning systemet, se afsnit 3.2. En opsuges systemet (scavenging systemet, figur 3A) skal installeres for at undgå isofluran eksponering af forsøgslederen (slangen er ikke vist i videoen dokument til demonstration).
  2. Når indånding aneesthetics er ikke en mulighed, udføre anæstesi ved injicerbare anæstetika. Der fremstilles en kombination af esketamine hydrochlorid (dosering gnaver 100 mg / kg) og xylazin-hydrochlorid (gnaver dosering 10 mg / kg) i 0,9% NaCl og injicere dyret intraperitonealt baseret på dens kropsvægt.
  3. Overhold dyrene forsigtigy for dybde af anæstesi ved hjælp hale knibe, mund knivspids og ved at overvåge respirationsraten (mus 150-220 vejrtrækninger / min; rotter 70 - 115 vejrtrækninger / min). Check for mulig gispende.
    Bemærk: Forskellige mus og rotte linjer kan udvise forskellige følsomheder til anæstesi. Det samme gælder for transgene musemodeller.
    Bemærk: endotrakeal intubation er ikke et must i gnavere. Faktisk intubation øger risikoen for skader på luftrøret.

4. Kirurgisk instrumentering - Generelle aspekter

  1. Påfør supplerende varme under og efter operation ved hjælp recirkulerende varmt vand tæpper, elektriske varmeplader, varmelamper, tvunget varm luft enheder eller lomme brænder for at opretholde kroppens kernetemperatur. Oprethold sidstnævnte på 36,5-38,0 ° C (98,6 til 100,4 ° F).
    Bemærk: Små gnavere er disponeret for hypotermi grund af deres høje forhold mellem legemsoverfladen (mus, 10,5 x (vægt i g) 2/3; rotter, 10,5 x (vægt i g) 2/3)til krop volumen.
  2. Undgå hornhinde udtørring og dækker øjnene med oliebaserede kunstige tåre salve eller dexpanthenol (se video dokument) under hele implantation processen og hurtig genopbygning, indtil den blinkende refleks er totalt restaureret.
  3. Autoklave kirurgiske instrumenter (se tabel of Materials) til sterilisation eller putte dem i desinfektionsmidler.
    Bemærk: En elegant og hurtig måde er brugen af ​​en varme-baseret kirurgisk instrument sterilisator med glasperler.
  4. Har en kikkert kirurgisk forstørrelse mikroskop og en kold lyskilde til rådighed for intens belysning via fleksible eller selvbærende, bevægelige lysledere.
  5. Bær en ren laboratorium frakke, en ansigtsmaske, et hoved cover og sterile handsker.
    Bemærk: Optimale forsyninger og instrumenter kan variere fra laboratorium til laboratorium og skal opfylde lab-specifikke og institutionelle krav.

5. Kirurgi - Transmitter Placering

  1. Fjerne kroppen Hair fra hovedbunden fra fuldt bedøvede mus / rotter ved hjælp af en barbermaskine. Rengør barberede område med et desinfektionsmiddel, fx 70% ethanol og en iod baseret krat. Undgå hudirritation eller betændelse på grund af overdreven eksponering. Dyret i liggende stilling på et varmetæppe at opretholde legemstemperatur under anæstesi.
  2. Ved hjælp af en skalpel en midtlinjeincision på hovedbunden fra panden (så bregma craniometric skelsættende bliver synligt) til halsen (så trapez musklen bliver synlig). Med udgangspunkt i den nakkestivhed incisionssted og bruge en kirurgisk saks, åbner en subkutan pose langs sidelinjen flanke af dyret ved stump dissektion.
  3. Injicer 1 ml 0,9% NaCI i det subkutane pose. Placer senderen med sensing ledninger orienteret kranialt inde i subkutane lomme på flanken tæt på den ventrale maveregionen. Hvis senderen har en fane sutur, fastsætte senderen ved dorsale / lateral huden ved hjælp af en eller flere stiChes (over-og-over suturer).
    Bemærk, at fiksering af senderen er ikke et must. Vær særlig opmærksom på at forhindre forurening af det kirurgiske sted og sender implantat. Gardiner bør anvendes til korrekt isolere sterile ikke-sterile områder.
  4. For postoperativ pleje og smertebehandling, se afsnit 8.

6. stereotaktisk Surface Elektrode Implantation

  1. Placer dyret på stereotaktisk ramme under anæstesi og omhyggeligt positionere hovedet ved hjælp af stængerne og næse klemme så bregma og lambda craniometrics landmærker i kraniet er på samme niveau (figur 3B). Undgå at beskadige det indre øre ved hjælp øre barer. Cover øre barer med vatkugler om nødvendigt. This forholdsregler muliggør stram fiksering af hovedet inden for stereotaktisk ramme.
  2. Rengør periosteum med bomuld tip uden at beskadige de tidsmæssige og nakkemuskler. Forbehandle overfladiske tyndt lagkraniet med 0,3% H 2 O 2 for muse kraniet og 3% H2O 2 for rotte kraniet. Denne procedure klart udsætter craniale sutur og craniometrics seværdigheder såsom bregma og lambda (figur 4B, C).
  3. Bruger en speciel, fuldt udstyret stereotaktisk setup for mus og rotter, herunder stereotaktisk ramme med øre barer og næse clamp størrelse-tilpasset til mus og rotter, henholdsvis. Sikre, at stereotaktisk ramme indeholder en gas narkosemasken med forbindelser til isofluran fordamper og isofluran scavenger modulet.
    Bemærk: Der anbefales en edb 3D stereotaktisk setup med en bestemt mus og rotter hjerne koordinerer software, herunder en brugergrænseflade til navigation og 3D atlas, så aksiale, koronale og sagittale visninger.
  4. Montere en præcision boret på den lodrette arm af stereotaktisk ramme. Brug en monteret blyant eller pen på den lodrette arm efterlader en lille mark på koordinaterne af valg på toppen af ​​kraniet, hvisingen edb stereotaktisk system er til rådighed.
  5. Bor huller omhyggeligt under hensyntagen til at mus og rotter alvorligt afviger i neurocranial knogle tykkelse. Desuden bemærkes, at tykkelsen af de murine kranieknogler afhænger stærkt af lokalisering, fx hos mus, os frontale: midterlinjen sektion: 320-390 um, lateral sektion: 300-430 um; os parietale: midterlinjen sektion: 210 - 250 um, lateral sektion: 200-210 um; os occipitale: midterlinjen sektion: 600-730 um, lateral sektion: 380-420 um).
  6. Bor huller tryk-fri ved maksimal hastighed.
    Bemærk: Dette undgår en tonic applanation af kraniet, hvilket kan resultere i en pludselig gennembrud af borehovedet og potentiel skade hovedsagelig i den korticale område. For kraniotomi, er en neurokirurgisk højhastighedstog præcision motor boresystem stærkt anbefales.
  7. Bor burr huller på koordinaterne for valg med typiske borehoved diameter0,3 - 0,5 mm.
    Bemærk: Diameteren af ​​hullerne kan være mindre afhængigt af elektroden diameter. Som en generel regel, at jo mindre diameter, jo mindre skader produceret.
  8. Bøje spidsen af ​​senderne 'sensing føring, der tjener som en epidural elektrode og placere den direkte på dura mater i hullet på koordinaterne af valg. Alternativt kan du bruge kortikale skruer og mekanisk vedhæfte dem til de sensing fører af senderen (figur 4A).
  9. . For optagelser fra overfladen, fx den murine motor cortex M1 / M2, placere elektroden, fx på: kraniel 1 mm, lateral 1,5 mm (venstre hjernehalvdel). Placer epidural referenceelektrode på cerebellare cortex: bregma -6 mm, lateral af bregma 1 mm (venstre hjernehalvdel) eller bregma -6 mm, lateral af bregma 1 mm (højre hjernehalvdel) (figur 4D).
    Bemærk: Lillehjernen tjener som reference, da det er en electroencephalographically tavs region. Stereotaxic koordinater kan afledes fra standard stereotaksiske atlas for mus og rotter.
  10. Fix elektroder med glasionomer dental cement (vandbaseret), som er ekstremt hårdt og giver god vedhæftning til det underliggende neurocranium.
    Bemærk: Hvis der anvendes glasionomer dental cement, ingen forankring skruer er nødvendige for at sikre elektroderne.
  11. Lad cement tørre i 5 min. Luk hovedbunden ved hjælp af over-og-over suturer med ikke-absorberbare 5-0 / 6-0 suturmateriale. Alternativt kan huden lim anvendes. Nøje overvåge kvaliteten af ​​EEG optagelser ud på elektroden implantation site. Bemærk: ossifikation fra de borede huller kan forekomme, der har evnen til at løfte op elektroderne med tiden. Dette kan resultere i reduceret EEG kvalitet på grund af EMG og EKG kontaminering og kan således begrænse den optimale optagelse varighed.
  12. For postoperativ pleje og smertebehandling, se afsnit 8.
  13. Valider EEG position elektrode post mortem.
    1. For dødshjælp, Sende dyret (r) i en inkubation kammer og indføre 100% carbondioxid. Brug et fyld på 10% - 30% af kammerets volumen per minut med carbondioxid tilsat til den eksisterende luft i rugekammeret. Det er hensigtsmæssigt at opnå hurtig bevidstløshed med minimal gene for dyrene.
      Bemærk: Undgå pludselige eksponering ved bevidsthed dyr kuldioxid koncentrationer> 70%, da dette har vist sig at være stressende.
    2. Overhold hver mus / rotte på grund af manglende respiration og falmede øjenfarve. Vedligehold CO2 flow i mindst 1 min efter respirationsstop. Forventet tid til bevidstløshed er normalt inden for 2 til 3 minutter.
    3. Hvis der observeres begge tegn, fjern derefter gnavere fra buret ellers fortsætte med at udsætte dem for CO 2. Hvis bevidstløshed ikke har fundet sted inden for 2 til 3 minutter, tjek kammeret fill rate.
    4. For at verificere den korrekte elektrodeplacering, udrydde hjerner post mortem, f.eks., Efter CO
    5. Postfix hjerner for 2 - 4 timer i 4% PFA ved stuetemperatur efterfulgt af kryobeskyttelse i 30% sucrose i PBS og gemme hjerner ved 4 ° C indtil yderligere forarbejdning.
    6. Brug af modellen matrix for kryostat sektionering, fryse hjerner på en stereotaktisk blok og skære 60 um koronale skiver under anvendelse af en kryostat. Mount skiver på objektglas, lufttørre og plet med Nissl blå under anvendelse af standard teknikker til at visualisere filialen kanalen og tidligere elektrode position.
      Bemærk: Denne tilgang afslører også, om overfladeelektroder er blevet anbragt til dyb uheld ved at efterlade en mindre impingement på toppen af ​​cortex.

7. stereotaktisk Deep intracerebral EEG elektrode Implantation

  1. Pre-behandle hovedbunden og kraniet af dyret, som beskrevet i afsnit 6.1 - 6.2. Vælg den type dybe elektroder omhyggeligt, idet der i betragtning af dens materielle egenskaber, f.eks., Diameter og impedans og mulige forbindelse til transmitterens sensing kundeemner.
    Bemærk: parylen belagt stål og wolframelektroder er almindeligt anvendt. De elektrode egenskaber skal passe de enkelte eksperimentelle behov. Hvis elektroderne ikke leveres sterile, bør de inkuberet i 70% ethanol før brug. Da elektroderne er belagt for denne eksperimentelle formål, en varme-baserede sterilisation er ikke relevant.
  2. Bor huller på koordinaterne for valg, som beskrevet i afsnit 6 ved hjælp af stereotaktisk system. For at målrette det murine CA1-regionen for eksempel, som fungerer som en intensivt undersøgt hjerne område, placeres forskellen elektrode på følgende koordinater refererer til bregma: caudale 2 mm, lateral 1,5 mm (højre hjernehalvdel)og dorsoventral (dybde) 2 mm. Placer en epidural referenceelektrode på cerebellare cortex, f.eks., Bregma -6 mm, lateral af bregma 1 mm (venstre eller højre hjernehalvdel) (figur 4D, E).
    Bemærk: Den cerebellar elektrode tjener en pseudo-referenceelektrode på den tavse region i lillehjernen. Stereotaktisk koordinater kan afledes fra standard stereotaksiske atlas for mus og rotter.
  3. Forkorte de dybe elektroder i den ønskede længde, afhængigt af hvor dybt ind i hjernen, de vil blive indsat. Forbind ekstrakranialt del af elektroden til rustfrit stål helix af senderen bly ved bøjning begge sektioner til en 90 ° vinkel i mellem.
  4. Clip den dybe elektroden til sensing føring af senderen mekanisk. Lod ikke når det er muligt, da dette kan fremkalde betydelig støj i EEG optagelse. Udsætte rustfrit stål helix af senderen bly ved at fjerne en kort del af den ydre silikone isolation ved spidsen afsenderen bly under anvendelse af en steril skalpel.
  5. Rewire i spidsen af ​​senderen til den dybe hjernen elektroden. Sikre en passende og stabil forbindelse af begge komponenter (Figur 4F). Fastgør den implanterede elektrode (som er mekanisk forbundet til senderen bly) til den lodrette arm af stereotaktisk apparat.
  6. Fastgør elektrode med glasionomer dental cement (vandbaseret), som er ekstremt hårdt og giver god vedhæftning til det underliggende neurocranium. Lad cement tørre i 5 min. Luk hovedbunden ved hjælp af over-og-over suturer med ikke-absorberbare 5-0 / 6-0 suturmateriale. Alternativt kan huden lim anvendes.
  7. Nøje overvåge kvaliteten af ​​EEG optagelser ud på elektroden implantation side.
    Bemærk: ossifikation fra de borede huller kan forekomme, der har evnen til at løfte op elektroderne med tiden. Dette kan resultere i reduceret EEG kvalitet på grund af EMG og EKG kontaminering og kan således begrænse den optimale recording varighed. Dette er særlig relevant for dyb elektrodeplacering.
  8. For postoperativ pleje og smertebehandling, se afsnit 8.
  9. Valider EEG elektrode placering post mortem som beskrevet i afsnit 6.13.

8. Postoperativ pleje og postoperative smerter Management

  1. Lad ikke et dyr uden opsyn, indtil det har genvundet tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde brystleje.
  2. Må ikke returnere et dyr, der har gennemgået kirurgi til selskab med andre dyr, indtil fuldt tilbagebetalt.
  3. For postoperativ smertebehandling, vælge et lægemiddel på en af følgende grupper: narkotiske opioider, opioid agonister / antagonister, a 2 agonister, lokalbedøvelse og non-steroide anti-inflammatoriske lægemidler (NSAID) 55-60 Bemærk, at på grund af. sværhedsgraden af ​​kirurgi en 3 dag analgetisk behandling er stærkt.
    1. Hvis du bruger buprenorphin, administrere følgende dosis: mus: 0,05- 0,1 mg / kg, ip, sc, hver 6. - 12 timer; rotte: 0,01 - 0,05 mg / kg, ip, sc, hver 8. - 12 timer.
    2. Hvis du bruger butorphanol, administrere følgende dosis: mus: 1.0 - 5.0 mg / kg, sc, hver 4 timer; rotte: 2,0 - 2,5 mg / kg, sc, hver 4 timer.
    3. Hvis der anvendes tramadol, administrere følgende dosis: mus, rotte: 10 - 30 mg / kg, ip
    4. Hvis du bruger flunixin, administrere følgende dosis: mus: 2,5 mg / kg, sc, hver 12 timer; rotte: 1,1 mg / kg, sc, hver 12 timer.
    5. Hvis du bruger ketoprofen, administrere følgende dosis: mus: 5 mg / kg, sc, hver 12 - 24 timer; rotte: 5 mg / kg, sc, hver 12 - 24 timer.
    6. Hvis du bruger metamizol, administrere følgende dosis: mus, rotte: 100 mg / kg, ip, hver 8 time.
    7. Hvis med meloxicam, administrere følgende dosis: mus, rotte: 1 mg / kg sc, hver 24 timer.
    8. Hvis du bruger carprofen, administrere følgende dosis: mus: 5-10 mg / kg, sc, hver 12 - 24 timer; rotte: 2.5 - 5,0 mg / kg, sc, hver 12 - 24 timer.
    9. Hvis du bruger acetaminophen, administrere følgende dosis: mus: 300 mg / kg, po, hver 4 timer; rotte: 100 - 300 mg / kg, hver 4 timer.
    10. Hvis du bruger lidocain (som supplement smertestillende), administrere følgende dosis: mus, rotte: 1 - 4 mg / kg sc
  4. Ved brug carprofen (dosering gnaver 5 - 10 mg / kg sc, fortyndet i 0,9% NaCl) til langvarig postoperativ smertebehandling, udføre den initiale injektion 10 - 15 minutter før afslutningen af ​​den kirurgiske instrumentering og gentag for to efterfølgende dage en gang om dagen.
  5. Postoperativt, foder fugtede pellets for at lette fødeoptagelse. observere omhyggeligt fødevarer (~ 15 g / 100 g / d; ~ 5 g / 24 timer) og vand (~ 15 ml / 100 g / d; ~ 5 ml / 24 timer) forbrug.
  6. Overvåg dyr nøje for tilbagelevering af deres normale stillinger og adfærd.
    Bemærk: Systemisk administration af antibiotika såsom enrofloxacin eller trimethoprim- sulfonamider er ofte anbefales, men ikke et absolut must, medmindre inflammatoriske tegn på meningitis eller encephalitis på thdetekteres e lokaliteter af implantationer.
  7. Giv mus mindst 10 til 14 ekstra dage at komme sig helt, før du starter EEG optagelser til yderligere analyse.
    Bemærk: Specifikke eksperimentelle opgaver kan kræve længere fredninger.
  8. Opfølgning postoperativ bedring efter implantation ved at evaluere postsurgical udvikling legemsvægt. En maksimal reduktion i kropsvægt normalt observeres omkring dag 4. - 5. postoperativt efterfulgt af en svag, men støt stigning af vægt under A 10 - 14 dag restitutionsperiode.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Dette afsnit viser eksempler opnået fra overfladen og dybe, intracerebrale EEG optagelser. I første omgang bør det fastslås, at baseline optagelser under fysiologiske betingelser er obligatoriske før efterfølgende optagelser efter f.eks, farmakologisk behandling. Sådanne baseline optagelser kan give værdifulde oplysninger om funktionel indbyrdes afhængighed af hjernens rytme med forskellige adfærdsmæssige tilstande eller sove / døgnrytmen rytme. Her viser vi eksempler på indspillede beslaglæggelse aktivitet efter akut administration af prokonvulsive / psychoenergetic lægemidler. Som beskrevet ovenfor, et fælles anvendelsesområde i EEG radiotelemetri er epilepsi forskning. Epilepsimodeller indbefatter akutte og kroniske farmakologiske modeller samt genetiske (transgene) modeller af epilepsi. Her demonstrerer vi akutte modeller af ikke-konvulsiv fravær-lignende anfald induceret af ip administration af R / S-baclofen ved 20 mg / kg og bicucullinemethobromide ved 10 mg / kg. Farmakodynamisk, baclofen er en GABA (B) receptor agonist, der forøger K + efflux ud af cellen både præ- og postsynaptisk henviser bicucullin er en GABA (A) antagonist som hæmmer Cl - indstrømning i cellen. Aktivering af GABA (A) receptorerne resulterer i initiering og vedligeholdelse af hyperoscillation og hypersynchronization i thalamus-corticothalamic kredsløb. 5B, C viser epidural EEG optagelser efter ip administration af R / S-baclofen (20 mg / kg) og bicucullinemethobromide (10 mg / kg). Systemisk administration af 4-aminopyridin (4-AP) i en dosis på 10 mg / kg ip eller pentylentetrazol (PTZ) kan fremprovokere generaliserede tonisk-kloniske anfald hos mus og rotter. Efter 4-AP eller PTZ injektion, dyr viser en typisk tidsmæssig sekvens af motoriske handlinger, dosisafhængig i sværhedsgrad, dvs.., Intensitet og varighed. Anfald normalt starte fra en hypoaktiv tilstand, efterfulgt af en mild, delvis myoklonus der primært rammer ansigtet med vibrissal trækninger, hovedet og / eller forbenene. Denne delvise anfald staten kan end generalisere i en myoklonus karakteriseret ved tab af oprejst positur eller et hele kroppen clonus involverer alle fire lemmer. Sidstnævnte er karakteriseret ved at hoppe, vildt løb og endelig en tonisk ekstension af bagben. En typisk epidural EEG-optagelse efter 4-AP administration (10 mg / kg) er vist i figur 5A. Denne epidural form for registrering er i stand til at fremkalde de tidlige stadier af beslaglæggelse udvikling, dvs.., Myoklon hoved bevægelse, ryk af ansigt og forbens) med høj præcision. Selv om der er en høj grad af motorisk anfaldsaktivitet forbundet med høj EMG, dvs.., Muskel aktivitet, observeres kun minimal EMG kontaminering af EEG optagelser. Som bliver indlysende i figur 5A, er den sporadisk spike aktivitet (*) efterfulgt af en generaliseret klonus med en typisk spike / polyspike / spie-bølgemønster (1), efterfulgt af en efterfølgende episode af kontinuerlig spike aktivitet. Bemærk, at EMG kontaminering er næppe detekterbar. Selvom optagelsen segment er karakteriseret ved forøget muskelaktivitet grund til hele kroppen clonus, piggen aktivitet stammer fra hjernen er fremtrædende og EMG kontaminering er meget lav. Dette eksempel viser, at den foreslåede eksperimenterende tilgang er i stand til at optage EEG-signaler selektivt selv under generaliserede anfald betingelser, når EEG-signaler kan forventes at blive maskeret af EMG artefakter. Bemærk, at indsprøjtningssystemer regimer som beskrevet her altid kræver optagelser før injektion, under injektion og efter farmakologisk administration. Kontrollen bør omfatte sham-injiceret / køretøj injiceret dyr.

En typisk intracerebral hjerne mål er hippocampus, f.eks CA1-regionen. Hippocampale beslaglæggelse aktivitet kan induceres af kaininsyre (KA) eller N-methyl-D-Aspartat (NMDA). Den ikke-NMDA-receptor-agonist KA indgives generelt intraperitonealt i en dosis på 10-30 mg / kg. Hippocampale anfald er en vigtig beslaglæggelse undergruppe, der kan akut induceret af forskellige glutamatreceptoragonister. Brug af den dybe elektrodeimplantation beskrevet ovenfor, kan KA-induceret hippocampus anfald registreres med høj præcision (fig 5D). Udover KA, kan hippocampale anfald også induceres af ip administration af NMDA i en dosis på 150 mg / kg. Som i KA-behandlede dyr, NMDA behandlede mus, udvikle kramper gennem en sekvens af paroxysmal ridser, hypermotilitet og kredser, tonisk-kloniske kramper, og undertiden død.

Figur 6 viser eksempler på samtidige cortical (epidural) og hippocampus (dyb) EEG i en mest populære kronisk hippocampus beslaglæggelse model, dvs.., At pilocarpin model af mesial tindingelappen epi lepsy (mTLE) hos rotter. Det skal bemærkes, at EEG artefakter kan undertiden efterligne ictiform udledninger (figur 7). Således har der skal lægges særlig vægt på at reducere EKG, EMG og eksternt induceret EEG signal forstyrrelse. Det skal bemærkes, at implantationsproceduren beskrevet her giver mulighed for maksimal reduktion i EEG-signal kontaminering. Artefakter enten resultat fra eksterne elektriske anordninger, som kan skærmede ved for eksempel, et Faradays bur eller ved ossifikation processer omkring de borede huller, der har tendens til at løfte elektroderne ud af hjernen. Sidstnævnte er en tidsafhængig proces, der markerer en eksperimentel begrænsning af teknikken. Det skal bemærkes, at beslaglæggelse registrering og analyse er ikke den eneste anvendelsesområde af de teknikker, der er beskrevet her. Overflade og dybe intracerebrale EEG optagelser kan bruges til komplekse tid-frekvens analyse, fx i dyremodeller af neuropsykiatriske sygdomme og for søvn studier for eksempel.

ove_content "fo: holde-together.within-side =" 1 "> figur 1
Figur 1:. Boligforholdene i radiotelemetri In vivo studier i forskellige mus eller rotte linjer eller farmakologiske eller transgene linjer af humane sygdomme kræver høj standardisering for at minimere intra-individuel variabilitet og potentielle skævhed skyldes forstyrrende faktorer. Korrekt boligforhold er en forudsætning for høj kvalitet optagelser og gyldige telemetriske resultater. Åbne boligforhold på lab hylder er ikke egnet til optagelse. Stedet optagelse bør udføres inde i en animalsk facilitet, eller i ventilerede skabe (A). Ideelt set er ventilerede skabe ikke kun bruges til præ-kirurgisk og postsurgical boliger og nyttiggørelse, men også for EEG optagelse (B), da dette garanterer stabilitet miljøforhold og mangel på forstyrrelser. Hvis optagelse ikke kan udføres i en udluftningsanordningilated kabinet, bør de gøres i et Faradays bur inde i en miljømæssigt kontrolleret dyr room (C). Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 2
Figur 2:. Standard EEG radiotelemetri System og radiofrekvens sendere Udover self-made systemer, en række kommercielt tilgængelige systemer er på markedet. Den grundlæggende opsætning af et sådant system, er afbildet i (A). Systemet består af en radiofrekvens-sender, modtager plade, dataudveksling matrix tjener som en multiplexer, og datafangstsystem, bearbejdning og analyse kerneenhed. For frekvensanalyse, beslaglæggelse afsløring og søvnanalyse tilbydes specifikke softwaremoduler. Flere typer af sendere er envailable afhængigt af hvilke arter formodes at blive undersøgt, og afhang af videnskabelige spørgsmål. B) Implanterede mus, modtager plader og en multiplexer placeret inde i et ventileret skab for standardiserede optageforholdene. C) En voksen C57BL / 6J mus og en 2-kanals radiofrekvens-sender. D) Dorsal udsigt af kraniet 4 uger efter elektrode implantation og fiksering ved hjælp glasionomercement (genoptrykt fra 61 og 62 med tilladelse). klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3
Figur 3: Anæstesi og stereotaktisk Opsætning til mus og rotter. A) Gas anæstesi system ved hjælp af isofluran. En præcision af høj hastighed tandlægebor er mounted på et 3D stereotaktisk anordning til mus og rotter henholdsvis. Supplerende varme er givet ved hjælp af en varmepude. B) Close-up af boremaskine, stereotaksiske øre barer og næse klemme (genoptrykt fra 62 med tilladelse). Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 4a
Figur 4b
Figur 4: stereotaktisk Surface og Deep elektrode Implantation. A) Ordning af en epidural elektrode placering i mus og rotter. B) anatomiske strukturer og vartegn af murine kraniet. Apikal visning af en C57BL / 6J mus kraniet, som er udarbejdet i 0,3% H 2 O 2. Bemærk kranieknogler (os frontale (af), os parietale (op), os occipitale (oo)) og suturer (sutura frontalis (SF), sutura sagittalis (ss), sutura coronaria (sc), og sutura lambdoidea (sl)), som bestemme den store anatomiske landmærker bregma (B) og lambda (L). C ) sidebillede af en C57BL / 6J mus kraniet. D) en epidural, differential elektrode anbringes på den motoriske hjernebark (M1), en yderligere intrahippocampal differentiel elektrode anbringes i CA1-regionen i hippocampus. Begge pseudo-reference elektroder er lokaliseret på lillehjernen. E) koronal sektion (ordning) illustrerer lokalisering af den dybe, intrakraniel elektrode til registrering af electrohippocampogram. F) Close-up af den dybe EEG elektrode, den sensing spidsen af radiofrekvens-sender og deres arrangement på toppen af det murine kraniet (genoptrykt fra 61 og 62 med tilladelse). klikher for at se en større version af dette tal.

Figur 5a
Figur 5b
Figur 5:. Farmakologisk Induktion af epileptiske Udledning A) Overflade EEG-optagelse viser iktal udledninger efter ip administration af 4-aminopyridin (4 AP, 10 mg / kg). Sporadiske pigge (*) udvikle sig til en forbigående episode af kontinuerlig spiking (1), hvilket resulterer i en EEG depression (nedsat amplitude, 2-3). Kort efter dette tidsrum en anden pig-tog samtidig til udviklingen af ​​et generaliseret tonisk-kloniske krampeanfald med vildt løb og spring viser sig som sidst resulterer i en tonisk ekstension af bagben (4) og død. Den resterende lille signal efter hjernedød repræsenterer en EKG (R-spike) forurening. B) Efter ip administrati på af bicucullinemethobromide (BMB, 10 mg / kg) mus viser tog med karakteristiske pigge og spike bølger. C) Administration af baclofen (20 mg / kg) resulterer i sporadisk forekomst af spiking aktivitet. D) intrahippocampal elektroencephalografiske (EEG) optagelser efter ip administration af KA (30 mg / kg). I: deep CA1 optagelse fra en C57BL / 6J mus i 2 timer umiddelbart efter KA administration. Ved 30 mg / kg KA sammenhængende hippocampal krampeaktivitet observeres lejlighedsvis afbrudt af postictal depression (pile). Iktal udledninger er kendetegnet ved spidsen og / eller spike-wave aktivitet (se mellemværker) i delta- og theta-bølge rækkevidde (4-8 Hz). II-IV: På dag 1, 3 og 5 efter injektion 1h CA1 EEG optagelser illustrerer faldende, men stadig kontinuerte iktal udledninger relateret til neuronal excitotoksisk degeneration (genoptrykt fra 61 og 62 med tilladelse).jpg "target =" _ blank "> Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 6
Figur 6:. Radiotelemetrisk EEG optagelse i en rotte model af mesial Temporal Lobe Epilepsi limbiske anfald farmakologisk induceret via en pilocarpininjektion regime. Denne figur illustrerer synkrone optagelse fra den primære motor cortex (M1) samt hippocampale CA1-regionen fra en rotte i en alder af 3 måneder. Stigende og faldende spike / poly-spike tog er til stede i begge omlægninger (genoptrykt fra 62 med tilladelse). Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 7
A) intrahippocampal EEG optagelse fra en kontrol mus . B) beskadiget silikone isolering af følerelementet fører samt ossifikation processer hidrørende fra kanten af borede huller kan resultere i dramatiske kontaminering af elektroencefalografiske optagelser. Bemærk den regelmæssigt mønster af forstyrrende EKG-signalet, dvs.., R-spikes (pile). Vigtigere, EKG kontaminering kan ikke fuldstændig undgås, men implantationsproceduren præsenteret her, vil reducere det til et minimum. C) Elektromyografisk kontaminering af EEG kendetegnet ved høj frekvens aktivitet. D) Artefakter kan også stamme fra krydstale mellem modtager plader eller fra elektrisk støj udvikler sig fra værelse lys eller diverse andre elektriske apparater that er tæt på modtageren plader. En effektiv måde at forhindre systemet opfanges støj er at beskytte receiver plade og hjem bur ved hjælp af en ventileret skab eller et Faradays bur (genoptrykt fra 61 og 62 med tilladelse). Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Implanterbar EEG radiotelemetri er af central betydning, da det er en ikke-fastholdende teknik tillader forsøgsdyr til at udføre deres fulde repertoire af adfærd 1,3. Dette er af stor interesse, da telemetrisk tilgang gør det muligt ikke kun spontan EEG optagelser, men også optagelser under kognitive opgaver og døgnrytmen analytiske opsætninger, såsom T-labyrint, radial labyrint, vand labyrint, søvnmangel opgaver eller når en EEG optagelse er nødvendig eller hensigtsmæssig under kompleks kognitiv eller motorisk aktivitet.

Denne protokol beskriver epidural overflade og dyb intracerebral EEG elektrode implantation i mus og rotter og forbindelse til en implanterbar EEG radiofrekvens transmitter. Kritiske skridt i proceduren omfatter pre-kirurgiske problemstillinger, dvs. udvælgelse af art og stamme, boligforhold, anæstesi og smertebehandling. En kritisk litteratur skærm afslører, at sidstnævnte kan tjene som forstyrrende faktorer, der contribute til divergerende resultater i forskellige forskningsprojekter tilgange. For eksempel kan valget af eksperimentelle arter, f.eks, mus versus rotter og endda stammer helt ændre eksperimentelle resultater. Det samme gælder for køn. Generelt er en kønsspecifikke gruppering og analyse stærkt anbefales. Hvis dette ikke er muligt, bør køn være balance i det mindste. Hvis eksperimentelle betingelser ikke er strengt harmoniseret eller kontrolleres, erhvervede data enten ikke er sammenlignelige eller blot ugyldig.

Den stereotaktisk implantation beskrevet her giver et pålideligt værktøj til at registrere høj kvalitet EEG fra både overfladen og dybe intracerebrale strukturer. Kritiske trin i implanteringsproceduren omfatter boreprocessen. Det skal udføres med maksimal hastighed (RPM) med minimalt tryk. Selvom en høj borehastighed genererer varme, garanterer minimum tryk at subkortikale strukturer ikke er termisk beskadiget. Minimumstryk er vigtigt at undgå enpludselige gennembrud af kraniet og efterfølgende beskadigelse af den underliggende cortex. Derudover har der skal tages særlig omhu for ikke at beskadige en meningeal arterie eller en dural sinus. Hos mus, kraniet er temmelig gennemsigtig på grund af sin lille tykkelse. Derfor kan meningeale arterier og bihuler identificeres for at undgå skader. I tilfælde af blødning den tidlige og sene prognosen er dårlig generelt, og det er tvivlsomt, om et sådant dyr opfylder inklusionskriterierne for en pålidelig undersøgelse. Vi anbefaler, at ofre sådanne dyr.

Det er vores erfaring, kan udføres af høj kvalitet EEG optagelser ved hjælp af den beskrevne fremgangsmåde op til 4 uger. På grund af ossifikation processer stammer fra de borede huller i calvaria, elektroder tendens til at blive løftet op resulterer i EKG og EMG kontaminering. Det bør endvidere overvejes at målrette en specifik overflade eller dyb, intracerebral struktur afhængig stereotaksiske koordinater fra hjernen atlas. Disse stereotaksiske brainmapsnormalt relateret til en bestemt mus eller rotte stamme af en bestemt alder. Det skal bemærkes kritisk, at forskellige mus og rotte-stammer kan udvise forskelle i alder specifik størrelse af kroppen og kraniet. Der er således inter-stamme og intra-stamme forskelle med hensyn til på seværdighed grundlæggende craniometrics bregma og lambda. Dette problem frembyder særlige udfordring, hvis man ønsker at udføre overflade og dybe elektrode optagelser fra unge mus og rotter, der stadig udvikler, dvs. display kraniet og hjernen vækst. I dette tilfælde kan en pålidelig langsigtet optagelse fra positionen af ​​valg er næppe muligt.

For at gøre de craniometric landmærker synlige en blegning procedure anbefales. Der må drages omsorg for at begrænse inkubationstid på H2O 2, da det ellers kan trænge ind i kraniet og gøre oxidativ beskadigelse af cortex.

Endelig er det vigtigt at bemærke, at kommerciel EEG radiotelemetrisystemer kan kombineres med andre elektrofysiologiske opsætninger samt. Vi har for nylig etableret en kombination af radiotelemetrisk EEG optagelse med en auditiv evoked potentiale setup i mus. Dette sofistikerede tilgang giver, for eksempel for at udføre endophenotyping og at identificere og karakterisere transgene musemodeller for skizofreni, fx ved anvendelse af dobbeltklik paradigme og analyse af P50 / N100 potentialer. Generelt er teknisk forbindelse mellem EEG radiotelemetri og fremkaldes-potentialer vil sandsynligvis være en lovende fremgangsmåde i fremtiden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung) Pfizer PZN 0110208 20 ml
Binocular surgical magnification microscope  Zeiss Stemi 2000 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Bulldog serrefine F.S.T. 18051-28 28 mm
Cages (Macrolon) Techniplast 1264C, 1290D
Cold light source Schott KL2500 LCD 9.705 202 ordered at Th.Geyer
Cotton tip applicators (sterile) Carl Roth  EH12.1
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) Bayer PZN: 1578818
Drapes (sterile) Hartmann PZN 0366787
70% ethanol Carl Roth  9065.5
0.3%/3% hydrogene peroxide solution Sigma 95321 30% stock solution 
Gloves (sterile) Unigloves 1570
Dental glas ionomer cement KentDental /NORDENTA 957 321
2% glutaraldehyde solution Sigma G6257
Graefe Forceps-curved, serrated F.S.T. 11052-10
Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide F.S.T. 12500-12 12.5 cm
Heat-based surgical instrument sterilizer F.S.T. 18000-50
Heating pad AEG HK5510 520010 ordered at myToolStore
High-speed dental drill Adeor SI-1708
Iris scissors extra thin  F.S.T. 14058-09 9 cm
Inhalation narcotic system (isoflurane) Harvard Apparatus GmbH 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
Isoflurane Baxter 250 ml PZN 6497131
Ketamine Pfizer PZN 07506004
Lactated Ringer’s solution (sterile) Braun L7502
Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm F.S.T. 14078-10 10 cm
Nissl staining solution Armin Baack BAA31712159
Non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) SABANA (Sabafil) N-63123-45
Covidien (Sofsilk) S1172, S1173
Halsey Needle Holder F.S.T. 12001-13 13 cm
Pads (sterile) ReWa Krankenhausbedarf 2003/01
0.9% saline (NaCl, sterile) Braun PZN:8609255
Scalpel blades with handle (sterile) propraxis 2029/10
Standard Pattern Forceps F.S.T. 11000-12, 11000-14 12 cm and 14.5 cm length
Steel and tungsten electrodes parylene coated  FHC Inc., USA) UEWLGESEANND
Stereotaxic frame Neurostar 51730M ordered at Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
Tapes (sterile) BSN medical GmbH & Co. KG 626225
TA10ETA-F20  DSI 270-0042-001X Radiofrequency transmitter 3.9 g, 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 2.5 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, 
nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 4 months
TL11M2-F20EET  DSI 270-0124-001X Radiofrequency transmitter 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 1.25 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, 
nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 1.5 months
Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm F.S.T. 11021-12 12 cm length
Tungsten carbide iris scissors F.S.T. 14558-11 11.5 cm
Vibroslicer 5000 MZ Electron Microscopy Sciences 5000-005
Xylazine (Rompun) Bayer PZN: 1320422

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

Tags

Neuroscience dybe hjerne elektroder electrocorticogram elektroencefalogram electrohippocampogram hippocampus intramuskulære elektroder mus radiotelemetri rotte stereotaktisk implantation subkortikale elektroder
Ikke-fastholdende EEG radiotelemetri: Epidural og Deep intracerebral stereotaktisk EEG Placering af elektroder
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Papazoglou, A., Lundt, A., Wormuth,… More

Papazoglou, A., Lundt, A., Wormuth, C., Ehninger, D., Henseler, C., Soós, J., Broich, K., Weiergräber, M. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. J. Vis. Exp. (112), e54216, doi:10.3791/54216 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter