Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Ikke-begrensende EEG Radiotelemetry: Epidural og Deep intracerebral stereo EEG elektrodeplassering

Published: June 25, 2016 doi: 10.3791/54216
Automatic Translation
1, 1, 1, 2, 1, 1, 1, 1
1Department of Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM), 2Molecular and Cellular Cognition Lab, German Center for Neurodegenerative Diseases (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, DZNE)

Summary

Ikke-begrensende EEG radiotelemetry er en verdifull metodisk tilnærming til å ta opp i vivo langsiktig electroencephalograms fra fritt bevegelige gnagere. Denne detaljerte protokollen beskriver stereotaxic epidural og dyp intraelektrodeplassering i ulike områder av hjernen for å få pålitelige opptak av CNS rhythmicity og CNS relaterte atferds etapper.

Abstract

Implanterbare EEG radiotelemetry er av sentral betydning i den nevrologiske karakterisering av transgene musemodeller av nevropsykiatriske og nevrodegenerative sykdommer samt epilepsi. Denne kraftige teknikken ikke bare gi verdifull innsikt i de underliggende patofysiologiske mekanismer, altså., Den etiopathogenesis av CNS sykdommer, det forenkler også utvikling av nye translasjonsforskning, dvs., Terapeutiske tilnærminger. Mens konkurrerende teknikker som gjør bruk av opptaker som brukes i jakker eller tethered systemer lider av deres unphysiological besøksforbud til semi-begrensende karakter, radiotelemetric EEG opptak overvinne disse ulempene. Teknisk sett kan implanterbare EEG radiotelemetry for presis og svært følsom måling av epidural og dype, intracerebrale EEG under forskjellige fysiologiske og patofysiologiske forhold. Først presenterer vi en detaljert protokoll for en rett frem, vellykket,rask og effektiv teknikk for epidural (overflate) EEG opptak resulterer i høy kvalitet electrocorticograms. For det andre viser vi hvordan du kan implantere dype, intracerebrale EEG elektroder, f.eks i hippocampus (electrohippocampogram). For begge metoder blir en datastyrt 3D stereotaksisk elektrode implantasjon systemet som brukes. Den radiofrekvens-senderen i seg selv er implantert i en subkutan posen i både mus og rotter. Spesiell oppmerksomhet må også tas hensyn til pre-, peri- og postoperativ behandling av forsøksdyr. Preoperative fremstilling av mus og rotter som er egnet anestesi, så vel som postoperativ behandling og smertebehandling er beskrevet i detalj.

Introduction

Radiotelemetry er en mest verdifulle metodiske tilnærming for måling av en rekke av atferdsmessige og fysiologiske parametere i bevisste, ubundne dyr av forskjellige størrelser, spesielt i sammenheng med EEG, EKG, EMG, blodtrykk, kroppskjernetemperatur eller aktivitetsmålinger 1-7. Teoretisk kan enhver art analyseres ved hjelp av implanterbare EEG radiotelemetry fra laboratorie gnagere som mus og rotter til katter, hunder, griser og primater 3,8. Selv fisk, krypdyr og amfibier er underlagt radiotelemetric etterforskning 9. I løpet av de siste to tiår, har implanterbare EEG radiotelemetry vist seg å være verdifull i den karakteriseringen av en rekke transgene dyremodeller av humane sykdommer, så som epilepsi, søvnforstyrrelser, neurodegenerative og nevropsykiatriske lidelser 7,10-12. I det siste har mange metodiske tilnærminger som samler fysiologiske data inkludert biopotentials fra mus og rotter vært synkenderibed. Slitt i jakke opptaker systemer, fysiske beherskelse metoder, ikke-implantert radiotransmitters og tethered systemer har fått hoved oppmerksomhet i det siste 13,14. Nå til dags, forskjellige systemer for radiotelemetric implantasjon er kommersielt tilgjengelige. Men en litteratur skjerm også avdekket 29 publikasjoner som beskriver utviklingen av selvlagde radiotelemetric systemer 15-40. Mens hjemmelagde systemer er trolig bli billigere og mer brukertilpasset, kommersielt tilgjengelige systemer er rett frem, relativt enkle å installere og kan settes opp raskt.

Implanterbare EEG radiotelemetry har en rekke fordeler sammenlignet med konkurrerende teknikker som for eksempel fysiske metoder, fastspennings slitt i jakke systemer eller forankrede tilnærminger. Sistnevnte er tilbakehold per definisjon, altså., Er dyret ute av stand til å bevege seg eller normal oppførsel er svekket. Det kan også være nødvendig å bedøve dyret for kjøp av reansvarlig data. Moderne tethered systemer er imidlertid trolig bli mindre begrensende, men dette må være vitenskapelig validert. Radiotelemetry derimot tillater dyr å stille ut sitt fulle repertoar av atferd uten tid og rom begrensninger og dermed antas å være overlegen til å dempe tilnærminger og være mer forutsigbare for de resultater som kan erverves i mennesker 1,3. Det er kjent en god stund at besøks tilnærminger kan dramatisk endre grunnleggende fysiologiske parametre, f.eks., Matinntak, kroppen kjernetemperatur, blodtrykk og hjertefrekvens og fysisk aktivitet for eksempel tre. Tethered systemer representerer en fortsatt mye brukt klassiske besøks tilnærming 13,14. Elektrodene som er enten epidurale eller dype elektroder er vanligvis koblet til en miniatyr stikkontakt som er festet til skallen. Stikkontakten i seg selv er utsatt for feste av en kabel som muliggjør forholdsvis fri bevegelse av dyret. although dag tethered systemer har blitt svært filigran og svært fleksibel, er en av de store ulempene, at det fortsatt er halvbesøksforbud. Dessuten kan det være en risiko for infeksjon ved elektroden implantasjonsstedet som dyrene har en tendens til å manipulere eventuelle eksterne enheter som stammer fra kroppen (hodet). Selv om trådløs radiotelemetry teknologi i ulike arter har allerede blitt beskrevet i slutten av 60-tallet og har således eksistert i flere tiår, har det nylig blitt rimelig, pålitelig og relativt enkel å bruke 10,41,42, særlig i små laboratorie gnagere slike som mus og rotter. Små, miniatyr implanterbare EEG-sendere er nå kommersielt tilgjengelig og kan bli implantert i mus er større enn 20 g (~ 10 uker). Dermed har elektro karakterisering av transgene musemodeller i særdeleshet blir en dominerende innen anvendelse av implanterbare EEG radiotelemetry i disse dager. Animal størrelse er ikke lenger et absolutt eksperimentell RESTRICsjon, mens levetiden av senderne 'batteri faktisk er. Til tross for sin begrensede levetid, implanterbare transmitter systemer er i stand til å minimere de fleste ulemper knyttet til potensiell opptak-forbundet stress ved besøksforbud systemer. Gnagere kan presentere deres komplette armamentarium av fysiologiske atferd inkludert hvile, bevegelsesaktivitet (leting) og søvn (REM, slow-wave søvn) 43,44. Viktigere, kan implanterbare radiotelemetry sterkt redusere bruk av dyr 3. Foreløpig er det en intens diskusjon om hvordan man kan begrense antallet forsøksdyr i vitenskap og redusere deres lidelse. Klart, dyreforsøk og dyremodeller for menneske- og dyresykdommer er avgjørende for vår forståelse av bunnlinjen patofysiologi og påfølgende fremgang i terapi. Videre dyreforsøk er kritiske i narkotika forskning og utvikling. De trenger vesentlig bidra til prekliniske / toksikologiske studier i narkotika lisensieringdermed binde seg til både mennesker og dyr omsorg. Det er verdt å merke seg, at det for tiden ikke finnes alternativer er ennå tilgjengelig for dyr forskning for å forstå de komplekse patofysiologiske mekanismer som ellers ville være umulig å bli utløst. Samtidig, 3R, altså., Oppfordrer erstatning, reduksjon og raffinering strategi i EU og USA sterkt forskning på komplementære og alternative metoder. Radiotelemetry er et viktig eksempel på en vellykket 3R strategi som det kan redusere antall forsøksdyr og deres lidelser i forhold til andre teknikker.

Her har vi gi en detaljert og sammenhengende trinn-for-trinn-tilnærming for å utføre en subkutan pose implantasjon av en radiofrekvenssender i både mus og rotter. Denne første sekvensen er etterfulgt av en beskrivelse av stereotaksisk epidural og dypt intra EEG elektrode posisjonering. Spesiell oppmerksomhet er betalt til boforhold, anestesi, peri- og postoperativ smertestyring og mulige anti-infeksiøse behandling. Fokuset er på den datastyrte 3D stereotaxic tilnærming til pålitelig målrette epidural og dype intracerebrale strukturer. Vi kommenterer også på hyppige eksperimentelle fallgruver i EEG elektroder implantasjon og strategier for reduksjon av traumer og optimalisering av smertebehandling under postoperative utvinning. Til slutt, er eksempler på overflaten og dype EEG opptak presentert.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Etikk Uttalelse: Alle dyreforsøk ble utført i henhold til retningslinjene for den lokale og institusjonelle Council on Animal Care (Universitetet i Bonn, BfArM, LANUV, Tyskland). I tillegg ble alle dyreforsøk utført i samsvar med overordnet regelverk, f.eks., Det europeiske fellesskap rådsdirektiv av 24 november 1986 (86/609 / EEC) eller enkelte regional eller nasjonal lovgivning. Spesifikk anstrengelser gjøres for å minimere antall dyr som brukes og deres lidelser.

1. forsøksdyr

  1. Valg av forsøksdyr og arter
    1. Utfør radiotelemetric studier i gnagere, altså., Mus og rotter som oppfyller kravene i homologi, isomorphism og forutsigbarhet knyttet til en bestemt sykdom hos mennesker 7,9,45,46.
      Merk: Diverse mus og rottestammer tilgjengelige kan alvorlig forskjellig i grunnleggende fysiologiske og patofysiologiske characteristics 47-49.
    2. Vurdere eller evaluere fysiologiske og patofysiologiske karakteristika for mus / rottestammer før du utfører påfølgende elektrofysiologiske eksperimenter, for eksempel svar på aktuelle doser av anestesi, søvn arkitektur og beslag mottakelighet 50,51.
    3. Merk kjønnsspesifikke egenskaper i studiedesign. Østrussyklus kan sterkt påvirke sentral rhythmicity, sin biologiske avhengighet, søvn og anfallsaktivitet 52-54. Dermed utføre kjønnsspesifikke analyser.
      Merk: Hvis økonomisk og eksperimentell kapasitet er begrenset, er begrensningen til hannmus rådet.
  2. Animal bolig og håndtering
    1. Hus mus og rotter i filter-top bur eller enda bedre i individuelt ventilerte bur.
    2. Overfør mus fra dyret anlegget til ventilerte skap plassert i spesielle lab rom utelukkende dedikert til implantert dyr og deres påfølgende opptak (figur1).
    3. For akklimatisering etter bakketransport, sted dyr for en uke i et ventilert skap under standardbetingelser, dvs. 21 ± 2 ° C omgivelsestemperatur, 50 -. 60% relativ fuktighet, og en vanlig 12 timers lys / mørke syklus.
    4. Før kirurgisk implantering, huset mus i grupper på 3-4 i klar polykarbonat bur type II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, areal 410 cm 2) med ad libitum tilgang til drikkevann og standard mat pellets. Bruk klar polykarbonat bur type III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, areal 800 cm 2) for rotter.
    5. Ikke skille / isolere dyr på dette stadiet som isolasjon kan føre til stress påvirker eksperimentelle resultater senere. Men etter kirurgisk instrumentering, huset dyrene separat som dyrene har en tendens til å manipulere sår sting / sting eller metallklips (se nedenfor).
    6. Unngå åpen boliger forhold som de er bedømt upassende for en rekke scientific spørsmål, f.eks., søvnstudier.
    7. Bruk mus og rotter bestemt utstyr, slik at verken mus eller rotter kan føle nærværet av hverandre da dette utgjør ytterligere stress for dyrene.

2. EEG Radiotelemetry System

Merk: Protokollen er beskrevet er basert på en kommersielt tilgjengelige telemetri systemer som brukes til overflaten og dype intracerebrale EEG opptak (figur 2).

  1. Bruke en radiofrekvens-telemetri implantat egnet for implantering i mus og rotter, f.eks., En en-kanal-sender eller en to-kanals sender.
    Merk:. Begge sendere er i stand til å måle forskjellige biopotentials, dvs. elektroencefalogram (EEG), elektrokardiogram (ECG), electromyogram (EMG), men også fysisk aktivitet og temperatur. De har en magnetisk betjent på-mekanisme. Senderen og følerkablene er gitt sterile. Hvis senderen ersom skal gjenbrukes følger produsentens instruksjoner for sterilisering.
  2. For høyfrekvente gamma-analyse (opp til 500 Hz) for eksempel velge sendere med høyere nominell samplingsfrekvens (f, opp til 5000 Hz) og sender båndbredde (B, opp til 500 Hz). Spesielt vurdere Nyquist-Shannon sampling grense, det vil si., Kan EEG-data analyseres opp til et absolutt maksimum på f / 2, men ikke utover. For pålitelig frekvensanalyse, en frekvensbåndbredde (B) på f / 10 - er f / 5 anbefalt.
    Merk: Den vitenskapelige spørsmålet tas opp må oppfylle de tekniske spesifikasjonene til senderen.

3. Anestesi og smertebehandling

  1. Bruk isofluran innånding narkose.
    1. Plasserer dyret i en "induksjon skammer" fylt med 4-5% isofluran og 0,8 - 1% oksygen eller karbogen (5% CO2 og 95% O 2) l / min. Opprettholde den ønskede anestesidybden med et silisiumansiktsmaske tilveiebringe en strømnings 1.5- 3,0% isofluran og 0,8 - 1% oksygen eller karbogen l / min (Figur 3A).
      Merk: Det passende isofluran-konsentrasjonen varierer i henhold til kroppsvekt (fordeling volum), alder, kjønn og genetisk bakgrunn av dyret. Hvis gassanestesi utstyr ikke er tilgjengelig, dvs. "induksjon kammer", carbogen eller oksygentilførsel, målere, isofluran vaporizer, scavenging system, se avsnitt 3.2. En trekkes ut ved sugesystem (scavenging system, figur 3A) skal installeres for å unngå eksponering av isofluran experimenter (røret er ikke vist på video dokumentet for demonstrasjon).
  2. Når innåndings aneesthetics er ikke et alternativ, utføre anestesi ved injiserbare bedøvelse. Fremstille en kombinasjon av esketamine hydroklorid (gnager dosering 100 mg / kg) og xylazin hydroklorid (gnager dosering 10 mg / kg) i 0,9% NaCl og injisere dyret intraperitonealt på grunnlag av sin kroppsvekt.
  3. Observer dyrene forsiktigy for anestesidybden ved hjelp av hale klemme, klype fot og ved å overvåke pusterytme (mus 150-220 åndedrag / min; rotter 70 - 115 åndedrag / min). Sjekk for mulig gispende.
    Merk: Ulike mus og rottelinjer kan ha forskjellige følelser for anestesi. Det samme gjelder for transgene musemodeller.
    Merk: Endotrakeal intubering er ikke et must i gnagere. Faktisk øker intubasjon risikoen for skade på luftrøret.

4. Kirurgisk Instrumentering - Generelle aspekter

  1. Påfør ekstra varme under og etter operasjonen ved hjelp av resirkulering varmt vann tepper, elektriske varmeplater, varmelamper, tvunget varm luft enheter eller lommevarmere for å opprettholde kroppstemperaturen. Opprettholde den sistnevnte på 36,5 til 38,0 ° C (98,6 til 100,4 ° F).
    Merk: Små gnagere er disponert for nedkjøling på grunn av deres høyt forhold mellom kroppsoverflaten (mus, 10,5 x (vekt i g) 2/3, rotter, 10,5 x (vekt i g) 2/3)til kroppen volum.
  2. Unngå hornhinne uttørking og dekker øynene med petroleumsbasert kunstig tåre salve eller Dexpanthenol (se video dokument) under hele implantasjon prosessen og tidlig utvinning før den blinkende refleks er fullstendig restaurert.
  3. Autoklaver kirurgiske instrumenter (se tabell for material) for sterilisering eller putte dem i desinfeksjonsmidler.
    Merk: En elegant og rask måte er bruken av en varmebasert kirurgisk instrument sterilisator med glassperler.
  4. Ha en kikkert kirurgisk forstørrelse mikroskop og en kald lyskilde tilgjengelig for intens belysning via fleksible eller selvbærende, bevegelige lys guider.
  5. Bruk en ren laboratoriefrakk, en ansiktsmaske, et hode cover og sterile hansker.
    Merk: Optimal forsyninger og instrumenter kan variere fra lab til lab og må oppfylle lab-spesifikke og institusjonelle krav.

5. Kirurgi - Sender Place

  1. Fjern kroppen hair fra hodebunnen fra fullt bedøvet mus / rotter ved hjelp av en barbermaskin. Rengjør det barberte området ved hjelp av et desinfeksjonsmiddel, for eksempel 70% etanol og en jod basert kratt. Unngå hudirritasjon eller betennelse på grunn av overdreven eksponering. Plasser dyret i liggende stilling på et varmeteppe for å opprettholde kroppstemperaturen under anestesi.
  2. Ved hjelp av en skalpell, lage et et midtlinjesnitt på hodebunnen fra pannen (slik at bregma craniometric fjell blir synlig) til halsen (slik at trapesformet muskelen blir synlig). Starter fra nuchal innsnitt området og bruke et kirurgisk saks, åpne en subkutan lomme langs sidekanten av dyret ved stump disseksjon.
  3. Sprøyt en ml 0,9% NaCl i det subkutane posen. Plasser senderen med følerkablene orienterte kranialt inne i subkutan lomme på flanken nær ventral mageregionen. Hvis senderen har en sutur fane, fikse senderen på rygg / side huden ved hjelp av en eller flere stiches (over-og-over sting).
    Merk at fiksering av senderen er ikke et must. Vær spesielt oppmerksom på å hindre forurensning av det kirurgiske området og senderen implantat. Gardiner skal brukes til å isolere skikkelig steril fra ikke-sterile områder.
  4. For postoperativ behandling og smertebehandling, se kapittel 8.

6. stereo Surface elektrode Implantasjon

  1. Plasser dyret på stereotaxic rammen under anestesi og forsiktig posisjonere hodet ved hjelp av stengene og neseklemmen, slik at bregma og lambda craniometrics landemerker i den skallen er på samme nivå (figur 3B). Ikke ødelegg det indre øret ved hjelp av øret barer. Dekk øret barer med bomull baller hvis nødvendig. Disse forholdsregler gjør det mulig for tett fiksering av hodet i stereotaktisk ramme.
  2. Rengjør periosteum med bomulls tips uten å skade de timelige og occipital muskler. Pre-behandle den overfladiske tynne laget avskallen med 0,3% H 2 O 2 for musen skallen og 3% H 2 O 2 for rotte skallen. Denne prosedyren klart utsetter hjerne sutur og craniometrics landemerker som bregma og lambda (figur 4B, C).
  3. Bruk en spesiell, fullt utstyrt stereooppsett for mus og rotter inkludert stereotaxic ramme med øret barer og nese klemme størrelse tilpasset for mus og rotter, henholdsvis. Sørg for at stereotaxic rammen inkluderer en gass bedøvelse maske med forbindelser til isofluran fordamperen og isofluran scavenger modulen.
    Merk: En datastyrt 3D stereooppsett med en bestemt mus og rottehjerne koordinere programvare inkludert et brukergrensesnitt for navigasjon og 3D-atlas, slik aksiale, koronale og sagittal utsikt anbefales.
  4. Montere en presisjon bore på den vertikale arm av stereotaktisk ramme. Bruk en montert blyant eller penn på den vertikale armen forlate en liten mark på koordinatene til valg på toppen av skallen hvisingen datastyrt stereosystem er tilgjengelig.
  5. Bor hull nøye med tanke på at mus og rotter sterkt forskjellig i neurocranial bein tykkelse. I tillegg oppmerksom på at tykkelsen på murine kraniale bein sterkt avhengig av lokalisering, for eksempel i mus, os frontale: linjen seksjon: 320-390 nm, lateral seksjon: 300-430 nm; os parietale: linjen seksjon: 210 - 250 mikrometer, lateral seksjon: 200-210 nm; os occipitale: linjen seksjon: 600-730 nm, lateral seksjon: 380-420 nm).
  6. Bor hull press-fri ved maksimal hastighet.
    Merk: Dette unngår en tonic applanation av skallen, som kan resultere i en plutselig gjennombrudd av borehodet og potensiell skade hovedsakelig i kortikale feltet. For kraniotomi, er en nevrokirurgisk høyhastighets presisjon motor drill system sterkt anbefalt.
  7. Drill Burr hull på koordinatene til valg med typisk borehodet diameterpå 0,3 - 0,5 mm.
    Merk: Diameteren på hullene kan være mindre avhengig av elektrodediameteren. Som en generell regel, jo mindre diameter, er det mindre skade produsert.
  8. Bend tuppen av senderne 'senseledningen som fungerer som en epidural elektrode og plassere den direkte på dura mater i hullet på koordinatene til valg. Alternativt kan du bruke kortikale skruer og mekanisk feste dem til følerkablene på senderen (Figur 4A).
  9. . For opptak fra overflaten, for eksempel, den murine motor cortex M1 / M2, plassere elektroden, f.eks på: kranie 1 mm, lateral 1,5 mm (venstre hemisfære). Plasser epidural referanseelektrode på lillehjernen cortex: bregma -6 mm, lateral av bregma 1 mm (venstre hemisfære) eller bregma -6 mm, lateral av bregma 1 mm (høyre hjernehalvdel) (figur 4D).
    Merk: Lillehjernen fungerer som en referanse som det er en electroencephalographically stille område. Stereotaxic koordinater kan utledes fra standard stereotaxic atlas for mus og rotter.
  10. Feste elektroder med glass ionomer dentalsement (vannbasert), som er ekstremt vanskelig og gir sterk adhesjon til det underliggende neurocranium.
    Merk: Hvis glass ionomer dental sement benyttes, er ingen forankring skruer er nødvendig for å feste elektrodene.
  11. La sementen tørke i 5 minutter. Lukk hodebunnen ved hjelp av over-og-over-sting med ikke-absorberbare 5-0 / 6-0 sutur materiale. Alternativt kan hud lim anvendes. Følge nøye med kvaliteten på EEG opptak basert på elektroden implantasjonsstedet. Merk: Forbening fra de borede hull kan forekomme som har evnen til å løfte opp elektrodene med tiden. Dette kan resultere i redusert EEG kvalitet på grunn av EMG og EKG forurensning og kan dermed begrense den optimale opptaksvarighet.
  12. For postoperativ behandling og smertebehandling, se kapittel 8.
  13. Valider EEG elektroder stilling post mortem.
    1. for aktiv dødshjelp, Plasserer dyret (e) i en inkubasjon kammer og innføre 100% karbondioksyd. Bruke en fyllgrad på 10% - 30% av kammervolumet per minutt med karbondioksid tilsatt til den eksisterende luft i inkubasjonen kammeret. Dette er hensiktsmessig for å oppnå rask bevisstløshet med minimalt ubehag for dyrene.
      Merk: Unngå plutselige eksponering av bevisste dyr til karbondioksidkonsentrasjoner> 70%, da dette har vist seg å være distressful.
    2. Observere hver mus / rotte i mangel av respirasjon og falmet øyenfarge. Oppretthold CO 2 flyt i minst 1 min etter respirasjonsstans. Forventet tid til bevisstløshet er vanligvis innen 2-3 min.
    3. Hvis begge skiltene er observert, deretter fjerne gnagere fra bur; ellers fortsette å utsette dem til CO 2. Hvis bevisstløshet ikke har skjedd innen 2-3 min, sjekk kammeret fill rate.
    4. For å verifisere korrekt elektrodeplassering, utrydde hjerner post mortem, f.eks., Etter CO
    5. Postfix hjerner til 2 - 4 timer i 4% PFA ved RT, etterfulgt av kryobeskyttelse i 30% sukrose i PBS og lagre hjerner ved 4 ° C inntil videre behandling.
    6. Ved hjelp av prøvematrise for cryostat seksjonering, fryse hjernen på en stereotaktisk blokk og kutte 60 mikrometer koronale skiver ved hjelp av en cryostat. Mount skiver på glassplater, lufttørke, og flekken med Nissl blå ved bruk av standard teknikker for å visualisere grenen kanalen og tidligere elektrode posisjon.
      Merk: Denne tilnærmingen viser også hvorvidt overflateelektrodene er plassert for dypt uhell ved å la en mindre støt på toppen av hjernebarken.

7. stereo Deep intracerebral EEG elektrode Implantation

  1. Pre-behandler hodebunnen og skalle av dyret som beskrevet i avsnitt 6.1 - 6.2. Velg type dype elektroder nøye, tar i betraktning dens materialegenskaper, f.eks., Diameter og impedans og mulig forbindelse til senderen følerkablene.
    Merk: Parylene belagt stål og tungsten elektroder blir ofte brukt. Elektrode egenskaper må passe den enkelte eksperimentelle behov. Hvis elektrodene ikke er tilgjengelig sterile, bør de inkuberes i 70% etanol før bruk. Som elektrodene er belagt for denne eksperimentelle formål, er en varmebasert sterilisering ikke aktuelt.
  2. Bor hull på koordinatene til valg som beskrevet i kapittel 6 ved hjelp av stereosystem. For å målrette murine CA1 regionen for eksempel, som fungerer som et intensivt undersøkt hjernen, plasser differensial elektrode på følgende koordinater som refererer til bregma: hale 2 mm, lateral 1,5 mm (høyre hjernehalvdel)og dorsoventral (dybde) 2 mm. Plasser en epidural referanseelektrode på lillehjernen cortex, f.eks., Bregma -6 mm, sideveis fra bregma 1 mm (venstre eller høyre hemisfære) (Figur 4D, E).
    Merk: lillehjernen elektrode serverer en pseudo-referanseelektrode på den stille delen av lillehjernen. Stereotaxic koordinater kan utledes fra standard stereotaxic atlas for mus og rotter.
  3. Forkorte de dype elektroder til ønsket lengde, avhengig av hvor dypt inn i hjernen de vil bli satt inn. Koble ekstrakraniell del av elektroden til den rustfrie stålspiralen til senderen bly ved å bøye begge delene til en 90 ° vinkel i mellom.
  4. Klips dype lektroden og føle ledningen til senderen mekanisk. Ikke lodd når det er mulig, da dette kan forårsake betydelig støy i EEG opptak. Utsette den rustfrie stålspiralen til senderen bly ved å fjerne en kort seksjon av det ytre silikon isolasjon på spissen avsenderen ledningen ved hjelp av en steril skalpell blad.
  5. ReWire ledelsen av en sender og en dyp hjerne elektroden. Sikre en passende og stabil tilkobling av begge komponentene (Figur 4F). Feste det implanterte elektrode (som er mekanisk koblet til sender ledningen) til den vertikale armen til den stereotaktisk anordning.
  6. Feste elektroden med glass ionomer dentalsement (vannbasert), som er ekstremt vanskelig og gir sterk adhesjon til det underliggende neurocranium. La sementen tørke i 5 minutter. Lukk hodebunnen ved hjelp av over-og-over-sting med ikke-absorberbare 5-0 / 6-0 sutur materiale. Alternativt kan hud lim anvendes.
  7. Følge nøye med kvaliteten på EEG opptak basert på elektroden implantasjon side.
    Merk: Forbening fra de borede hull kan forekomme som har evnen til å løfte opp elektrodene med tiden. Dette kan resultere i redusert EEG kvalitet på grunn av EMG og EKG forurensning og kan dermed begrense den optimale recOrding varighet. Dette er av spesiell relevans for dyp plassering av elektrodene.
  8. For postoperativ behandling og smertebehandling, se kapittel 8.
  9. Valider EEG elektrodeplasseringen post mortem som beskrevet i avsnitt 6.13.

8. Postoperativ Care og Postoperativ smertelindring

  1. Ikke la et dyr uten tilsyn før det har gjenvunnet nok bevissthet til å opprettholde sternal recumbency.
  2. Ikke returner et dyr som har gjennomgått kirurgi i selskap med andre dyr før fullt restituert.
  3. For postoperativ smertebehandling, velger et stoff i en av følgende grupper: narkotiske opioider, opioide agonister / antagonister, a 2 -agonister, lokalbedøvelse og ikke-steroide antiinflammatoriske legemidler (NSAID) 55-60 Vær oppmerksom på at på grunn av. alvorlighetsgraden av operasjonen en tre dagers smertestillende behandling er tilrådelig.
    1. Hvis du bruker buprenorfin, administrere følgende dose: mus: 0,05- 0,1 mg / kg, ip, sc hver 6-12 timer; rotte: 0,01 til 0,05 mg / kg, ip, sc, hver 8-12 timer.
    2. Hvis du bruker butorphanol, administrere følgende dose: mus: 1.0 - 5.0 mg / kg, sc, hver 4 timer; rotte: 2.0 - 2,5 mg / kg, SC, hver 4. time.
    3. Hvis du bruker tramadol, administrere følgende dose: mus, rotte: 10 - 30 mg / kg, ip
    4. Hvis du bruker fluniksin, administrere følgende dose: mus: 2,5 mg / kg, sc, hver 12 timer; rotte: 1,1 mg / kg, SC, hver 12 time.
    5. Hvis du bruker ketoprofen, administrere følgende dose: mus: 5 mg / kg, sc, hver 12-24 timer; rotte: 5 mg / kg, SC, hver 12 til 24 timer.
    6. Hvis du bruker metamizol, administrere følgende dose: mus, rotte: 100 mg / kg, ip, hver 8 timer.
    7. Hvis du bruker meloksikam, administrere følgende dose: mus, rotte: 1 mg / kg sc hver 24. time.
    8. Hvis du bruker carprofen, administrere følgende dose: mus: 5-10 mg / kg, sc, hver 12-24 timer; rotte: 2,5 - 5,0 mg / kg, SC, hver 12 til 24 timer.
    9. Hvis du bruker acetatminophen, administrere følgende dose: mus: 300 mg / kg, po, hver 4 timer; rotte: 100 - 300 mg / kg, hver 4. time.
    10. Hvis du bruker lidokain (som medhjelper smertestillende), administrere følgende dose: mus, rotte: 1-4 mg / kg sc
  4. Ved bruk av carprofen (gnager dosering 5-10 mg / kg sc, fortynnet i 0,9% NaCl) for langvarig postoperativ smertebehandling, utføre den første injeksjonen 10 - 15 min før slutten av kirurgiske instrumenter og gjenta for to påfølgende dager en gang om dagen.
  5. Postoperativt, mate fuktede pellets for å lette mat-opptak. observere nøye mat (~ 15 g / 100 g / d; ~ 5 g / 24 timer) og vann (~ 15 ml / 100 g / d; ~ 5 ml / 24 hr) forbruk.
  6. Overvåk dyrene nøye for retur av sine vanlige stillinger og atferd.
    Merk: Systemisk administrasjon av antibiotika som Enrofloxacin eller trimetroprim-sulfonamider er ofte anbefalt, men ikke et absolutt must med mindre provoserende tegn på hjernehinnebetennelse eller hjernebetennelse på the områder av implantasjoner blir oppdaget.
  7. Gi mus minst 10 til 14 ekstra dager til fullt igjen før EEG opptak for videre analyse.
    Merk: Spesifikke eksperimentelle oppgaver kan kreve lengre utvinning perioder.
  8. Oppfølging postoperative restitusjon etter implantasjon ved å evaluere postkirurgisk utvikling av kroppsvekt. En maksimal reduksjon i kroppsvekt er normalt sett rundt dag 4-5 etter kirurgi etterfulgt av en svak, men jevn økning i vekt i løpet av en 10-14 dagers restitusjonsperiode.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Denne delen viser eksempler hentet fra overflaten og dype, intracerebrale EEG opptak. I utgangspunktet bør det være sagt at baseline opptak under fysiologiske betingelser er obligatorisk før påfølgende opptak følgende eksempel, farmakologisk behandling. Slike registrert grunn kan gi verdifull informasjon om funksjonelle gjensidige avhengigheten mellom hjernen rhythmicity med ulike atferds stater eller sove / circadian rhythmicity. Her viser vi eksempler på registrerte anfall etter akutt administrasjon av proconvulsive / psychoenergetic narkotika. Som beskrevet ovenfor, en vanlig bruksområde i EEG radiotelemetry er epilepsi forskning. Epilepsi modeller inkluderer akutte og kroniske farmakologiske modeller samt genetiske (transgene) modeller av epilepsi. Her viser vi akutte modeller av ikke-krampaktige fraværslignende anfall indusert av ip administrasjon av R / S-baclofen 20 mg / kg og bicucullinemethobromide ved 10 mg / kg. Farmakodynamisk, er baklofen en GABA (B) reseptor agonist som øker K + effluks ut av cellen både pre- og postsynaptisk, mens bicuculline er en GABA (A) antagonist som inhiberer Cl - innstrømning inn i cellen. Aktivering av GABA (A) reseptorer resulterer i initiering og opprettholdelse av hyperoscillation og hypersynchronization innenfor thalamocortical-corticothalamic krets. Figur 5B viser C epidural EEG registreringer etter ip administrering av R / S-baclofen (20 mg / kg) og bicucullinemethobromide (10 mg / kg). Systemisk administrering av 4-aminopyridin (4-AP) i en dose på 10 mg / kg ip eller pentylentetrazol (PTZ) kan provosere tonisk-kloniske anfall hos mus og rotter. Etter fire-AP eller PTZ injeksjon, dyr viser en typisk temporal sekvens av motoriske handlinger som doseavhengig i alvorlighetsgrad, ie., Intensitet og varighet. Beslag starter vanligvis fra en hemmet stat, etterfulgt av en mild, delvis myoklonus som hovedsakelig påvirker ansikt med vibrissal rykninger, leder og / eller forbena. Dette delvis anfall tilstand kan enn generalisere til en myoklonus preget av tap av oppreist holdning eller en hel kropp clonus involverer alle fire lemmer. Sistnevnte er karakterisert ved hopping, vill løping og endelig, en tonisk utstrekning av bakbena. En typisk epidural EEG-opptak etter 4-AP-administrering (10 mg / kg) er vist i figur 5A. Denne epidural type opptak er i stand til å få fram de tidlige stadier av anfall utvikling, altså., Myoklone hodebevegelser, rykk i ansiktet og forbein) med høy presisjon. Selv om det er en høy grad av motorisk anfall aktivitet forbundet med høy EMG, altså., Muskelaktivitet, er bare minimal EMG forurensning av EEG opptak observert. Som blir tydelig i figur 5A, er den sporadisk pigg aktivitet (*) etterfulgt av en generalisert klonus med en typisk pigg / polyspike / spike-bølgemønster (1) etterfulgt av en påfølgende episode av kontinuerlig pigg aktivitet. Merk at EMG forurensning er knapt synlig. Selv om opptakssegmentet er karakterisert ved økt muskelaktiviteten på grunn av hele kroppen klonus, piggen aktivitet som stammer fra hjernen er fremtredende og EMG forurensning er ekstremt lav. Dette eksemplet viser at den foreslåtte eksperimentell tilnærming kan ta opp EEG-signaler selektivt selv under generalisert beslag forhold, når EEG-signaler kan forventes å bli maskert av EMG gjenstander. Legg merke til at medikamentet injeksjonsregimer som er beskrevet her alltid kreve opptak før injeksjon under injeksjonen og etter farmakologisk administrering. Kontrollene bør omfatte humbug-injisert / kjøretøy injisert dyr.

En typisk intra hjernen målet er hippocampus, f.eks CA1 regionen. Hippocampus anfallsaktivitet kan induseres ved kainsyre (KA) eller N-metyl--D-aspartat (NMDA). Den ikke-NMDA-reseptor-agonist KA blir generelt administrert intraperitonealt i en dose på 10-30 mg / kg. Hippocampus beslag representerer en viktig anfall undergruppe som kan akutt indusert av ulike glutamat reseptor agonister. Ved hjelp av den dype elektrode implantasjon fremgangsmåte som er beskrevet ovenfor, kan KA-indusert anfall hippocampus registreres med høy presisjon (figur 5D). Dess KA, kan hippocampus beslag også bli indusert ved administrasjon av NMDA ip i en dose på 150 mg / kg. Som i KA behandlede dyr, NMDA behandlede mus, utvikle anfall gjennom en sekvens av paroksysmal riper, hypermotilitet og sirkle, tonisk-kloniske kramper, og av og til død.

Figur 6 viser eksempler på samtidig kortikale (epidural) og hippocampus (dyp) EEG i en mest populær kronisk hippocampus anfall modell, altså., Den pilokarpin modell av mesial tinninglappen epi lepsy (mTLE) i rotter. Det bør bemerkes at gjenstander EEG noen ganger kan etterligne ictiform utladninger (figur 7). Dermed spesiell oppmerksomhet må betales for å redusere EKG, EMG og eksternt indusert EEG signal forstyrrelser. Det bør bemerkes at implantasjon prosedyren som er beskrevet her gjør det mulig for maksimal reduksjon i EEG-signal forurensning. Gjenstander enten resultat fra eksterne elektriske enheter som kan skjermes ved, for eksempel, et Faraday-bur eller ved ossifikasjonsforandringer prosessene rundt de borede hull som har en tendens til å løfte elektrodene ut av hjernen. Sistnevnte er en tidsavhengig prosess som markerer en eksperimentell begrensning av teknikken. Det bør bemerkes at beslaget registrering og analyse er ikke det eneste anvendelsesområdet for de teknikkene som er beskrevet her. Surface og dype intracerebrale EEG opptak kan brukes til komplekse tidsfrekvensanalyse, for eksempel i dyremodeller av nevropsykiatriske sykdommer og for søvn studier for eksempel.

ove_content "fo: keep-together.within-page =" 1 "> Figur 1
Figur 1:. Boforhold i Radiotelemetry In vivo studier i ulike mus eller rotte linjer eller farmakologiske eller transgene linjer av menneskelige sykdommer krever høy standardisering for å redusere intra-individuell variabilitet og potensiell skjevhet som følge av konfunderende faktorer. Riktig boforhold er en forutsetning for høykvalitets opptak og gyldige telemetriske resultater. Åpne boligforhold på lab hyllene er ikke egnet for innspilling. I stedet innspilling bør utføres inne i et dyr anlegget, eller i ventilerte skap (A). Ideelt sett er ventilerte skap ikke bare brukes til pre-kirurgisk og postsurgical boliger og utvinning, men også for EEG opptak (B) da dette sikrer stabilitet i miljøforhold og mangel på forstyrrelse. Ved opptak ikke kan utføres i et lufthullilated skap, bør de gjøres i et Faraday bur inne en miljømessig kontrollert dyrerom (C). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 2
Fig. 2: Standard EEG Radiotelemetry System og radiofrekvens transmittere Dessselvlagde systemer, en rekke kommersielt tilgjengelige systemer er på markedet. Den grunnleggende konfigurasjon av et slikt system er vist i (A). Systemet består av en radiofrekvens-sender, en mottaker plate, en datautveksling grunnmasse som tjener som en multiplekser, og datainnsamlingen, prosessering og analyse av kjerneenheten. For frekvensanalyse, beslag deteksjon og sove analyse spesifikke programvaremoduler tilbys. Flere typer sendere er enTilg avhengig av hvilke arter er ment å bli undersøkt og var avhengig av den vitenskapelige spørsmål. B) Implanterte mus, mottaker plater og en multiplekser plassert inne i en ventilert kabinett for standardiserte opptaksforholdene. C) En voksen C57Bl / 6J mus og en to-kanals radiofrekvens sender. D) Dorsal utsikt over skallen 4 uker etter elektrode implantasjon og fiksering ved hjelp glassionomersement (gjengitt fra 61 og 62 med tillatelse). klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 3
Figur 3: Anestesi og stereooppsett for mus og rotter. A) Gass anestesi systemet med isofluran. En presisjon høyhastighets dental drill er mounted på en 3D-stereotaksisk anordning for henholdsvis mus og rotter. Supplerende varme er gitt ved hjelp av en varmepute. B) Nærbilde av drill, stereotaxic øret barer og nese klemme (gjengitt fra 62 med tillatelse). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 4a
Figur 4b
Figur 4: stereotaxic Surface og Deep elektrode Implantasjon. A) Scheme av en epidural elektrode plassering i mus og rotter. B) Anatomiske strukturer og landemerker av murine skallen. Apex av en C57Bl / 6J mus skallen som er utarbeidet i 0,3% H 2 O 2. Merk kraniale bein (os frontale (av), os parietale (op), os occipitale (oo)) og sting (sutura frontalis (sf), sutura sagittalis (ss), sutura coronaria (sc), og sutura lambdoidea (sl)) som bestemmer de store anatomiske landemerker bregma (B) og lambda (L). C ) sideriss av en C57BL / 6J mus skallen. D) en epidural, differensial elektrode er plassert på den motor cortex (M1), en ytterligere intrahippocampal differensial elektroden er plassert i CA1 regionen av hippocampus. Begge pseudo-referanseelektroder er lokalisert på lillehjernen. E) Koronale seksjon (skjema) som illustrerer lokalisering av den dype, intrakranielle elektroder for å registrere electrohippocampogram. F) Nærbilde av den dype EEG elektroder, føle ledelsen i radiofrekvens senderen og deres arrangement på toppen av murine skallen (gjengitt fra 61 og 62 med tillatelse). Vennligst klikkher for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 5a
Figur 5b
Figur 5:. Farmakologisk Induksjon av Epileptiske Utslipp A) Overflate EEG opptak viser ictal utslipp etter ip administrasjon av 4-aminopyridin (4 AP, 10 mg / kg). Sporadiske spikes (*) utvikler seg til en forbigående episode av kontinuerlig spiking (1), noe som resulterer i en EEG depresjon (redusert amplitude, 2-3). Kort tid etter dette tidsrom en andre pigg-tog samtidig til utviklingen av en generalisert tonisk-kloniske anfall med vill løping og hopping blir tydelig som til slutt resulterer i en tonisk forlengelse av bakbena (4) og død. De resterende lite signal følgende hjerne død representerer et EKG (R-spike) forurensning. B) Etter ip administrati på av bicucullinemethobromide (BMB, 10 mg / kg) mus viser tog av karakteristiske pigger og pigg bølger. C) Administrasjon av baklofen (20 mg / kg) som resulterer i sporadisk forekomst av spiking aktivitet. D) Intrahippocampal (EEG) opptak etter ip administrasjon av KA (30 mg / kg). I: dyp CA1 opptak fra en C57Bl / 6J mus for 2 timer umiddelbart etter KA administrasjon. Ved 30 mg / kg KA sammenhengende hippocampus anfall aktivitet er observert tidvis avbrutt av postictal depresjon (piler). Ictal utslipp er preget av pigg og / eller spike-wave aktivitet (se innfellinger) i delta- og theta-wave rekkevidde (4-8 Hz). II-IV: På dag 1, 3 og 5 etter injeksjon 1t CA1 EEG opptak illustrerer fallende, men fortsatt kontinuerlige ictal utslipp knyttet til neuronal eksitotoksisk degenerasjon (gjengitt fra 61 og 62 med tillatelse).jpg "target =" _ blank "> Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 6
Figur 6:. Radiotelemetric EEG opptak i en rottemodell av Mesial Temporal Lobe Epilepsy limbiske beslag er farmakologisk indusert via en pilokarpin injeksjon regime. Denne figuren illustrerer synkront opptak fra den primære motor cortex (M1) samt hippocampus CA1 regionen fra en rotte i en alder av 3 måneder. Stigende og synkende spike / poly-spike tog er til stede i begge nedbøyninger (gjengitt fra 62 med tillatelse). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 7
A) Intrahippocampal EEG opptak fra en kontroll mus . B) skadet silikonisolasjon av føler fører så vel som ossifikasjonsforandringer fremgangsmåter som stammer fra kanten av borede hull kan resultere i dramatisk forurensning av elek-opptak. Legg merke til regelmessig mønster av forstyrrende EKG-signalet, altså., R-pigger (piler). Viktigere, EKG forurensninger kan ikke fullstendig unngås, men implantasjon prosedyren presentert her, vil redusere den til et minimum. C) elektromyografisk forurensning av EEG karakterisert ved høy frekvens aktivitet. D) Gjenstander kan også stamme fra krysstale mellom mottakerplatene eller fra elektrisk støy utvikler seg fra rommet lys eller diverse andre elektriske enheter that er nær mottaker platene. En effektiv måte å hindre at systemet plukker opp støy er å skjerme mottaker plate og hjem buret ved hjelp av en ventilert skap eller et Faraday bur (gjengitt fra 61 og 62 med tillatelse). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Implanterbare EEG radiotelemetry er av sentral betydning som det er et ikke-begrensende teknikk slik at forsøksdyr til å utføre sitt fulle repertoar av atferd 1,3. Dette er av stor interesse som telemetrisk tilnærming gjør det mulig ikke bare spontan EEG opptak, men også opptak i henhold kognitive oppgaver og biologiske analytiske oppsett, for eksempel T-labyrint, radial labyrint, vann labyrinten, søvnmangel oppgaver eller når en EEG opptak er nødvendig eller nyttig under kompleks kognitiv eller motorisk aktivitet.

Denne protokollen beskriver epidural overflate og dypt intra EEG elektrode implantering i mus og rotter og tilkobling til en implanterbar EEG radiofrekvenssender. Kritiske trinn i prosedyren omfatter pre-kirurgiske problemer, dvs. valg av art og stamme, boforhold, anestesi og smertebehandling. En kritisk litteratur skjermen avslører at sistnevnte kan tjene som konfunderende faktorer som contribute til avvikende resultater i ulike forskningsmetoder. For eksempel, kan valget av eksperimentelle arter, f.eks, mus versus rotter og til og med belastninger helt forandre eksperimentelle resultater. Det samme gjelder for kjønn. Generelt er en kjønnsspesifikke gruppering og analyse sterkt anbefalt. Hvis dette ikke er mulig, bør kjønn være balansert minst. Hvis eksperimentelle forhold ikke er strengt harmonisert eller kontrolleres, kjøpte data enten ikke er sammenlignbare eller rett og slett ugyldig.

Stereotaxic implantasjon prosedyren som er beskrevet her gir et pålitelig verktøy for å registrere høy kvalitet EEG fra både overflaten og dype intracerebrale strukturer. Kritiske trinn i fremgangsmåten omfatter implantasjon av boreprosessen. Det bør utføres med maksimal hastighet (RPM) med minimalt trykk. Selv om høy borehastighet genererer varme, minimum trykk garanterer at subkortikale strukturer ikke er termisk skadet. Minimumstrykk er nødvendig for å unngå enplutselige gjennombrudd av skallen og påfølgende skade på den underliggende cortex. I tillegg har spesiell omsorg for å bli tatt for ikke å skade en meningeal arterie eller en dural sinus. I mus, er skallen heller gjennomsiktig på grunn av sin lille tykkelse. Derfor kan meningeale arterier og bihuler bli identifisert for å unngå skade. Ved blødning tidlig og sen prognose er dårlig generelt, og det er tvilsomt om et slikt dyr oppfyller inklusjonskriteriene for en pålitelig studie. Vi anbefaler å ofre slike dyr.

I vår erfaring, kan høykvalitets EEG opptak som bruker den beskrevne tilnærming utføres inntil 4 uker. Grunnet ossifikasjonsforandringer prosesser som stammer fra de borede hull i calvaria, elektroder tendens til å bli løftet opp som resulterer i EKG og EMG forurensning. Det bør videre tas i betraktning at rettet mot en spesifikk overflate eller dyp, intracerebral struktur er avhengig av stereotaksiske koordinater fra hjerne atlas. Disse stereotaxic hjernekarter normalt knyttet til en bestemt mus eller rotte stamme av en bestemt alder. Det må bemerkes at kritisk forskjellige muse- og rottestammer kan oppvise forskjeller i alder bestemt størrelse av kroppen og hodeskallen. Dermed er det inter-belastning og intra-belastningsskader forskjeller når det gjelder de grunnleggende craniometrics landemerker bregma og lambda. Dette problemet utgjør en spesiell utfordring hvis man ønsker å utføre overflate og dype elektrode opptak fra unge mus og rotter som fortsatt utvikler, dvs. skjerm skallen og hjernen vekst. I dette tilfellet er en sikker og langvarig opptak fra posisjonen til valg neppe mulig.

For å gjøre de craniometric landemerkene synlig et bleke prosedyre er anbefalt. Hensyn må tas for å begrense inkubasjonstid på H 2 O 2 da det ellers kan trenge inn i hjerneskallen og gjøre oksidativ skade på hjernebarken.

Til slutt er det viktig å merke seg at kommersielle EEG radiotelemetrysystemene kan kombineres med andre elektro oppsett også. Vi har nylig etablert en kombinasjon av radiotelemetric EEG opptak med en auditiv evoked potensial oppsett i mus. Dette sofistikerte tilnærmingen gjør, for eksempel for å utføre endophenotyping og å identifisere og karakterisere transgene musemodeller av schizofreni, for eksempel ved bruk av dobbeltklikk paradigmet og analyse av P50 / N100 potensialer. Generelt er sannsynlig å være en lovende tilnærming i fremtiden den tekniske koblingen mellom EEG radiotelemetry og utløste-potensialer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung) Pfizer PZN 0110208 20 ml
Binocular surgical magnification microscope  Zeiss Stemi 2000 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Bulldog serrefine F.S.T. 18051-28 28 mm
Cages (Macrolon) Techniplast 1264C, 1290D
Cold light source Schott KL2500 LCD 9.705 202 ordered at Th.Geyer
Cotton tip applicators (sterile) Carl Roth  EH12.1
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) Bayer PZN: 1578818
Drapes (sterile) Hartmann PZN 0366787
70% ethanol Carl Roth  9065.5
0.3%/3% hydrogene peroxide solution Sigma 95321 30% stock solution 
Gloves (sterile) Unigloves 1570
Dental glas ionomer cement KentDental /NORDENTA 957 321
2% glutaraldehyde solution Sigma G6257
Graefe Forceps-curved, serrated F.S.T. 11052-10
Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide F.S.T. 12500-12 12.5 cm
Heat-based surgical instrument sterilizer F.S.T. 18000-50
Heating pad AEG HK5510 520010 ordered at myToolStore
High-speed dental drill Adeor SI-1708
Iris scissors extra thin  F.S.T. 14058-09 9 cm
Inhalation narcotic system (isoflurane) Harvard Apparatus GmbH 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
Isoflurane Baxter 250 ml PZN 6497131
Ketamine Pfizer PZN 07506004
Lactated Ringer’s solution (sterile) Braun L7502
Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm F.S.T. 14078-10 10 cm
Nissl staining solution Armin Baack BAA31712159
Non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) SABANA (Sabafil) N-63123-45
Covidien (Sofsilk) S1172, S1173
Halsey Needle Holder F.S.T. 12001-13 13 cm
Pads (sterile) ReWa Krankenhausbedarf 2003/01
0.9% saline (NaCl, sterile) Braun PZN:8609255
Scalpel blades with handle (sterile) propraxis 2029/10
Standard Pattern Forceps F.S.T. 11000-12, 11000-14 12 cm and 14.5 cm length
Steel and tungsten electrodes parylene coated  FHC Inc., USA) UEWLGESEANND
Stereotaxic frame Neurostar 51730M ordered at Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
Tapes (sterile) BSN medical GmbH & Co. KG 626225
TA10ETA-F20  DSI 270-0042-001X Radiofrequency transmitter 3.9 g, 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 2.5 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, 
nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 4 months
TL11M2-F20EET  DSI 270-0124-001X Radiofrequency transmitter 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 1.25 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, 
nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 1.5 months
Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm F.S.T. 11021-12 12 cm length
Tungsten carbide iris scissors F.S.T. 14558-11 11.5 cm
Vibroslicer 5000 MZ Electron Microscopy Sciences 5000-005
Xylazine (Rompun) Bayer PZN: 1320422

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

Tags

Neuroscience dype hjerneelektroder electrocorticogram elektroencefalogram electrohippocampogram hippocampus intramuskulære elektroder mus radiotelemetry rotte stereotaxic implantasjon subkortikale elektroder
Ikke-begrensende EEG Radiotelemetry: Epidural og Deep intracerebral stereo EEG elektrodeplassering
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Papazoglou, A., Lundt, A., Wormuth,… More

Papazoglou, A., Lundt, A., Wormuth, C., Ehninger, D., Henseler, C., Soós, J., Broich, K., Weiergräber, M. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. J. Vis. Exp. (112), e54216, doi:10.3791/54216 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter