Summary
El objetivo de este protocolo es describir paso a paso la técnica de invasión mínima constricción aórtica transversal (TAC) en ratones. Por la eliminación de la intubación y la ventilación que son obligatorios para el procedimiento estándar utilizado, mínimamente invasiva TAC simplifica el procedimiento operativo y reduce el esfuerzo puesto en el animal.
Abstract
Constricción aórtica transversal (TAC) en ratones es una de las técnicas quirúrgicas más utilizadas para la investigación experimental de la presión inducida por sobrecarga izquierda hipertrofia ventricular (HVI) y su progresión a insuficiencia cardíaca. En la mayoría de las investigaciones divulgadas, este procedimiento se realiza con intubación y la ventilación del animal que lo hace exigente y requiere mucho tiempo y agrega a la carga quirúrgica al animal. El objetivo de este protocolo es describir una técnica simplificada de TAC mínimamente invasiva sin intubación y la ventilación de los ratones. Pasos críticos de la técnica se acentúan con el fin de lograr la baja mortalidad y alta eficiencia en la inducción de HVI.
Ratones C57BL/6 machos (10 semanas de edad, 25-30 g, n = 60) fueron anestesiados con una sola inyección intraperitoneal de una mezcla de ketamina y xilacina. Una respiración espontánea animales tras una esternotomía parcial superior 3-4 mm, un segmento de sutura de seda 6/0 a través de los ojos de una ayuda de ligadura se pasó bajo el arco aórtico y atado sobre una aguja calibre 27 blunted. Animales funcionan Sham experimentaron la misma preparación quirúrgica pero sin constricción aórtica. La eficacia del procedimiento en la inducción de HVI es atestiguada por un aumento significativo en la proporción de corazón y cuerpo. Esta relación se obtiene en los días 3, 7, 14 y 28 después de la cirugía (n = 6-10 en cada grupo y cada punto del tiempo). Usando nuestra técnica, la HVI se observa en TAC comparado con animales de la farsa del día 7 hasta el día 28. Operativa y tardía (más de 28 días) mortalidad es muy bajas en el 1,7%.
En conclusión, nuestra técnica rentable de mínimamente invasiva TAC en ratones lleva muy baja mortalidad operativas y postoperatorias y es altamente eficaz en la inducción de HVI. Se simplifica el procedimiento operativo y reduce el esfuerzo puesto en el animal. Se pueden realizar fácilmente siguiendo los pasos críticos descritos en este protocolo.
Introduction
En los últimos años, se ha realizado el estudio de la insuficiencia cardíaca en modelos de animales viables1. En comparación con grandes modelos animales de insuficiencia cardíaca, modelos animales pequeños tienen numerosas ventajas potenciales. Al lado de bajos costos de mantenimiento y vivienda, modelos animales pequeños son accesibles a los investigadores más debido a la menos compleja de las instalaciones necesarias2.
Modelos de ratón insuficiencia cardiaca ofrecen muchas de las mismas ventajas que los modelos de rata. Además vivienda a menor costo3, modelos de ratón se benefician de la disponibilidad de relevantes transgénicas y knockout (KO) cepas. La posibilidad de células tipo-específica, inducible por KO o estrategias transgénicas hacen el ratón una valiosa herramienta para el estudio de la patogenia de la insuficiencia cardíaca y para tratar de identificar nuevos regímenes terapéuticos3.
Entre el ratón actualmente utilizaron4modelos de insuficiencia cardíaca, constricción aórtica transversal (TAC) que primero fue descrita por Rockman5 es el modelo preferido para generar hipertrofia ventricular izquierda (HVI) inducida por sobrecarga de presión1 , 3. la mayor ventaja de este modelo es la capacidad para permitir la estratificación de la HVI2, aunque ventrículo izquierdo remodelado en respuesta a la TAC es variable entre las cepas de ratón diferente. En particular, ratones C57BL/6 desarrollan rápida dilatación del LV después de TAC que no puede ocurrir con otras cepas4,6,7.
El inicio repentino de hipertensión conseguido TAC causas un aproximadamente 50% aumento en masa del VI en 2 semanas, que permite examinar rápidamente la actividad de intervenciones farmacológicas o moleculares con el objetivo de modular el desarrollo de HVI4. La inducción aguda de la hipertensión severa por TAC no exactamente reproducir la hipertrofia ventricular izquierda progresiva y remodelación observado en el ajuste clínico de la estenosis aórtica o hipertensión arterial. Sin embargo, este modelo es utilizado por muchos investigadores para identificar y modificar nuevas dianas terapéuticas en la insuficiencia cardíaca4.
Realización de TAC en los ratones requiere mayor experiencia quirúrgica que requiere de otras técnicas utilizadas para inducir HVI y posterior insuficiencia cardiaca2. Mayoría de los autores realiza este procedimiento de intubación y ventilación del animal2,8, que hace este procedimiento más exigente y requiere mucho tiempo y agrega a la carga quirúrgica para el animal. Sólo algunos investigadores han utilizado mínimamente invasiva TAC en su estudio con breve referencia al procedimiento quirúrgico9,10,11.
El objetivo de este protocolo es describir paso a paso una técnica mínimamente invasiva constricción aórtica transversal en ratones, destacando las etapas críticas del procedimiento simplificada y fácil de usar. Siguiendo estos pasos, uno fácilmente puede realizar esta técnica.
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Protocol
ratones macho C57BL/6J (10 semanas, 25-30g, n = 60) se utilizan en el presente Protocolo. Animales reciben atención humana conforme a las directrices formuladas por el Ministerio de agricultura y de educación superior e investigación, y todos los procedimientos se realizan con arreglo a la Directiva comunitaria europea de 24 de noviembre de 1986 () 86/609/CEE) y las leyes francesas. El protocolo fue aprobado por la " Comité Regional de ética Animal experimentación CREMEAS " (#2016092816207606).
1. preparación para la cirugía
- mantener los ratones durante una semana después de la llegada a las instalaciones de animales en un ciclo de luz/oscuridad de 12h / 12h, en jaulas estándar, con la comida (para los detalles vea la tabla de materiales) y agua ad disponible libitum.
- En el día de la operación, coloque los ratones en jaulas individuales unos minutos antes de la inducción de la anestesia, con el fin de evitar cualquier estrés adicional a los animales. Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos el día antes de la cirugía.
- Intra peritoneally inyectar una dosis única de una mezcla de ketamina (51,4 mg/kg) y xilacina (3,3 mg/kg) diluidos en solución salina (0,9% NaCl).
- Asegurarse de la profundidad de la anestesia por la ausencia del reflejo de retirada del dedo del pie.
- Afeitar el cuello y el pecho del animal con una maquinilla de afeitar disponible comercialmente y desinfectar el área depilado con alcohol al 70%.
- Colocar el animal decúbito supino en una plataforma de trabajo de corcho limpio y fijar las patas con cinta adhesiva.
2. Cirugía
- técnica quirúrgica estéril se utiliza a través de los procedimientos. En una respiración espontáneamente animal, realizar una incisión cervical de la línea media longitudinal más de 10 mm con un cuchillo de hoja 11 de supra esternal a medio pecho para exponer el esternón ( figura 1).
- Retraer la tiroides pasando una sutura de estancia polipropileno monofilamento 4/0 con un Crile-Wood, sostenedor de la aguja y cinta a la plataforma de trabajo.
- Separar claramente los músculos pre-traqueales con pinzas micro-quirúrgica para destapar la tráquea.
- Deslice suavemente el liso con punta curva pinzas micro-quirúrgico con las mandíbulas cerradas sobre la tráquea y detrás del esternón.
- Por cuidadosamente abrir y cerrar las mordazas de las pinzas de microcirugía curvadas con punta suave realizan una disección Roma debajo de los músculos de la tráquea y detrás del esternón para alejar a la pleura.
- Tome los músculos supra-clavicular derecha con el fórceps recto micro-quirúrgico con punta lisa y tire suavemente el pecho del animal.
- Deslice la mordaza inferior de la pinza de hueso bajo el esternón y realizar una esternotomía parcial superior de 3-4 mm ( figura 2). Directa de la parte inferior de la mini-esternotomía levemente hacia la izquierda.
- Pasar una monofilamento 7/0 estancia polipropileno sutura de dentro a fuera a través del espacio intercostal segunda a cada lado de la mini-esternotomía usando un porta aguja micro-quirúrgico. Estar cerca de ángulo costo-esternal para evitar lesiones a vasos torácicos intercostales e internos o pleura.
- Difundir los bordes esternales con suturas de estancia polipropileno monofilamento 7/0 a cada lado y fijarlos con cinta adhesiva a la plataforma de trabajo.
- Mueva suavemente a un lado los músculos pre-traqueales, grasa mediastínica y timo utilizando liso con punta curva pinzas microquirúrgicas para visualizar el arco aórtico bajo ampliación de baja potencia (X 2-3) ( figura 3). Tener especial cuidado de no tocar ni dañar la pleura parietal para prevenir el desarrollo de neumotórax.
- Exponer el tejido blando debajo del arco aórtico atando fórceps ( figura 4 A) y extender suavemente sus mandíbulas. Preparar un túnel en el tejido blando debajo del arco aórtico con segunda pinzas para atar suavemente abriendo y cerrando las mandíbulas en el tejido suave.
- Pasar un segmento de ligadura de seda 6/0 a través de los ojos de una ayuda de ligadura ( figura 4 B) en la mano izquierda debajo del arco aórtico y recuperar atando pinzas en la mano derecha entre el origen de las derecha innominadas e izquierdas arterias carótidas comunes ( figura 5).
- Cortar una aguja de calibre 27 a una longitud de 5 mm y romos ambos extremos presionándolas con un sostenedor de la aguja Crile. Coloque la aguja de calibre 27 blunted cerca del arco aórtico ( figura 6) con el fórceps recto micro-quirúrgico con punta lisa y atar la sutura firmemente alrededor de la aguja y la aorta entre la carótida común izquierda y derecha innominada arterias usando el fórceps atar dos ( figura 7). Para amarrar bien la sutura, realizar un nudo doble inicial seguido por cuatro nudos adicionales. Asegúrese de que todos los nudos planos.
- Después de la ligadura, quite rápidamente, pero suavemente la aguja hasta lograr un estrechamiento del diámetro de 0,4 mm y una constricción aórtica reproductivos transversal 65-70%.
- Revise hemostasia del tejido blando alrededor del arco aórtico, de los bordes esternales y los músculos pre-traqueales. Poner gasa hemostática reabsorbible donde se observa exudación de sangre. Quitar el polipropileno de monofilamento 7/0 alojarte las suturas que se utilizan para separar los bordes esternales.
- Pasar una simple sutura de polipropileno monofilamento 6/0 con un micro-quirúrgico portagujas de fuera a dentro el espacio segundo intercostal izquierdo y luego desde dentro a fuera del espacio intercostal derecha segundo. Estar cerca de ángulo costo-esternal para evitar lesiones a vasos torácicos intercostales e internos o pleura.
- Unir los bordes esternales atando sutura de polipropileno de monofilamento 6/0 con un Crile-Wood porta-agujas.
- Cerca de la piel con un ejecutar sutura en una sola capa con un Crile-Wood sostenedor de la aguja de polipropileno monofilamento 5/0.
- Realizar el procedimiento de falsa idéntico a la operación de constricción sin atar una sutura alrededor de la aorta.
3. Recuperación postoperatoria
- controlar los animales muy de cerca. transferir el ratón a una jaula individual y colocar en una posición propensa.
- Permitir el ratón para recuperar con una luz de calentamiento hasta despertar (menos de 1 h después de inducir anestesia).
- Para la analgesia postoperatoria, inyectar 0,1 mg/kg de buprenorfina por vía intraperitoneal. repetir las inyecciones subcutáneas de 0.1 mg/kg de buprenorfina cada 8 h durante los primeros tres días según lo indicado.
- Colocar los ratones operados en jaulas estándar (máximo 3 ratones por jaula) y mínimos 2 ratones por jaula.
4. Cosecha del corazón
- en el día del análisis, eutanasia el ratón con una solución de ketamina 300 mg/kg y xilacina 20 mg/kg en solución salina por inyección intraperitoneal.
- En primer lugar recoger la sangre de la vena cava inferior y luego a través de la misma línea Inyecte 5 mL de solución de 2,6 mM de EDTA en solución salina.
- El corazón de la cosecha, eliminar las aurículas y peso del corazón (los ventrículos derecho e izquierdos sin aurículas).
- Separar la izquierda de la derecha ventrartículo con el septo queda a la parte del ventrículo izquierdo. Pesar dos muestras de tejido y congelar en nitrógeno líquido.
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Representative Results
Operativa y última supervivencia
La supervivencia operativa fue muy alta, 98,3% (59 de los 60) para toda la serie (TAC y animales funcionan sham). La muerte sólo operativa fue debido a una complicación de sangrado en un ratón cepillada para operación simulada. Supervivencia posoperatoria durante el período de observación de 28 días también fue excelente, un 98.3% (58 de 59). La única última muerte postoperatoria ocurrió en un ratón de TAC el día (D) 16, posiblemente de origen cardíaco.
Validación de la técnica
La técnica presentada es muy fiable y reproducible. La colocación correcta de la sutura entre las arterias carótidas comunes izquierdas y derecha innominadas fue confirmada durante la cosecha de tejido en todos los animales sometidos a TAC.
La eficacia de la técnica para inducir la hipertrofia ventricular izquierda fue validada por la determinación del corazón peso corporal peso cocientes (HW/BW, mg/g) en 3, 7, 14 y 28 días post-cirugía. El HW es el peso de los ventrículos izquierdos y derecho sin aurículas. La relación HW/BW aumentó significativamente en bandas en comparación con los grupos de la farsa de D7 postoperatoria (4.9±0.2 versus 4.1±0.05 mg/g, P < 0.01) encendido y seguía siendo significativamente mayor hasta D28 (5.8±0.3 versus 4.1±0.1 mg/g, P < 0.0001) después de la cirugía (figura 8). El incremento observado en la relación HW/BW fue exclusivamente debido a un aumento del cociente del peso corporal de ventrículo izquierdo (figura 9A) desde la relación de peso de cuerpo ventrículo derecho seguía siendo comparable entre animales funcionan sham y TAC durante la observación de todo período (figura 9B).
Además, se midieron en el tejido del ventrículo izquierdo la expresión del mRNA de los biomarcadores de la hipertrofia cardiaca como se describió anteriormente12. En D14, expresión del mRNA de la proteína natriurético cerebral (BNP), proteína natriurética atrial (ANP), angiotensina enzima (ACE), 1a1 de colágeno (Col1a1) y transformación de factor de crecimiento ß (TGFß) fue significativamente mayor en bandas aórtica en comparación con animales funcionan Sham (figura 10). Por lo tanto, la hipertrofia ventricular izquierda observada valida la eficacia de la técnica de TAC.
Media y error estándar de los valores medios fueron comparados entre TAC y sham grupos mediante ANOVA de una vía seguido de prueba de post hoc de Bonferroni para la comparación de datos pareados.
Figura 1 : Incisión.
La piel es incidida más 10 mm de supra esternal a la mitad del esternón y el tiroides se retrae con una sutura de la estancia. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Pinza hueso.
Este instrumento permite un corte preciso y corto en el hueso para un 3-4 mm superior superior mini-sternotomy parcial. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Exposición.
Después de la retracción de los bordes esternales con 7/0 permanecer suturas, arco aórtico, innominada derecha y arterias carótidas comunes izquierdas junto con la tráquea están expuestas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Atar A. fórceps. Estas pinzas son necesarias para llevar a cabo una disección suave y contundente detrás del esternón y alrededor del arco aórtico. B. ayuda ligadura. Este es el instrumento fundamental para la realización de un paso delicado y atraumática debajo del arco aórtico en TAC y ratones sham-funcionado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 : Paso bajo el arquitecto aórtica
Un segmento de ligadura de seda 6/0 se pasa bajo el arco aórtico con la ayuda de la ligadura y colocado entre las arterias carótidas comunes izquierdas y derecha innominadas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6 : Preparación para la ligadura de.
Un segmento corto de 2-3 mm de una aguja de calibre 27 romas se coloca sobre el arco aórtico. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7 : Constricción aórtica transversal.
La sutura de seda es atada sobre la aguja y el arco aórtico entre las arterias carótidas comunes izquierdas y derecha innominados con unas pinzas que. La seda en lugar de sutura de polipropileno se prefiere para la ligadura aórtica porque mantendrá mejor el nudo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8 : Validación de constricción aórtica transversal.
Aumento significativo en la relación de peso de peso corporal de corazón en bandas (barras negras) demuestra la inducción de la hipertrofia cardiaca por la constricción aórtica transversal mínimamente invasiva en comparación con ratones de farsa operada (barras blancas). La hipertrofia cardiaca ya está presente en el D7 después de la cirugía y aumenta progresivamente con el tiempo hasta D28 (n = 6-10 por grupo ** P < 0.01, *** P < 0.001, *** P < 0.0001). Los datos se presentan como media ± SEM (barras de error). Declaraciónse haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9 : Izquierda (A) y derecha (B) ventrículo / cociente del peso del cuerpo.
Durante el período de observación, la relación de peso de cuerpo ventrículo izquierdo aumenta mientras que la proporción de peso de cuerpo ventrículo derecho sigue siendo similar en TAC (barras negras) en comparación con los animales funcionan sham (barras blancas). Esto confirma la hipertrofia ventricular izquierda sin modificación en el ventrículo derecho y fortalece la validación de la técnica (n = 6-10 por grupo ** P < 0.01, *** P < 0.001, *** P < 0.0001). Los datos se presentan como media ± SEM (barras de error). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10 : La expresión del mRNA de la BNP.
expresión del mRNA de la proteína natriurético cerebral (BNP), proteína natriurética atrial (ANP), angiotensina enzima (ACE), 1a1 de colágeno (Col1a1) y transformar el factor de crecimiento ß (TGFß), controles positivos para hipertrofia cardiaca en bandas aórtica (barra negra) vs farsa animales (barra blanca) (n = 6 por grupo) en D14. Expresión se calcula como 2(-ΔCt) donde el calibrador es el nivel de mRNA del gen Gapdh referencia. Los datos se presentan como media ± SEM (barras de error). * P < 0.05, ** P < 0.01, *P < 0,001 comparado con el grupo sham (t-test). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El objetivo de este protocolo es presentar una ilustración paso a paso de la técnica quirúrgica para la constricción aórtica transversal mínimamente invasiva en ratones. Descripción técnica detallada de la constricción aórtica transversal en ratones ha sido reportado por otros autores2,8. Sin embargo, estos investigadores realizan la cirugía después de la intubación y la ventilación de los animales. El uso de un paso adicional de intubación ventilación aumenta la complejidad y la duración de todo el procedimiento y el estrés global el animal es expuesto a. Por estas razones, el concepto de constricción aórtica transversal mínimamente invasiva ha recibido cierta atención. La constricción aórtica transversal mínimamente invasiva en los ratones se utiliza para inducir la hipertrofia ventricular izquierda y su progresión a insuficiencia cardíaca9,10,11. Estos estudios se centran en las vías implicadas en la génesis de la hipertrofia ventricular izquierda e insuficiencia cardiaca, pero no en la descripción de la técnica quirúrgica9,10,11.
En este protocolo, informe en detalles una técnica simple y reproducible de mínimamente invasiva TAC en ratones. Un cirujano experto puede hacer la operación de constricción en 20 minutos y la operación simulada (sin atar de sutura) en 15 minutos. Durante nuestra prueba técnica inicial, encontramos que la introducción de un instrumento clave, la ayuda de la ligadura, permitida una muy baja mortalidad operativa de 1,7%. Esto se compara favorablemente con mortalidad operativa 4% reportado por Rockman et. al. 5, de 3,7% por Liao et al. 13 y del 2,7% por Stansfield et al14. Además, el período de observación hasta 28 días, también muestra una muy baja mortalidad postoperatoria tardía del 1,7%. Una vez más, esto se compara bien con la mortalidad tardía por Rockman et al (10%)5, Liao et al (19%)13 o Stansfield et al (2.6%)14.
El paso bajo el arco aórtico es el paso más crucial de todo el procedimiento. La reproducibilidad de este paso fue descrita por Hu y sus colaboradores que usa un cable hecho en casa con un lazo en su extremo para pasar por debajo de la aorta entre el origen de la izquierda y derecha innominada de arterias carótidas comunes9, ni por Tarnavski que coloca la fórceps curvados desde el lado medial en la aorta ascendente para coger la seda 7/0 sutura en el lado opuesto y pasar por debajo de la aorta2. La ayuda de ligadura en nuestra técnica permite una maniobra estandarizada y reproducible con bajo riesgo de rotura aórtica.
Otro paso decisivo del procedimiento es la tensión aplicada a la corbata sobre la aguja de calibre 27 para reducir de manera eficiente y homogénea la luz del arco aórtico. Primero usamos pinzas para atar, que ayudan a aplicar una tensión uniforme y reproducible en la sutura alrededor del arco aórtico. Se verifica la colocación apropiada de la sutura durante la cosecha del corazón y el arco aórtico. Andersen y compañeros de trabajo verifica la colocación apropiada de la banda por la evaluación de señales Doppler de las arterias carótidas tanto antes como después de la colocación de la banda aorta11. En su informe, bandas adecuada fue aceptada cuando el cociente de la velocidad Doppler duplicado de derecha a izquierda carótidas11. En nuestra técnica, nos eligió medir la eficacia del TAC por el grado de hipertrofia ventricular izquierda inducida en bandas comparado con animales de farsa para validar el procedimiento, ya no es necesario ningún mayor duración del procedimiento o anestesia complementaria de los animales. En nuestra técnica, el grado de hipertrofia ventricular izquierda y colocación apropiada de las bandas se comprueban al final del experimento. El grado de hipertrofia ventricular izquierda por nuestra técnica compara favorablemente con los resultados reportados por otros investigadores en 3 semanas después de TAC en ratones15. Además, la baja variación de la relación de corazón a peso corporal observado en nuestros animales bandas atestigua la baja fluctuación de la tensión aplicada a la corbata.
En conclusión, a través de la evitación de la intubación ventilación tal como se presenta en el presente Protocolo, nuestra técnica mínimamente invasiva TAC en ratones proporciona un modelo confiable y reproducible. Este modelo reduce el esfuerzo global pone a los animales y se ahorra tiempo y costo en comparación con TAC mediante intubación ventilación de los animales. Las tasas de mortalidad operativa y última de este procedimiento son muy bajas y hacen esta técnica uno de los métodos de elección para la inducción de la hipertrofia ventricular izquierda en ratones.
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Disclosures
Los autores no tienen ningún conflicto de interés que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por una subvención (N ° 32016) de la Fundación Cardiovascular suizo a RT.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical microscope | Olympus | SZX2-TR30 | |
| Razor | Rowenta | Nomad TN3650FO | |
| Sutures: | |||
| Polypropylene 7/0 | Ethicon | BV-1X | |
| Polypropylene 6/0 | BBraun | C0862061 | |
| Silk 6/0 ligature | FST | 18020-60 | |
| Polypropylene 4/0 | Ethicon | 8683 | |
| Polypropylene 5/0 | Ethicon | Z303 | |
| Drugs: | |||
| Ketamin | Merial | Imalgène 1000, LBM154AD | |
| Xylazine | Bayer | Rompun 2%, KP09PPC | |
| Buprenorphine | Ceva | Vetergesic, 072013 | |
| Instruments: | |||
| Bone nippers | Fine Surgical Tools | 16101-10 | |
| Ligation aid | Fine Surgical Tools | 18062-12 | |
| Tying forceps | Fine Surgical Tools | 18026-10 | |
| Needle holder Crile-Wood | Fine Surgical Tools | 12003-15 | |
| Microsurgery forceps | Fine Surgical Tools | 11003-12 | |
| Microsurgery forceps | Fine Surgical Tools | 11002-12 | |
| Tissue forceps | Fine Surgical Tools | 11021-12 | |
| Microsurgery needle holder | Fine Surgical Tools | 12076-12 | |
| Microsurgery scissors | Fine Surgical Tools | 91501-09 | |
| Mayo scissors | Fine Surgical Tools | 14511-15 | |
| 11-blade knife | Fine Surgical Tools | 10011-00 | |
| RNA extraction and qPCR: | |||
| TriReagent | Euromedex | TR-118-200 | |
| Rneasy Mini kit | Qiagen | 74704 | |
| Qubit Fluorimetric RNA assay | Fisher Scientific | 10034622 | |
| RNA 6000 Nano kit | Agilent | 5067-1511 | |
| High Capacity cDNA kit | Fisher Scientific | 10400745 | |
| Taqman Master Mix | Fisher Scientific | 10157154 | |
| Taqman BNP primers | Fisher Scientific | Mm01255770_g1 | |
| Taqman ANP primers | Fisher Scientific | Mm01255747_g1 | |
| Taqman ACE primers | Fisher Scientific | Mm00802048_m1 | |
| Taqman Col1a1 primers | Fisher Scientific | Mm00801666_g1 | |
| Taqman TGFb primers | Fisher Scientific | Mm01178820_m1 | |
| Taqman Gapdh primers | Fisher Scientific | Mm99999915_g1 | |
| ABIPrism Thermocycler | Applied Biosystems | 7000 | |
| Software: | |||
| GraphPad Prism | GraphPad | Prism 7 | |
| Animal food | |||
| Complete diet for adult rats/mice | Safe | UB220610R |
References
- Molinari, F., Malara, N., Mollace, V., Rosano, G., Ferraro, E. Animal models of cardiac cachexia. Int. J. Cardiol. 219 (15), 105-110 (2016).
- Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods. Mol. Biol. 573, 115-137 (2009).
- Verma, S. K., Krishnamurthy, P., Kishore, R., et al. Transverse aortic constriction: a model to study heart failure in small animals. Manual of Research Techniques in Cardiovascular Medicine. Ardehali, H. , Wiley, J., & Sons. 164-169 (2014).
- Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure. Development of novel therapies, past and present. Circ. Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88 (18), Erratum in: Proc. Natl. Acad. Sci. USA Page 9907 8277-8281 (1991).
- Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 292 (5), 2119-2130 (2007).
- Deschepper, C. F., Olson, J. L., Otis, M., Gallo-Payet, N. Characterization of blood pressure and morphological traits in cardiovascular-related organs in 13 different inbred mouse strains. J. Appl. Physiol. 97 (1), 369-376 (2004).
- Almeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. Transverse aortic constriction in mice. J. Vis. Exp. (38), April 21 (2010).
- Hu, P., Zhang, D., Swenson, L., Chakrabarti, G., Abel, E. D., Litwin, S. E. Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 285 (3), 1261-1269 (2003).
- Faerber, G., et al. Induction of heart failure by minimally invasive aortic constriction in mice: Reduced peroxisome proliferator-activated receptor ϒ coactivator levels and mitochondrial dysfunction. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (2), 492-500 (2011).
- Andersen, N. M., Tang, R., Li, L., Javan, H., Zhang, X. Q., Selzman, C. H. IKK-β inhibition prevents adaptive left ventricular hypertrophy. J. Surg. Res. 178 (1), 105-109 (2012).
- Nemska, S., Monassier, L., Gassmann, M., Frossard, N., Tavakoli, R. Kinetic mRNA profiling in a rat model of left ventricular hypertrophy reveals early expression of chemokines and their receptors. PLoS ONE. 11 (8), 0161273 (2016).
- Liao, Y., et al. Echocardiographic assessment of LV hypertrophy and function in aortic-banded mice: necropsy validation. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 282 (5), 1703-1708 (2002).
- Stansfield, W. E., et al. Characterization of a model to independently study regression of ventricular hypertrophy. J. Surg. Res. 142 (2), 387-393 (2007).
- Beetz, N., et al. Ablation of biglycan attenuates cardiac hypertrophy and fibrosis after left ventricular pressure overload. J. Mol. Cell. Cardiol. 101, December 145-155 (2016).
