Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

毛细管馈线分析测量的摄食 doi: 10.3791/55024 Published: March 17, 2017

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

饮食是必不可少的;然而,导致进食障碍如食欲过盛,厌食或暴饮暴食强加的一般倾向的食物摄取的失调对个人和社会1,2,3,收费。目前研究的目的是揭开食物摄入量的监管机制,并提供规避障碍形成的战略。使用哺乳动物模型生物体许多研究在进食障碍4,5,6中提供的电路和信号系统的作用的新的见解。然而,我们的这些疾病背后的神经细胞和分子基础知识没有完成仍远。在最近几年,果蝇果蝇已成为解开基本机械分析上市metabolis的调节中有价值的模型系统M 7,8,9。果蝇毛细管进纸器(CAFE)法成立于西摩·本泽在2007年的绿头苍蝇10,11灵感来自早期的工作由Dethier实验室。网吧分析使我们能够直接测量果蝇食物的摄入量。在这种行为测试系统,苍蝇喂上放在瓶内分级玻璃毛细管提供流质食物。毛细管半月板的衰落表明通过蒸发和食品消费的食品解决方案的损失。确定由小瓶蒸发率没有苍蝇允许摄入食物的准确定量。

网吧测定是用来测量果蝇喂养几个行为范式之一,研究人员选择最合适他们的具体题。使用特定试验应考虑以下几点决定:提供食物的性质;饲养条件;摄取或营养物的摄取和调查食物消耗或响应于食物的测量。

本报告中所描述的CAFE法是理想的直立饲养条件下以下的液体食物来源的食物的摄入量。可替代地,食物摄入量可以为苍蝇组来测量在小瓶或在平板上的着色的食物来源。蝇通常杀死或麻醉后喂养和摄取的染料的量由法或染色腹部的目测来确定。蝇开始排泄摄取食物摄入后仅30分钟,因此这种方法很难用于连续长馈送的分析行为12,13。

相比之下蝇保持完整时吸收染料s的放射性示踪剂的使用和它们的放射性同位素的消费在闪烁计数器14,15被评分。由飞消化系统的放射性标记的吸收,使长期摄取食物测量可能的,但可能会导致因非吸收而排出体外示踪分子的消费被低估。另一种方法来测量响应果蝇的食物是的长鼻扩展响应(PER),它通常出现在食物中摄取16。这间优雅的方法措施,食物刺激的初步反应,但不记录的摄入量。食物摄入量是使用用于馈送17,18的规临界几个后消化反馈信号馈送期间动态调整。多次尝试在最近几年已经进行了半自动化数据集合中的每个试验19,20。该PER由电垫或电极的组合检测到的,并通过计算机计算。结合PER检测放射性同位素的摄取透露,这个实验是由低灵敏度限于检测量喂养差异18。手动进测定(MAFE)21,在其中一个苍蝇用玻璃毛细管手动馈送,最近开发用于测量在单一固定的飞食品摄取。该MAFE法消除觅食和进食引发的干扰,有几秒钟的时间分辨率,PER的启动和食品消费可以独立在试验进行监控。然而,其中一路飞的固定化的影响摄食行为的某些方面( 运动,动机)仍然需要进行调查。对于不同的检测方法用于测量果蝇我食品消费出色的横向评测lanogaster并帮助研究人员找到最合适的,看到德什潘德和马克思报告 13,22。

网吧法避免了一些上述其它测定法的缺点,并结合简单易用的食物的摄入量能够可靠地计量。这里,提供了CAFE测定的详细说明,我们示出了简单的设置的修改,以减少蒸发。代表性的成果包括两个食物选择实验(短期和长期)和苍蝇的蔗糖的吸收是证明。在讨论中,我们比较我们用其他的方法来执行的CAFE法,并突出显示潜在的局限性所描述的方法。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. CAFE分析

注:该试剂盒由三个部分组成:一个实验小瓶中,一个特定的盖子和微毛细血管。带盖的塑料盒用于传输准备好的小瓶,并更有效地控制湿度。

  1. 使用果蝇培养塑料瓶(可选的8厘米高,3.3厘米直径的),为用于测定的管。
  2. 密封用含有一个O形圈( 图1A,1B)生产的有机玻璃盖小瓶中。负荷通过敲击或与通过盖的中心开口(直径0.9厘米),这也允许空气流通和供水吹管苍蝇,和用海绵塞关闭孔。六小锥形孔(0.4厘米上部直径,0.3厘米内径)围绕中心孔,适合2的枪头 - 20微升量保持毛细血管到位。 (见盖的技术细节补充的数字。)
    注:使用与用于毛细管代替在我们的手稿中使用的定制的盖的开口的海绵塞是可能的。我们定制的盖子允许准备小瓶减少毛细血管跌倒风险的安全处理。
  3. 为了呈现液态食品,用1μL标记5μL微毛细管。 20μL的枪头和插入尖端插入孔( 图1B中,标有红色边) -通过切断2的顶部在盖的锥形开口的毛细血管的位置。为了防止苍蝇逃跑,插入一个完整无缺的2 - 20微升的枪头到同一开幕。
  4. 为了安全地处理多个小瓶的准备,将它们放入一个塑料盒与网格镶嵌( 图2A)。

2.苍蝇的制备

  1. 保持在标准的食品苍蝇在25℃,60%相对湿度和12小时/ 12小时明 - 暗循环。
  2. 为了控制繁殖条件,引进35处女的女性D 15-男性每个实验组进一个塑料瓶的文化(9.8厘米高,4.8厘米口径)含50毫升飞的食物。允许苍蝇产卵的第3天,然后转移成蝇到新鲜食品的小瓶,让他们产卵两天。在此之后再次重复传输。经过2天多弃成蝇。
  3. 如食物摄取取决于飞的大小,由麻醉2到3天的成人确定一组100苍蝇的重量苍蝇使用CO 2蝇垫并将它们收集到1.5毫升的塑料管中并用一个标准的测量实验室规模。确定由性别( 表1)排序的至少四个独立的飞组的湿重;用重量来计算每毫克飞微升食品消费。使用该值,以确定食品的单个飞每个实验饲料的量,并相应调整食品填充的毛细管的数目通过将避免毛细管排空。
    1. 对于3小时检测,使用20苍蝇和两个填充的毛细管。对于长期的试验(> 3小时,长达9天),使用一组八个苍蝇与四个填充的毛细管的供给(可靠的结果,不能少于8苍蝇所描述的条件下得到)。
  4. 独立飞进下CO 2的曝光测量体重后组(8或20苍蝇)。该集团转移到一个新的食品小瓶(含15毫升标准的食品)允许从CO 2的镇静48小时之前实验中复苏。使用4〜6日龄苍蝇的CAFE法。
  5. 作为非饥饿的野生型果蝇饲料仅略微19, 第21,前饥饿蝇3小时喂养实验。当食品消费数天监测空腹无要求。对于空腹,转让轻轻拍打他们入含约0.5毫升的DDH只蘸45毫米直径的折叠滤纸小瓶飞行测试前16〜20小时2 O(双蒸水),并关闭了插入CAFE法盖子。

3.液体食品的研制

  1. 通过填充102.6克蔗糖(C 12 H 22 O 11),以100毫升的DDH 2 O移液器3微升,33微升,333微升,3.3毫升和6.6毫升制备3 M(10%,重量/体积)蔗糖原液的原液成15毫升的塑料管;加2食色液(红色:胭脂虫[E124];蓝色:靛蓝胭脂红[E132]),并填写至10毫升的DDH 2 O.由此产生的浓度是0.001,0.01,0.1,1,和2蔗糖。
    注:食用色素允许更容易地可视化半月板。然而,染料可能对食物摄入的影响。为了避免偏差,由于该染料分配所述食品染料或实验和组中随机染料的食品样品的使用。
  2. 测试对于酒精偏好吸管在一个15毫升的塑料管3蔗糖原液的333微升。添加100%的EtOH(乙醇)的1.5毫升(2.3毫升)和添加DDH 2 O的高达10毫升以产生15%(0.25毫摩尔)和23%(0.39毫摩尔)的工作的解决方案。
  3. 保持在4℃-20℃股票方案和工作方案;在1周内使用。
  4. 填充到10的毛细管同时用有色食品溶液中,通过毛细力。插入毛细管的端部到蔗糖溶液(保持毛细管以45°角)的溶液。停止,如果该液体到达顶端毛细管(5微升)标记,并在外部和内部用纸巾除去过量溶液。

4.大会和执行毛细管馈线分析

  1. 如果不需要禁食,通过敲击或通过吹塑管转移实验苍蝇测定。确保包括三个控制小瓶无苍蝇量化蒸发。
  2. 小心地取出枪头 - 即关闭外openin之一(2 20μL体积)GS,并且插入填充玻璃毛细管,底端。通过将枪头回旁边的毛细管固定毛细管。如果一些食品的解决方案正在测试,因此重复此过程。
  3. 放置毛细管在同一级别的所有样品瓶内结束,以避免如果食物源分别位于不同的高度可能发生偏差(3 - 从盖4厘米);保持距离,以滤纸来防止毛细管由无意中触摸滤纸或食物来源不同粘度泄漏。
  4. 标记用标记笔(马克开始 )的着色液体的上端。为了确保不同的毛细管可以被识别,标记它们单独使用一种颜色或条纹码。
  5. 放置多个制备CAFE测定用网格嵌的塑料盒内,并在实验室条件下,或在一个与温度,光,湿度控制CLIM传送盒( 图2A)到安全位置吃室(参数:25℃,相对湿度60%,12小时/ 12小时明-暗循环)为实验期间( 例如 3小时或天)。
  6. 仿佛在数天进行测定底部滤纸变干,应用清水通过海绵塞(100微升),每24小时,以保持湿度恒定试验中。使用装有30毫升DDH 2 O的湿度设备四个独立小瓶(8厘米高,3.3厘米口径)旁边放置在塑料盒的CAFE检测。使用盖的塑料盒来创建实验( 图2A)中的湿度控制的环境。
    注:更广泛的变化在实验室条件下进行;但是,它是可行的执行在室温CAFE测定( 例如 ,在一教室)。使用加湿装置(滤纸,具有或不具有湿海绵塞,充满水的小瓶和盖的塑料盒)强烈鼓励降低蒸发(
  7. 长期实验,每24小时更换新鲜那些充满毛细血管。记死苍蝇每24小时间隔之前,用活苍蝇的数量来计算每飞消费放置一段时间。测量液面下降(见5.1)后,丢弃旧的毛细血管。
    注:在一个3小时实验中,我们几乎看不到任何死苍蝇。在4天的研究,我们通常会发现,第1 - 3死苍蝇。
  8. 在测定或更换毛细管之前结束,标志着毛细管(标记结束 )用记号笔下弯月面,而CAFE法仍处于直立位置。丢弃的数据。如果标志到底是不是最初的标记( 开始标记)。不要取下盖子,因为这可能会改变的半月板。
  9. 小心地从试验中移除毛细管并将它们存储为数据收集。检查,如果毛细管内的液体到达下端如果不抛弃它D中的数据,因为食物是不是苍蝇访问。收集每瓶所有毛细管为一组。将未切割枪头到所有的开口,防止苍蝇逃跑。拆的安装并在室温下供进一步使用洗小瓶,盖子和海绵塞子在肥皂浴和干燥过夜。
    注:蝇可以在测定后进行进一步分析。用肉眼或解剖显微镜下确认的食物摄取。
  10. 上的至少三个不同的日子的相同基因型的重复实验。

5.数据收集和分析

  1. 测量用卡尺或尺子毛细管标记开始结束标记之间的距离。将数据直接传送到电子表格,使用连接数显卡尺( 图1E)USB(通用串行总线)。丢弃测量后的毛细血管。
  2. 账户毛细管大小来计算食物的摄取或蒸发。例如,考虑帽illary的73毫米长,并且包含食品液5微升。一个14.6毫米减少弯月反映了1μL解决方案的摄取。用下面的公式计算食物的摄取:
    食物摄取(μL)=测得的距离(mm)/14.6毫米
  3. 以排除对食物摄入的蒸发的效果,计算平均的三(至少)控制小瓶蒸发而不苍蝇。减去从苍蝇的食品消费所得到的值这个平均值。
  4. 使用下面的公式来确定每飞总消费量:
    食物消耗(μL)=(食物的摄取[μL] - 蒸发损耗[μL])/在小瓶苍蝇总数。对于长期实验使用蝇的24小时间隔的开始之前存活的数目。
  5. 为了说明在车身尺寸上的差异,比如男性和女性之间的苍蝇,规范食品消费体重(μL食品/毫克飞)。
  6. 用于数据分析统计软件。对于规范同盟分布式数据,使用学生t -tests确定两个飞组之间的差异,并使用ANOVA(方差分析)与事后杜克克拉默测试两个以上的组。在选择的情况下,分析使用非参数单样本符号检验由随机选择的差异。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

W 1118基因型的苍蝇用于演示如何执行该测定。将W 1118的突变体通常用于产生转基因株系,并控制转基因的遗传背景标有基因。通常情况下,对行为实验,所有的转基因品系进行回交五代到同一个W 1118的库存,这是用来作为实验对照。我们显示不同的实验:蒸发损失为我们的改性设置的比较,一个短期的食物选择的实验中,一个长期食物摄入实验,并在不同的蔗糖稀释的实验。

蒸发扮演的CAFE法的性能至关重要的作用。我们包括额外的方法来提供了测定以减少蒸发:ⅰ)中央海绵塞子再填充每24小时的水; II)ADDITIONAL水填充运输箱内的小瓶和iii)使用的盖的用于箱创建湿度外壳(见4.6)。不具有和具有上述装置一个设置之间的蒸发相比,在蒸发显著减少被看见。含乙醇溶液的较高挥发性的连效果是不可检测使用新的设置。

在两选择食品实验的一组20苍蝇可以喂养3小时。在自然环境中,果蝇优先饲料用酒精22发酵水果,并且已经显示,采用了类似的设置,即蝇宁愿用乙醇在酵母蔗糖溶液酵母蔗糖溶液未经乙醇23。这里,二食物选择提供,标有红色食用色素的0.1M蔗糖溶液中并标有蓝色食品的颜色( 图1A,C),用15%EtOH中的0.1M蔗糖溶液。视觉恩腹部胺化表明苍蝇饲料两种溶液( 图1D)。每飞食品消费是含乙醇( 图3A)的蔗糖溶液显著较大(近2倍)。

在随后的实验中,一个长期的研究中,一组8苍蝇访问类似的食物来源为4天,和苍蝇消耗的每一天( 图3B)多个含有乙醇的食物。乙醇偏好性指数([SUC +乙醇] - [SUC] /总消耗量)保持在该期间(平均= 0.29, 表4)恒定。观察到的乙醇偏好是与其他一些刊物,并说明苍蝇不同的食物来源24,25,26分清是一致的。所观察到的乙醇吸引力可能的不同热量的内容的结果所提供的解决方案和乙醇24的奖励属性。该测定也可以用于测量食品补充剂的负面影响。 JA和同事们研究发现在这个方法中,百草枯(氧化性药物)的应用降低食品消费10首次发表。

在接下来的实验中,在两性之间食物摄入量的差被示出。代谢要求男性和女性果蝇之间不同。例如,当雄蝇喜欢富含碳水化合物的食物,鸡蛋生产过程中,需要增加蛋白质的生物合成阶段,女性更喜欢富含蛋白质的食物比富含碳水化合物的饮食27。交配雄性和雌性果蝇在这个实验中使用。分析20名男性和3小时喂食的时间间隔内20雌性果蝇之间的食物摄入量的差异,一间咖啡馆试验是采用蔗糖concent进行配给系列。五个毛细管被设置,以解决方案,从10 - 3至2M蔗糖,测定每种溶液的消耗( 图4A)。结果表明,两性优选高浓度的蔗糖溶液作为食物源( 图4A)。然而,女性消耗显著更多两个最低浓度蔗糖溶液相比,男性(P <0.05);另一方面,雄性消耗显著更较高浓度的溶液(P <0.001)的。请注意,这些数据没有考虑在车身尺寸方面的差异。雌性果蝇通常比男性( 表1)较大和较重。当食物消耗归飞质量低的蔗糖溶液的消耗量男性和女性之间的差异不再是显著。综上所述,男性比消耗交配雌更多的蔗糖溶液,与以前的数据一致,REFL阿拉斯可能的不同代谢需求,营养的喜好或对两性之间的毛细血管饲料的能力简单的差异。

图1
1: 果蝇 毛细管馈线分析。 A)喂养试验苍蝇。湿润滤纸在小瓶的底部提供水。实验(红 - 蓝着色的食品在相反的毛细管)中设置四个毛细管。注意,该毛细管由第二枪头固定在位置上,并且未使用的位置是使用吸头封闭。在盖中心的一个泡沫塞允许空气交换。 B)盖子的详细视图。切枪头(2 - 20微升,红色边界)被插入到未使用的位置的锥形开口,以及第二圆周佩特前端插入切尖以关闭孔。切割枪头用于控制所述微毛细管的位置,以及未切割尖端用于保持紧的毛细血管。 C) 果蝇飞行提要毛细管。 D)喂养后,食物的颜色是在飞腹部清晰可见。 E)的数字卡尺用于测量标记之间的距离开始 ,并标记弯液面的结束 。数据通过USB直接传输到Excel电子表格。 请点击此处查看该图的放大版本。

图2
图2: 蒸发,在毛细管馈线含量的影响。 A)多CAFE法放在里面一个塑料盒与网格镶嵌。为实验四水填充小瓶期间控制湿度(红色轮圈)被放置在网格内。蒸发控件被放置在紧靠这些小瓶中。一整个设置覆盖显示在背景中。 B)中通过蒸发的体积损失的比较。示出了用于蒸发4天以上的平均值。湿度通过(i)施加水到中心海绵塞(24小时间隔)控制; (ii)添加四水填充小瓶到电网; (三)使用整个安装一个塑料盖。蒸发是显著较低的湿度,如果被控制测试的两种方案(*** P≤0.001; N = 48)。 EtOH中并含有非蔗糖溶液之间的波动没有差异是与所使用的湿度的设备可检测的。 请点击此处查看大图这个数字。

图3
图3: 偏好乙醇(乙醇)含有蔗糖在蔗糖溶液。如图一)男性W¯¯1118苍蝇的食物消费量。男性消耗显著含有多比一个普通的蔗糖溶液的蔗糖溶液15%乙醇。 *** P≤0.001; N = 27,B)为期4天的审讯过程中苍蝇显著喜欢含23%乙醇蔗糖溶液。 *** P≤0.001; ** P≤0.01; N = 16, 请点击此处查看该图的放大版本。

图4
图4:Consumption(μL/飞微升/毫克飞)由男性和女性不同浓度蔗糖W1118 苍蝇。 A)中不同浓度的蔗糖溶液的消耗量男性和女性之间显著不同。雌蝇消耗更多的在低浓度蔗糖和雄蝇在高浓度时消耗更多。 * P <0.05; *** P <0.001; N = 27试验,每20名男性,N =每个女20),30次试验。基于质量B)的食物摄取。消费量显著增加归飞质量时雄性和雌性果蝇为0.1至2M蔗糖溶液之间发生。 *** P≤0.001; 27例男性,N =女30。 请点击此处查看该图的放大版本。

表格1
表1:男性的体重与女性 W¯¯1118 苍蝇。四到五组100蝇进行测定,并计算出身体重量(mg /苍蝇)。平均值(与STDEV(标准偏差)和STERROR(标准误差))被示出。平均值被用于标准化食品消费飞质量(微升/毫克飞)。 请点击这里下载该电子表格。

表2
表2:蒸发损失(微升)在网吧试验。的液体通过蒸发丢失的数量示出为4天。湿度控制(+)或无吨( - )作为在图2中说明。对于两种不同的溶液(蔗糖和蔗糖加乙醇)蒸发数据被示出。平均值给出每天和在此期间(与STDEV和STERROR)。蔗糖稀释实验的蒸发损失下方单独显示(平均值)。 请点击这里下载该电子表格。

表3
表3:0.1M蔗糖有/没有15%的乙醇由男的功耗 W 1118 苍蝇美联储3小时。在3小时测量了3天的20组蝇这两种解决方案的功耗。对于飞组消耗值被测试蝇数量除以估计每飞微升摄取减去蒸发损失之后。平均值(与STDEV和STERROR)被示出。 请点击这里下载该电子表格。

表4
表4:0.1M蔗糖的消费和没有23%的乙醇为四天男 W¯¯1118 苍蝇。测定由8苍蝇组两种溶液的消耗量为24小时4天。乙醇偏好指数通过使用下式( - [SUC] /总消耗量[SUC + EtOH中])来计算。对于飞组消耗值被测试蝇数除以减去蒸发损失后,估计每个飞微升摄取。平均值(与STDEV和STERROR)示出的每一天。.jove.com /文件/ ftp_upload / 55024 / JoVE55024R1-Diegelmann桌-4.xlsx“目标=”_空白“>请点击这里下载该电子表格。

表5
表5:蔗糖由男的5个浓度的消费和女性 W¯¯1118 苍蝇。各溶液,并用于蔗糖摄取量的总和值的摄取,被示出。对于每个浓度的平均值给出的每一列在下面(与STDEV和STERROR)。来计算基于实时质量(每飞毫克微升摄取)摄取,食物消耗由平均重量雄性或雌性果蝇(从表1中所示右侧)的划分。 请点击这里下载该电子表格。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

该报告描述了一步一步的时尚CAFE法,着眼于技术设置并在实验室的成功表现。由于其简单,该测定也可以教育上用作校实验。该实施例表明该测定允许食物感测,在短和更长的时间周期(数小时至数天)的偏好和消费在果蝇的调查。网吧法已在该领域广泛使用的调查对象包括食品和药品消费,吸毒,能量平衡和喂养16神经元控制,18,24,25。

在咖啡厅检测,实验苍蝇必须成功地完成几个任务来获得食物,如觅食,传感和运动;无法执行这些任务可能会导致消费量减少。对于老化行为主要取决于苍蝇的饥饿状态,并且可以通过禁食19,21增加。感测,从而定位所述食物来源的,可以通过飞闻或味道的能力的影响,并可能会间接地导致较低的消费率28。在毛细管末端食品的显示器迫使苍蝇爬下来,并积极举办本身的倒置位置养活。要坚持毛细管饮酒位置,苍蝇必须协调其肌肉收缩。运动的障碍或多动症显然会影响食物的摄取,因为这样做由于老化运动不足。此外,本动作时由其他蝇干扰导致食物摄取的提前终止。因此,苍蝇所使用的数量应在实验前确定。这个数字应该确保所有的苍蝇能正常喂养和应控制在fLY密度在小瓶(从8到在我们的果蝇 CAFE测定小瓶最多20蝇)。进料是由膳食的营养价值的影响,飞动态相应调整其摄入24,29。结果表明,突变体缺少神经递质章鱼胺具有正常的PER反应分数,但在同一时间显示在食物摄入14显著下降。此外,进给时,所述动力继续进食下降并导致的行为的终止。

上述因素不仅适用于网吧分析,他们的影响力在喂养其它测试系统测量和行为。因此,测量食物摄入时的苍蝇来进行测定的能力必须考虑到。虽然这不是技术上的挑战,在CAFE法有一些潜在的实际缺点。半月板的衰落毛细管内依赖于由蝇蒸发损失和食物摄取。高蒸发是有问题的有关的信噪比,因此应减至最小。我们应用几个额外的方法和设备在实验期间(见4.6)来控制湿度。这些配件帮助我们降低蒸发不同的波动,我们所用的食物来源的显著甚至消除影响。然而,如果没有气候室是可用的测定法,可以在室温下( 例如在教室)具有较高的蒸发值作为一个缺点进行。

在协议中所提到的,所需要的毛细管的端部被放置在小瓶内相同的水平,以避免在苍蝇的选择偏压由于不同距离的食物来源。为了实现这一目标,毛细管位置上固定有一第二枪头。毛细管的长度似乎不是一个判据在野生馈送类型苍蝇10。液体溢出物可能会破坏食品消费的准确读出(见4.3和4.9);无振动的环境,防止泄漏。在解决方案中块毛细管粒子流,防止食品消费。食品溶液,特别是如果它包含酵母,需要被完全溶解,以避免这种堵塞。使用水溶性酵母提取物可以克服这个问题,但作为营养的一个不完整的源会引起额外的健身成本。食品可访问需要前和实验后进行评估。应包含在分析中的唯一飞数据是(见4.9)所获得的,其中获得食物是在整个实验过程中存在。倒置的供给位置是该实验的关键特征。在自然条件下,这种喂养的立场是不会陌生了苍蝇,水果从树上垂下,他们可能抽身而退一个腐烂的水果。这是通过实验COMPAR支持ING苍蝇在CAFE法的倒置位置喂养(i)于本MAFE测定固定苍蝇的水平饮食位置及(ii)右侧向上喂养位置用放射性标记的食品13,21顿饭大小。虽然上下颠倒食品陈列似乎并不对苍蝇的一个问题,它可能会影响食品的毛细管内的组合物。悬浮补充剂,如酵母细胞可以通过重力下沉到毛细管的底部,因此,可能会更集中在底部或可能堵塞毛细管。这会影响飞行行为,因此结果。确保馈送溶液的组分完全溶解,并且在长期实验频繁引入新鲜毛细管,最大限度地减少对食物摄入这种影响。

使用这里描述的CAFE法允许的食物摄入量的测量一只苍蝇组在时间跨度上小时或几天。如果需要更详细的分析( 例如 ,在几分钟的范围内的单个苍蝇或行为的行为),其它进料测定法,如MAFE测定法,是比较合适的。用于向通过使用1.5毫升微量离心管和一个单一的毛细管30可以进一步减少蝇的数目可能是可能的。

的用于获得代表性的结果实验数变化从15到27,与文献17,24中所述的实验一致。该测定可以在一个典型的盲方式即排除了从实验者潜在偏差来执行,并且它通常被重复至少四到五倍在每个数天。与CAFE法获得的数据可以被归为体重占与身体大小的摄食行为的差异。用该测定获得的结果是健壮和可重复的,因此,它一直在为研究生实践课程成功引进。

咖啡厅法被广泛应用于果蝇代谢和味觉研究领域; 它在测试食品补充剂和/或药物对摄食行为的作用的多个应用程序,并且它可以用于研究剂量响应于特定的食物源24。与显着各种用来操纵在果蝇神经回路技术的组合,该测定也使研究人员能够调查对摄食行为12,17,18的增强系统的作用。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

作者什么都没有透露。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Vials (breeding) Greiner Bio-One 960177 www.greinerbioone.com
Vials (CAFE assay) Greiner Bio-One 217101 www.greinerbioone.com
Lid-CAFE assay Workshop
Plastic box, low wall Plastime 353 www.plastime.it
Cover for the plastic box Workshop
Capillaries BLAUBRAND  REF 7087 07 www.brand.de
Pipette tips Greiner Bio-One 771290 www.greinerbioone.com
Filter paper circles Whatman 10 311 804 www.sigmaaldrich.com
D(+)-Sucrose AppliChem 57-50-1 www.applichem.com
Ethanol absolute VWR Chemicals 20,821,330 www.vwr.com
Food color (red, E124) Backfun 10027 www.backfun.de
Food color (blue, E133) Backfun 10030 www.backfun.de
Soap solution (CVK 8) CVH 103220 www.cvh.de
Digital caliper GARANT 412,616 www.hoffmann-group.com
Vials (breeding) Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm 
Vials (CAFE assay) Height 8 cm, diameter 3.3 cm
Lid-CAFE assay Produced in university workshop, technical drawing supplied
Please click here to download this file.
Plastic box, low wall A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions 
Cover for the plastic box Dimensions (37 x 29 x 18 cm)
Capillaries DIN ISO 7550 norm,  IVD-guideline 98/79 EG, ends polished
Pipette tips Pipettes for the outer circle are cut according to the lid
Filter paper circles 45 mm diameter works nicely if folded for the vials used
D(+)-Sucrose Not harmful
Ethanol absolute Highly flammable liquid and vapor
Food color (red, E124) Not stated
Food color (blue, E133) Not stated
Soap solution (CVK 8) Odor neutral soap
Digital caliper
Standard fly food (for 20 L)
Agar 160 g
Brewer's Yeast 299.33 g
Cornmeal 1,200 g
Molasses 1.6 L
Propionic acid 57.3 mL
Nipagin 30% 160 mL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society. Eur. J. Health Econ. 3, (4), 244-250 (2002).
  2. Cawley, J., Meyerhoefer, C. The medical costs of obesity and instrumental variables approach. J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).
  3. PriceWaterhouse Coopers LLP. The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC. Available from: https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf (2015).
  4. Lenard, N. R., Berthoud, H. R. Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes. Obesity. 16, S11-S22 (2008).
  5. Magni, P., et al. Feeding behavior in mammals including humans. Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).
  6. Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. Neurobiology of food intake in health and disease. Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).
  7. Bharuchka, K. N. The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism. Pediatr. Res. 65, (2), 132-137 (2009).
  8. Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. From fat fruit fly to human obesity. Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).
  9. Rajan, A., Perrimon, N. Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies. BMC Biology. 11, (2013).
  10. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104, (20), 8253-8256 (2007).
  11. Dethier, V. G. The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. Harvard Univ Press. Cambridge, MA. (1976).
  12. Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila. Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).
  13. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat. Methods. 11, (5), 535-540 (2014).
  14. Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods. J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).
  15. Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila. Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).
  16. Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. Quantification of food intake in Drosophila. PLoS One. 4, (6), e6063 (2009).
  17. Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness. J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).
  18. Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., Nässel, D. R. Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila. J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).
  19. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9, (6), e101107 (2014).
  20. Itskov, P. M. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila. Nat. Commun. 5, 4560 (2014).
  21. Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Mol. Brain. 8, 87 (2015).
  22. Marx, V. Metabolism: feeding fruit flies. Nat. Methods. 12, (7), 609-612 (2015).
  23. Spieth, H. T. Courtship behavior in Drosophila. Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).
  24. Devineni, A. V., Heberlein, U. Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction. Curr. Biol. 19, (24), 2126-2132 (2009).
  25. Lee, K. P., et al. Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105, (7), 2498-2503 (2008).
  26. Pohl, J. B., et al. Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value. Alcohol Clin. Exp. Res. 36, (11), 1903-1912 (2012).
  27. Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster. Curr. Biol. 20, (11), 1006-1011 (2010).
  28. Masek, P., Scott, K. Limited taste discrimination in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. 107, (33), 14833-14838 (2010).
  29. Pool, A. H., Scott, K. Feeding regulation in Drosophila. Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).
  30. Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., Nässel, D. R. Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior. Plos One. 9, (6), e99732 (2014).
毛细管馈线分析测量的摄食<em&gt;果蝇</em
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Diegelmann, S., Jansen, A., Jois, S., Kastenholz, K., Velo Escarcena, L., Strudthoff, N., Scholz, H. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (121), e55024, doi:10.3791/55024 (2017).More

Diegelmann, S., Jansen, A., Jois, S., Kastenholz, K., Velo Escarcena, L., Strudthoff, N., Scholz, H. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (121), e55024, doi:10.3791/55024 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter