Summary
منع الخيطيات البشري في العديد من البلدان في جميع أنحاء العالم تقوم على فحص العينات في المختبرات العضلات من الحيوانات الحساسة بالطرق الهضم، والتي تعتبر طريقة محرك مغناطيسي معيار الذهب.
Abstract
الخيطيات هو المرض الموهن في البشر ويسببه استهلاك اللحوم النيئة أو غير المطبوخة من الحيوانات المصابة يرقات الدودة الخيطية من جنس الخيطيات. وأهم مصادر العدوى الإنسان في جميع أنحاء العالم واللحوم اللعبة ولحم الخنزير أو منتجات لحوم الخنزير. في العديد من البلدان، ويستند منع الخيطيات الإنسان على تحديد الحيوانات المصابة عن طريق الهضم الاصطناعي للعينات العضلات من جثث الحيوانات عرضة للإصابة.
هناك العديد من الطرق بناء على الهضم من اللحم ولكنه يعتبر طريقة محرك مغناطيسي معيار الذهب. هذا الأسلوب يسمح للكشف عن الديدان الخيطية اليرقات بواسطة المجهر بعد الهضم الأنزيمي من عينات العضلات واللاحقة الترشيح والترسيب الخطوات. على الرغم من أن هذه الطريقة لا تتطلب معدات خاصة ومكلفة، والضوابط الداخلية لا يمكن استخدامها. ولذلك، ينبغي applie إدارة الجودة الصارمةد طوال فترة الاختبار. والهدف من هذا العمل هو توفير معالجة تعليمات مفصلة ونقاط المراقبة الحرجة من طريقة للمحللين، استنادا إلى تجربة المختبر المرجعي للاتحاد الأوروبي لطفيليات والمختبر المرجعي الوطني لألمانيا بشأن الخيطيات.
Introduction
يمكن الكشف عن الديدان الخيطية من جنس الخيطيات في العضلات المخططة من أكلة اللحوم وآكل النبات والحيوان الثدييات والطيور والزواحف في جميع أنحاء العالم. ويمكن لهذه الديدان الخيطية الحيوانية تصل إلى البشر عندما الخام أو اللحوم شبه الخام ومنتجات اللحوم المشتقة من الخنازير، الخيول، ويتم تناولها الحيوانات لعبة. هذا حيواني المنشأ يمكن أن يكون مرض خطير في البشر تتميز علامات اصم والأعراض، مثل الإسهال، والحمى، وذمة الحجاج وألم عضلي والمضاعفات المحتملة مثل التهاب عضلة القلب، ومرض الانسداد التجلطي والتهاب الدماغ 1.
شعرينة حلزونية هو العامل المسبب للمرض انتشارا من عدوى الديدان الخيطية في الحيوانات البرية والداجنة وتسبب معظم الإصابات البشرية في جميع أنحاء العالم. في أوروبا وشمال وغرب أفريقيا، وغرب آسيا، الخيطيات britovi هي مصدر آخر من الإصابات البشرية. وبالإضافة إلى ذلك، يتم الإبلاغ عن عشرة أصناف أخرى أقل شيوعا مثل المسبب تم العثور على وكلاء من الأمراض التي تصيب البشر وفي مناطق مختلفة من العالم، وعادة في الحيوانات البرية 2. بالإضافة إلى الحيوانات البرية مثل الخنازير البرية والدببة وحيوانات الفظ وحيوان الغرير، يمثل لحم الخنزير أهم مصدر من حالات العدوى البشرية في جميع أنحاء العالم.
أفضل طريقة لمنع الخيطيات هي الامتناع عن تناول منتجات اللحوم النيئة ولطهي أي اللحوم، خاصة اللحوم لعبة لدرجات حرارة آمنة (> 65 درجة مئوية لمدة 1 دقيقة، أي لتغيير لون اللحم من الوردي إلى البني في جوهر منتجات اللحوم) 3. حددت الاتحاد الأوروبي ووزارة الزراعة الأميركية تجميد والطبخ مرات ودرجات الحرارة لمنتجات لحوم الخنازير التي يمكن استخدامها لقتل T. الحلزونية اليرقات في اللحوم 4، 5. وعلاوة على ذلك، تم نشر توصيات لتثبيط الخيطيات في اللحوم ومنتجات اللحوم من قبل اللجنة الدولية للالخيطيات"XREF"> 6. في أوروبا، بالإضافة إلى إدخال ظروف السكن للرقابة في قطعان الخنازير التجارية التي يكون فيها خطر الإصابة الخيطيات لا يكاد يذكر، ويستند منع الخيطيات البشري على فحص العينات في المختبرات العضلات من الحيوانات الحساسة 4.
لأغراض السلامة الغذائية، وفحوصات الهضم هي الإجراءات الوحيدة التي يعول عليها للكشف المباشر من الديدان الخيطية اليرقات في اللحوم 3 و 7. حتى لو كانت هناك العديد من الاختلافات من الفحص الهضم، وطريقة النمام المغناطيسي هو الطريقة المقبولة دوليا المرجع 3 و 4 و 7. ويستند هذا الفحص للكشف عن الديدان الخيطية اليرقات في أنسجة العضلات المخططة. بعد الهضم الأنزيمي من عينات العضلات واللاحقة الترشيح والترسيب الخطوات، ترييتم تحديد chinella اليرقات بواسطة المجهر. اعتمادا على الالتزامات التجارية والتشريعات الوطنية، هناك العديد من الاختلافات الصغيرة في البروتوكول العام للطريقة محرك مغناطيسي. هنا، تستند تفاصيل تقنية عن متطلبات الاتحاد الأوروبي 4، مواصفات ISO 8، والمبادئ التوجيهية تكنولوجيا المعلومات والاتصالات 6، وتجربة المختبر المرجعي للاتحاد الأوروبي لطفيليات (EURLP) والمختبر المرجعي الألمانية للالخيطيات.
Protocol
1. التحضيرات
- جمع العينات
ملاحظة: طريقة النمام المغناطيسي يمكن أن تستخدم للعينات عضلة واحدة أو المجمعة.- جمع عينات من مواقع ميل المناسبة ومبلغ مناسب 9. الرجوع إلى متطلبات البلد أو توصيات تكنولوجيا المعلومات والاتصالات، OIE أو ISO.
- وبالنسبة للاتحاد الأوروبي، على سبيل المثال، أخذ عينة 1 غرام من دعامة الحجاب الحاجز في الانتقال إلى الجزء تري من الخنازير المحلية. التأكد من أن جميع عينات العضلات خالية من جميع الدهون ورباط.
- إذا تم اختبار اللسان، وإزالة الطبقة السطحية قبل الاختبار.
- رعاية إذا كان يتم تجميد العينات، حيث أن معظم يرقات الديدان الخيطية لا تجمد مقاومة وحل بعد الموت، وأقل مقاومة للهضم وتميل إلى التمسك جدران الحاوية، مما أدى إلى حساسية فحص انخفضت.
ملاحظة: إذا جمدت، مضاعفة حجم العينة في لترالشرق وزيادة وقت الترسيب (أنظر أدناه).
- جمع عينات من مواقع ميل المناسبة ومبلغ مناسب 9. الرجوع إلى متطلبات البلد أو توصيات تكنولوجيا المعلومات والاتصالات، OIE أو ISO.
- إعداد السائل الهضم
- إضافة 25٪ حمض الهيدروكلوريك (16 ± 0.5 مل) إلى 2 لتر من ماء الصنبور محمى على حرارة 46-48 درجة مئوية في كوب زجاج 3 L. منخفضة للغاية من النتائج درجة الحرارة في الهضم غير مكتملة. عالية جدا من الحرارة يعطل خصائص الأنزيمية الببسين.
- وضع قضيب التحريك في الكأس، ويحرك الحل على طبق مسخن (46-48 درجة مئوية).
- إضافة 10 ± 0.2 غرام من الببسين (1: 10،000 NF، 1: 12،500 BP، 2000 FIP) إلى محلول حمضي.
ملاحظة: جودة البيبسين هي من يجب أن تكون مصدقة أهمية قصوى، ونشاط انزيم من قبل المنتج. لأسباب تتعلق بالسلامة مختبر والحفاظ على النشاط البيبسين، يجب الالتزام تسلسل إضافة مكونات الهضم السوائل.
- إعداد عينة العضلات
- ختم يصل إلى 100 غرام من عينات العضلات في خلاط أو مطحنة. لتسهيل blenدينغ، إضافة 2 مل مسخن الماء للعينات ومزج في أقصى سرعة ل2-3 الصورة.
- قبل المزج الثاني، فتح الخلاط ونقل أي عينة العضلات في الجزء العلوي من حافة الهامش مزج عاء إلى أسفل وتكرار المزج. تواصل مزج مع رشقات نارية من 2-3 الصورة حتى لا تظل قطع مرئية من اللحوم.
ملاحظة: مزج القليل جدا قد يؤدي الهضم غير مكتملة، في حين أن الكثير من مزج يمكن أن تلحق الضرر الخيطيات اليرقات الموجودة في عينات 6.
2. إجراء
- العضلات عينة الهضم
- نقل 1 لتر من السائل الهضم في اسطوانة. نقل اللحم المفروم في الكأس ونشر في السائل الهضم مع ملعقة أو شوكة. شطف جيدا غطاء خلاط، شفرة وخلاط وعاء مع 500 مليلتر من السائل الهضم مسخن في الدورق 3 لتر.
ملاحظة: الشطف غير كاملة يمكن أن يؤدي إلى فقدان السيناتورitivity. - تغطية كأس برقائق الألومنيوم والحفاظ على درجة حرارة ثابتة من 44-46 درجة مئوية، ومراقبة مع ميزان حرارة.
- تحريك السوائل الهضم لمدة 30 دقيقة لخلق دوامة عميقة من دون الرش حتى تختفي جزيئات اللحوم. اعتمادا على نوع من اللحوم اختبار (مثل اللحوم من الحيوانات البرية)، وزيادة وقت الهضم حتى مدة أقصاها 60 دقيقة.
- نقل 1 لتر من السائل الهضم في اسطوانة. نقل اللحم المفروم في الكأس ونشر في السائل الهضم مع ملعقة أو شوكة. شطف جيدا غطاء خلاط، شفرة وخلاط وعاء مع 500 مليلتر من السائل الهضم مسخن في الدورق 3 لتر.
- الترشيح والترسيب من السائل الهضم
- لتحديد كمية الأنسجة عسر الهضم، وضبط حجم إلى الصفر، تزن غربال قبل الاستخدام، وملاحظة وزنه. غربال يجب أن تكون نظيفة وخالية من أي جزيئات الأنسجة، والتي يمكن أن تعيق يرقات الديدان الخيطية الوصول إلى قمع الترسيب. تأكد من أن قمع الفصل وجهت عموديا.
- بعد الهضم، صب بعناية السائل الهضم من خلال منخل 180 ميكرون الى قمع الزجاج العازل. عرض للقمع الزجاج العازل لا ينبغي بالبريد أكبر من 55٪ من طول السماح جيد الترسيب يرقة. الحرص على تجنب أي تجاوز.
- لتجنب فقدان حساسية، وشطفها جيدا الدورق الزجاجي وغربال مع ما يقرب من 200 مل من ماء الصنبور من زجاجة غسل ضغط ونقل المياه الشطف في قمع الترسيب الزجاج. الحرص على شطف بعناية حواف الكأس 3 L. رفع غربال وشطف المنطقة تحت غربال دقيق.
- تحديد كمية الأنسجة عسر الهضم
ملاحظة: نظرا لأخطاء في تنفيذ الطريقة، يمكن أن الأنسجة العضلية تبقى على المنخل، ورباط جيدا والأنسجة الضامة التي هي عسر الهضم. يتم تحديد كمية الأنسجة غير المهضومة خلال أول خطوة الترسيب 10 دقيقة (انظر 2.5). وهذا يسمح حوالي 30 دقيقة لغربال لتجف، والمياه المتبقية يمكن أن تؤثر على الوزن مصمم من النسيج غير مهضوم.- ضع منشفة ورقية على نطاق و، وتزن غربال مع undigesالأنسجة تيد.
- طرح الوزن غربال قبل الترشيح من الوزن غربال مع الأنسجة غير المهضومة. تعتبر عملية الهضم مرضية إن لم يكن أكثر من 5٪ من وزن العينة انطلاق تبقى على غربال (أي 5 غ / 100 غ بدءا المادية).
- إذا كانت كمية الأنسجة غير المهضومة يتجاوز 5٪، كرر الاختبار باستخدام عينات العضلات جديدة. إذا يتألف من الأنسجة المتبقية في الغالب من الأنسجة العضلية عسر الهضم وعينات جديدة غير متوفرة، هضم بقايا عسر الهضم مرة أخرى ودراسة بالإضافة إلى عينات الأصلي.
- الترسيب من السائل الهضم
- إبقاء السوائل الهضم التي تمت تصفيتها في قمع فصل لمدة 30 دقيقة. إذا تركت دون عائق، فإن يرقات الديدان الخيطية يستقر على الجزء السفلي من القمع.
- في حالة استخدام عينات المجمدة، وزيادة وقت الترسيب لمدة أقصاها 60 دقيقة.
- مرة واحدة الترسيب كاملة، فتح تماما محبسمن قمع فصل للسماح لا يقل عن 40 مل من السوائل الهضم بسرعة هرب إلى اسطوانة قياس (80 مل إذا عينات العضلات قد تجمدت سابقا).
- أولا، دعونا نصف السوائل في الاسطوانة ثم قم بفتح تماما محبس في الاتجاه المعاكس للسماح 10 مل من السوائل الهضم لتمرير. وأخيرا، فتح محبس في الاتجاه المعاكس لمدة 10 مل أخرى. هذا الإجراء يضمن أن الخيطيات اليرقات لا محاصرين في محبس.
ملاحظة: هناك حاجة إلى السرعة الكافية لتجنب اليرقات المتبقية في قمع فصل، وخفض الحساسية.
- الترسيب من السائل الهضم في الاسطوانة
- ترك الرواسب في الاسطوانة لمدة 10 دقيقة للسماح اليرقات إلى الرواسب. إزالة 30 مل طاف بواسطة شفط مع ماصة دون الإخلال الرواسب 10 مل.
- لتقليل كمية من ألياف النسيج في العينة، إضافة 30 مل ماء الصنبور إلى الرواسب ويترك لمدة 10 م آخرفي كرر حتى السائل واضح.
- إزالة طاف ونقل 10 مل غسلها الرواسب إلى طبق بيتري الشبكية أو حوض فرز اليرقات. شطف اسطوانة مع 10 مل ماء الصنبور ثم يضاف الماء إلى العينة.
ملاحظة: يمكن أن كميات كبيرة من والحطام في العينة تمنع التعرف على يرقات الديدان الخيطية (الشكل 1)، يجب أن يتم تنفيذ المزيد من الخطوات غسل، إذا لزم الأمر.
- الفحص المجهري
- استخدام trichinoscope أو ستيريو المجهر مع شبه المرحلة التي تنتقل عن طريق مصدر ضوء كثافة قابلة للتعديل في 15 و 20X التكبير لفحص عينات مباشرة بعد خطوات الغسيل.
- بعد صب عينة في طبق بيتري الشبكية، ودراسة الطبق / حوض منهجي الشبكة عن طريق الشبكة. إذا لم يتم العثور الهياكل المشبوهة، تتحرك بلطف السوائل في طبق بتري الشبكية أو حوض فرز اليرقات بطريقة دائرية للسماح أي الخيطيات لاrvae، التي يحتمل التغاضي، لتتراكم في وسط طبق بيتري. إعادة الامتحان.
- إذا تم العثور على هيكل المشتبه به، وزيادة التكبير إلى 40 - 100X. إزالة الديدان الخيطية اليرقات من الطبق / حوض مع ماصة وجمع في أنبوب مع 90٪ من الإيثانول.
- بعد أن تم فحص الطبق الكامل، كرر هذا الإجراء، بدءا من اهتزاز لطيف من الطبق / الحوض. كرر الإجراء ثلاث مرات على الأقل أو حتى لا مزيد من اليرقات وجدت.
- حساب عدد اليرقات. ربط لكمية من الأنسجة العضلية اختبار والحاضر كما اليرقات في غرام (غاز البترول المسال).
- إذا كان الكثير من اليرقات الموجودة في السائل الهضم لتحديد عدد اليرقات بشكل موثوق، وعودة السوائل التي تحتوي على يرقات إلى اسطوانة القياس، وشطف مع ماء الصنبور من زجاجة غسل الضغط، وترك اليرقات لتستقر في القاع.
- بعد وقت الترسيب 10 دقيقة، والحد من طاف إلى وحدة تخزين محددة (على سبيل المثال10 مل). لتحديد حجم بالضبط، ونقل طاف في اسطوانة جديدة مع ماصة.
- تعليق اليرقات متجانس في السائل عن طريق اهتزاز قوي. خلال حركة الهز، إضافة 12 قطرات من 20 ميكرولتر تعليق اليرقات على طبق بيتري.
- دراسة كل قطرة المجهر. تحديد عدد اليرقات في 240 ميكرولتر وحذف أعلى وأدنى العد. استقراء عدد من اليرقات إلى الحجم الكلي (على سبيل المثال 10 مل) من طاف.
ملاحظة: جودة ستيريو المجهر هو من أهمية قصوى بالنسبة لتحديد الخيطيات اليرقات. - عندما يتم جمع اليرقات في أنبوب عن طريق ماصة، والتحقق بعناية أن اليرقات لا عصا على الجدار ماصة ولكن يتم نقل إلى أنبوب.
ملاحظة: يجب أن تعزى النتائج الخيطيات إيجابي من العينات المجمعة العودة من تجمع لجثة المنشأ. هنا، يجب تدريجيا أن انخفاض حجم تجمع حتى الذبيحة الإيجابية الاتساعtified. كما يمكن زيادة حجم العينة أثناء هذه العملية إلى زيادة حساسية. حيث فحص العينة الجماعية تنتج نتيجة إيجابية أو غير مؤكدة، يتم أخذ 20 عينة ز مزيد من كل خنزير. يتم تجميع العينات 20 غراما من خمسة خنازير ودرست باستخدام الطريقة الموصوفة. وبهذه الطريقة سيتم فحص عينات من 20 مجموعات من خمسة خنازير. عندما تم الكشف عن الديدان الخيطية في عينة مجمعة من خمسة خنازير، يتم جمع 20 عينة ز من الخنازير الفردية في المجموعة وكل يتم فحص على حدة حتى يتم الكشف عن جثة إيجابية من الأصل.
Representative Results
بعد الهضم، وشكل اليرقات العضلات المعدية يمكن أن تختلف، مما يجعل تحديد أكثر صعوبة. وتشمل أشكال نمطية اليرقات ملفوف بإحكام، اليرقات ملفوف طفيفة أو على شكل ج أو يرقات محلول تماما (الأرقام 2B - 2C). عدد اليرقات وجدت في كل غرام يمكن أن تختلف إلى حد كبير ويمكن أن تتراوح من يرقة واحدة إلى بضع مئات من اليرقات.
يظهر التشكل من يرقة العضلات المعدية في الشكل 2A. الخيطيات اليرقات 0،7-1،5 مم طويل وحوالي 0.3 ملم في العرض. المريء هو ضيق ولها نهاية مدورة قليلا. بشرة ناعمة. في النصف الأمامي من تجويف الجسم، وstichosome، يشكل بنية أنبوب نحيلة طويلة محاطة صف من 45-55 الخلايا الكبيرة (stichocytes)، يمكن ملاحظتها. المستقيم هو أيضا تقريب دون أي توقعات أو الزوائد 10 و 11.
ر "> هياكل أخرى، إلى جانب الديدان الخيطية اليرقات، ويمكن الاطلاع على بعد الهضم العضلات وتظهر بعض الأمثلة في الأرقام 3A - 3F غالبا ما تصاب الحيوانات البرية مع غيرها من الطفيليات أو عينات العضلات متوفرة للاختبار ملوثة أثناء عملية سلب من قبل الأرواح أو الهياكل الجامدة / الكائنات الحية، ويبلغ طول اليرقات، وظهور الأمامي والخلفي الغايات وقوع مساعدة stichosome إلى التمييز بين الديدان الخيطية مختلف الأجناس 12.
الشكل 1: فحص المجهري للالخيطيات اليرقات بعد (A) غير كافية و (ب) كافية الشطف خطوات. وتشير الحانات مقياس 100 ميكرون. الرجاء انقر هنا لعرض أكبر هاءrsion من هذا الرقم.
الشكل 2: الصرف لالتهاب الخيطيات يرقات عرض المستقيم، Stichosome والمرئ من اليرقة (A). الأشكال المحتملة لليرقات العضلات بعد الهضم تظهر (ب) ملفوف بإحكام وتلتف على محمل الجد تتحرك اليرقات و (ج) محلول اليرقات. وتشير الحانات مقياس 100 ميكرون. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل (3): أمثلة من النتائج العرضية بعد هضم العضلات العينات مع أسلوب النمام المغناطيسي. (A) تشبه الشعر الخشن شعردودة الأرض وجدت في الخنازير البرية. (ب) الجناحية مجنحة من الخنازير البرية. (C) الألياف العضلية من الخنازير البرية. (D) المتسطنة ليرة سورية. من الخنازير البرية. الألياف (E) مصنع وجدت في الخنازير البرية (F): السهمية ليرة سورية. يرقة من الخنازير البرية. وتشير الحانات مقياس 100 ميكرون. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Discussion
على الرغم من أن طريقة محرك مغناطيسي يمكن القيام بها بسهولة، وليس الالتزام بدقة التفاصيل الفنية يؤدي إلى عدم كفاية حساسية، مما يهدد صحة المستهلك. وقد تم تسليط الضوء على نقاط المراقبة الحرجة في النص أعلاه. وبالإضافة إلى ذلك، واستخدام المعدات المناسبة أمر بالغ الأهمية لنجاح الاختبار. ينبغي بذل كل سفن من الزجاج وماصة نصائح المغلفة مع السيليكون للحد من التزام اليرقات إلى السطح.
حساسية طريقة الهضم يعتمد على كثافة اليرقات في العضلات وكمية عينة العضلات اختبار. لكثافة اليرقات من 3-5 غاز البترول المسال من الأنسجة العضلية، أفيد حساسية من 100٪، ولكن أقل من 1 غاز البترول المسال انخفض حساسية إلى 40٪ 13. اعتمادا على أنواع الحيوانات المضيفة اختبار، وحساسية الاختبار يمكن تحسينها عن طريق زيادة كمية العينة المستخدمة. طعبء nfection في الحياة البرية عادة ما تكون منخفضة، وتستخدم أحجام عينات بالتالي أكبر 14. تختلف مواقع ميل أيضا بين الحيوانات المضيفة. هنا، وهضم أقل من بعض الأنسجة العضلية مثل يحتاج اللسان أن تؤخذ بعين الاعتبار، وهو ما يمكن أن يؤدي أيضا إلى عينة أكبر أحجام 15.
وعلاوة على ذلك، من المهم أن نفهم أن الطريقة النمام المغناطيسي لا تشمل الضوابط الداخلية. لذلك، وإدارة ضمان الجودة من أخذ العينات وثائق ضرورية للحصول على نتائج صحيحة ودقيقة. يجب مراقبة جودة الأداء مختبر للكشف عن الديدان الخيطية اليرقات في عينات العضلات من خلال المشاركة المنتظمة من كل المحلل في اختبارات الكفاءة.
قيود إضافية على الطريقة هي أن مرحلة تحديد النهائية من اليرقات العضلات عن طريق الفحص المجهري هو ذاتي للغاية وهيئة التعليم العاليتعتمد vily على علم التشكل اليرقات التي كتبها المحلل التحقيق.
طريقة بديلة للاهتمام للتحايل على هذه المشكلة هو الأسلوب محرك مغناطيسي / على عزل مرشح تليها كشف اليرقات من خلال اختبار تراص اللاتكس. ومع ذلك، وفقا لتشريعات الاتحاد الأوروبي هذه الطريقة تعتبر فقط أي ما يعادل لاختبار حوم الخنازير المحلية ولكن ليس بالنسبة للحيوانات التي هي أكثر عرضة للعدوى مثل الخنزير البري (4). التعرف على المستضد اليرقات مع الأجسام المضادة وحيدة النسيلة يجعل اختبار أكثر موضوعية، ولكن ينفي المختبر إمكانية تحديد عدد من اليرقات في كل غرام من اللحوم 16.
وتشمل المزيد من الاختلافات في طريقة النمام المغناطيسي للالمجمعة عينة الهضم تقنية طريقة / الترسيب بمساعدة ميكانيكيا، وبمساعدة آلية تجميع عينة حفرطريقة estion / على تقنية فلتر العزلة، وطريقة الهضم الآلي للالعينات المجمعة من تقنية تصل إلى 35 غرام. وتستند هذه التقنيات كلها على الهضم الاصطناعي من اللحم والتصور والعد من الديدان الخيطية اليرقات، ولكنها تختلف في المعدات المستخدمة في الترشيح والترسيب الخطوات.
اليرقات معزولة يمكن زيادة التعرف على مستوى الأنواع من خلال اختبار الجزيئي (على سبيل المثال، تعدد الإرسال PCR) 17. وفقا لتشريعات الاتحاد الأوروبي، يجب أن تحال جميع العينات الإيجابية إلى المختبر المرجعي الوطني أو EURLP لتحديد أنواع الديدان الخيطية.
Disclosures
الكتاب تعلن أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.
Acknowledgments
نرجو نشكر سابين Reckinger للحصول على المساعدة الفنية والدعم الممتاز.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Knife, Scissors, Tweezers | Cutting samples and removing non-digestible tissue | ||
| Blender | With a sharp chopping blade | ||
| Magnetic stirrer | With thermostatically controlled heating plate | ||
| Stirring Rod | Teflon-coated, approximately 5 cm long | ||
| Conical glass separation funnel | Capacity of at least 2 L, preferably fitted with Teflon safety plugs. The width should not be larger than 55% of the length to allow a good larva sedimentation. | ||
| Stands, rings and clamps | |||
| Sieve | Mesh size 180 microns, external diameter 11 cm, with stainless steel mesh | ||
| Funnel | Internal diameter not less than 12 cm, to support the sieves | ||
| Glass beaker | Capacity 3 L | ||
| Glass measuring cylinder | Capacity 50 to 100 mL, or centrifuge tube | ||
| Stereo-microscope | With a substage transmitted light source of adjustable intensity or trichinoscope with a horizontal table | ||
| Petri dishes | 9 cm diameter, marked on their undersides into 10 × 10 mm square examination areas using a pointed instrument or a larval counting basin for the tricinoscope | ||
| Aluminium foil | Alternatively a lid to cover the beakers | ||
| 25% hydrochloric acid | |||
| Pepsin | Strength: 1:10,000 NF (US National Formulary) corresponding to 1:12,500 BP (British Pharmacopoeia) and to 2,000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), or stabilised liquid pepsin with minimum 660 European Pharmacopoeia units/mL | ||
| Ethanol | 70-90% ethyl alcohol | ||
| Tap water | Heated to 46-48 °C before use | ||
| Balance | Accurate to at least 0.1 g | ||
| Metal tray | Capacity 10 to 15 L, to collect the remaining digestive juice | ||
| Pipettes and pipette holder | Different sizes (1, 10 and 25 mL) | ||
| Thermometer | Accurate to 0.5 °C, temperature range at least from 20 ° C to 70 °C | ||
| Siphon | For tap water |
References
- Gottstein, B., Pozio, E., Nöckler, K. Epidemiology, Diagnosis, Treatment, and Control of Trichinellosis. Clin. Microbiol. Rev. 22, 127-145 (2009).
- Pozio, E., Murrell, D. K. Systematics and epidemiology of Trichinella. Adv. Parasitol. 63, 367-439 (2006).
- OIE World Organisation for Animal Health. Principles and methods of validation of diagnostic assays for infectious diseases. OIE Terrestrial Manual. , Available from: http://wahis2-devt.oie.int/fileadmin/Home/fr/Health_standards/tahm/1.01.05_VALIDATION.pdf 1-16 (2013).
- European Commission. Commission Implementing Regulation (EU) 2015/1375 of 10 August 2015 laying down specific rules on official controls for Trichinella in meat. Off. J. EU. 212, Available from: http://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=celex%3A32015R1375 7-34 (2015).
- United States Department of Agriculture, Food Safety and Inspection Service. 9 CFR Part 318.10 - Prescribed treatment of pork and products containing pork to destroy trichinae. U.S. Government Publishing Office. , Available from: https://www.gpo.gov/fdsys/pkg/CFR-2016-title9-vol2/pdf/CFR-2016-title9-vol2-sec318-10.pdf (2012).
- Gamble, H. R., et al. International Commission on Trichinellosis: recommendations on methods for the control of Trichinella in domestic and wild animals intended for human consumption. Vet. Parasitol. 93 (3-4), 393-408 (2000).
- Gajadhar, A. A., Forbes, L. B. An internationally recognized quality assurance system for diagnostic parasitology in animal health and food safety, with example data on trichinellosis. Vet. Parasitol. 103, 133-140 (2002).
- ISO. Microbiology of the food chain -- Detection of Trichinella larvae in meat by artificial digestion method 18743. ISO. , Available from: http://www.iso.org/ (2015).
- Nöckler, K., Kapel, C. M. O. Chapter 3, Detection and surveillance for Trichinella: meat inspection and hygiene, and legislation. FAO/WHO/OIE Guidelines for the surveillance, management, prevention and control of trichinellosis. , World Organization for Animal Health (OIE). Paris. 69-98 (2007).
- Boch, J., Schnieder, T., Supperer, R. Veterinärmedizinische Parasitologie. , Parey Verlag. Stuttgart. 6. Aufl (2006).
- Despommier, D. D., Müller, M. The stichosome and its secretion granules in the mature muscle larva of Trichinella spiralis. J. Parasitol. 62 (5), 775-785 (1976).
- Marucci, G., Interisano, M., La Rosa, G., Pozio, E. Molecular identification of nematode larvae different from those of the Trichinella genus detected by muscle digestion. Vet Parasitol. 194, 117-120 (2013).
- Forbes, L. B., Gajadhar, A. A. A validated Trichinella digestion assay and an associated sampling and quality assurance system for use in testing pork and horse meat. J. Food Prot. 62, 1308-1313 (1999).
- Malakauskas, A., et al. Molecular epidemiology of Trichinella spp. in three Baltic countries: Lithuania, Latvia, and Estonia. Parasitol. Res. 100 (4), 687-693 (2007).
- Kapel, C. M., Webster, P., Gamble, H. R. Muscle distribution of sylvatic and domestic Trichinella larvae in production animals and wildlife. Vet. Parasitol. 132 (1-2), 101-105 (2005).
- Interisano, M., et al. Validation of a latex agglutination test for the detection of Trichinella infections in pigs. Vet. Parasitol. 194, 121-124 (2013).
- Pozio, E., La Rosa,, G, PCR-derived methods for the identification of Trichinella parasites from animal and human samples. Methods Mol. Biol. 216, 299-309 (2003).
