Summary
Forebyggelse af human trikinose i mange lande verden over er baseret på laboratorieundersøgelse af muskel prøver fra modtagelige dyr ved fremgangsmåder til spaltning, hvoraf den magnetomrører metoden betragtes som den gyldne standard.
Abstract
Trikinose er en invaliderende sygdom hos mennesker, og er forårsaget af indtagelse af råt eller utilstrækkeligt kød fra dyr inficeret med nematodelarverne af slægten Trichinella. De vigtigste kilder til infektioner hos mennesker over hele verden er vildt og svinekød eller svinekødsprodukter. I mange lande er forebyggelse af human trikinose baseret på identifikation af inficerede dyr ved hjælp af den kunstige fordøjelse af muskelprøver fra modtagelige døde dyr.
Der er flere metoder baseret på fordøjelsen af kød, men den magnetomrører metoden betragtes som den gyldne standard. Denne metode gør det muligt at påvisning af trikiner larver ved mikroskopi efter enzymatisk nedbrydning af muskel prøver og efterfølgende filtrering og sedimentering trin. Selv om denne fremgangsmåde ikke kræver særlige og dyrt udstyr, kan interne kontroller ikke anvendes. Derfor bør strenge kvalitetsstyring blive applied hele testen. Formålet med nærværende arbejde er at give detaljerede håndtering instruktioner og kritiske kontrolpunkter i metoden analytikere, baseret på erfaringerne fra EU-referencelaboratoriet for parasitter og det nationale referencelaboratorium Tyskland for trikiner.
Introduction
Kan detekteres nematoder af slægten trikiner i tværstribede muskler af kødædende og omnivore pattedyr, fugle og krybdyr verdensplan. Disse zoonotiske nematoder kan nå mennesker, når rå eller semi-råt kød og afledte produkter fra svin, hest, og vildt indtages. Denne zoonose kan være en alvorlig sygdom hos mennesker er kendetegnet ved patognomonisk tegn og symptomer, fx diarré, feber, periorbitalt ødem og muskelsmerter og mulige komplikationer såsom myocarditis, tromboembolisk sygdom og hjernebetændelse en.
Trikiner spiralis er den mest udbredte ætiologiske agent trikiner infektion i vilde og tamme dyr og forårsager de fleste af de humane infektioner på verdensplan. I Europa, Nord- og Vestafrika, og vestlige Asien, Trichinella britovi er en anden kilde til infektioner hos mennesker. Desuden er ti andre systematiske enheder rapporteret så ofte som det forårsagende agenter for sygdom hos mennesker og findes i forskellige regioner i verden, som regel i vilde dyr 2. Ud over vilde dyr som vildsvin, bjørne, hvalrosser og grævlinger, svinekød er den vigtigste kilde til infektion hos mennesker over hele verden.
Den bedste måde at forhindre trikinose er at afstå fra at spise rå kødprodukter og at tilberede kød, især vildt til sikre temperaturer (> 65 ° C i 1 min, dvs. at ændre kødet farve fra lyserød til brun i kernen af kødprodukt) 3. Den Europæiske Union og USDA har specificeret fryse- og madlavning tider og temperaturer for svinekødsprodukter, der kan bruges til at dræbe T. spiralis larver i kød 4, 5. Endvidere blev anbefalinger for inaktivering af trikiner i kød og kødprodukter offentliggjort af International Commission on Trikinose"xref"> 6. I Europa, ud over indførelsen af kontrollerede opstaldningsforhold i kommercielle svinebesætninger, hvor risikoen for trikiner infektion er ubetydelig, er forebyggelse af menneskelige trikinose bygger på laboratorieundersøgelse af muskel prøver fra modtagelige dyr 4.
For fødevarer sikkerhedshensyn, fordøjelse analyser er de eneste pålidelige procedurer for direkte påvisning af trikiner larver i kød 3, 7. Selv om der er flere variationer af fordøjelsen assay magnetomrøreren metode er den internationalt anerkendte referencemetode 3, 4, 7. Denne analyse er baseret på påvisning af trikiner larver i tværstribede muskelvæv. Efter den enzymatiske fordøjelse af muskelprøver og efterfølgende filtrering og sedimentering trin, Trichinella larver identificeres ved mikroskopi. Afhængig af handels- forpligtelser og national lovgivning, er der et væld af små variationer i den almindelige protokol af magnetomrører metoden. Her er tekniske detaljer baseret på EU-kravene 4, ISO specifikationer 8, ikt retningslinjer 6, og erfaringer fra EU-referencelaboratoriet for parasitter (EURLP) og den tyske referencelaboratorium for trikiner.
Protocol
1. Forberedelser
- Prøve samling
Bemærk: Den magnetomrører metode kan anvendes til enkelt- eller puljede muskel prøver.- Indsamle prøver fra de passende parasitterne typisk findes steder og i en passende mængde 9. Der henvises til kravene land eller til anbefalingerne fra IKT, OIE eller ISO.
- For Den Europæiske Union, for eksempel tage en 1 g prøve fra en membran søjle ved overgangen til den senede del af tamsvin. Sørg for, at alle muskelgrupper prøver er fri for al fedt og fascia.
- Hvis tungen testes, fjerne overfladelaget før testning.
- Vær forsigtig, hvis prøverne fryses, da de fleste trikinlarver ikke fryse resistente og rulle ud efter døden, er mindre modstandsdygtige over for fordøjelse og har tendens til at holde sig til beholderens vægge, hvilket resulterer i nedsat assay følsomhed.
Bemærk: Hvis frosset, fordobler stikprøvestørrelsen ved løst og øge sedimentation tid (se nedenfor).
- Indsamle prøver fra de passende parasitterne typisk findes steder og i en passende mængde 9. Der henvises til kravene land eller til anbefalingerne fra IKT, OIE eller ISO.
- Udarbejdelse af fordøjelsen væske
- Tilsæt 25% HCI (16 ± 0,5 ml) til 2 liter postevand forvarmet ved 46 - 48 ° C i en 3 L bægerglas. For lav temperatur resulterer i ufuldstændig fordøjelse; for høj en temperatur deaktiverer de enzymatiske egenskaber af pepsin.
- Placer en rørepind i bægerglasset og omrør opløsningen på en forvarmet plade (46 - 48 ° C).
- Der tilsættes 10 ± 0,2 g pepsin (1: 10.000 NF, 1: 12.500 BP, 2.000 FIP) til den sure opløsning.
Bemærk: Kvaliteten af pepsin er af yderste vigtighed og enzymaktivitet skal attesteres af producenten. Til laboratorie sikkerhedsgrunde og for at opretholde pepsinaktivitet skal sekvensen af tilsætning fordøjelse væskekomponenter overholdes.
- Forberedelse muskelprøve
- Hugge op til 100 g muskel prøver i en blender eller en mølle. For at lette Blending, tilsættes 2 ml forvarmet vand til prøverne og blend ved max hastighed i 2 - 3 s.
- Inden den anden blanding, åbne blenderen og overføre nogen muskelprøve øverst blending bowl kantmargen til bunden, og gentag blanding. Fortsæt blanding med byger af 2 - 3 s, indtil ingen synlige stykker kød tilbage.
Bemærk: For lidt blanding kan resultere i ufuldstændig fordøjelse, mens for megen blanding kan beskadige trikinlarver stede i prøverne 6.
2. Procedure
- Muskelprøve fordøjelse
- Overfør 1 I af fordøjelsesvæsken i en cylinder. Overfør jorden kød til bæger og formidle i fordøjelsesvæsken med en ske eller gaffel. Skyl blenderen låg, blad og blender skål med 500 ml af den forvarmede fordøjelse væske ind i 3 L bægerglas.
Bemærk: Ufuldstændig skylning kan resultere i tab af sensitivity. - Bægerglasset dækkes med alufolie og holde en konstant temperatur på 44-46 ° C og overvåge med et termometer.
- Omrør fordøjelsesvæsken i 30 min for at skabe en dyb hvirvel uden sprøjt indtil kødpartiklerne forsvinder. Afhængigt af hvilken type af testede kød (f.eks kød af vilde dyr), øger fordøjelsen tid, indtil et maksimum på 60 min.
- Overfør 1 I af fordøjelsesvæsken i en cylinder. Overfør jorden kød til bæger og formidle i fordøjelsesvæsken med en ske eller gaffel. Skyl blenderen låg, blad og blender skål med 500 ml af den forvarmede fordøjelse væske ind i 3 L bægerglas.
- Filtrering og sedimentering af fordøjelsesvæsken
- For at bestemme mængden af ufordøjet væv, justere skalaen til nul, vejes sien inden brug, og bemærk dets vægt. Sigten skal være ren og blottet for enhver væv partikler, som kunne hindre trikinlarver nå sedimentering tragt. Kontroller at skilletragt nivelleres lodret.
- Efter fordøjelse omhyggeligt hæld fordøjelsen fluid gennem en 180 um sigte til en adskillelse glastragt. Bredden af adskillelsen glastragt bør ikke be større end 55% af længden for at tillade god larve sedimentation. Sørg for at undgå enhver overløb.
- For at undgå tab af følsomhed, grundigt skylle bægerglasset og sigten med ca. 200 ml drikkevand fra en squeeze vaskeflaske og overfør dette skyllevand ind i sedimentation glastragt. Passe til omhyggeligt skylle kanterne af 3 L bægerglas. Løft sien og skyl området under sien grundigt.
- Bestemmelse af ufordøjet væv beløb
Bemærk: På grund af fejl under udførelsen af metoden, kan muskelvæv forblive på sigten, samt fascia og bindevæv, som er ufordøjelig. Mængden af ufordøjet væv bestemmes ved den første 10 min sedimentation trin (se 2.5). Dette tillader ca 30 min til sigte for at tørre, som restvand kan påvirke bestemte vægt af ufordøjet væv.- Læg et stykke køkkenrulle på en skala, og vejer sigten med undigested væv.
- Fratræk sien vægt før filtrering fra sien vægt med ufordøjet væv. Fordøjelsesprocessen anses for tilfredsstillende, hvis ikke mere end 5% af prøvens oprindelige vægt tilbageholdes i sien (dvs. 5 g / 100 g udgangsmateriale).
- Hvis mængden af ufordøjet væv overstiger 5%, gentages testen med friske muskel prøver. Hvis den resterende væv overvejende består af ufordøjet muskelvæv og friske prøver ikke er tilgængelige, fordøje de ufordøjede rester igen og undersøge udover de oprindelige prøver.
- Sedimentation af fordøjelsen væske
- Hold den filtrerede fordøjelsesvæsken i skilletragten i 30 min. Hvis venstre uforstyrret, vil trikinlarver sig på bunden af tragten.
- Hvis der anvendes frosne prøver, forøge sedimentation tid til et maksimum på 60 min.
- Når sedimentation er komplet, fuldt åbne stophanenaf skilletragten at lade mindst 40 ml fordøjelsen væske hurtigt løbe i et måleglas (80 ml, hvis muskel prøver havde været tidligere frosne).
- Først, lad halvdelen af fluidet ind i cylinderen og derefter helt åbne stophanen i den modsatte retning for at tillade 10 ml fordøjelsesvæske at passere. Endelig åbner stophanen i den modsatte retning i yderligere 10 ml. Denne procedure sikrer, at trikinlarver ikke er fanget i stophane.
Bemærk: Tilstrækkelig hastighed er nødvendig for at undgå larver tilbage i skilletragten, faldende følsomhed.
- Sedimentering af fordøjelsesvæsken i cylinderen
- Efterlad sedimentet i cylinderen i 10 minutter for at tillade larver at sedimentere. Fjern 30 ml supernatanten ved sugning med en pipette uden at forstyrre 10 ml sediment.
- For at reducere mængden af væv fibre i prøven tilsættes 30 ml postevand til sedimentet og orlov til en anden 10 mi. Gentag, indtil væsken er klar.
- Fjern supernatanten og overføre 10 ml vaskede sediment til et gitret petriskål eller larvetællebassinet. Skyl cylinderen med 10 ml ledningsvand og derefter tilføje vand til prøven.
Bemærk: Som store mængder af affald i prøven kan forhindre identifikation af trikinlarver (figur 1), skal der foretages yderligere vasketrin, hvis det kræves.
- mikroskopisk undersøgelse
- Brug en trikinoskop eller et stereomikroskop med en sub-fase lyskilde med transmitteret lys justerbar intensitet ved en 15 til 20X forstørrelse at undersøge prøverne umiddelbart efter vasketrinene.
- Efter at hælde prøven i det inddelte petriskål, undersøge fad / bassinet systematisk gitter af gitteret. Hvis der ikke findes mistænkelige strukturer, forsigtigt flytte væsken i det inddelte petriskål eller larvetællebassinet i en cirkulær måde at tillade nogen trikiner larvae, som kunne have overset, at akkumulere i centrum af petriskålen. Gentag undersøgelse.
- Hvis der findes en mistænkt struktur, øge forstørrelsen til 40 - 100X. Fjern trikinlarver fra fadet / bassin med en pipette og samle sig i et rør med 90% ethanol.
- Efter den komplette parabol er blevet undersøgt, gentages proceduren, startende fra forsigtig omrystning af skålen / bækkenet. Gentag proceduren mindst tre gange eller indtil der ikke længere larver findes.
- Tæl antallet af larver. Korrelerer med mængden af muskelvæv testet og til stede som larver per gram (LPG).
- Hvis for mange larver er til stede i fordøjelsen fluid for at bestemme larvernes antal pålideligt, returnere fluidet indeholdende larverne til måleglasset, skylles med ledningsvand fra en squeeze vaskeflaske, og lad larver at sedimentere til bunden.
- Efter en 10 min sedimentation tid, reducere supernatanten til et defineret volumen (f.eks10 ml). For at bestemme det nøjagtige volumen, overføre supernatanten til en ny cylinder med en pipette.
- Suspender larver homogent i væsken ved kraftig rystning. Under omrystning bevægelse, tilsættes 12 dråber 20 pi larvestadiet suspensionen på en petriskål.
- Undersøg hver dråbe mikroskop. Bestem antallet af larver i 240 uL og slette den højeste og laveste tæller. Ekstrapolere antallet af larver til det totale volumen (fx 10 ml) af supernatanten.
Bemærk: Kvaliteten af stereomikroskop er af afgørende betydning for identifikationen af trikinlarver. - Når larverne er samlet i et rør med en pipette, kontrollere omhyggeligt, at larverne ikke holde fast på pipetten væggen, men overføres til røret.
Bemærk: Positiv trikinarter resultater fra poolede prøver skal spores tilbage fra puljen til kroppen af oprindelse. Her bør poolen størrelse gradvist reduceres, indtil den positive slagtekroppen er idenceres. Prøven størrelse kan også øges i løbet af denne proces for at øge følsomheden. Når undersøgelsen af en samleprøve er positivt eller usikkert resultat, er yderligere 20 g udtaget fra hvert svin. De 20 g prøver fra fem svin undersøges samlet ved hjælp af den beskrevne fremgangsmåde. På denne måde prøver fra 20 grupper a fem svin vil blive undersøgt. Hvis der påvises trikiner i en samleprøve fra fem svin, er 20 g udtaget fra hvert dyr i gruppen, og hver undersøges separat, indtil positive slagtekroppen af oprindelsen er opdaget.
Representative Results
Efter fordøjelse kan formen af den infektiøse muskel larver variere, hvilket gør identifikation vanskeligere. Typiske former indbefatter stramt oprullet larver, let coiled larver eller C-formet eller helt uopspolede larver (figur 2B - 2C). Antallet af larver fundet per gram kan variere betydeligt og kan variere fra en larve til nogle få hundrede larver.
Morfologien af den infektive muskel larve er vist i figur 2A. Trikinlarver er 0,7 til 1,5 mm lange og ca. 0,3 mm i bredden. Spiserøret er smal og har en let afrundet ende. Den neglebånd er glat. I den forreste halvdel af legemshulen, den stichosome, en struktur bestående af et langt slankt rør omgivet af en række af 45 til 55 store celler (stichocytes), kan iagttages. Den endetarmen er også afrundet uden fremspring eller vedhængene 10, 11.
t "> Andre strukturer, foruden trikinlarver findes efter muskel fordøjelse Nogle eksempler er vist i figur 3A -.. 3F Vilde dyr er ofte inficeret med andre parasitter eller muskel prøver til rådighed til test er forurenet under udtagningen ved at animere eller livløse strukturer / organismer. længden af larverne, udseendet af forreste og bageste ender og forekomsten af stichosome hjælp til at skelne mellem de forskellige nematode slægter 12.
Figur 1: Mikroskopisk undersøgelse af trikiner Larver Efter (A) Utilstrækkelig og (b) tilstrækkelige skylletrin. Scale søjler indikerer 100 um. Klik her for at se et større version af dette tal.
Figur 2: morfologi Inficeret trikinlarver Viser endetarmen, Stichosome og spiserøret af Larva (A). Mulige former af musklen larver efter fordøjelse viser (B) stramt oprullet og let coiled bevægelige larver og (C) rullet larver. Scale søjler indikerer 100 um. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Eksempler på Utilsigtede Resultaterne efter fordøjelse af Muscle Prøver med den Magnetrørermetode. (A) bristle-lignende hår afjord orm fundet i vildsvin; (B) alaria alata fra vildsvin; (C) muskelfiber fra vildsvin; (D) Metastrongylus sp. fra vildsvin; (E) plantefibre fundet i vildsvin (F): Toxocara sp. larve fra vildsvin. Scale søjler indikerer 100 um. Klik her for at se en større version af dette tal.
Discussion
Selvom den magnetomrører metode kan let udføres, ikke nøje overholdt tekniske detaljer fører til utilstrækkelig følsomhed, således forbrugernes sundhed bringes i fare. De kritiske kontrolpunkter er blevet fremhævet i ovenstående tekst. Hertil kommer, at brugen af passende udstyr er afgørende for det vellykkede resultat af testen. Alle fartøjer skal være lavet af glas og pipettespidser overtrukket med silicium for at reducere vedhæftning af larver til overfladen.
Følsomheden af fordøjelsen metode afhænger larve tæthed i musklerne og mængden af muskelprøve testes. For en larve tæthed af 3 - 5 lpg af muskelvæv blev en følsomhed på 100% rapporteret, men under 1 lpg følsomheden faldet til 40% 13. Afhængigt af de testede værtsdyrearter kan følsomheden af testen forbedres ved at forøge mængden af anvendte prøve. Den infection byrde i dyreliv er normalt lav, derfor større prøvestørrelserne bruges 14. Steder, parasitterne typisk også variere blandt værtsdyr. Her er den nedre fordøjelighed af muskelafslappende væv, såsom tungen skal tages i betragtning, som også kan resultere i større stikprøvestørrelser 15.
Endvidere er det vigtigt at forstå, at magnetomrører fremgangsmåden ikke omfatter interne kontroller. Derfor kvalitetssikring ledelse fra prøvetagning til dokumentation er afgørende for at opnå nøjagtige og præcise resultater. Kvaliteten af laboratoriernes præstationer til påvisning af trikiner larver i muskel prøver bør overvåges ved regelmæssig deltagelse af hver analytiker i præstationsprøvninger.
Yderligere begrænsninger for fremgangsmåden er, at den endelige identifikation fase af muskel larver ved mikroskopi er meget subjektiv og heavily afhængig af viden om larvernes morfologi ved at undersøge analytiker.
Et interessant alternativ metode til at omgå dette problem er den magnetomrører metoden / om filter isolation efterfulgt af larver påvisning af en latex agglutination. Men ifølge EU-lovgivningen denne metode kun betragtes som svarende til afprøvning af kød af tamsvin, men ikke for dyr, der har større risiko for infektion, såsom vildsvin 4. Identifikationen af larve antigen med monoklonale antistoffer gør testen mere objektiv, men benægter laboratoriet mulighed for at bestemme antallet af larver per gram kød 16.
Yderligere varianter af magnetomrører metoden omfatter mekanisk bistået samleprøve fordøjelse metode / sedimentering teknik, den mekanisk bistået samleprøve gravekombination af ovenstående metode / om filter isolation teknik, og den automatiske fordøjelse til undersøgelse af samleprøver på op til 35 g teknik. Disse teknikker er alle baseret på den kunstige fordøjelse af kød og visualiseringen og optællingen af Trichinella larver, men adskiller sig i det anvendte udstyr til filtrering og sedimentation trin.
Den isolerede larver kan yderligere identificeres på artsniveau ved en molekylær test (f.eks multiplex PCR) 17. Ifølge EU-lovgivningen skal alle positive prøver sendes til det nationale referencelaboratorium eller EURLP til artsbestemmelse af trikiner.
Disclosures
Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen konkurrerende finansielle interesser.
Acknowledgments
Vi venligt takker Sabine Reckinger for fremragende teknisk bistand og støtte.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Knife, Scissors, Tweezers | Cutting samples and removing non-digestible tissue | ||
| Blender | With a sharp chopping blade | ||
| Magnetic stirrer | With thermostatically controlled heating plate | ||
| Stirring Rod | Teflon-coated, approximately 5 cm long | ||
| Conical glass separation funnel | Capacity of at least 2 L, preferably fitted with Teflon safety plugs. The width should not be larger than 55% of the length to allow a good larva sedimentation. | ||
| Stands, rings and clamps | |||
| Sieve | Mesh size 180 microns, external diameter 11 cm, with stainless steel mesh | ||
| Funnel | Internal diameter not less than 12 cm, to support the sieves | ||
| Glass beaker | Capacity 3 L | ||
| Glass measuring cylinder | Capacity 50 to 100 mL, or centrifuge tube | ||
| Stereo-microscope | With a substage transmitted light source of adjustable intensity or trichinoscope with a horizontal table | ||
| Petri dishes | 9 cm diameter, marked on their undersides into 10 × 10 mm square examination areas using a pointed instrument or a larval counting basin for the tricinoscope | ||
| Aluminium foil | Alternatively a lid to cover the beakers | ||
| 25% hydrochloric acid | |||
| Pepsin | Strength: 1:10,000 NF (US National Formulary) corresponding to 1:12,500 BP (British Pharmacopoeia) and to 2,000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), or stabilised liquid pepsin with minimum 660 European Pharmacopoeia units/mL | ||
| Ethanol | 70-90% ethyl alcohol | ||
| Tap water | Heated to 46-48 °C before use | ||
| Balance | Accurate to at least 0.1 g | ||
| Metal tray | Capacity 10 to 15 L, to collect the remaining digestive juice | ||
| Pipettes and pipette holder | Different sizes (1, 10 and 25 mL) | ||
| Thermometer | Accurate to 0.5 °C, temperature range at least from 20 ° C to 70 °C | ||
| Siphon | For tap water |
References
- Gottstein, B., Pozio, E., Nöckler, K. Epidemiology, Diagnosis, Treatment, and Control of Trichinellosis. Clin. Microbiol. Rev. 22, 127-145 (2009).
- Pozio, E., Murrell, D. K. Systematics and epidemiology of Trichinella. Adv. Parasitol. 63, 367-439 (2006).
- OIE World Organisation for Animal Health. Principles and methods of validation of diagnostic assays for infectious diseases. OIE Terrestrial Manual. , Available from: http://wahis2-devt.oie.int/fileadmin/Home/fr/Health_standards/tahm/1.01.05_VALIDATION.pdf 1-16 (2013).
- European Commission. Commission Implementing Regulation (EU) 2015/1375 of 10 August 2015 laying down specific rules on official controls for Trichinella in meat. Off. J. EU. 212, Available from: http://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=celex%3A32015R1375 7-34 (2015).
- United States Department of Agriculture, Food Safety and Inspection Service. 9 CFR Part 318.10 - Prescribed treatment of pork and products containing pork to destroy trichinae. U.S. Government Publishing Office. , Available from: https://www.gpo.gov/fdsys/pkg/CFR-2016-title9-vol2/pdf/CFR-2016-title9-vol2-sec318-10.pdf (2012).
- Gamble, H. R., et al. International Commission on Trichinellosis: recommendations on methods for the control of Trichinella in domestic and wild animals intended for human consumption. Vet. Parasitol. 93 (3-4), 393-408 (2000).
- Gajadhar, A. A., Forbes, L. B. An internationally recognized quality assurance system for diagnostic parasitology in animal health and food safety, with example data on trichinellosis. Vet. Parasitol. 103, 133-140 (2002).
- ISO. Microbiology of the food chain -- Detection of Trichinella larvae in meat by artificial digestion method 18743. ISO. , Available from: http://www.iso.org/ (2015).
- Nöckler, K., Kapel, C. M. O. Chapter 3, Detection and surveillance for Trichinella: meat inspection and hygiene, and legislation. FAO/WHO/OIE Guidelines for the surveillance, management, prevention and control of trichinellosis. , World Organization for Animal Health (OIE). Paris. 69-98 (2007).
- Boch, J., Schnieder, T., Supperer, R. Veterinärmedizinische Parasitologie. , Parey Verlag. Stuttgart. 6. Aufl (2006).
- Despommier, D. D., Müller, M. The stichosome and its secretion granules in the mature muscle larva of Trichinella spiralis. J. Parasitol. 62 (5), 775-785 (1976).
- Marucci, G., Interisano, M., La Rosa, G., Pozio, E. Molecular identification of nematode larvae different from those of the Trichinella genus detected by muscle digestion. Vet Parasitol. 194, 117-120 (2013).
- Forbes, L. B., Gajadhar, A. A. A validated Trichinella digestion assay and an associated sampling and quality assurance system for use in testing pork and horse meat. J. Food Prot. 62, 1308-1313 (1999).
- Malakauskas, A., et al. Molecular epidemiology of Trichinella spp. in three Baltic countries: Lithuania, Latvia, and Estonia. Parasitol. Res. 100 (4), 687-693 (2007).
- Kapel, C. M., Webster, P., Gamble, H. R. Muscle distribution of sylvatic and domestic Trichinella larvae in production animals and wildlife. Vet. Parasitol. 132 (1-2), 101-105 (2005).
- Interisano, M., et al. Validation of a latex agglutination test for the detection of Trichinella infections in pigs. Vet. Parasitol. 194, 121-124 (2013).
- Pozio, E., La Rosa,, G, PCR-derived methods for the identification of Trichinella parasites from animal and human samples. Methods Mol. Biol. 216, 299-309 (2003).
