Summary
Não restrição EEG radiotelemetria é uma abordagem metodológica valiosa para gravar in vivo eletroencefalogramas de longo prazo de roedores que se movem livremente. Este protocolo detalhado descreve epidural estereotáxico e colocação de eletrodos intracerebral profunda em diferentes regiões do cérebro a fim de obter registos fiáveis de CNS ritmicidade e estágios comportamentais relacionadas com o SNC.
Abstract
Implantável radiotelemetria EEG é de importância central na caracterização neurológica de modelos de ratinho transgénicos de doenças neuropsiquiátricas e neurodegenerativas, bem como epilepsias. Esta poderosa técnica não só fornecem informações valiosas sobre os mecanismos fisiopatológicos subjacentes, ie., A etiopatogenia de doenças relacionadas com o SNC, ele também facilita o desenvolvimento de nova translação, ou seja., Abordagens terapêuticas. Considerando que as técnicas concorrentes que fazem uso de sistemas de registo utilizados nos revestimentos ou sistemas amarrados sofrer com a sua restrição não fisiológicas ao caráter semi-restrição, gravações de EEG radiotelemetric superar estas desvantagens. Tecnicamente, implantável radiotelemetria EEG permite a medição precisa e altamente sensível, EEGs intracerebrais peridural e profundas sob várias condições fisiológicas e fisiopatológicas. Primeiro, apresentamos um protocolo detalhado de uma para a frente, bem sucedido,técnica rápida e eficiente para gravações peridural (superfície) EEG, resultando em electrocorticograms de alta qualidade. Em segundo lugar, demonstramos como implantar, eletrodos de EEG intracerebrais profundas, por exemplo, no hipocampo (electrohippocampogram). Para ambas as abordagens, um sistema de implante de eletrodos estereotáxica 3D computadorizada é utilizada. O próprio transmissor de radiofrequência é implantado numa bolsa subcutânea em ambos os ratinhos e ratos. Especial atenção tem de ser pago para pré, peri e pós-operatório de tratamento dos animais experimentais. preparo pré-operatório de camundongos e ratos, anestesia adequados, bem como de gestão de tratamento e dor pós-operatória são descritos em detalhes.
Introduction
Radiotelemetria é uma abordagem metodológica mais valioso para medir uma variedade de parâmetros fisiológicos e comportamentais em animais conscientes não restringidos, de vários tamanhos, em particular no contexto do EEG, ECG, EMG, pressão arterial, temperatura corporal ou medições de actividade 1-7. Teoricamente, qualquer espécie pode ser analisada utilizando implantável radiotelemetria EEG de roedores de laboratório tais como ratinhos e ratos a gatos, cães, porcos e primatas 3,8. Mesmo os peixes, répteis e anfíbios estão sujeitas à fiscalização radiotelemetric 9. Ao longo das últimas duas décadas, implantável radiotelemetria EEG provou ser valioso na caracterização de vários modelos animais transgénicos de doenças humanas, tais como a epilepsia, distúrbios do sono, doenças neurodegenerativas e distúrbios neuropsiquiátricos 7,10-12. No passado, várias abordagens metodológicas de coleta de dados fisiológicos, incluindo biopotenciais de camundongos e ratos foram descRiBED. Usado em sistemas de revestimento gravador, métodos de contenção física, radiotransmissores não implantado e sistemas amarrados têm recebido a atenção principal no passado 13,14. Hoje em dia, vários sistemas para implantação radiotelemetric estão comercialmente disponíveis. No entanto, uma tela literatura também revelou 29 publicações que descrevem o desenvolvimento de sistemas de auto-radiotelemetric feitas 15-40. Considerando que os sistemas caseiros tendem a ser menos caro e mais user adaptado, comercialmente sistemas disponíveis são para a frente, relativamente fácil de instalar e pode ser configurado rapidamente.
Implantável radiotelemetria EEG tem uma série de vantagens em relação às técnicas concorrentes, como métodos de contenção física, usado em sistemas de revestimento ou abordagens amarrados. Estas últimas são, por definição, imobilizar, isto é., O animal é incapaz de se mover ou seu comportamento normal é prejudicada. Pode até ser necessário para anestesiar o animal para a aquisição de redados susceptíveis. sistemas amarrados modernos no entanto tendem a ser menos restritiva, mas isso tem de ser cientificamente validado. Radiotelemetria por outro lado permite que os animais exibem a sua repertório completo de comportamento sem restrições espaço-temporais e, por conseguinte, pensa-se ser superior a imobilizar abordagens e ser mais preditiva dos resultados que podem ser adquiridos em humanos 1,3. É conhecido por um bom tempo que as abordagens de restrição pode alterar drasticamente os parâmetros fisiológicos fundamentais, por exemplo., Ingestão de alimentos, temperatura corporal, pressão arterial e da frequência cardíaca e da actividade física, por exemplo, 3. Sistemas amarrados representam abordagem ainda se amplamente utilizado clássica de restrição 13,14. Os eléctrodos que são eléctrodos, quer epidural ou profundas são geralmente ligado a uma tomada em miniatura, que está ancorado ao crânio. A tomada em si está exposto para a fixação de um cabo que permite a livre circulação relativamente do animal. Although hoje sistemas cativos tornaram-se extremamente filigrana e altamente flexível, uma de suas principais desvantagens é, que ainda é semi-restrição. Além disso, pode haver um risco de infecção no local da implantação eléctrodo como os animais tendem a manipular os dispositivos externos originários do seu corpo (cabeça). Embora a tecnologia wireless radiotelemetria em várias espécies já foi descrito no final dos anos 60 e tem, portanto, existe há décadas, só recentemente se tornou acessível, confiável e relativamente fácil de usar 10,41,42, particularmente em pequenos roedores de laboratório tais como ratinhos e ratos. Pequenas, diminuto transmissores EEG implantáveis estão agora comercialmente disponível e pode ser implantado em ratinhos maiores do que 20 g (~ 10 semanas). Assim, a caracterização eletrofisiológica de modelos de camundongos transgênicos em particular tornou-se um campo predominante de aplicação da implantável radiotelemetria EEG estes dias. tamanho do animal não é mais uma restric experimental absolutação ao passo que o tempo de vida da bateria dos transmissores de fato é. Apesar do seu tempo de vida limitado, sistemas transmissores implantáveis são capazes de minimizar a maioria das desvantagens relacionadas com potencial estresse associado de gravação por sistemas de contenção. Os roedores podem apresentar o seu arsenal completo do comportamento fisiológico incluindo descanso, atividade locomotora (exploração) e sono (REM, sono de ondas lentas) 43,44. Importante, radiotelemetria implantável pode reduzir fortemente o uso de animais 3. Atualmente, não há uma intensa discussão sobre a forma de limitar o número de animais experimentais na ciência e diminuir o seu sofrimento. Claramente, a experimentação animal e de modelos animais de doenças humanas e animais são essenciais para a nossa compreensão da fisiopatologia da linha de fundo eo progresso posterior na terapia. Além disso, experiências com animais são críticos em pesquisa e desenvolvimento de medicamentos. Eles contribuir substancialmente para estudos pré-clínicos / toxicológicos em licenciamento de drogascometendo assim tanto cuidado humano e animal. É digno de nota, que actualmente alternativas estão ainda disponíveis para pesquisa animal para compreender os mecanismos fisiopatológicos complexos que seriam de outra forma impossível de ser atingida. Ao mesmo tempo, o 3R, ie., Substituição, redução e estratégia de refinamento na UE e nos EUA incentiva fortemente a investigação de métodos complementares e alternativos. Radiotelemetria é um exemplo importante de uma estratégia 3R bem sucedida, uma vez que pode reduzir o número de animais experimentais e seu sofrimento em comparação com outras técnicas.
Aqui nós fornecemos uma abordagem detalhada e contígua passo-a-passo para executar um implante bolsa subcutânea de um transmissor de radiofrequência em ambos os ratinhos e ratos. Esta primeira sequência é seguida por uma descrição do epidural estereotáxico e posicionamento dos eletrodos EEG intracerebral profunda. É dada especial atenção às condições de alojamento, anestesia, peri e dor pós-operatóriagestão e possível tratamento anti-infeccioso. O foco é na abordagem estereotáxica 3D computadorizado para atingir de forma confiável estruturas intracerebrais peridural e profundas. Também comentar sobre armadilhas experimentais frequentes no implante de eletrodos de EEG e estratégias para a redução do trauma e optimização da gestão de dor durante a recuperação pós-operatória. Finalmente, exemplos de EEG profundas superfície e são apresentados.
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Protocol
Declaração de Ética: Todos experimentação animal foi realizada de acordo com as orientações do Conselho local e institucional on Animal Care (Universidade de Bonn, BfArM, LANUV, Alemanha). Além disso, toda a experimentação animal foi realizada em conformidade com a legislação superior, por exemplo., A directiva, de Novembro de 1986 (86/609 / CEE) ou indivíduo legislação 24 regional ou nacional Conselho Comunidades Europeias. esforço específico é feito para minimizar o número de animais utilizados e seu sofrimento.
1. Animais Experimentais
- Seleção de animais experimentais e espécies
- Realizar estudos radiotelemetric em roedores, ie., Camundongos e ratos que preencham os requisitos de homologia, isomorfismo e previsibilidade relacionadas com uma doença humana específica 7,9,45,46.
Nota: rato diversos e rato estirpes disponíveis severamente podem diferir em fisiológica básica e characterist fisiopatológicoics 47-49. - Considere ou avaliar características fisiológicas e fisiopatológicas de estirpes mouse / rato antes de realizar experimentos eletrofisiológicos subsequentes, por exemplo, resposta a dosagens aplicáveis de anestésicos, arquitetura do sono e apreensão susceptibilidade 50,51.
- Nota especificidades de gênero no desenho do estudo. O ciclo estral pode afetar fortemente ritmicidade central, a sua actividade dependência circadiano, sono e apreensão 52-54. Assim, realizar uma análise específica de gênero.
Nota: Se a capacidade financeira e experimental é limitado, a restrição a ratinhos macho é aconselhada.
- Realizar estudos radiotelemetric em roedores, ie., Camundongos e ratos que preencham os requisitos de homologia, isomorfismo e previsibilidade relacionadas com uma doença humana específica 7,9,45,46.
- alojamento dos animais e manipulação
- Os ratos domésticos e ratos em filtro-top gaiolas ou melhor ainda em gaiolas ventiladas individualmente.
- Transferir ratos do biotério para armários ventilados colocados em salas especiais do laboratório exclusivamente dedicadas a animais implantados e sua gravação posterior (Figura1).
- Para a aclimatização após o transporte terrestre, animais de lugar para uma semana em um armário ventilado em condições normais, ou seja, 21 ± 2 ° C de temperatura ambiente, 50 -. 60% de humidade relativa, e um 12 hr ciclo claro / escuro convencional.
- Antes da implantação cirúrgica, ratos de casa em grupos de 3-4 em clara gaiolas de policarbonato tipo II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, área de 410 cm 2) com acesso ad libitum à água potável e pelotas do alimento padrão. Use clara gaiolas de policarbonato tipo III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, área de 800 cm2) para ratos.
- Não separar / isolar os animais, nesta fase, o isolamento pode causar estresse influenciar resultados experimentais mais tarde. No entanto, na sequência de instrumentação cirúrgica, casas animais separadamente como os animais tendem a manipular stiches ferida / suturas ou grampos metálicos (ver abaixo).
- Evitar condições de alojamento abertos à medida que são julgados inadequados para uma variedade de squestões cientificas, por exemplo., estudos do sono.
- Use o mouse e equipamentos específicos de ratos de modo que nem os ratos nem ratos podem sentir a presença um do outro, pois isso coloca estresse adicional aos animais.
2. Sistema Radiotelemetria EEG
Nota: O protocolo descrito é baseado em sistemas de telemetria disponíveis comercialmente usados para gravações de EEG intracerebrais profundas (Figura 2) de superfície e.
- Usar um implante de telemetria de radiofrequência adequado para implantação em ratinhos ou ratos, por exemplo., Um transmissor de um canal ou de um transmissor de dois canais.
Nota:. Ambos os emissores são capazes de medir vários biopotenciais, ou seja, electroencefalograma (EEG), electrocardiograma (ECG), electromiograma (EMG), mas também a actividade física e a temperatura. Eles têm um mecanismo on-off de atuação magnética. O transmissor e sensores leads são fornecidos estéreis. Se o transmissor estiverpara ser re-utilizado siga as instruções dos fabricantes para uma nova esterilização. - Para a análise de gama-alta frequência (até 500 Hz), por exemplo, escolha transmissores com maior taxa nominal de amostragem (f, até 5000 Hz) e largura de banda de transmissão (B, de até 500 Hz). Em particular, considere o limite de amostragem de Nyquist-Shannon, ie., Os dados de EEG pode ser analisada até um máximo absoluto de f / 2, mas não além. Para a análise de frequência de confiança, uma largura de banda de frequência (B) de f / 10 - f / 5 é recomendada.
Nota: A questão científica a estudar deve atender as especificações técnicas do transmissor.
3. Anesthesia and Pain Management
- Use narcose inalação de isoflurano.
- Colocar o animal numa "câmara de indução" preenchido com 4-5% de isoflurano e 0,8 - 1% de oxigénio ou de carbogénio (5% de CO 2 e 95% de O 2) L / min. Manter a desejada profundidade de anestesia com uma máscara de silício de proporcionar um fluxo de 1,5- 3,0% de isoflurano e 0,8 - 1% de oxigénio ou de carbogénio l / min (Figura 3A).
Nota: A concentração de isoflurano apropriada varia de acordo com o peso corporal (volume de distribuição), idade, sexo e antecedentes genéticos do animal. Se o equipamento de anestesia de gás não estiver disponível, ou seja, "câmara de indução", carbogênio ou fornecimento de oxigênio, fluxômetro, vaporizador de isoflurano, sistema de limpeza, ver secção 3.2. Uma retirada pelo sistema de aspiração (varrimento sistema, Figura 3A) é para ser instalado para evitar a exposição do experimentador isoflurano (a tubagem não está mostrado no documento vídeo para demonstração).
- Colocar o animal numa "câmara de indução" preenchido com 4-5% de isoflurano e 0,8 - 1% de oxigénio ou de carbogénio (5% de CO 2 e 95% de O 2) L / min. Manter a desejada profundidade de anestesia com uma máscara de silício de proporcionar um fluxo de 1,5- 3,0% de isoflurano e 0,8 - 1% de oxigénio ou de carbogénio l / min (Figura 3A).
- Quando aneesthetics inalação não são uma opção, execute anestesia com anestésicos injetáveis. Prepara-se uma combinação de cloridrato de esketamine (roedor dosagem de 100 mg / kg) e cloridrato de xilazina (roedor dosagem de 10 mg / kg) em NaCl a 0,9% e administrada a animais por via intraperitoneal com base no seu peso corporal.
- Observar os animais CAREFULLy para a profundidade da anestesia usando pitada cauda, pitada pé e monitorando a taxa de respiração (ratos 150 - 220 ciclos / min; ratos 70 - 115 ciclos / min). Verificar a possibilidade de ofegante.
Nota: Diferentes linhas de ratos e de camundongos podem apresentar diferentes sensibilidades à anestesia. O mesmo vale para os modelos de camundongos transgênicos.
Nota: A entubação endotraqueal não é uma obrigação em roedores. Na verdade, a intubação aumenta o risco de dano para a traqueia.
4. Instrumentação Cirúrgica - Aspectos gerais
- Aplicar suplementar calor durante e após a cirurgia usando recirculação de cobertores quentes de água, placas de aquecimento eléctricos, lâmpadas de calor, unidades de ar quente forçado ou aquecedores de bolso para manter a temperatura corporal central. Manter o último em 36,5-38,0 ° C (98,6-100,4 ° F).
Nota: Pequenos roedores estão predispostos a hipotermia devida à sua elevada proporção de superfície corporal (rato, 10.5 x (peso em g) 2/3; ratos, 10,5 x (peso em g) 2/3)ao volume do corpo. - Evitar a dessecação da córnea e cobrir os olhos com a pomada à base de petróleo de lágrima artificial ou dexpantenol (ver documento vídeo) durante todo o processo de implantação e recuperação rápida até que o reflexo de piscar é totalmente restaurado.
- Instrumentos cirúrgicos autoclave (ver Tabela de Materiais) para esterilização ou colocá-los em desinfetantes.
Nota: Uma forma elegante e rápido é o uso de um instrumento cirúrgico de esterilização à base de calor com esferas de vidro. - Tem um microscópio de ampliação cirúrgico binocular e uma fonte de luz fria disponível para iluminação intensa via, guias de luz móveis flexíveis ou auto-sustentável.
- Usar um casaco limpo laboratório, uma máscara, uma cobertura de cabeça e luvas estéreis.
Nota: suprimentos e instrumentos ideais podem variar de laboratório para laboratório e deve atender aos requisitos específicos do laboratório e institucionais.
5. Cirurgia - Colocação Transmissor
- Retire o corpo hair do couro cabeludo de totalmente anestesiados ratos / ratos, utilizando uma máquina de barbear. Limpar a área raspada utilizando um desinfectante, por exemplo, etanol a 70% e uma esfoliação base de iodo. Evitar a irritação da pele ou da inflamação devido à exposição excessiva. Colocar o animal em decúbito ventral sobre uma manta de aquecimento para manter a temperatura corporal durante a anestesia.
- Utilizando um bisturi, fazer uma incisão na linha média do couro cabeludo da testa (de modo que a bregma craniométrica marco torna-se visível) para o pescoço (de modo a que o músculo torna-se visível trapezoidal). A partir do local da incisão da nuca e usando uma tesoura cirúrgica, abra uma bolsa subcutânea ao longo do flanco lateral do animal por dissecção romba.
- Injectar 1 mL de NaCl 0,9% na bolsa subcutânea. Coloque o transmissor com os fios de detecção orientado cranial dentro da bolsa subcutânea no flanco perto da região abdominal ventral. Se o transmissor tem uma presilha de sutura, fixar o transmissor ao dorsal da pele / lateral usando uma ou mais stiches (sobre-e-mais de suturas).
Note-se que a fixação do transmissor não é uma obrigação. Preste especial atenção à prevenção da contaminação do local da cirurgia e implante transmissor. Cortinas deve ser utilizado para isolar adequadamente estéril a partir de áreas de não-estéreis. - Para cuidados pós-operatórios e controle da dor, consulte a secção 8.
6. estereotáxica superfície do eletrodo Implantação
- Colocar o animal sobre a armação estereotáxica sob anestesia e posicionar cuidadosamente a cabeça com a ajuda das barras e o grampo nariz de modo a que as bregma e lambda craniometrics marcos do crânio estão ao mesmo nível (Figura 3B). Não danificar o ouvido interno utilizando barras de ouvido. Cubra barras de ouvido com bolas de algodão, se necessário. Este precauções permite a fixação firme da cabeça dentro do quadro estereotáxico.
- Limpe o periósteo com pontas de algodão sem danificar os músculos temporal e occipital. Pré-tratar a fina camada superficial deo crânio com 0,3% de H 2 O 2 para o crânio rato e 3% de H 2 O 2 para o crânio de ratos. Este processo expõe claramente cranianos marcos de sutura e craniometrics tais como bregma e lambda (Figura 4B, C).
- Use uma configuração estereotáxica especial, totalmente equipado para camundongos e ratos incluindo quadro estereotáxico com barras de ouvido e pinça o nariz para camundongos e ratos, respectivamente adaptada-size. Certifique-se de que o quadro estereotáxico inclui uma máscara de gás anestésico com conexões para o evaporador isoflurano eo módulo limpador isoflurano.
Nota: A configuração estereotáxica 3D computadorizado com um específica do cérebro do rato e rato coordenar software, incluindo uma interface de usuário para navegação e atlas 3D, permitindo uma vista axial, coronal e sagital é recomendado. - Montar uma broca de precisão no braço vertical do quadro estereotáxico. Use um lápis ou caneta montada no braço vertical deixando uma pequena marca nas coordenadas de escolha no topo do crânio senenhum sistema estereotáxico informatizado está disponível.
- Faça furos cuidadosamente levando em consideração que camundongos e ratos severamente diferem na espessura do osso neurocraniano. Além disso, note que a espessura dos ossos cranianos murídeo depende fortemente da localização, por exemplo, em ratinhos, OS frontale: secção de linha média: 320-390 uM, secção lateral: 300-430 ^ M; OS parietale: secção de linha média: 210 - 250 mm, secção lateral: 200 - 210 mm; OS occipitale: a seção da linha média: 600 - 730 mm, secção lateral: 380-420 mm).
- Faça furos pressão livre em velocidade máxima.
Nota: Isto evita uma aplanação tónico do crânio, o que pode resultar em um avanço brusco da cabeça de perfuração e o potencial de danos principalmente na área cortical. Para craniotomia, um sistema de perfuração motor de precisão de alta velocidade de neurocirurgia é altamente recomendado. - Faça furos rebarba nas coordenadas de escolha com diâmetro de cabeça de perfuração típicade 0.3 - 0.5 mm.
Nota: O diâmetro dos orifícios pode ser menor, dependendo do diâmetro do eléctrodo. Como regra geral, quanto menor for o diâmetro, a menos danos é produzido. - Dobre a ponta do eléctrodo de detecção dos transmissores que serve como eletrodo peridural e colocá-lo diretamente sobre a dura-máter no buraco nas coordenadas de escolha. Como alternativa, use parafusos corticais e mecanicamente anexá-los aos fios de detecção do transmissor (Figura 4A).
- . Para gravações a partir da superfície, por exemplo, o córtex motor murino M1 / M2, posicionar o eléctrodo, por exemplo, em: craniana de 1 mm, lateral, 1,5 mm (hemisfério esquerdo). Coloque o eletrodo de referência epidural no córtex cerebelar: bregma -6 mm, lateral do bregma 1 mm (hemisfério esquerdo) ou bregma -6 mm, lateral do bregma 1 mm (hemisfério direito) (Figura 4D).
Nota: O cerebelo serve como uma referência, uma vez que é uma região electroencephalographically silenciosa. Stereotaxic coordenadas pode ser derivada a partir de Atlas estereotáxicas padrão para ratos e ratazanas. - Fix eletrodos com ionômero de vidro dentário (à base de água), o que é extremamente difícil e dá uma forte adesão à neurocranium subjacente.
Nota: Se ionômero de vidro dentário é utilizado, sem parafusos de fixação são necessários para garantir os eletrodos. - Deixar o cimento para secar durante 5 min. Feche o couro cabeludo com sobre-e-mais de suturas com não absorvível 5-0 / 6-0 material de sutura. Alternativamente, cola de pele pode ser utilizado. acompanhar de perto a qualidade das gravações de EEG com base no local de implantação do eletrodo. Nota: A ossificação dos orifícios perfurados pode ocorrer que tem a capacidade para levantar-se os eléctrodos com o tempo. Isso pode prejudicar a qualidade de EEG devido a EMG e ECG contaminação e pode, assim, limitar a duração da gravação ideal.
- Para cuidados pós-operatórios e controle da dor, consulte a secção 8.
- posição do eletrodo Validar EEG post mortem.
- para a eutanásia, Colocar o animal (s) numa câmara de incubação e introduzir 100% de dióxido de carbono. Utilize uma taxa de enchimento de 10% - 30% do volume da câmara por minuto com dióxido de carbono adicionado ao ar existente na câmara de incubação. Isto é apropriado para alcançar inconsciência rápida com o mínimo de angústia para os animais.
Nota: Evitar a exposição súbita de animais conscientes a concentrações de dióxido de carbono> 70% como esta tem sido mostrado para ser angustiante. - Observe cada rato / rato por falta de respiração e cor dos olhos desapareceu. Manter CO 2 fluxo para um mínimo de 1 minuto seguinte parada respiratória. tempo esperado para a inconsciência é geralmente dentro de 2 a 3 min.
- Se forem observados dois sinais, em seguida, remover os roedores da gaiola; caso contrário, continue expondo-as em CO 2. Se inconsciência não ocorreu dentro de 2 a 3 min, verificar a taxa de enchimento da câmara.
- Para verificar a colocação do eletrodo correto, extirpar cérebros post mortem, por exemplo., Na sequência de CO
- cérebros de sufixo para 2-4 horas em PFA a 4%, à TA, seguido por crioprotecção em 30% de sacarose em PBS e armazenar cérebros a 4 ° C até posterior processamento.
- Usando matriz de espécime para o seccionamento criostato, congelar cérebros em um bloco estereotáxica e cortar 60 mm cortes coronais usando um criostato. fatias de montagem em lâminas de vidro, secar ao ar, e mancha com azul Nissl usando técnicas padrão para visualizar o canal ramo e ex-posição do eletrodo.
Nota: Esta abordagem também revela se os eléctrodos de superfície foram colocadas a profundidade acidentalmente, deixando um impacto menor na parte superior do córtex.
- para a eutanásia, Colocar o animal (s) numa câmara de incubação e introduzir 100% de dióxido de carbono. Utilize uma taxa de enchimento de 10% - 30% do volume da câmara por minuto com dióxido de carbono adicionado ao ar existente na câmara de incubação. Isto é apropriado para alcançar inconsciência rápida com o mínimo de angústia para os animais.
7. estereotáxica profundo intracerebral EEG Eletrodo Implantatíon
- Pré-tratar o couro cabeludo e do crânio do animal como descrito nas secções 6.1 - 6.2. Selecione o tipo de eletrodos profundos com cuidado, levando em consideração suas características materiais, por exemplo., Diâmetro e impedância e possível ligação com leads de detecção do transmissor.
Nota: eletrodos Parylene revestido de aço e de tungstênio são comumente usados. As características do eletrodo tem que se adequar às necessidades experimentais individuais. Se os eléctrodos não são fornecidos estéreis, eles devem ser incubadas em 70% de etanol antes do uso. Como os eléctrodos são revestidas com esta finalidade experimental, uma esterilização à base de calor não é aplicável. - Faça furos nas coordenadas de escolha conforme descrito no capítulo 6, utilizando o sistema estereotáxico. Para direcionar a região CA1 murino, por exemplo, que serve como uma área do cérebro intensivamente investigadas, colocar o eléctrodo diferencial nas seguintes coordenadas referentes à bregma: caudal de 2 mm lateral, 1,5 mm (hemisfério direito)e dorsoventral (profundidade) 2 mm. Coloque um eletrodo de referência epidural no córtex cerebelar, por exemplo., Bregma -6 mm, lateral do bregma 1 mm (esquerda ou direita hemisfério) (Figura 4D, E).
Nota: O eléctrodo cerebelar serve um eléctrodo de pseudo-referência na região silenciosa do cerebelo. coordenadas estereotáxicas pode ser derivada a partir de Atlas estereotáxicas padrão para ratos e ratazanas. - Encurtar os eléctrodos de profundidade para o comprimento necessário, dependendo de como profundamente no cérebro que vai ser inserido. Conecte a parte extracraniana do eletrodo para a hélice de aço inoxidável do cabo transmissor dobrando ambas as secções a um ângulo de 90 ° entre os dois.
- Prenda o eletrodo profundo para o eléctrodo de detecção do transmissor mecanicamente. Não solde, sempre que possível, pois isso pode provocar o ruído significativo na gravação de EEG. Expor a hélice de aço inoxidável do chumbo transmissor através da remoção de um pequeno troço do isolamento exterior de silicone na ponta dea liderança transmissor usando uma lâmina de bisturi estéril.
- Religar a liderança do transmissor para o eletrodo cerebral profunda. Garanta uma ligação adequada e estável de ambos os componentes (Figura 4F). Anexar o eléctrodo implantado (que está mecanicamente ligado ao cabo transmissor) ao braço vertical do dispositivo estereotáxico.
- Fixe o eletrodo com ionômero de vidro dentário (à base de água), o que é extremamente difícil e dá uma forte adesão à neurocranium subjacente. Deixar o cimento para secar durante 5 min. Feche o couro cabeludo com sobre-e-mais de suturas com não absorvível 5-0 / 6-0 material de sutura. Alternativamente, cola de pele pode ser utilizado.
- acompanhar de perto a qualidade das gravações de EEG com base no lado do implante de eletrodos.
Nota: A ossificação dos orifícios perfurados pode ocorrer que tem a capacidade para levantar-se os eléctrodos com o tempo. Isso pode resultar em redução da qualidade EEG devido a EMG e ECG contaminação e pode, portanto, limitar a rec idealduração ording. Isto é de especial relevância para a colocação do eletrodo de profundidade. - Para cuidados pós-operatórios e controle da dor, consulte a secção 8.
- Validar EEG pós colocação do eletrodo mortem como descrito na secção 6.13.
Cuidados 8. Pós-operatório e controle da dor pós-operatória
- Não deixe um animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal.
- Não devolva um animal que foi submetido a uma cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado.
- Para pós-operatória gestão da dor, escolha uma droga de um dos seguintes grupos: opióides narcóticos, opióides agonistas / antagonistas, a2 agonistas, anestesia local e medicamentos anti-inflamatórios não esteróides (AINE) 55-60 Por favor, note que, devido à. a gravidade da cirurgia de um tratamento analgésico 3 dias é recomendável.
- Se estiver usando a buprenorfina, administrar as seguintes doses: mouse: 0,05- 0,1 mg / kg, ip, sc, cada 6-12 horas; rato: 0,01-0,05 mg / kg, ip, sc cada 8 - 12 h.
- Se estiver usando butorfanol, administrar o dose seguinte: mouse: 1.0 - 5.0 mg / kg, sc, a cada 4 horas; ratazana: 2,0 - 2,5 mg / kg, sc, a cada 4 h.
- Se usar tramadol, administrar as seguintes doses: rato, rato: 10 - 30 mg / kg, ip
- Se usando flunixina, administrar a dose seguinte: rato: 2,5 mg / kg, sc, a cada 12 h; rato: 1.1 mg / kg, sc, a cada 12 h.
- Se utilizando cetoprofeno, administrar a dose seguinte: rato: 5 mg / kg, sc, a cada 12-24 h; rato: 5 mg / kg, sc, a cada 12-24 horas.
- Se estiver usando dipirona, administrar as seguintes doses: rato, ratazana: 100 mg / kg, ip, a cada 8 horas.
- Se estiver usando meloxicam, administrar as seguintes doses: rato, rato: 1 mg / kg sc, a cada 24 horas.
- Se usando carprofeno, administrar a dose seguinte: rato: 5-10 mg / kg, sc, a cada 12-24 h; rato: 2,5-5,0 mg / kg, sc, a cada 12-24 horas.
- Se estiver usando acetaminophen, administrar a dose seguinte: rato: 300 mg / kg, p.o., a cada 4 horas; rato: 100 - 300 mg / kg, a cada 4 h.
- Se estiver usando lidocaína (como analgésico adjunto), administrar as seguintes doses: rato, rato: 1-4 mg / kg sc
- Quando se utiliza o carprofeno (dosagem roedor 5-10 mg / kg sc, diluído em 0,9% de NaCl) para longa duração pós-operatório a gestão da dor, a injecção inicial de 10 - 15 minutos antes do final da instrumentação cirúrgica e repetir para dois subsequente dia uma vez por dia.
- No pós-operatório, alimentar peletes humedecidos, a fim de facilitar a absorção de alimentos. Cuidadosamente observar comida (~ 15 g / 100 g / d; ~ 5 g / 24 h) e de água (~ 15 ml / 100 g / d; ~ 5 ml / 24 horas) consumo.
- Monitorar os animais de perto para o retorno de suas posturas e comportamentos normais.
Nota: A administração sistêmica de antibióticos como enrofloxacina ou Trimetroprim-sulfonamidas é frequentemente recomendada, mas não uma necessidade absoluta, a menos sinais inflamatórios de meningite ou encefalite no the locais de implantes são detectados. - Dê ratos pelo menos 10 a 14 dias adicionais para se recuperar totalmente antes de iniciar as gravações de EEG para análise posterior.
Nota: tarefas experimentais específicos podem exigir períodos mais longos de recuperação. - Follow-up recuperação pós-operatória após a implantação, avaliando o desenvolvimento pós-cirúrgico de peso corporal. A redução máxima de peso corporal é normalmente observada em torno do dia 4 - Cirurgia de 5 pós seguido de um ligeiro, mas constante aumento de peso durante a 10 - período de recuperação de 14 dias.
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Representative Results
Esta seção ilustra exemplos obtidos a partir de, gravações de EEG intracerebrais profundas superfície e. Inicialmente deve-se afirmar que as gravações da linha de base em condições fisiológicas são obrigatórios antes gravações posteriores seguintes por exemplo, o tratamento farmacológico. Tais gravações de linha de base podem fornecer informações valiosas sobre a interdependência funcional da ritmicidade cérebro com diferentes estados comportamentais ou dormir / ritmicidade circadiana. Aqui, mostramos exemplos de atividade de apreensão registrada após a administração aguda de drogas proconvulsivantes / psicoenergéticos. Como descrito acima, um campo comum de aplicação em EEG radiotelemetria é a pesquisa da epilepsia. modelos de epilepsia incluem modelos farmacológicos agudas e crónicas, bem como modelos genéticos (transgênicos) de epilepsia. Aqui demonstramos modelos agudos de convulsões não convulsivo ausência semelhantes induzidas pela administração ip de R / S-baclofen a 20 mg / kg e bicucullinemethobromide a 10 mg / kg. Farmacodinamicamente, baclofeno é um agonista do receptor de GABA (B) que aumenta o efluxo de K + para fora da célula, tanto pre- e pós-sinapticamente ao passo que bicuculina é um antagonista de GABA (A), que inibe Cl - influxo para dentro da célula. A activação do GABA (A) receptores resulta na iniciação e manutenção de hyperoscillation e hypersynchronization dentro do circuito talamocortical-corticothalamic. A Figura 5B, C mostra EEG epidural após a administração ip de R / S-baclofeno (20 mg / kg) e bicucullinemethobromide (10 mg / kg). A administração sistêmica de 4-aminopiridina (4-AP), na dose de 10 mg / kg ip ou pentilenotetrazol (PTZ) podem provocar convulsões tônico-clônicas generalizadas em camundongos e ratos. Seguindo 4-AP ou PTZ injeção, os animais mostram uma sequência temporal típico de ações motoras que dose-dependente em termos de gravidade, ie., Intensidade e duração. Convulsões normalmente começam a partir de um estado hipoactivo, seguido de um mild, mioclonia parcial que afeta principalmente a face com espasmos vibrissas, a cabeça e / ou os membros anteriores. Este estado crise parcial pode generalizar que em um mioclonia caracterizada pela perda de postura ereta ou um Clônus corpo inteiro, envolvendo todos os quatro membros. Este último é caracterizado por saltar, correr selvagem e, finalmente, uma extensão tónica dos membros posteriores. Um registo de EEG epidural típica após a administração de 4-AP (10 mg / kg) é representada na Figura 5A. Este tipo peridural da gravação é capaz de provocar os primeiros estágios de desenvolvimento apreensão, ie., O movimento da cabeça mioclónica, empurrões de face e membros superiores) com alta precisão. Embora exista um elevado grau de actividade convulsiva motora associada com alta EMG, isto é., A actividade do músculo, apenas o mínimo de contaminação EMG do EEG é observado. Como se torna evidente na Figura 5A, o pico de actividade esporádica (*) é seguido por um clónus generalizado típico com um pico / poliponta / spipadrão de e-ondas (1) seguido por um episódio subsequente da actividade de pico contínua. Note-se que a contaminação de EMG é dificilmente detectável. Embora o segmento de gravação é caracterizado por actividade muscular aumentada devido a todo o clónus do corpo, a actividade de pico originário do cérebro é proeminente e EMG contaminação é extremamente baixa. Este exemplo demonstra que a abordagem experimental proposto é capaz de gravar sinais de EEG seletivamente mesmo sob condições de crise generalizada, quando os sinais de EEG pode esperado para ser mascarado por artefatos EMG. Note que os regimes de injeção de drogas, conforme descrito aqui sempre exigem gravações antes da injecção, sob a injecção e após a administração farmacológica. Os controlos devem incluir animais / veículo injectado com injecção de placebo.
Um alvo típico cerebral intracerebral é o hipocampo, por exemplo, a região de CA1. actividade convulsiva do hipocampo pode ser induzida pelo ácido caínico (KA) ou N-metil-D-Aspartato (NMDA). O não-NMDA agonista do receptor KA é geralmente administrados intraperitonealmente a uma dose de 10-30 mg / kg. convulsões hipocampo representam um importante subgrupo apreensão que pode ser aguda induzida por vários agonistas dos receptores de glutamato. Usando o procedimento de implante eléctrodo profundo descrito acima, KA convulsões do hipocampo induzida pode ser gravado com alta precisão (Figura 5D). Além KA, convulsões hipocampo também pode ser induzida por administração ip de NMDA a uma dose de 150 mg / kg. Como em KA animais tratados, os ratos tratados NMDA, desenvolver convulsões através de uma sequência de coçar paroxística, hipermotilidade e circulando, convulsões tônico-clônicas, e, ocasionalmente, a morte.
A Figura 6 ilustra exemplos de cortical simultânea (epidural) e hipocampo EEG (de profundidade) em um modelo de convulsão mais popular crônica do hipocampo, ie., O modelo de epilepsia de lobo temporal mesial epi lepsy (ELTM) em ratos. Deve notar-se que o EEG artefactos pode descargas ictiform simulando (Figura 7). Assim, especial atenção tem de ser pago para reduzir ECG, EMG e induzida externamente perturbação do sinal EEG. Deve-se notar que o procedimento de implante aqui descrito permite a redução máxima na contaminação sinal de EEG. Artifacts ser o resultado de dispositivos eléctricos externos, que podem ser protegidos por, por exemplo, uma gaiola de Faraday ou por processos de ossificação em torno dos furos, que tendem a levantar os eléctrodos fora do cérebro. O último é um processo dependente do tempo que marca uma limitação da técnica experimental. Deve notar-se que a gravação apreensão e análise não é o único campo de aplicação das técnicas aqui descritas. Superfície e EEG intracerebrais de profundidade podem ser usadas para análise em tempo-frequência complexa, por exemplo, em modelos animais de doenças neuropsiquiátricas e para estudos do sono, por exemplo.
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Figura 1:. Condições de alojamento em Radiotelemetria Estudos in vivo em diferentes linhas de ratinho ou um rato ou linhas farmacológicos ou transgênicas de doenças humanas requerem alta padronização para minimizar a variabilidade intra-individual e viés potencial decorrente de fatores de confusão. condições adequadas de habitação são um pré-requisito para gravações de alta qualidade e resultados de telemetria válidos. condições de habitação abertos nas prateleiras de laboratório não são adequados para a gravação. Em vez de gravação deve ser realizada dentro de uma unidade animal, ou em armários ventilados (A). Idealmente, armários ventilados não são utilizadas apenas para a habitação e recuperação de pré-cirúrgico e pós-cirúrgico, mas também para a gravação de EEG (B) em que esta garante a estabilidade das condições ambientais e falta de perturbação. Se a gravação não pode ser realizada em um respiradourogabinete ilated, que deve ser feito em uma gaiola de Faraday dentro de uma sala de animais de ambiente controlado (C). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2:. Sistema de EEG Radiotelemetria padrão e Radiofrequency Transmissores Além disso os sistemas de auto-fabricados, um número de sistemas disponíveis comercialmente estão no mercado. A configuração básica de tal sistema é descrito em (A). O sistema é composto por um transmissor de radiofrequência, a placa de receptor, uma matriz de permuta de dados que serve como um multiplexador, e a aquisição de dados, de processamento e a unidade de análise núcleo. Para a análise de frequência, detecção de apreensão e análise do sono módulos de software específicos são oferecidos. Vários tipos de transmissores são umapassível de medidas de acordo com o qual as espécies é suposto a ser investigada e dependia da questão científica. B) ratinhos implantados, placas receptor e um multiplexador colocado dentro de um armário ventilado para condições de gravação padronizados. C) Um adulto C57Bl rato / 6J e um dois canais radiofrequência transmissor. D) vista dorsal do crânio 4 semanas após o implante de eletrodos e fixação com cimento de ionômero de vidro (reproduzido a partir de 61 e 62 com permissão). por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Anestesia e configuração estereotáxica para camundongos e ratos. A) sistema de anestesia de gás usando isoflurano. A precisão de alta velocidade broca dental é mounted num dispositivo estereotáxico 3D para ratinhos e ratos, respectivamente. Calor suplementar é dada usando uma almofada de aquecimento. B) Close-up da broca, barras de ouvido estereotáxica ea braçadeira de nariz (reproduzido a partir de 62 com permissão). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Superfície estereotáxica e Deep Eletrodo Implantação. A) Esquema de uma colocação do eletrodo peridural em camundongos e ratos. B) estruturas anatómicas e pontos de referência do crânio murino. Apical de um crânio do rato C57BL / 6J que foi preparado em 0,3% H 2 O 2. Nota ossos cranianos (Frontale os (de), parietale os (op), OS occipitale (oo)) e suturas (sutura frontalis (sf), sutura sagital (ss), coronaria sutura (sc), e lambdoidea sutura (sl)) que determinam os principais marcos bregma anatômica (B) e lambda (L). C ) vista lateral de um C57BL / 6J rato crânio. D) uma epidural, um eléctrodo diferencial é colocado sobre o córtex motor (M1), um eléctrodo adicional diferencial intrahipocampal é colocado na região CA1 do hipocampo. Ambos os eléctrodos de pseudo-referência encontram-se localizadas no cerebelo. E) Secção coronal (esquema) que ilustra a localização da profunda eletrodo, intracraniana para a gravação do electrohippocampogram. F) Close-up do eléctrodo EEG profundo, o eléctrodo de detecção do transmissor de radiofrequência e sua disposição na parte superior do crânio murino (reproduzido a partir de 61 e 62 com permissão). por favor cliqueaqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5:. Indução farmacológica de descargas epilépticas A) o registo de EEG de superfície visualizadas descargas ictais após a administração ip de 4-aminopiridina (4 AP, 10 mg / kg). spikes esporádicos (*) evoluir para um episódio transitório de spiking contínua (1), resultando em uma depressão EEG (diminuição da amplitude, 2-3). Logo após este período uma segunda concomitante spike-trem para o desenvolvimento de uma crise tônico-clônicas generalizadas com a corrida selvagem e salto torna-se aparente que, finalmente, resulta em uma extensão tónica dos membros posteriores (4) e morte. O sinal minúsculo remanescente após a morte do cérebro representa um ECG (R-pico) contaminação. B) Após administrati ip na de bicucullinemethobromide (BMB, 10 mg / kg) ratos mostram os trens de picos característicos e ondas de pico. C) A administração de baclofeno (20 mg / kg) provoca a ocorrência esporádica de spiking actividade. D) intrahipocampal electroencefalográficas (EEG) gravações seguinte IP administração de KA (30 mg / kg). I: gravação CA1 profunda a partir de um mouse / 6J C57Bl, durante 2 horas imediatamente após a administração KA. Em 30 mg / atividade de apreensão do hipocampo contígua kg KA é observado ocasionalmente interrompido por depressão pós-ictal (setas). descargas ictal são caracterizados por espiga e / ou actividade de onda de pico (ver inserir) no delta e gama-ondas teta (08/04 Hz). II-IV: nos dias 1, 3 e 5 após a injecção gravações 1h CA1 EEG ilustram a diminuir, mas ainda descargas ictais contínuos relacionados à degeneração neuronal excitotóxica (reproduzido a partir de 61 e 62 com permissão).jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6:. Radiotelemetric EEG gravação em um modelo de rato de Mesial Epilepsia do Lobo Temporal Límbico crises são farmacologicamente induzida através de um regime de injecção de pilocarpina. Esta figura ilustra a gravação síncrona do córtex motor primário (M1), bem como a região CA1 do hipocampo a partir de um rato, com a idade de 3 meses. Subindo e descendo trens pico / poli-pico estão presentes em ambos os desvios (reproduzido a partir de 62 com permissão). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Implantável radiotelemetria EEG é de relevância central, pois é uma técnica não-restrição permitindo que animais experimentais para realizar seu repertório completo do comportamento 1,3. Isto é de grande interesse como a abordagem de telemetria permite não só EEG espontâneo, mas também gravações sob tarefas cognitivas e configurações analíticas circadianos, tais como T-labirinto, labirinto radial, labirinto de água, as tarefas de privação de sono ou sempre que uma gravação de EEG é necessário ou útil durante a complexa atividade cognitiva ou motora.
Este protocolo descreve superfície epidural e implante de eletrodos EEG intracerebral profunda em camundongos e ratos e ligação a um transmissor de radiofrequência implantável EEG. As etapas críticas no âmbito do processo compreendem questões pré-cirúrgicos, ou seja, a selecção de espécies e estirpe, condições de habitação, anestesia e controle da dor. Uma tela de literatura crítica revela que este último pode servir como fatores de confusão que contribute divergentes resultados de várias abordagens de pesquisa. Por exemplo, a escolha das espécies experimentais, por exemplo, ratinhos em comparação com ratos e mesmo estirpes totalmente pode alterar os resultados experimentais. O mesmo vale para o sexo. Em geral, um grupo específico de gênero e análise é altamente recomendado. Se isso não for possível, os sexos deve ser equilibrada pelo menos. Se as condições experimentais não são estritamente harmonizada ou controlada, adquiriu os dados são ou não são comparáveis ou simplesmente inválido.
O procedimento de implantação estereotáxica descrito aqui fornece uma ferramenta confiável para gravar EEGs de alta qualidade, tanto da superfície e estruturas intracerebrais profundas. As etapas críticas do processo de implantação incluem o processo de perfuração. Ela deve ser realizada à velocidade máxima (RPM) com a pressão mínima. Embora a velocidade de perfuração elevada gera calor, pressão mínima garante que as estruturas subcorticais não são termicamente danificados. pressão mínima é essencial para evitar umasúbita avanço do crânio e subsequentes danos do córtex subjacente. Além disso, um cuidado especial deve ser tomado para não danificar uma artéria meníngea ou um seio dural. Em camundongos, o crânio é bastante transparente devido à sua pequena espessura. Portanto, artérias das meninges e dos seios pode ser identificado para evitar danos. Em caso de sangramento o prognóstico precoce e tardia é ruim em geral, e é questionável se tal animal preenche os critérios de inclusão para um estudo confiável. Recomendamos sacrificar tais animais.
Em nossa experiência, as gravações de EEG de alta qualidade utilizando a abordagem descrita pode ser realizada até 4 semanas. Devido a processos de ossificação provenientes dos furos dentro da calota craniana, eletrodos tendem a ser levantado resultando em contaminação ECG e EMG. Além disso, deve ser considerado que a segmentação uma superfície específica ou profunda estrutura, intracerebral depende de coordenadas estereotáxica de atlas cerebrais. Estes mapas cerebrais estereotáxicasão normalmente relacionada a um ratinho ou um rato estirpe específica de uma determinada idade. Tem de ser notado que criticamente diferentes estirpes de ratinho e de rato podem exibir diferenças no tamanho específicas da idade do corpo e do crânio. Assim, existem diferenças inter-estirpe e intra-tensão no que respeita às craniometrics básicos marcos bregma e lambda. Esta questão coloca um desafio específico, se se quer realizar gravações de eletrodos profundos de superfície e de ratos jovens e ratos que ainda estão em desenvolvimento, ou seja, crânio de exibição e o crescimento do cérebro. Neste caso, uma gravação fiável a longo prazo a partir da posição de escolha é dificilmente possível.
A fim de fazer um procedimento de branqueamento os marcos craniométricos visível é recomendado. Deve ser tomado cuidado para limitar o tempo de incubação de H 2 O 2, uma vez que de outra forma pode penetrar no crânio e fazer danos oxidativos para o córtex.
Finalmente, é importante notar que a radiotelemetria EEG comercialsistemas podem ser combinados com outras configurações bem electrofisiológicos. Recentemente, estabeleceu a combinação de EEG radiotelemetric gravação com um potencial evocado auditivo de configuração em camundongos. Esta abordagem sofisticada permite, por exemplo, para executar endophenotyping e para identificar e caracterizar modelos de ratos transgênicos da esquizofrenia, por exemplo, pela aplicação do paradigma de clique duplo e análise de P50 potenciais / N100. Em geral, a ligação entre a técnica de EEG radiotelemetria e evocada por potenciais é susceptível de ser uma abordagem promissora no futuro.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung) | Pfizer | PZN 0110208 | 20 ml |
| Binocular surgical magnification microscope | Zeiss Stemi 2000 | 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000 | |
| Bulldog serrefine | F.S.T. | 18051-28 | 28 mm |
| Cages (Macrolon) | Techniplast | 1264C, 1290D | |
| Cold light source | Schott KL2500 LCD | 9.705 202 | ordered at Th.Geyer |
| Cotton tip applicators (sterile) | Carl Roth | EH12.1 | |
| Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) | Bayer | PZN: 1578818 | |
| Drapes (sterile) | Hartmann | PZN 0366787 | |
| 70% ethanol | Carl Roth | 9065.5 | |
| 0.3%/3% hydrogene peroxide solution | Sigma | 95321 | 30% stock solution |
| Gloves (sterile) | Unigloves | 1570 | |
| Dental glas ionomer cement | KentDental /NORDENTA | 957 321 | |
| 2% glutaraldehyde solution | Sigma | G6257 | |
| Graefe Forceps-curved, serrated | F.S.T. | 11052-10 | |
| Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide | F.S.T. | 12500-12 | 12.5 cm |
| Heat-based surgical instrument sterilizer | F.S.T. | 18000-50 | |
| Heating pad | AEG HK5510 | 520010 | ordered at myToolStore |
| High-speed dental drill | Adeor | SI-1708 | |
| Iris scissors extra thin | F.S.T. | 14058-09 | 9 cm |
| Inhalation narcotic system (isoflurane) | Harvard Apparatus GmbH | 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230 | |
| Isoflurane | Baxter 250 ml | PZN 6497131 | |
| Ketamine | Pfizer | PZN 07506004 | |
| Lactated Ringer’s solution (sterile) | Braun | L7502 | |
| Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm | F.S.T. | 14078-10 | 10 cm |
| Nissl staining solution | Armin Baack | BAA31712159 | |
| Non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) | SABANA (Sabafil) | N-63123-45 | |
| Covidien (Sofsilk) | S1172, S1173 | ||
| Halsey Needle Holder | F.S.T. | 12001-13 | 13 cm |
| Pads (sterile) | ReWa Krankenhausbedarf | 2003/01 | |
| 0.9% saline (NaCl, sterile) | Braun | PZN:8609255 | |
| Scalpel blades with handle (sterile) | propraxis | 2029/10 | |
| Standard Pattern Forceps | F.S.T. | 11000-12, 11000-14 | 12 cm and 14.5 cm length |
| Steel and tungsten electrodes parylene coated | FHC Inc., USA) | UEWLGESEANND | |
| Stereotaxic frame | Neurostar | 51730M | ordered at Stoelting |
| (Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic) | |||
| Tapes (sterile) | BSN medical GmbH & Co. KG | 626225 | |
| TA10ETA-F20 | DSI | 270-0042-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 2.5 mV, channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 4 months |
| TL11M2-F20EET | DSI | 270-0124-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 1.25 mV, channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 1.5 months |
| Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm | F.S.T. | 11021-12 | 12 cm length |
| Tungsten carbide iris scissors | F.S.T. | 14558-11 | 11.5 cm |
| Vibroslicer 5000 MZ | Electron Microscopy Sciences | 5000-005 | |
| Xylazine (Rompun) | Bayer | PZN: 1320422 |
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