The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.
For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.
Manger est essentielle; Cependant, la déréglementation de l' apport alimentaire entraînant des troubles de l' alimentation tels que la boulimie, l' anorexie ou la tendance générale à suralimenter impose des coûts aux individus et à la société 1, 2, 3. L'objectif de la présente recherche est de découvrir les mécanismes de régulation de la prise alimentaire et de fournir une stratégie pour contourner la formation de trouble. De nombreuses études utilisant des organismes modèles de mammifères ont fourni de nouvelles informations sur les circuits et le rôle des systèmes de signalisation dans les troubles de 4, 5, 6 alimentation. Néanmoins, notre connaissance des bases neuronales et moléculaires qui sous-tendent ces troubles reste loin d'être complète. Au cours des dernières années, la mouche Drosophila melanogaster est devenu un système de modèle utile pour démêler des idées mécanistes de base dans le règlement de METABOLIm 7, 8, 9. Le test capillaire Feeder (CAFE) pour Drosophila melanogaster a été créé dans le laboratoire de Seymour Benzer en 2007 inspiré par une œuvre plus tôt par Dethier dans blowfly 10, 11. L'essai CAFE a permis de mesurer directement la consommation de nourriture chez Drosophila melanogaster. Dans ce système de test de comportement, les mouches se nourrissent d'aliments liquides fournis dans des capillaires en verre graduées placées à l'intérieur d'un flacon. Le déclin du ménisque capillaire indique une perte de solution alimentaire par évaporation et de la consommation alimentaire. La détermination du taux d'évaporation par des flacons sans mouches permet la quantification précise de la prise alimentaire.
Le dosage de CAFE est l' un de plusieurs paradigmes comportementaux utilisés pour mesurer l' alimentation chez Drosophila melanogaster et les chercheurs doivent choisir le plus approprié pour leur proprequestion. La décision d'utiliser un certain dosage doit tenir compte des points suivants: la nature de la nourriture fournie; l'état d'alimentation; la mesure de la consommation ou de l'absorption des nutriments et l'enquête de la consommation alimentaire ou de la réponse à la nourriture.
L'essai de CAFE tel que décrit dans le présent rapport est idéal pour suivre l'apport alimentaire d'une source de nourriture liquide sous une condition d'alimentation verticale. En variante, l'apport alimentaire peut être mesurée pour un groupe de mouche sur une source d'alimentation colorée dans un flacon ou dans une assiette. Les mouches sont normalement tuées ou anesthésiés après le repas et la quantité de colorant ingéré est déterminée par spectrométrie ou une inspection visuelle de l'abdomen teinté. Les mouches commencent à excréter la nourriture ingérée seulement 30 min après l' ingestion, par conséquent , cette approche est difficile à utiliser pour l'analyse de l' alimentation continue plus les comportements 12, 13.
A l'opposé les mouches sont conservés intacts lors de colorant absorbables avec des traceurs radioactifs sont utilisés et leur consommation de radioisotopes est marqué dans un compteur à scintillation 14, 15. L'absorption du radiomarqueur par le système digestif mouche rend la mesure de la prise alimentaire à long terme possible, mais pourrait conduire à une sous-estimation de la consommation en raison des molécules non absorbées et excrétées traceurs. Une autre approche pour mesurer la réponse à l' alimentation dans Drosophila melanogaster est la réponse proboscis d'extension (PER), qui se produit normalement pour la prise alimentaire 16. Cette méthode élégante mesure la réponse initiale à un stimulus alimentaire, mais ne comptabilise pas la quantité d'admission. L' apport alimentaire est ajustée de façon dynamique lors de l' alimentation en utilisant plusieurs signaux de rétroaction post-digestifs qui sont essentiels pour la régulation de l' alimentation 17, 18. Plusieurs tentatives ont été faites ces dernières années pour la collecte des données semi automatisent dans le dosage PAR <sup class = "xref"> 19, 20. Le PER est détectée par un plot électrique ou une combinaison d'électrodes et comptées par ordinateur. La combinaison de l'essai PER avec radioisotope absorption a révélé que cette analyse est limitée par une faible sensibilité à la détection de différences quantité d'alimentation 18. Le dosage d'alimentation manuelle (Mafe) 21, dans lequel une mouche est introduite manuellement à l' aide d' un capillaire en verre, a récemment été développé pour mesurer l' absorption alimentaire chez une mouche immobilisée. Le dosage MAFE élimine les interférences de la recherche de nourriture et d'alimentation d'initiation et a une résolution temporelle de secondes, et le début du PER et de la consommation alimentaire peut être contrôlée indépendamment dans le dosage. Cependant, la façon dont l' immobilisation de la mouche sur certains aspects du comportement alimentaire (par exemple , la locomotion, la motivation) doit encore être étudiée. Pour d' excellentes critiques comparatifs des différents tests de mesure de la consommation alimentaire chez la drosophile melanogaster et pour aider les chercheurs à trouver la plus appropriée, voir les rapports de Deshpande et Marx 13, 22.
L'essai CAFE évite certains des inconvénients des autres dosages décrits ci-dessus et combine la simplicité d'utilisation avec une mesure fiable de la prise alimentaire. Ici, une description détaillée de l'essai CAFE est fourni et nous montrent une modification de configuration simple pour réduire l'évaporation. Les résultats représentatifs, y compris un choix dosage deux aliments (à court et à long terme) et l'absorption du saccharose de mouches est démontrée. Dans la discussion que nous comparons notre méthode décrite avec d'autres moyens pour effectuer le test de CAFE, et mettre en évidence les limites potentielles.
Le rapport décrit le dosage de CAFE dans un mode étape par étape, en se concentrant sur la configuration technique et sa performance réussie dans le laboratoire. En raison de sa simplicité, ce test pourrait également être utilisé éducatif comme une expérience scolaire. Les exemples montrent que le dosage permet d' étudier la détection de la nourriture, la préférence et la consommation dans Drosophila melanogaster sur de courtes périodes et plus longs (heures à quelques jours). L'essai de…
The authors have nothing to disclose.
We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga Döring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.
Vials (breeding) | Greiner Bio-One | 960177 | www.greinerbioone.com |
Vials (CAFE assay) | Greiner Bio-One | 217101 | www.greinerbioone.com |
Lid-CAFE assay | Workshop | – | – |
Plastic box, low wall | Plastime | 353 | www.plastime.it |
Cover for the plastic box | Workshop | – | – |
Capillaries | BLAUBRAND | REF 7087 07 | www.brand.de |
Pipette tips | Greiner Bio-One | 771290 | www.greinerbioone.com |
Filter paper circles | Whatman | 10 311 804 | www.sigmaaldrich.com |
D(+)-Sucrose | AppliChem | 57-50-1 | www.applichem.com |
Ethanol absolute | VWR Chemicals | 20,821,330 | www.vwr.com |
Food color (red, E124) | Backfun | 10027 | www.backfun.de |
Food color (blue, E133) | Backfun | 10030 | www.backfun.de |
Soap solution (CVK 8) | CVH | 103220 | www.cvh.de |
Digital caliper | GARANT | 412,616 | www.hoffmann-group.com |
Vials (breeding) | Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm | ||
Vials (CAFE assay) | Height 8 cm, diameter 3.3 cm | ||
Lid-CAFE assay | Produced in university workshop, technical drawing supplied | ||
Plastic box, low wall | A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions | ||
Cover for the plastic box | Dimensions (37 x29 x18 cm) | ||
Capillaries | DIN ISO 7550 norm, IVD-guideline 98/79 EG, ends polished | ||
Pipette tips | Pipettes for the outer circle are cut according to the lid | ||
Filter paper circles | 45 mm diameter works nicely if folded for the vials used | ||
D(+)-Sucrose | Not harmful | ||
Ethanol absolute | Highly flammable liquid and vapor | ||
Food color (red, E124) | Not stated | ||
Food color (blue, E133) | Not stated | ||
Soap solution (CVK 8) | Odor neutral soap | ||
Digital caliper | |||
Standard fly food | (for 20 L) | ||
Agar | 160 g | ||
Brewer`s Yeast | 299.33 g | ||
Cornmeal | 1200g | ||
Molasses | 1.6 L | ||
Propionic acid | 57.3 mL | ||
Nipagin 30% | 160 mL |