Summary
O objectivo do presente protocolo é descrever passo a passo a técnica de constrição da aorta transversa minimamente invasiva (TAC) em camundongos. Pela eliminação de intubação e ventilação que são obrigatórios para o procedimento padrão comumente usado, TAC minimamente invasiva simplifica o procedimento operatório e reduz o esforço de colocar o animal.
Abstract
Constrição da aorta transversa (TAC) em camundongos é dentre as técnicas cirúrgicas mais utilizadas para a investigação experimental de pressão induzida por sobrecarga esquerda hipertrofia ventricular (HVE) e sua progressão para insuficiência cardíaca. Na maioria dos inquéritos relatados, este procedimento é realizado com intubação e ventilação do animal que torna exigente e demorado e contribui para a carga cirúrgica para o animal. O objectivo do presente protocolo é descrever uma técnica simplificada de TAC minimamente invasiva sem intubação e ventilação dos ratos. Passos críticos da técnica são enfatizados para atingir baixa mortalidade e alta eficiência na indução de hve.
Camundongos C57BL/6 do sexo masculino (10 semanas, 25-30 g, n = 60) foram anestesiados com uma única injeção intraperitoneal de uma mistura de ketamina e xilazina. Em um respirar espontaneamente animais seguindo uma esternotomia parcial superior de 3 a 4 mm, um segmento de 6/0 de sutura seda enfiada através do olho de uma ajuda de ligadura foi aprovado sob o arco aórtico e amarrado com uma agulha de calibre 27 embotada. Animais com operação submeteu-se a mesma preparação cirúrgica mas sem constrição da aorta. A eficácia do procedimento na indução de hve é atestada por um aumento significativo na proporção de peso de corpo/coração. Esta proporção é obtida no dias 3, 7, 14 e 28 após a cirurgia (n = 6-10 em cada grupo e cada ponto de tempo). Usando a nossa técnica, hve é observada em TAC comparado com animais, farsa do dia 7 até dia 28. Operativa e tardia (mais de 28 dias) mortalidades são ambos muito baixa em 1,7%.
Em conclusão, nossa técnica econômica de TAC minimamente invasiva em camundongos carrega muito baixa mortalidade operatória e pós-operatório e é altamente eficiente na indução de hve. Simplifica o procedimento operatório e reduz o esforço de colocar o animal. Pode ser facilmente realizada seguindo os passos críticos descritos neste protocolo.
Introduction
Nos últimos anos, o estudo de insuficiência cardíaca tem sido conduzido em animal viável modelos1. Comparado a grandes modelos animais de insuficiência cardíaca, pequenos modelos animais tem inúmeras vantagens potenciais. Além de reduzir os custos de habitação e manutenção modelos animais pequenos são acessíveis aos investigadores mais devido a menos complexas instalações necessárias2.
Modelos de mouse insuficiência cardíaca oferecem muitas das mesmas vantagens que os modelos do rato. Além disso, reduzida a carcaça custa3, modelos do rato beneficiam a disponibilidade de relevantes transgénicas e nocaute (KO) cepas. A possibilidade de célula tipo específico, inducible KO ou transgénicas estratégias fazer o mouse uma ferramenta valiosa para estudar a patogênese da insuficiência cardíaca e para tentar identificar novos regimes terapêuticos3.
Entre o mouse modelos de insuficiência cardíaca, atualmente usado4, constrição transversal da aorta (TAC), que foi primeiramente descrita por Rockman5 é o modelo preferido para gerar pressão induzida por sobrecarga esquerda hipertrofia ventricular (HVE)1 , 3. a maior vantagem desse modelo é a capacidade de permitir a estratificação de hve2, embora ventricular esquerda em resposta ao TAC que remodela é variável entre cepas de mouse diferente. Em particular, camundongos C57BL/6 desenvolvem rápida dilatação LV após TAC que não pode ocorrer com outras estirpes4,6,7.
O início súbito de hipertensão alcançado com TAC causas um aproximadamente 50% aumento na massa de LV dentro de 2 semanas, permitindo examinar rapidamente a atividade das intervenções farmacológicas ou moleculares, visando o desenvolvimento de hve4de modulação. A indução aguda de hipertensão grave por TAC não exatamente reproduzir a progressiva hipertrofia ventricular esquerda e remodelação observados na prática clínica de estenose aórtica ou hipertensão arterial. No entanto, este modelo é usado por muitos pesquisadores para identificar e modificar novos alvos terapêuticos em insuficiência cardíaca4.
Executar o TAC em camundongos requer perícia cirúrgica maior do que o necessário para outras técnicas usadas para induzir a hve e subsequente insuficiência cardíaca2. A maioria dos autores executam esse procedimento, intubar e ventilar o animal2,8, o que torna este procedimento mais exigente e demorado e contribui para a carga cirúrgica para o animal. Apenas alguns investigadores utilizaram TAC minimamente invasiva em seu estudo com uma breve referência para o procedimento cirúrgico9,10,11.
O objectivo do presente protocolo é descrever passo a passo uma técnica simplificada e user-friendly de minimamente invasiva constrição da aorta transversa em camundongos, destacando as fases críticas do processo. Seguindo estas etapas principais, um pode facilmente realizar esta técnica.
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Protocol
camundongos C57BL/6J masculino (10 semanas, 25-30g, n = 60) são utilizados no presente protocolo. Os animais recebem atendimento humano em conformidade com as orientações formuladas pelo Ministério da agricultura e do ensino superior e pesquisa, e todos os procedimentos são realizados em conformidade com a Directiva do Conselho de Comunidade Europeia de 24 de novembro de 1986 ( 86/609/CEE) e as leis francesas. O protocolo foi aprovado pelo " Comité de ética Regional da CREMEAS de Experimentação Animal " (#2016092816207606).
1. preparação para a cirurgia
- manter os ratos durante uma semana após a chegada na instalação de animais em um ciclo de luz/escuro de 12h / 12h, em gaiolas padrão, com comida (para detalhes, consulte a tabela de materiais) e água disponível ad libitum.
- No dia da operação, coloque os ratinhos em gaiolas individuais alguns minutos antes da indução da anestesia, a fim de evitar qualquer estresse adicional ao animal. Esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos no dia antes da cirurgia.
- Intra-peritoneally injetar uma dose única de uma mistura de cetamina (51,4 mg/kg) e xilazina (3,3 mg/kg), diluído em solução salina (0,9% NaCl).
- Certifique-se da profundidade da anestesia pela ausência do reflexo do dedo do pé-retiro.
- Rapar o pescoço e o peito do animal com uma navalha comercialmente disponível e desinfetar a área depilada com álcool a 70%.
- Colocar o animal em decúbito dorsal sobre uma almofada de trabalho limpo cortiça e corrigir as patas com fita adesiva.
2. Cirurgia
- técnica cirúrgica estéril é usado em todos os procedimentos. Em uma respiração espontaneamente animal, realizar uma incisão cervical longitudinal na linha média superior a 10 mm com uma faca de lâmina 11 do notch supraesternal no meio do peito para expor o esterno ( Figura 1).
- Retrair a tireoide, passando uma sutura de polipropileno estadia de monofilamento de 4/0 com uma madeira de Crile da agulha e fita para a almofada trabalho.
- Separar sem rodeios os músculos pré-traqueais com pinças microcirúrgica para descobrir a traqueia.
- Deslize suavemente o liso com ponta curva Pinca microcirúrgica com as maxilas fechadas sobre a traqueia e por trás do esterno.
- Por cuidadosamente abrindo e fechando as mandíbulas da pinça microcirúrgica curvada com ponta lisa realizam uma dissecção romba sob os músculos pré-traqueais e atrás do esterno para afastar a pleura.
- Segure os músculos bem supra-clavicular com a pinça reta microcirúrgica com ponta lisa e puxe suavemente o peito do animal.
- Deslize o maxilar inferior do friozinho de osso sob o esterno e executar uma esternotomia superior parcial 3-4 mm ( Figura 2). Direto a parte inferior do miniesternotomia ligeiramente para a esquerda.
- Passar uma 7/0 estadia polipropileno sutura de monofilamento de dentro para fora do espaço intercostal segundo em cada lado do miniesternotomia usando um porta-agulha microcirúrgica. Fique perto do ângulo costo-esternal para evitar lesões aos vasos torácicos intercostais e internos ou pleura.
- Espalhar as bordas esternais usando suturas de estadia polipropileno monofilamento 7/0 de cada lado e corrigi-los para o bloco de trabalho com fita adesiva.
- Gentilmente mudar de lado os músculos pré-traqueais, gordura do mediastino e Timo usando liso com ponta curva microcirúrgico fórceps para visualizar o arco aórtico com ampliação de baixa potência (2-3x) ( Figura 3). Tome especial cuidado para não tocar ou danificar a pleura parietal para prevenir o desenvolvimento de pneumotórax.
- Expor o tecido mole sob o arco aórtico por Pinca ( Figura 4) e espalhe suavemente as suas mandíbulas. Preparar um túnel no tecido mole sob o arco aórtico com fórceps subordinante segundo suavemente abrindo e fechando as mandíbulas em tecido mole.
- Passar um segmento de 6/0 ligadura seda enfiada através do olho de uma ajuda de ligadura ( Figura 4 B) realizada na mão esquerda sob o arco aórtico e recuperá-los por Pinca realizada na mão direita entre a origem da esquerda e direita inominadas comuns artérias carótidas ( Figura 5).
- Cortar uma agulha de calibre 27 a um comprimento de 5 mm e sem corte ambas as extremidades, pressionando-os com um porta-agulha Crile. Coloque a agulha de calibre 27 cega ao lado da aorta ( Figura 6) com a pinça reta microcirúrgica com ponta lisa e amarrar a sutura confortavelmente ao redor da agulha e da aorta entre a carótida comum esquerda e direita inominada artérias, usando a pinça subordinante dois ( Figura 7). Para amarrar firmemente a sutura, execute um nó duplo inicial seguido de quatro nós adicional. Certifique-se de que todos os nós são planos.
- Depois da ligadura, remover rapidamente mas com cuidado a agulha para alcançar um estreitamento do diâmetro de 0,4 mm e uma constrição da aorta transversa reprodutíveis 65-70%.
- Verificar hemostasia do tecido mole ao redor do arco aórtico, das bordas esternais e músculos pré-traqueais. Colocar gaze hemostático absorvível onde o escorrimento do sangue é observada. Remover o polipropileno monofilamento de 7/0 ficar suturas usadas para espalhar as bordas esternais.
- Passar uma sutura de 6/0 simples monofilamento polipropileno com um porta-agulha microcirúrgica de fora para dentro do espaço segundo intercostal esquerdo e em seguida, de dentro para fora o direito segundo espaço intercostal. Fique perto do ângulo costo-esternal para evitar lesões aos vasos torácicos intercostais e internos ou pleura.
- Reunir as bordas esternais, amarrando a sutura de polipropileno monofilamento 6/0 com uma madeira de Crile porta-agulha.
- Fechar a pele com um polipropileno monofilamento 5/0 execução sutura em uma camada com uma madeira de Crile porta-agulha.
- Realizar o procedimento de Souza idêntico para a operação de constrição, mas sem subordinação uma sutura ao redor da aorta.
3. Recuperação pós-operatória
- acompanhar de muito perto os animais. transferir o mouse para uma gaiola individual e colocá-lo em uma posição propensa.
- Permitir o mouse para recuperar sob uma luz de aquecimento até totalmente acordado (menos de 1 h após a indução de anestesia).
- Para analgesia pós-operatória, injetar 0,1 mg/kg de buprenorfina intraperitonealmente. Repita injecções subcutâneas de 0,1 mg/kg de buprenorfina cada 8 h para os três primeiros dias, conforme indicado.
- Coloque os ratos operados em gaiolas padrão (máximos 3 ratos por gaiola) e mínimos 2 ratos por gaiola.
4. Colheita de coração
- no dia de análise, eutanásia o mouse com uma solução de cetamina 300 mg/kg e xilazina 20 mg/kg em solução salina por injeção intraperitoneal.
- Primeiro colher o sangue da veia cava inferior e em seguida, através da mesma linha injetar 5 mL de solução de 2,6 mM EDTA em solução salina.
- o coração da colheita, remover os átrios e peso do coração (ventrículos direito e esquerdo sem átrios).
- Separar o ventr direita esquerdaIcle com o septo restante para a parte do ventrículo esquerdo. Pesar de ambas as amostras de tecido e congelá-los em azoto líquido.
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Representative Results
Sobrevivência operativa e tarde
A sobrevivência operativa foi muito alta, 98,3% (59 de 60) para toda a série (TAC e animais operação). A morte só operativa foi devido a uma complicação de sangramento em um rato aplainada para operação de Souza. Sobrevivência pós-operatória durante o período de observação de 28 dias também foi excelente, por 98,3% (58 de 59). A morte só tarde pós-operatória ocorreu em um rato de TAC no dia (D) 16, possivelmente de origem cardíaca.
Validação da técnica
A técnica apresentada é muito confiável e reprodutível. A colocação da sutura entre as artérias carótidas comuns direita esquerdas e inominadas foi confirmada durante a colheita de tecidos em todos os animais submetidos a TAC.
A eficácia da técnica para induzir a hipertrofia ventricular esquerda foi validada pela determinação de coração peso corporal peso rácios (HW/BW, mg/g) em 3, 7, 14 e pós-operatório de 28 dias. O HW é o peso dos ventrículos esquerdos e direito sem átrios. O rácio de HW/BW aumentou significativamente nas anilhas em comparação com os grupos sham de pós-operatório D7 (4.9±0.2 contra 4.1±0.05 mg/g, P < 0,01) no e manteve-se significativamente mais alto até D28 (5.8±0.3 contra 4.1±0.1 mg/g, P < 0,0001) pós-cirurgia (Figura 8). O aumento observado na proporção de HW/BW deveu-se exclusivamente a um aumento na relação do peso de corpo do ventrículo esquerdo (Figura 9A) desde a relação do peso de corpo/ventrículo direito permanecida comparável entre o TAC e animais operação durante a observação de toda período (Figura 9B).
Além disso, Nós medimos no tecido do ventrículo esquerdo a expressão de RNAm dos biomarcadores de hipertrofia cardíaca como descrito anteriormente,12. No D14, expressão do mRNA da proteína de natriurético cerebral (BNP), proteína natriurético atrial (ANP), enzima (ACE), colágeno 1a1 conversora (Col1a1) e transformar o fator de crescimento ß (TGFß) foi significativamente maior nos aórtica-atado em comparação com animais de operação (Figura 10). Portanto, a hipertrofia ventricular esquerda observada valida a eficiência da nossa técnica de TAC.
Média e desvio-padrão dos valores médios foram comparados entre o TAC e sham grupos usando o One-Way ANOVA seguida pelo teste de post-hoc de Bonferroni para comparação de dados emparelhados.
Figura 1 : Incisão.
A pele é incisão mais de 10 mm do entalhe supraesternal até meio do esterno e a tireoide é recolhida com uma sutura de estadia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Alicate de osso.
Este instrumento permite um corte curto e preciso no osso para um 3-4 mm superior parcial superior miniesternotomia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Exposição.
Retração das bordas esternais com 7/0 a seguir ficar suturas, o arco aórtico, bem inominado e esquerdas artérias carótidas comuns, juntamente com a traqueia estão expostas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 : R. Tying fórceps. Estas pinças são necessárias para executar uma dissecação romba e suave atrás do esterno e ao redor do arco aórtico. B. ajuda de ligadura. Este é o instrumento-chave para a realização de uma passagem delicada e atraumática sob o arco aórtico, tanto na TAC e ratos de operação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 : Passagem sob o arco da aorta
Um segmento de ligadura seda 6/0 é passado sob o arco aórtico, usando a ajuda de ligadura e colocado entre as artérias carótidas comuns direita esquerdas e inominadas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6 : Preparação para ligadura.
Um pequeno segmento 2-3 mm de uma agulha de calibre 27 cega é colocado sobre o arco aórtico. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 7 : Constrição da aorta transversa.
A sutura de seda é amarrada sobre a agulha e o arco aórtico entre esquerda e direita inominados comuns artérias carótidas usando fórceps subordinante. A seda em vez de sutura de polipropileno é preferida para a ligadura da aorta, porque o nó irá realizar melhor. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 8 : Validação de constrição da aorta transversa.
A indução de hipertrofia cardíaca por nossa constrição da aorta transversa minimamente invasiva é demonstrada pelo aumento significativo na relação de peso de peso corporal de coração em bandado (barras pretas) em comparação com ratos de Souza operado (barras brancas). A hipertrofia cardíaca já está presente no D7 depois da cirurgia e aumenta progressivamente ao longo do tempo até D28 (n = 6-10 por grupo. * * P < 0,01, * * * P < 0.001, * * * P < 0,0001). Os dados são apresentados como média ± SEM (barras de erros). Fundamentose clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 9 : Esquerda (A) e direito (B) ventrículo / relação do peso de corpo.
Durante o período de observação, a relação do peso de corpo/ventrículo esquerdo aumenta enquanto a relação do peso de corpo/ventrículo direito permanece similar no TAC (barras pretas), em comparação com animais de operação (barras brancas). Isto confirma a hipertrofia ventricular esquerda sem modificação no ventrículo direito e fortalece a validação da nossa técnica (n = 6-10 por grupo. * * P < 0,01, * * * P < 0.001, * * * P < 0,0001). Os dados são apresentados como média ± SEM (barras de erros). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 10 : A expressão de RNAm de BNP.
expressão do mRNA da proteína de natriurético cerebral (BNP), proteína natriurético atrial (ANP), enzima (ACE), colágeno 1a1 conversora (Col1a1) e transformar o fator de crescimento ß (TGFß), controla o positivo para hipertrofia cardíaca em aórtica-atado (barra preta) vs sham a animais (barra branca) (n = 6 por grupo) no D14. Expressão é calculada como 2(-ΔCt) onde o calibrador é o nível de mRNA do gene da Gapdh de referência. Os dados são apresentados como média ± SEM (barras de erros). * P < 0.05, * * P < 0,01, *P < 0.001 comparado ao grupo de Souza (t-test). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
O objectivo do presente protocolo é apresentar uma ilustração passo a passo da técnica cirúrgica para constrição da aorta transversa minimamente invasiva em ratos. Descrição técnica pormenorizada da constrição da aorta transversa em ratos tem sido relatada por outros autores2,8. No entanto, estes investigadores realizar cirurgia após intubação e ventilação dos animais. O uso de uma etapa adicional de intubação-ventilação aumenta a complexidade e a duração de todo o processo e o estresse global o animal é exposto a. Por estas razões, o conceito de constrição da aorta transversa minimamente invasiva tem recebido alguma atenção. A constrição da aorta transversa minimamente invasiva em camundongos é usada para induzir a hipertrofia ventricular esquerda e sua progressão para insuficiência cardíaca9,10,11. Estes estudos se concentrar sobre os caminhos envolvidos na gênese da hipertrofia ventricular esquerda e insuficiência cardíaca, mas não na descrição da técnica cirúrgica9,10,11.
Neste protocolo, nós relatamos em detalhes uma técnica simplificada e reprodutível de TAC minimamente invasiva em camundongos. Um cirurgião pode fazer a operação de constrição em 20 minutos e a operação de Souza (sem sutura amarrando) em 15 minutos. Durante nossa prova técnica inicial, descobrimos que a introdução de um instrumento-chave, o auxílio de ligadura, permitida uma muito baixa mortalidade operatória de 1,7%. Isto compara-se favoravelmente a mortalidade operatória de 4%, relatado por Rockman et. al. 5, de 3,7% por Liao et al. 13 e de 2,7% por Stansfield et al14. Além disso, o período de observação acima de 28 dias, mostra também uma baixíssima mortalidade pós-operatória atrasada de 1,7%. Novamente, isto compara bem com a mortalidade tarde relatada por Rockman et al (10%)5, Liao et al (19%)13 ou Stansfield et al (2,6%)14.
A passagem sob o arco aórtico é o passo mais importante de todo o processo. A reprodutibilidade dessa etapa não foi descrita pelo Hu e cooperadores que usou um fio feito em casa com um laço em sua extremidade para passar sob a aorta entre a origem da esquerda e direita inominado comum artérias carótidas9, nem pelos Tarnavski que posicionado o pinça curva do lado medial sob a aorta ascendente para apanhar a seda 7/0 da sutura do lado oposto e movê-lo por baixo da aorta2. O auxílio de ligadura usado na nossa técnica permite uma manobra padronizada e reproduzível com baixo risco de ruptura da aorta.
Outro passo decisivo do procedimento é a tensão aplicada para a gravata sobre a agulha de calibre 27 para reduzir de forma eficiente e homogênea do lúmen do arco aórtico. Primeiro, usar fórceps subordinante, que ajudam a aplicar uma tensão uniforme e reprodutível na sutura ao redor do arco aórtico. O posicionamento adequado da sutura é verificado durante a colheita do coração e da aorta. Andersen e colegas de trabalho verificado o posicionamento adequado da banda pela avaliação dos sinais Doppler de artérias carótidas antes e após a colocação da banda aórtica11. Em seu relatório, borda adequada foi aceito quando o rácio de velocidade Doppler dobrado da direita para a esquerda artérias carótidas11. Em nossa técnica, escolhemos medir a eficiência da TAC pelo grau de hipertrofia ventricular esquerda induzida em atado em comparação com animais de Souza a fim de validar o procedimento, desde não necessita qualquer aumento de duração do procedimento ou anestesia complementar dos animais. Em nossa técnica, o grau de hipertrofia ventricular esquerda e posicionamento adequado da borda são verificados no final do experimento. O grau de hipertrofia ventricular esquerda por nossa técnica compara-se favoravelmente com os resultados relatados por outros pesquisadores em 3 semanas após o TAC em ratos15. Além disso, a baixa variação da taxa de coração ao peso de corpo observado em nossos animais com anilhas atesta a baixa flutuação da tensão aplicada para o empate.
Em conclusão, através da prevenção de intubação-ventilação conforme apresentada no presente protocolo, nossa técnica de TAC minimamente invasiva em camundongos fornece um modelo confiável e reprodutível. Este modelo reduz a tensão global põe os animais e é economia de tempo e de custo comparada ao TAC usando intubação-ventilação dos animais. As taxas de mortalidade operativa e final deste procedimento são muito baixas e faça essa técnica um dos métodos de escolha para indução de hipertrofia ventricular esquerda em ratos.
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Disclosures
Os autores não têm nenhum conflito de interesses para divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi financiado por um subsídio (N ° 32016), da Fundação Suíça Cardiovascular para RT
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical microscope | Olympus | SZX2-TR30 | |
| Razor | Rowenta | Nomad TN3650FO | |
| Sutures: | |||
| Polypropylene 7/0 | Ethicon | BV-1X | |
| Polypropylene 6/0 | BBraun | C0862061 | |
| Silk 6/0 ligature | FST | 18020-60 | |
| Polypropylene 4/0 | Ethicon | 8683 | |
| Polypropylene 5/0 | Ethicon | Z303 | |
| Drugs: | |||
| Ketamin | Merial | Imalgène 1000, LBM154AD | |
| Xylazine | Bayer | Rompun 2%, KP09PPC | |
| Buprenorphine | Ceva | Vetergesic, 072013 | |
| Instruments: | |||
| Bone nippers | Fine Surgical Tools | 16101-10 | |
| Ligation aid | Fine Surgical Tools | 18062-12 | |
| Tying forceps | Fine Surgical Tools | 18026-10 | |
| Needle holder Crile-Wood | Fine Surgical Tools | 12003-15 | |
| Microsurgery forceps | Fine Surgical Tools | 11003-12 | |
| Microsurgery forceps | Fine Surgical Tools | 11002-12 | |
| Tissue forceps | Fine Surgical Tools | 11021-12 | |
| Microsurgery needle holder | Fine Surgical Tools | 12076-12 | |
| Microsurgery scissors | Fine Surgical Tools | 91501-09 | |
| Mayo scissors | Fine Surgical Tools | 14511-15 | |
| 11-blade knife | Fine Surgical Tools | 10011-00 | |
| RNA extraction and qPCR: | |||
| TriReagent | Euromedex | TR-118-200 | |
| Rneasy Mini kit | Qiagen | 74704 | |
| Qubit Fluorimetric RNA assay | Fisher Scientific | 10034622 | |
| RNA 6000 Nano kit | Agilent | 5067-1511 | |
| High Capacity cDNA kit | Fisher Scientific | 10400745 | |
| Taqman Master Mix | Fisher Scientific | 10157154 | |
| Taqman BNP primers | Fisher Scientific | Mm01255770_g1 | |
| Taqman ANP primers | Fisher Scientific | Mm01255747_g1 | |
| Taqman ACE primers | Fisher Scientific | Mm00802048_m1 | |
| Taqman Col1a1 primers | Fisher Scientific | Mm00801666_g1 | |
| Taqman TGFb primers | Fisher Scientific | Mm01178820_m1 | |
| Taqman Gapdh primers | Fisher Scientific | Mm99999915_g1 | |
| ABIPrism Thermocycler | Applied Biosystems | 7000 | |
| Software: | |||
| GraphPad Prism | GraphPad | Prism 7 | |
| Animal food | |||
| Complete diet for adult rats/mice | Safe | UB220610R |
References
- Molinari, F., Malara, N., Mollace, V., Rosano, G., Ferraro, E. Animal models of cardiac cachexia. Int. J. Cardiol. 219 (15), 105-110 (2016).
- Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods. Mol. Biol. 573, 115-137 (2009).
- Verma, S. K., Krishnamurthy, P., Kishore, R., et al. Transverse aortic constriction: a model to study heart failure in small animals. Manual of Research Techniques in Cardiovascular Medicine. Ardehali, H. , Wiley, J., & Sons. 164-169 (2014).
- Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure. Development of novel therapies, past and present. Circ. Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88 (18), Erratum in: Proc. Natl. Acad. Sci. USA Page 9907 8277-8281 (1991).
- Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 292 (5), 2119-2130 (2007).
- Deschepper, C. F., Olson, J. L., Otis, M., Gallo-Payet, N. Characterization of blood pressure and morphological traits in cardiovascular-related organs in 13 different inbred mouse strains. J. Appl. Physiol. 97 (1), 369-376 (2004).
- Almeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. Transverse aortic constriction in mice. J. Vis. Exp. (38), April 21 (2010).
- Hu, P., Zhang, D., Swenson, L., Chakrabarti, G., Abel, E. D., Litwin, S. E. Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 285 (3), 1261-1269 (2003).
- Faerber, G., et al. Induction of heart failure by minimally invasive aortic constriction in mice: Reduced peroxisome proliferator-activated receptor ϒ coactivator levels and mitochondrial dysfunction. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (2), 492-500 (2011).
- Andersen, N. M., Tang, R., Li, L., Javan, H., Zhang, X. Q., Selzman, C. H. IKK-β inhibition prevents adaptive left ventricular hypertrophy. J. Surg. Res. 178 (1), 105-109 (2012).
- Nemska, S., Monassier, L., Gassmann, M., Frossard, N., Tavakoli, R. Kinetic mRNA profiling in a rat model of left ventricular hypertrophy reveals early expression of chemokines and their receptors. PLoS ONE. 11 (8), 0161273 (2016).
- Liao, Y., et al. Echocardiographic assessment of LV hypertrophy and function in aortic-banded mice: necropsy validation. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 282 (5), 1703-1708 (2002).
- Stansfield, W. E., et al. Characterization of a model to independently study regression of ventricular hypertrophy. J. Surg. Res. 142 (2), 387-393 (2007).
- Beetz, N., et al. Ablation of biglycan attenuates cardiac hypertrophy and fibrosis after left ventricular pressure overload. J. Mol. Cell. Cardiol. 101, December 145-155 (2016).
