Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biochemistry
Click here for the English version

Biochemistry

Formação de ligações covalente DNA adutos por agentes cancerígenos ativados enzimaticamente drogas In Vitro e sua determinação por 32P-postlabeling

Published: March 20, 2018 doi: 10.3791/57177
Automatic Translation
1
1Department of Biochemistry, Charles University

Summary

Avaliar a potência dos produtos químicos ambientais e drogas, a ser enzimaticamente adutos bioactivated gerando covalent DNA e intermediários, é um campo importante no desenvolvimento do câncer e seu tratamento. Métodos são descritos para ativação composta para formar que adutos de DNA, bem como técnicas para a sua detecção e quantificação.

Abstract

Adutos de DNA covalente formado por produtos químicos ou drogas com potência cancerígena são julgadas como um dos fatores mais importantes na fase de iniciação de processos cancerígenos. Essa ligação covalente, que é considerada a causa da tumorigênese, agora é avaliada como um dogma central da carcinogénese química. Aqui, são descritos métodos empregando as reações catalisadas pelo citocromo P450 e enzimas de biotransformação adicional para investigar a potência de produtos químicos ou drogas para sua ativação para metabólitos formando esses DNA adutos. Os procedimentos são apresentados descrevendo o isolamento de frações celulares possuindo enzimas de biotransformação (amostras microssomais e citosólica com citocromo P450 ou outras enzimas de biotransformação, ou seja, peroxidases, NADPH: citocromo P450 oxidorredutase, oxidorredutase de H:quinone NAD (P) ou xantina oxidase). Além disso, são descritos os métodos que podem ser usados para a ativação metabólica de substâncias químicas analisadas por estas enzimas, bem como aqueles para isolamento do DNA. Além disso, os métodos apropriados capazes de detectar e quantificar o DNA químico/drogas-derivado adutos, ou seja, diferentes modificações da técnica P-postlabeling 32e emprego de radioativo marcado analisados produtos químicos, são mostrado no detalhe.

Introduction

O metabolismo de xenobióticos (substâncias químicas ambientais ou drogas) ocorre em duas fases1. As fases I e II pretendem processar os compostos hidrofóbicos originalmente (não solúveis em água) mais hidrofílico (hidrossolúvel), tornando-os facilmente excretable via urina, fezes ou suor. Fase I (functionalization) reações incluem oxidação, redução, e hidroxilação catalisada por enzimas como a citocromo P450s (P450s, CYPs), peroxidases (i. e., ciclooxigenase, COX), aldo-keto redutases (AKRs) e microssomais Flavin, contendo monooxigenases (FMO). Fase I inclui também as reações de redução, mediadas por uma variedade de redutases ou seja, microssomais NADPH: citocromo P450 redutase (POR) e citosólica oxidorredutase de H:quinone NAD (P) (NQO1), xantina oxidase (XO) e aldeído oxidase (AO)1 . Na segunda fase (conjugação), que foram anexados na fase de grupos funcionais são costumava conjugado de pequenas moléculas polares para aumentar ainda mais a polaridade. Exemplos de enzimas, consideradas-se a participar na reação de fase II incluem sulfotransferases (quente), N, O- acetiltransferases (NATs), metiltransferases como catecol -O- metiltransferase (COMT), glutationa S- transferases (GST) e uridina difosfato glucuronosiltransferases (UGTs)1. A classificação das enzimas na fase I ou II é, no entanto, não é rígida, e algumas enzimas, indiscutivelmente, podem ser agrupadas em duas categorias.

Enzimas P450 (CE 1.14.14.1) são o hemo que contém proteínas presentes em vários organismos, que participam da biotransformação de muitos produtos químicos, Catalisando a conversão de3,4. As enzimas P450 catalisam a hidroxilação de muitos substratos, com uma reação onde um átomo de dioxigénio é introduzido a molécula de xenobióticos, enquanto o segundo átomo de oxigênio é reduzido à água de forma pela reação que requer dois elétrons [a equação (1 4.3,)]:

RH + O2 + NADH + H+ → ROH + H2O + NADP+ (1)

As enzimas P450 localizadas na membrana do retículo endoplasmático de células de mamíferos (microssomal P450 sistemas) são membros do sistema multienzyme monooxigenase, que contém mais NADPH: citocromo P450 redutase (POR) e citocromo b5 , o substrato da enzima denominado como NADH: citocromo b5 redutase. Uma teoria geralmente aceita hypothesizes que o doador dos dois elétrons necessários para P450 é o sistema de NADPH/POR. Não obstante, citocromo b5 pode também atuar como um doador de elétrons para P450, nomeadamente como um doador do elétron reduzindo P450 durante segunda redução do seu ciclo de reação, onde atua em conjunto com a NADH: citocromo b5 redutase2,3,4.

Mamíferos utilizam várias enzimas P450 (por exemplo, as enzimas das famílias, 5, 8, 11, 17, 19, 21, 24, 26 e 27) para a síntese de compostos endógenos valiosos, como os esteroides e usá-los para o catabolismo de produtos naturais2,3 . As outras CYP mamíferos enzimas, tais como humano CYP1A2, 2 9, 2 19, 2D6 e 3A4, metabolizam substâncias químicas exógenas que são usadas como drogas. 5 , 6 as mais importantes enzimas catalisando o metabolismo de drogas são CYPs da subfamília 3A, principalmente CYP3A4. As conversões de xenobióticos, tais como pro-agentes cancerígenos e pro-substâncias tóxicas, são mediadas por humano CYP1A1, 1A2, 1B1, 2A6, 2E1 e 3A42,5. A maioria destes CYPs está presente no fígado (exceto CYP1A1 e 1B1). Não obstante, os CYPs também são expressos em vários órgãos extra-hepáticas. Tais P450s pode ser de grande importância, principalmente quando participar eles bioactivation metabolismo de substâncias químicas (drogas) e intermediários reativos nestes órgãos7. Vários P450s são induzidas por vários compostos que são seus substratos, embora isto não é necessariamente o caso.

Muitas enzimas P450 desempenham um papel na toxicidade química (drogas). Eles podem converter os xenobióticos não somente em seus metabólitos de desintoxicação, mas também ativá-los para espécies reactivas, que modificam a macromoléculas endógenas que além disso, apresentam diferentes propriedades biológicas, geralmente causando sua toxicidade. DNA, lipídios e proteínas podem ser os alvos para a sua modificação por eletrófilos reativos e radicais gerados a partir de produtos químicos registrados. No caso do DNA, resolvendo várias respostas importante gene e seus mecanismos já são conhecidos2,3,4,5.

As mudanças no DNA podem resultar em uma diminuição no controle do crescimento celular, e esse fenômeno é considerado ser o fator predominante, levando ao desenvolvimento de processos cancerígenos. A geração de DNA covalente adutos com produtos químicos ter potência cancerígena é julgada como um dos passos mais importantes na fase de iniciação de cancerígenos processa8,9,10,11. Foi demonstrado que as relações entre a formação do ADN adutos e tumorigênese ocorra, Considerando que uma diminuição na quantidade de DNA adutos é responsável para Quimioprevenção8,9,10, 11 , 12 , 13 , 14. a formação de substância cancerígena/drogas-derivado adutos de DNA depende de bases individuais do DNA e é afetado por sequências destas bases no DNA. Os reparos de DNA adutos dependem da sua localização (na cadeia do DNA transcrita ou não-transcrita) e tipos de nucleotídeos modificados sequências8,11,12,15, 16.

Neste artigo, descrevemos os procedimentos utilizando a conversão catalisada por enzima de produtos químicos (drogas) para investigar sua potência para ser ativado em metabólitos que modificado o DNA (gerar DNA adutos). Para ligação covalente de DNA, o teste composto geralmente deve ser ativado por reacções oxidativas ou redutoras, dependendo de drogas individuais. Oxidativa ou redutora de ativação de produtos químicos testados é mediada por um sistema enzimático P450 dependente, presente na fração microssomal subcellular ou pela redução com redutases apresentar ambos em microssomas (POR, NADH: citocromo b5 redutase, enzimas P450) e no celulares fracções subcelulares citosólica (NQO1, XO, AO, peroxidase). Metabólitos reativos depois ligam ao DNA formar DNA adutos. Porque as reações oxidativas e redutoras são importantes para ativar vários medicamentos para estas espécies reactivas, são descritos os procedimentos experimentais empregando o sistema enzimático de oxidação/redução. Além disso, os métodos apropriados capazes de detectar e quantificar esses DNA adutos são descritas em detalhes.

Dois procedimentos independentes para determinar se a substância, ativada por sistemas enzimáticos, está vinculado ao DNA são recomendados: a técnica de P-postlabeling 32e utilizando composto radioativo marcado (EG., 3H ou 14 C). Para o primeiro piloto, o ensaio de 32P-postlabeling de triagem é recomendado. A determinação do teor de DNA em soluções, precisamente avaliada, deve preceder a ambos os métodos.

O 32P-postlabeling técnica utiliza a hidrólise enzimática de DNA modificado por produtos químicos não-radioativo (substância cancerígena/drogas) para 3´-phosphodeoxynucleosides, fosforilação adicional com fósforo radioativo (32P) no 5´... OH posição e a separação do produto químico-deoxynucleotide adutos de normais (sem modificações) desoxinucleótidos por cromatografia17 (Figura 1). DNA modificado por um composto químico é hidrolisada por uma mistura de endonuclease, micrococcal nuclease e do exonuclease, conhecido como baço fosfodiesterase. A mistura de DNA hidrolisado contendo ambos normais (sem modificações) e modificado desoxirribonucleosídeo 3´-monophosphates é reagida com [γ -32P] ATP na presença de portadora (não-radioativo) ATP e T4-polinucleotídicas quinase em pH 9,5 a forma 5´- 32P-rotulados 3´, 5´-bisphosphates (procedimento "padrão" na Figura 1). O pH alcalino utilizado é capaz de minimizar a actividade enzimática da quinase de T4-polinucleotídicas para dephosphorylate desoxirribonucleosídeo 3´-monophosphates em posição 3´. Separação e resolução de 32P-rotulado adutos de desoxinucleótidos rotulado que não são modificados por químicos é realizado por cromatografia de camada fina permutadora multidirecional (TLC) em polyethyleneimine (PEI) celulose (Figura 2 ). As etapas de eluição de primeiro e segundo (no sentido de D1 e D2), rotulados normais desoxinucleótidos (sem modificações), bem como fosfato [32P] é eluído desde o início da placa de TLC-PEI-celulose usando soluções de água do eletrólito em um pedaço curto de cromatográfica papel aplicado na parte superior da placa de TLC, Considerando que o desoxinucleótidos contendo produtos químicos acoplados exibindo propriedades hidrofóbicas (substância cancerígena/drogas-adutos) são mantidos no início da placa de celulose-PEI ser adicionalmente resolvidos com vários sistemas solventes diferentes em D3 e D4 as direções (Figura 2). Localização de adutos é executada usando autoradiografia tela reforçada; adutos a separados são detectados como manchas escuras de reconhecíveis em películas de raio x. As áreas de manchas são extirpadas da placa e usadas para quantificar a radioatividade por cintilação líquida ou Cerenkov contando. Um fósforo de armazenamento de imagem método que foi adaptado para mapear e quantificar o DNA adutos em cromatogramas detectadas pelo 32P-postlabeling ensaio agora também é usado. 18 máquina the Instant Imager é frequentemente utilizada para tal deteção e quantificação de DNA adutos. Este método fornece mais de 10 vezes maior sensibilidade para a detecção de 32P do que a técnica da tela reforçada autoradiografia19.

Quantidades de DNA adutos são determinados como valores de parente aduto rotulagem (RAL), calculado através da equação (2) como segue:

CPM. em aduto desoxinucleótidos
RAL =---(2)
atividade específica de 32P-ATP (em cpm. / pmol) desoxinucleótidos x pmol

Os valores da APL são a relação de taxas de contagem de desoxinucleótidos aduzidos sobre taxas de contagem do total [aduzidos e normais (sem modificações) desoxinucleótidos] desoxinucleótidos20,21. No entanto, este cálculo baseia-se na igualdade rotular as eficiências de adutos e normal desoxinucleótidos22. O procedimento clássico ("padrão") dos 32P-postlabeling técnica é apropriado para adutos de DNA diferentes (volumosos e/ou não-volumosos adutos), no entanto, a sua sensibilidade não é satisfatória detectar adutos encontrado em pequenas quantidades no DNA. Usando este procedimento, a quantidade de um aduto em 10 desoxinucleótidos7 sem modificações no DNA (0,3 fmol aduto / µ g DNA) é detectável.

Uma variedade de modificações deste clássico 32procedimento P-postlabeling têm sido utilizados para elevar a sensibilidade da técnica. Até 10 a 100 vezes maior sensibilidade de determinação de adutos por 32P-rotulagem foi conseguido usando limitantes níveis de ATP [γ -32P] (o processo de intensificação). 23 , 24 um procedimento adicional, proporcionando que um aumento na sensibilidade do método 32P-postlabeling utiliza uma incubação de digerido DNA contendo adutos com nuclease P1 (de Penicillium citrinum)21 (Figura 1). Esta enzima prefere dephosphorylate sem modificações desoxirribonucleosídeo 3´-monophosphates, Considerando que o desoxinucleótidos com produtos químicos acoplados (nucleotídeos aduzidos) são essencialmente não os substratos desta enzima. Portanto, dephosphorylated desoxirribonucleosídeo 3´-monophosphates (ou seja, deoxyribonucleosides) não são fosforiladas pela quinase T4-polinucleotídicas pelo fosfato [32P] de γ -32P] ATP. No entanto, alguns dos nucleotídeos onde produtos químicos são vinculados (desoxinucleótidos aduzidos), tais como arylamine adutos substituído no C8 de Desoxiguanosina, pode bedephosphorylated por esta enzima. Em contraste, a maioria dos outros adutos (p. ex., adutos substituído no N2 de Desoxiguanosina) não são dephosphorylated por nuclease P1. Esta modificação de 32P-postlabeling faz com que este método consideravelmente mais sensível, aumentando a sua sensibilidade por mais de três ordens de magnitude. Além disso, esta versão de 32P-postlabeling fornece um método onde a maior quantidades de DNA (5-10 µ g) e um excesso de transportadora-livre [γ - 32P] ATP pode ser utilizado.

Um outro método para enriquecer os adutos, descrito por Gupta25, utiliza as propriedades físico-químicas adutos Propriedades de deoxynucleotide volumoso, que podem ser extraídos em n-butanol na presença de um tetrabutilamónio de agente de transferência de fase cloreto de (TBA) (Figura 1) antes da [32P] fosfato etiquetando, Considerando que não modificados desoxinucleótidos mal são extraídos por este solvente orgânico. No entanto, adutos menos hidrofóbico, constituído por exemplo de desoxinucleótidos modificado com metades volumosos não aromáticos ou alquila pequena resíduos, não são efetivamente extraídos com n-butanol. Portanto, eles são essencialmente indetectáveis quando são analisados por esta modificação do método de P-postlabeling a 32.

Ambas as versões mencionadas anteriormente de 32P-postlabeling aumentar a sensibilidade e a quantificação de DNA adutos enormemente (até três ordens de magnitude), sendo capaz de detectar um aduto por 109,10 normal nucleotídeos (0.3 - 3 amol / µ g DNA). Esses dois métodos são recomendados para testar os produtos químicos para sua eficiência ligar covalentemente ao DNA e, portanto, são descritos neste trabalho em detalhes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Todas as experiências em animais foram realizadas em conformidade com os regulamentos para o cuidado e o uso de animais de laboratório (311/1997, Ministério da agricultura, República Checa), que está em conformidade com a declaração de Helsinque.

1. isolamento de fracções microssomais e citosol hepáticos

  1. Prepare o fígado fracções subcelulares (microssomas ricas em enzimas P450 ou citosol rica em redutases ou solúveis peroxidases) de ratos por centrifugação diferencial simples (105.000 x g).
    Nota: A pelota e sobrenadante são tidos como microssomas e citosol, respectivamente.
    1. As amostras de fígado (1-10 g) duas lavagens com buffer de 50 mM Tris-HCl, pH 7,4 contendo buffer de KCl (tampão 1) de 150 mM (maiores volumes de 10 vezes do que o peso do tecido, ou seja, 10-100 mL) e cortar os tecidos em pedaços pequenos (de em torno do tamanho de 2 x 2 mm).
    2. Homogeneizar o tecido na presença desse buffer (> 3 mL de volume/peso/g) em homogeneizador a 4 ° C por 5 min e descarte os pedaços não homogeneizado residuais do tecido por meio de filtração papel de filtro. Centrifugue o homogenate a 600 x g durante 10 minutos a 4 ° C e transferir o sobrenadante para outro tubo de centrifugação.
    3. Re-homogeneizar a pelota no buffer 1 (1 mL por 1 g de tecido), repita a etapa 1.1.3. e descartar a pelota. Centrifugue em pool sobrenadantes a 15.000 x g por 20 min a 4 ° C. Transferi o sobrenadante para outro tubo de centrifugação.
    4. Centrifugue o sobrenadante a 105.000 x g durante 60 minutos a 4 ° C. Recolher o sobrenadante (citosol) e armazená-lo em alíquotas (1-10 mL) a-80 ° C. Caracteriza o citosol para a quantidade de proteína usando o método descrito por Bradford26.
    5. Ressuspender o pellet em tampão de fosfato de sódio de 100 mM, pH 7,4 (> 2 mL de volume/peso/g), centrifugar 105.000 x g por 60 min a 4 ° C. Desprezar o sobrenadante. Re-homogeneizar a pelota (microssomas) em tampão de 50 mM Tris-HCl, pH 7,4 contendo 150 mM KCl e 20% de glicerol (< 5 mL de volume/peso/g) em homogeneizador a 4 ° C. Armazenar microssomas em 0,5 - alíquotas de 1 mL a-80 ° C. Caracteriza microssomas do conteúdo de proteínas usando o método descrito por Bradford26.
    6. Determine a concentração de citocromo P450 em microssomas.
      Nota: A concentração de enzimas P450 em microssomas é medida conforme descrito por Omura e Sato27, determinando a absorção do complexo de P450 reduzida com monóxido de carbono (CO). Monóxido de carbono é um composto tóxico e deve ser manuseado com cuidado e em um capuz.

2. incubação do teste químicos (agentes cancerígenos/drogas) com o DNA na presença de sistemas enzimáticos

  1. Incubação de teste químicos (agentes cancerígenos/drogas) com o DNA na presença de oxidativos sistemas enzimáticos contendo citocromo P450
    1. Prepare as misturas de incubação contendo, em um volume final de 0,75 mL a 4 ° C, os seguintes compostos e sistemas enzimáticos.
      1. Misturar 100 mM de tampão de fosfato, pH 7,4, (0,375 mL) com sistema de geração de NADPH (10 mM MgCl2, 10mm D-glicose 6-fosfato, 10mm NADP+, 1 U/mL D-glicose 6-fosfato desidrogenase) ou 10 mM NADPH (75 µ l).
      2. Adicionar em microssomas esta mistura ou pura P450 recombinante em Supersomes, que são microssomas isoladas do insetos células transfectadas com uma construção de baculovirus contendo cDNA recombinantes enzimas P450, 50 pmol P450 enzimas em 50 µ l microssomais ou supersomal preparações - hepáticas fracções microssomais isoladas no laboratório, ou de uma fonte comercial.
      3. Adicionar 1 mg DNA de timo de vitelo (0,3 mL de solução - 3,3 mg/mL em água destilada) e agitar um agitador vortex para 5 s.
      4. Finalmente, adicione 7,5 drogas ellipticine teste do mM 0,1 µ l dissolvidas em DMSO e 42,5 µ l de água para atingir um volume de mistura de incubação de 0,75 mL destilada. Produtos químicos de uso rotulado com 3H ou 14C ou produtos químicos sem rótulo, dependendo do procedimento para a deteção do ADN adutos.
      5. Agitar um agitador vortex durante 5 s. Incubar em tubos abertos a 37 ° C por 30-60 min.
      6. Também prepare dois incubação do controle, da mesma forma, mas (i) sem um sistema de activação (amostras microssomais) ou (ii) com ele, mas sem o teste composto.
  2. Incubação do teste químicos (agentes cancerígenos/drogas) com o DNA na presença de sistemas enzimáticos redutoras
    1. Prepare as misturas de incubação contendo, em um volume final de 0,75 mL a 4 ° C, os seguintes compostos e sistemas enzimáticos.
      1. A 4 ° C, misture 100 mM Tris-HCl buffer, pH 7,4, contendo 0,2% Tween 20, (0,375 mL), solução de 10 mM de cofator da enzima redutiva do NQO1 (NADPH) (75 µ l), fração citosólica (frações citosólica hepáticas - isoladas no laboratório ou no caso de usar o citosol frações isoladas de doadores humanos individuais, que eles foram obtidos da fonte comercial contendo 1 mg de proteína (50 μL)).
      2. Adicionar o DNA de timo de vitelo 1 mg (0,2 mL de solução - 3,3 mg/mL de água destilada) e agitar um agitador para 5 s.
      3. Finalmente, adicione 7,5 µ l 0,1 mM teste químico (dissolvido em água destilada, metanol, etanol ou DMSO, dependendo da solubilidade do composto) e 42,5 µ l de água destilada água para atingir um volume de 0,75 mL para a mistura de incubação. Produtos químicos de uso rotulado com 3H ou 14C ou produtos químicos sem rótulo, dependendo do procedimento para a deteção do ADN adutos (veja abaixo).
      4. Purga-se a mistura reacional com argônio para 1 min. agitar um agitador durante 5 s. Incubar em tubos fechados a 37 ° C por 30-60 min.
      5. Também prepare dois incubação do controle, da mesma forma, mas (i) sem um sistema de activação (frações citosólico) ou (ii) com ele, mas sem os produtos químicos do teste.
  3. Extração de misturas de incubação com solventes orgânicos para remover o excesso de produtos químicos do teste
    1. Misture a mistura de incubação em um tubo de ensaio com um tampão com o mesmo volume de acetato de etila (ou éter dietílico ou hexano) adicionando estes solventes. Agite o conteúdo do tubo em uma coqueteleira até formar uma emulsão.
    2. Gire (3 min) a 1.600 x g em uma centrífuga à temperatura ambiente. Se as fases orgânicas e aquosas não são devidamente separados, gire mais uma vez para um longo período ou em uma maior velocidade de centrifugação.
    3. Retire a fase superior, orgânica, coleta com uma pipeta. Se pequenos volumes (< 400 µ l) são usados, utilizar uma pipeta automática equipada com uma ponta adequada. Posta de lado esta fase orgânica.
    4. Repita as etapas 2.3.1., 2.3.2. e 2.3.3. Remover um fluxo de gás nitrogênio residuais solventes orgânicos (pelo menos 5-10 min de remoção são necessários).
  4. Isolamento do DNA de incubação do
    1. Extração de DNA de soluções com fenol/clorofórmio e sua precipitação com etanol
      1. Elimine as proteínas para isolar o DNA de misturas de incubação extraindo proteínas de soluções de DNA com fenol, fenol/clorofórmio (1:1) e clorofórmio pelo procedimento mostrado abaixo.
      2. Combine a mistura de incubação com a mesma quantidade de fenol ou fenol/clorofórmio (1:1), em um falcão ou tubo de Eppendorf com tampa. Agite a mistura até formar uma emulsão.
      3. Gire (3 min) a 1.600 x g em uma centrífuga à temperatura ambiente. Se as fases orgânicas e aquosas não são devidamente separadas, gire mais uma vez para um período mais longo ou a uma maior velocidade de centrifugação.
      4. A fase superior de água com uma pipeta de transferência para um novo tubo de polipropileno. Se pequenos volumes (< 400 µ l) são usados, utilizar uma pipeta automática equipada com uma ponta adequada. Remova a interface de proteína em conjunto com a fase orgânica.
      5. Combine a fase superior de água com a mesma quantidade de uma mistura de fenol e clorofórmio (1:1). Reproduza passos, 2.4.1.2. -2.4.1.4.
      6. Combine a fase superior de água com a mesma quantidade de clorofórmio e repita os passos de 2.4.1.2. -2.4.1.4. Recupere o DNA por precipitação com 2 volumes de etanol frio (-20 ° C). Determine o volume da solução de DNA.
      7. Adaptar-se a concentração de cátions monovalentes por adição de cloreto de sódio de 5 M para a final as concentrações de 0,1 M. agitar vigorosamente. Combinar com 2 volumes de etanol frio (-20 ° C) e misture bem. Arrefecer a-20° C.
      8. Armazenar a-20 ° C até que DNA é precipitado. Quando o DNA está fragmentado durante a incubação do (EG., pela formação de radicais de oxigênio durante a reação de ativação enzimática) ou durante o procedimento de isolamento para o tamanho do DNA que é pequeno (< 1 kb) ou quando o DNA está presente em pequenas quantidades (< 0,1 mg / mL), o tempo de resfriamento tem que ser aumentada e a temperatura diminuiu a-70 ° C.
      9. Gire (10 min) a 1.600 x g a 0 ° C em uma centrífuga. Se o DNA está presente em baixas concentrações, ou sob a forma de pequenos fragmentos, gire mais uma vez por um período mais longo (30 min). Desprezar o sobrenadante.
      10. Para remover qualquer solutos (ou traços residuais do teste químico) que podem estar presentes no DNA precipitado, lave o DNA com 70% de etanol e éter dietílico. Lavagem de precipitado de DNA com frio (-20 ° C) 70% de etanol. Gire (10 min) a 1.600 x g a 0 ° C em uma centrífuga. Desprezar o sobrenadante.
      11. Repita a etapa 2.4.1.10. Lavagem de precipitado de DNA com frio (-20 ° C) 70% de etanol. Gire (10 min) a 1.600 x g a 0 ° C em uma centrífuga. Desprezar o sobrenadante.
      12. Repita a etapa 2.4.1.10. Coloque o tubo num estado vertical em papel absorvente para remover o sobrenadante residual. Lave o sedimento de DNA adicionando 1 mL de éter dietílico para descartar os resíduos potenciais do teste químico do DNA isolado. Gire (10 min) a 1.600 x g a 0 ° C em uma centrífuga. Desprezar o sobrenadante.
      13. Dissolver o sedimento de DNA no volume apropriado (geralmente em 100-400 µ l a obter uma concentração de DNA de 0.5 - 1 µ g / µ l) de água destilada (ou 0,15 mM citrato de sódio e 1,5 mM de cloreto de sódio). A solução de DNA pode ficar em 4 ° C durante a noite, ou pode ser aquecida a 37 ° C por 10-30 min aumentar a dissolução de DNA.
      14. Antes do armazenamento, separe o DNA em pequenas alíquotas (10-20 µ l), porque repetidos congelamentos e descongelamentos das soluções de DNA pode resultar em uma diminuição no aduto concentrações. Loja a-80 ° C ou mais frio.
        Nota: A determinação espectrofotométrica de DNA: O método simples e exato, que é amplamente utilizado para medir a quantidade de DNA em uma preparação, se a amostra é pura (ou seja, sem uma quantidade significativa de contaminantes, tais como proteínas, fenol ou outros ácidos nucleicos), é a medição espectrofotométrica da quantidade de DNA de UV irradiação absorvida pelas bases (consulte os procedimentos descritos anteriormente)28.
  5. Procedimentos para a deteção do ADN aduto formação
    1. 32 Ensaio de P-postlabeling
      Nota: Hidrólise de DNA utiliza hidrolisado preparado nesta fase para a análise de adutos (2.5.1.), bem como de normais (sem modificações) desoxinucleótidos (2.5.7.).
      1. Dissolver micrococcal nuclease (MN) em água numa concentração de ~ 450 unidades (U) / mL. Dialize contra água destilada e ajustar a 300 U/mL. Dialize solução de fosfodiesterase (SPD) baço e ajustar para 4 U/mL.
      2. Misture MN e SPD para concentrações finais 150 mU / µ l MN e 2,5 mU / µ l SPD (solução de MN/SPD). Levar a solução de DNA contendo 12,5 µ g e evaporar a seco em um evaporador. Dissolver em 6,5 µ l de água destilada.
      3. Adicionar 5,0 µ l de solução de MN/SPD (concentração final de MN é 60 mU / µ l, concentração final do SPD é mU 1 / µ l) e 1,0 µ l tampão de digestão (concentração final de succinato de sódio é de 20 mM, concentração final de CaCl2 é de 8 mM). O volume final da mistura é 12,5 µ l. Mix e permitir que reações por 3 h a 37 ° C.
      4. Remover 2,5 µ l (transferência para outro tubo) para mais de diluição e análise de desoxinucleótidos não modificados (2.5.7).
    2. Processo de enriquecimento da nuclease P1
      1. Para os restantes µ 10,0 l de hidrolisado, adicionar 0,65 µ l de sódio de tampão de acetato (concentração final, 40mm), solução de2 0,65 µ l ZnCl (concentração final 0.1 mM), 1,25 µ l PN1 solução (concentração final, 0.385 µ g / µ l) e 0,45 µ l de água destilada. O volume final da mistura é µ l 13.
      2. Permita que a mistura se reagir durante 30 min a 37 ° C e acabar com a reação com adição de 3 µ l de solução de Tris.
    3. n-processo de enriquecimento de Butanol
      1. Para os restantes µ 10,0 l de hidrolisado de DNA, adicione 215 µ l de solução de formiato de amônio 11,6 mM, pH 3.5 e solução de cloreto de TBA de 10 mM 25 µ l. Extraia com 250 µ l n-butanol (saturado com água) misturando vigorosa. Girar (3 min) a 1.600 x g de camadas separadas e tirar o superior n-camada de butanol. Extrair mais uma vez com 250 µ l n-butanol (saturado com água), girar, tire o superior n-butanol camada e combinam com extrato antigo.
      2. Adicione 400 µ l água (saturado com n-butanol) a este extrato e misture vigorosamente. Gire para camadas separadas e excluir a camada aquosa inferior. Repita este procedimento de lavagem usando 400 µ l de água (saturado com n-butanol). Adicionar 3 µ l de solução de Tris-HCl, pH 9.5, de 250 mM para o n-camada de butanol. Evaporar o n-butanol à secura em um evaporador a temperatura ambiente.
      3. Dissolver o resíduo em 100 µ l n-butanol, evaporar a seco novamente e dissolver o resíduo em 16,0 água µ l.
    4. Rotulagem dos adutos
      1. Adicionar 1 µ l de solução-tampão bicine (rotulagem tampão) e 4,5 µ l de uma mistura contendo 100 µCi [γ -32P] ATP, 45 pmol de ATP frio e 10.0 U de T4-PNK (T4-phosphonucleotide quinase) 16,0 solução µ l de mistura de enriquecimento PN1 ou butanol. As concentrações finais dos reagentes será o seguinte: bicine de 20 mM, 10 mM MgCl2, 10mm dithiotreitol, espermidina 0,5 mM e PNK-0.5 U / µ l T4, ATP de 3 µM. O volume total da mistura é de 20 µ l.
      2. Permita que a mistura se reagir durante 30 min à temperatura ambiente. Aplicar toda a amostra (i. e. 20 µ l) na placa de TLC PEI-celulose (2.5.6.).
    5. Avaliação da eficácia da PN1 ou n -butanol, realçando os procedimentos
      1. Lave a parte inferior do tubo com 50 µ l de água. Misture vigorosamente por 30 s e spin (1 min) a 1.600 x g em uma centrífuga para estabelecer lá não é nenhuma contaminação na tampa. Spot 5 µ l sobre uma placa de TLC PEI-celulose (20 x 20 cm). Cromatografar usando uma solução de 280mm (NH4)2então4 e 50mm NaH2PO4, pH 6,8.
    6. Separação de TLC de desoxinucleótidos aduzidos
      1. Pré-lavagem as placas TLC com água destilada. É recomendado especialmente para pratos caseiros.
        Nota: Esta lavagem deve ser efectuada para remover a cor amarela de placas, uma cor que pode elevar o fundo, particularmente na parte da frente de solvente.
      2. Manchar toda a amostra na placa de TLC PEI-celulose e começar a cromatografia (2.5.4.); limpeza de adutos é executada através do desenvolvimento da placa nas direções D1 e D2 (Figura 2).
      3. Desenvolva a placa em uma direção de D1 (Figura 2). Tampão de fosfato de sódio do uso 1,7 M, pH 6,8, para garantir que o DNA adutos estão permanecendo no início da placa de TLC. De forma análoga, desenvolva a placa em uma direção de D2 usando esse buffer. Para obter informações sobre possíveis buffers para procedimentos, consulte soluções descritas para resolução de vários tipos de adutos de20,28.
        Nota: O desenvolvimento da placa em uma direção D2 pode ser omitido.
      4. Lave a placa em água desionizada após cromatografia por cerca de 5 min em dois banhos consecutivos. Depois disso, seca as placas.
      5. Desenvolver as placas em direção de D3 e D4 usando tampão de formiato de lítio 3,5 M, pH 3.5, contendo 0,5 e 8,5 M ureia para D3 direção M Tris-HCl de buffer, pH 8,0, contendo 0,8 M LiCl e 8,5 M de ureia para direção D4 (Figura 2). Os solventes devem ser ajustados para desenvolver os aduto pontos sobre a placa de TLC. Para obter informações sobre possíveis buffers para procedimentos em desenvolvimento D3 e D4, consulte as soluções descritas para resolução de vários tipos de adutos23,24,25,28.
      6. Para evitar problemas em D4, após o desenvolvimento em uma direção de D4 e uma lavagem de água, desenvolva as placas (ao longo de D4) em 1,7 M de fosfato de sódio, pH 6.0 (geralmente designado como desenvolvimento em direção D5), a parte superior de um pavio de papel (12 x 11,5 cm).
        Nota: A direção de D5 também pode ser omitida. Neste caso, é necessário abrir o tanque de TLC quando o solvente atingiu o topo do TLC e permitir um funcionamento para até 60 min. Este método é ainda melhor do que a adição de um feltro de lubrificação (o método frequentemente usado em muitos laboratórios para excluir quaisquer problemas em D4).
    7. Quantificação de desoxinucleótidos (sem modificações) normais após hidrólise
      1. Diluir uma alíquota do hidrolisado (de 2.5.1. descrevendo a hidrólise de DNA) com água destilada, (i. e., 2,5 µ l da mistura de digestão 2.5.1. ajustado para 250 µ l, e 10 µ l desta solução ajustada a 150 µ l).
      2. Tome um 5 µ l (10 pmol normal desoxinucleótidos) alíquota deste digest, adicione 2,5 µ l 10 mM Tris-HCl de tampão, pH 9.0 e rótulo como em 2.5.4. (o volume final da mistura é de 10 µ l). Deixe reagir durante 30 min à temperatura ambiente.
      3. Tirar um 4 µ l alíquota da mistura e diluir a 750 µ l com 10 mM Tris-HCl, pH 9.0. Mistura e rotação para estabelecer que não há nenhuma contaminação da tampa. Aplica 5 µ l sobre uma placa de TLC PEI-celulose. Desenvolver a placa de TLC, em uma solução de 280mm (NH4)2então4 e 50mm NaH2PO4, pH 6,5. Deixe para secar depois TLC.
      4. Use autoradiografia é executada por aproximadamente 45 min à temperatura ambiente para localizar os quatro sem modificações deoxynucleotide bis-fosfatos. Corte para quantificação por cintilação líquida ou Cerenkov contando.
    8. Cálculo do parente aduto rotulagem (RAL)
      1. Determine os valores de contagem nas manchas de aduto e as contagens em alíquota de rotulado desoxinucleótidos (normais) sem modificações.
        Nota: Este último tem que ser determinado por 180.000 acusações menos material do que o anterior, uma figura que é o fator de conversão a aplicar para a contagem de desoxinucleótidos (normais) não modificados para avaliar os valores RAL de aduto níveis. RAL de DNA adutos é calculado de acordo com a equação (2) mostrada acima.
    9. Deteção de vinculação do teste de substâncias cancerígenas ou drogas de DNA usando drogas radioativo marcado
      1. Avalie a 3H ou 14C radioactividade de DNA modificado com produtos químicos pela contagem de cintilação líquida.
      2. Adicione 10-50 µ l da solução de DNA a 3 mL de uma solução de cintilação no frasco de cintilação. Misture bem. Medir a radioatividade usando o contador de cintilação.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Usando os protocolos descritos aqui para a utilização de ativação catalisada por enzima (ou seja, P450, peroxidase, redutase) para investigar a potência dos produtos químicos (agentes cancerígenos/drogas) para ser metabolizada e intermediários resultando em suas ligações covalentes ligação ao DNA (geração de DNA adutos), fomos capazes de resolver (i) um romance mecanismo da ação farmacológica do ellipticine agente anticâncer (para uma revisão, ver,29,30,31), (ii) a etiologia de dois nephropathies associados com câncer de trato urotelial superior causada por planta alcaloide ácido aristolóquico (nefropatia por Ácido aristolóquico e nefropatia endêmica dos Balcãs) (para uma revisão, ver,32,33,34, 35,36,37,38,39) e (iii) o genotóxicos mecanismos de carcinogenicidade de vários carcinógenos como um poluente do ar 3 - nitrobenzanthrone (3-NBA)40,41,42,,43,44,45 e sua contraparte redutora, 3-aminobenzanthrone (3-ABA),46 ,,47,48 planta alcaloide aristolóquico ácido,32,33,34,35,36,37 , 38 , 39 e uma amina aromática ó- anisidina. 49 , 50 , 51 , 52 além disso, as enzimas determinar efeitos biológicos destes produtos químicos foram determinadas empregando os métodos descritos.

Aqui, representante resulta na ativação oxidativa de ellipticine por P450s e peroxidases, resultando na geração de covalência adutos com o DNA e na redução de 3-NBA para metabólitos que covalentemente modificado o DNA, são mostrados.

A planta alcaloide ellipticine (5,11-dimetil-6H- pirido [4,3 -b] carbazol) e seus derivados são agentes antitumorais, que atuam como drogas nocivas para o DNA através de vários mecanismos, incluídos na detenção do ciclo celular e indução da apoptose (para uma visão geral, consulte29,30,31). Usando os protocolos descritos neste trabalho, temos demonstrado que a droga anticancer gera covalent DNA adutos após bioactivation metabólica catalisada por P450s microssomais (Figura 3) e peroxidases (Figura 4)29, 30 , 31 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 , 59 , 60 , 61e isto explicaram a eficiência forte deste agente contra o câncer de células30. O [3H]-radiolabeled do ellipticine e a versão de nuclease P1 dos 32P-postlabeling técnica foram predominantemente utilizadas em estudos29,30,31,53 ,,61. Usando o estudo complexo com sistemas enzimáticos subcellular, os inibidores da enzima e puras enzimas nos experimentos utilizando os protocolos descritos, as enzimas P450 oxidante ellipticine para formar o DNA de espécies reactivas adutos predominante e estruturas de Estas espécies reactivas foram caracterizadas29,30,31,,55. Do P450s examinados, a enzima CYP3A4 humana é mais eficiente na oxidação de ellipticine para hydroxyellipticine-12 e 13-hydroxyellipticine, os metabolitos de ellipticine, que espontaneamente se decompõem para ellipticine-12-ylium e ellipticine-13-ylium ligação ao DNA (Figura 5). 55 , 61 enzimas CYP the também geram mais metabolitos como 9-hydroxyellipticine, que é considerada uma desintoxicação metabólito, 7-hydroxyellipticine e ellipticine N2-óxido, que formam-se como o menor metabólitos de ellipticine. O 9-hydroxyellipticine, bem como 7-hydroxyellipticine e ellipticine N2-óxido são formadas principalmente por CYP1A1 e CYP2D6, respectivamente. 55 , 57 , 58

Peroxidases (i.e., peroxidase de rábano (HRP), lactoperoxidase (LPO), mieloperoxidase (MPO) e ciclooxigenases (COX-1 e COX-2)) metabolizar ellipticine para gerar o mesmo adutos de DNA derivado de ellipticine (Figura 4)61 por mecanismos mostrados na Figura 5.

Nitroaromatic 3-NBA (3-nitro-7H-benzdeanthracen-7-1) é um componente de exaustão de diesel e encontra-se em partículas suspensas no ar62,63,64. O metabolito principal deste poluente, 3-ABA,64,65 foi detectado na urina dos trabalhadores das minas de sal que foram expostos a diesel de emissões para um tempo de63. Esta constatação demonstrou que estes trabalhadores foram expostos a 3-NBA. Este nitroaromatic causa tumores de pulmão em ratos depois de instilação intratraqueal67. 3-NBA também atua como um agente mutagénico no teste de Ames Salmonella typhimurium (na tensão YG1024 superexpressão nitroreductase e O- acetiltransferase), gerando mais de 6 milhões revertantes por nanomole nesta estirpe62. Sua potência genotóxicos também foi demonstrada pela geração de covalência adutos com DNA in vitro, após ativação por diversas enzimas, usando os protocolos descritos neste trabalho, e na vivo em vários órgãos de animais roedores (Figura 6 )39,40,41,42,,43,44,,45,46,47 ,64,67,68.

O DNA 3-NBA-derivado adutos formado após ativação 3-NBA com citosólica redutases (i.e., NQO1) foram medidos pela nuclease P1 e n-métodos de enriquecimento butanol dos 32P-postlabeling método descrito nos protocolos apresentado neste estudo. Os resultados indicaram que a formação do ADN até cinco adutos (aduto pontos 1-5 na Figura 7), e três deles foram caracterizados para ser 2-(2'-deoxyadenosin-N6-yl)-3-aminobenzanthrone (dA -N6-C2-ABA; aduto ponto 1), N-(2'-deoxyguanosin-N2-yl)-3-aminobenzanthrone (dG -N2-C2-ABA; aduto ponto 3) e N-(2'-deoxyguanosin-8-yl)-3-aminobenzanthrone (dG-C8 -N-ABA; aduto pontos 4. e 5) (Figura 7 e Figura 8). Utilizando a versão de nuclease P1 dos 32método de P-postlabeling, o dG-C8 -N-ABA (aduto pontos 4 e 5) foi indetectável (Figura 7 e Figura 8). Este sublinha de resultado que ocorrerem algumas limitações desta versão do 32P-postlabeling, ou seja, a detecção de baixa (se houver) de desoxinucleótidos aduzidos que são dephosphorylated por nuclease P1 (ou seja, adutos formados durante oxidação de arilaminas ou pela redução do Carbazole aromáticos para N- hydroxyarylamine-derivados substituídos em C8 de Desoxiguanosina). Semelhante ao estudo com ellipticine, utilizando o estudo complexo com sistemas enzimáticos subcellular, os inibidores da enzima, puras enzimas e DNA aduto padrões nos experimentos empregando os protocolos descritos neste trabalho, o predominante citosólica enzimas de redução metabolizar 3-NBA para metabólitos DNA gerando adutos, ou seja, o metabólito reativo formado por redução de 3-NBA (N-OH-ABA), e estruturas de DNA três adutos gerado pelo 3-NBA foram caracterizados (Figura 7 e A Figura 8). No fígado, bioactivation 3-NBA em vitro foi encontrado para ser atribuída principalmente ao ser humano e rato NQO1 (Figura 7), enquanto humano, N,O- acetiltransferases (NATs), NAT2, NAT1, sulfotransferase (hehe), SULT1A1 e, para um menor grau, SULT1A2 são as enzimas predominantes da fase II ativando 3-NBA42. POR microssomal hepática também é eficaz na ativação do 3-NBA41, mas em ratos, 3-NBA é principalmente bioactivated NQO1 em vez deste microssomais POR42. No pulmão, que é o tecido-alvo para carcinogenicidade 3-NBA67, ambos NQO1 e XO reduzem 3-NBA para adutos ADN geradora de metabólitos. No entanto, XO parece atuar como uma menor enzima de activação 3-NBA neste órgão69.

Figure 1
Figura 1: Esquema do ensaio 32P-postlabeling. Os passos individuais do método 32P-postlabeling e seus procedimentos de reforçados são mostrados. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: padrão de DNA aduto eluição em placas do TLC PEI-celulose. A cromatografia multidirecional de DNA adutos no PEI-celulose placas são mostradas. ORIGEM é uma posição inicial na placa de TLC PEI-celulose. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: 32P-postlabeling análises de DNA adutos formado no DNA de timo de bezerro incubada com ellipticine, NADPH e rato (A) e (B) humanas microssomas hepáticas, (C) um controle da amostra sem microssomas. Adutos 1 e 2, atribuído por flechas são gerados em Desoxiguanosina no DNA por ellipticine ativado com microssomas. 32 P-postlabeling foi realizada empregando a versão nuclease P1 do método (etapa 2.5.2.) Origens estão localizadas nos cantos inferior esquerdo (D3 de baixo para cima e D4 da esquerda para a direita). D2 foi omitida. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: 32P-postlabeling análises de DNA mediada por ellipticine de adutos. Adducts formado no timo de vitelo DNA reagiu com ellipticine (100 µM) e a peroxidase de rábano (A), bovina lactoperoxidase (B) humano mieloperoxidase (C), ovinos ciclo-oxigenase-1 (D), humana (ciclo-oxigenase-2 E) (5 µ g peroxidases estavam presentes na incubação do), do fígado DNA de ratos tratados com ellipticine de 40 mg por quilograma de peso corporal (bw) (F), de timo de vitelo DNA reagiu com ellipticine e CYP3A4 humana (G), com 13... hydroxyellipticine(H), ellipticine N2-óxido (eu) e 12-hydroxyelipticine (J). Foram realizados experimentos usando a versão de nuclease P1 do ensaio (etapa 2.5.2.) As origens são nos cantos inferior esquerdo (D3 de baixo para cima e D4 da esquerda para a direita). D2 foi omitida. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: oxidação de ellipticine por peroxidases e CYPs mostrando os metabolitos de ellipticine e aqueles sugeriram gerar DNA adutos. Os compostos entre parênteses não tem ainda sido detectado nas condições experimentais utilizadas nos experimentos, e eles são os metabólitos eletrofílicos postulados como vinculação de espécies final ao DNA. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6: activação metabólica de e DNA aduto formação por 3-nitrobenzanthrone. NBA-3, 3-nitrobenzanthrone; NQO1, oxidorredutase de H:quinone NAD (P); NAT, N,O- acetiltransferases; SULT, sulfotransferase; CYP, citocromo P450; POR, NADPH: citocromo P450 oxidorredutase; HRP, peroxidase de rábano silvestre; LPO, lactoperoxidase; MPO, mieloperoxidase; COX-1, ciclo-oxigenase-1. R = - COCH3 ou -SO3H; dA -N.6-ABA, 2-(2'-deoxyadenosin-N6-yl)-3-aminobenzanthrone; dG -N2-ABA, N-(2'-deoxyguanosin-N2-yl)-3-aminobenzanthrone; dG-C8 -N-ABA, N-(2'-deoxyguanosin-8-yl)-3-aminobenzanthrone. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 7
Figura 7: 32P-postlabeling análises de DNA 3-NBA-derivado de adutos. a nuclease P1-(painéis da esquerda) e n-butanol extração versões (painéis certo) o método foram utilizadas. Aum e Ab, adutos formado em bezerro Timo DNA reagiu com 3-NBA (300 µM) após a ativação com o citosol hepático de ratos. Bum e Bb, adutos formado no timo de vitelo DNA, reagido com 3-NBA (300 µM) após a ativação com o citosol hepático humano (fração em pool). Ca e Cb, adutos formado no timo de vitelo DNA, reagido com 3-NBA (300 µM) após a ativação com hepática puro rato NQO1 (0,09 unidades). Da e Db, adutos formado no timo de vitelo DNA, reagido com 3-NBA (30 µM), após a ativação com NQO1 recombinante humana (0,06 unidades). Eum e Eb, adutos salmão formado em teste de DNA é tratado com N-OH-ABA. Fa e Fb, formado no fígado de adutos ADN do selvagem-tipo littermates sobre um fundo de C57BL/6 expostos a 2 mg de 3-NBA por kg de peso corporal clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 8
Figura 8: 32P-postlabeling análises de DNA 3-NBA-derivado aduto padrões [dG -N2-C2-ABA (A), dA -N6-C2-ABA (B) e dG-C8 -N-ABA (C)] (painéis um) e estruturas de 3-NBA e estes 3-NBA-DNA adutos ( b painéis). o n-butanol extração versão do método foi utilizado (painéis em um). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Neste trabalho, está demonstrado uma metodologia amplamente acessível para estudar a potência dos produtos químicos para ser bioactivated e intermediários metabólicos, resultando na geração de DNA covalente adutos. Esta é uma questão crucial, porque a avaliação da potência de produtos químicos ambientais ou drogas de sua ativação enzimática de metabolitos gerando covalent DNA adutos é um campo importante no desenvolvimento do câncer e seu tratamento. Agora, a modificação do DNA por agentes cancerígenos, considerada a causa do desenvolvimento do tumor é julgada como um dogma central da carcinogénese causada por agentes cancerígenos. Esta sugestão é confirmado por uma variedade de resultados, tais como os fenômenos que: Propriedades de (i) a cancerígenos de várias substâncias cancerígenas dependem bioactivation destes compostos para metabólitos reagindo com centros nucleofílicos no DNA; (ii) níveis de DNA adutos frequentemente correspondem a muitas respostas cancerígenas; (iii) e a mutação em certos genes supressores de tumor e a ativação de proto-oncogenes várias pode ser causada por sua modificação com produtos químicos com potências cancerígenos. Além disso, a modificação covalente do ADN por drogas anticâncer demonstrou-se como um dos mais eficientes DNA prejudiciais efeitos dessas drogas, que resulta em sua utilização no tratamento do câncer.

Existem dois pontos críticos que determinam a avaliação bem sucedida de produtos químicos para suas propriedades genotóxicas, isto é, suas potências para formar ligações covalente DNA adutos, especificamente: (i) encontrar, resolver e caracterizar a eficiência enzimática sistemas capazes de ativação de carcinógenos/drogas para ligação de espécie eletrofílica os centros nucleofílicos do DNA e (ii) para desenvolver e utilizar as técnicas mais adequadas, pelo qual substância cancerígena/drogas – DNA adutos são encontrados e estruturalmente caracterizados. Os métodos apropriados para ambos os recursos são descritos neste estudo.

Procedimentos de isolamento para frações celulares que contêm enzimas de biotransformação (possuindo P450s e peroxidases ou seja, de bioactivating adicionais enzimas ou redutases POR, NQO1, XO e de amostras microssomais ou citosol), os protocolos para bioactivation de teste de agentes cancerígenos/drogas pelos sistemas enzimáticos (incubação do DNA) e seu uso mostrada neste trabalho indicado, como demonstrado pelos resultados representativos, sua adequação para avaliação das propriedades genotóxicas de produtos químicos.

Além disso, os métodos adequados para a detecção e quantificação de adutos com o DNA como duas versões de enriquecimento da técnica de P-postlabeling a 32(as nuclease P1 - e n -butanol extração procedimentos) e o uso de marcado radioactivamente compostos testados foram mostrados para ser apropriado para estudos de avaliação de genotoxicidade de xenobióticos cancerígena/drogas.

Relativamente à determinação do DNA covalente adutos, não só esses dois métodos, mas também outros métodos adequados para a deteção e a medição do DNA adutos foram estabelecidos8,70,71,72 ,73,,74,75,76,77,78,79,80,81 , 82. até 1981, a quantificação de DNA adutos utilizados radioativos químicos (agentes cancerígenos/drogas), rotulados por 3H ou 14C, que tem sido preparados sinteticamente. Tais métodos têm sido utilizados utilmente para estudos com ellipticine conforme descrito neste trabalho (ver53,,54). No entanto, é geralmente difícil de preparar os derivados com alta radioatividade para seu uso bem sucedido73,80,81. Portanto, mesmo que este procedimento ainda é usado, é infelizmente limitado em vitro as experiências semelhantes às descritas aqui. De outras técnicas, espectrometria de massa, o elétron spray ionização (ESI), ionização de dessorção do laser assistida por matriz (MALDI), acelerador espectrometria de massa (AMS), fluorescência, métodos biológicos como imunoensaio e 32 P-postlabeling descrito neste estudo em detalhe, foram desenvolvidos (para revisão, consulte8,16,70,,71,72,73, 74,,75,76,77,78,79,80,81,82).

O 32P-postlabeling ensaio descrito no protocolo deste trabalho é mostrado, que não só tem aplicabilidade nos experimentos em vitro (consulte representante resultados), ou seja, testando novos compostos para genotoxicidade ou mecanicista investigações de ativação cancerígena/drogas, mas também tem outras utilizações como avaliar a exposição humana a agentes cancerígenos ambientais, estudos sobre os mecanismos de desenvolvimento do tumor, acompanhamento de reparo do DNA, análise de DNA danos por endógena compostos e reações oxidativas e investigar a resposta dos pacientes ao citotóxicas anticâncer drogas72,,83.

Esta técnica é, no entanto, não sem algumas limitações de73. As lesões no DNA, que não são estáveis como monodeoxynucleotides, não podem ser determinadas de forma fiável. O 32P-postlabeling método não é capaz de identificar as estruturas do DNA aduto. Portanto, a caracterização estrutural do DNA adutos frequentemente baseia-se em demonstrar sua co-cromatografia com padrões sintéticos de estruturas conhecidas. Com efeito, tal método foi usado em ambos os exemplos dos resultados representativos mostrados neste trabalho (ellipticine, 3-NBA).

Em conclusão, os protocolos apresentados neste trabalho podem ser considerados como métodos adequados para avaliar a potência dos produtos químicos ambientais ou adutos de drogas para ser enzimaticamente bioactivated aos metabolites gerando covalent DNA, um processo altamente importante para o desenvolvimento de câncer e seu tratamento.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

O autor não tem nada para divulgar.

Acknowledgments

Este estudo foi suportado pela Fundação de ciência Checa (GACR, concessão 17-12816S).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tris Sigma-Aldrich 252859
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9541
Sodium acetate Sigma-Aldrich S2889
Phenol Roth 0032.8
Phenol/Chloroform/Isoamylalcohol Roth A156.1
Ethanol Penta 70390-11000
Calf thymus DNA Sigma-Aldrich D4522
NADH Sigma-Aldrich N7004
NADP+ Sigma-Aldrich N5755
NADPH Sigma-Aldrich N7505
D-glucose 6-phosphate Sigma-Aldrich 7647001
D-glucose 6-phosphate dehydrogenase Sigma-Aldrich G6378
Supersomes Corning Gentest 456211, 456203, 456220, 456204, 456210, 456222, 456219, 456212, 456206, 456207, 456202
Human liver microsomes Corning Gentest 452172
Tween 20 Sigma-Aldrich P1379
Hypoxanthine Sigma-Aldrich 77662
2-Hydroxypyrimidine Sigma-Aldrich H56800
Ethyl acetate Sigma-Aldrich 437549
Diethyl ether Sigma-Aldrich 179272
Micrococcal nuclease from Staphylococcus aureus Sigma-Aldrich N3755
Spleen phosphodiesterase from calf spleen, Type II Calbiochem 524711
Nuclease P1 from Penicillium citrinum Sigma-Aldrich N8630
Bicine Sigma-Aldrich 163791
DL-Dithiotreitol Sigma-Aldrich D0632
Spermidine Sigma-Aldrich S2626
Tetrabutylammonium chloride Sigma-Aldrich 86870
n-Butanol Sigma-Aldrich 437603
T4-polynucleotide kinase USB Corp 70031Y
[γ-32P]ATP Hartman Analytic GmbH FP-201
PEI-impregnated cellulose TLC plates Macherey-Nagel 801053
Packard Instant Imager A202400 Packard G120337
Ellipticine Sigma-Aldrich 285730
3-Nitrobenzanthrone prepared (synthesized) as shown in ref. 40

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Croom, E. Metabolism of xenobiotics of human environments. Prog. Mol. Biol. Transl. Sci. 112, 31-88 (2012).
  2. Guengerich, F. P. Common and uncommon cytochrome P450 reactions related to metabolism and chemical toxicity. Chem. Res. Toxicol. 14 (6), 611-650 (2001).
  3. Guengerich, F. P. Cytochrome P450 and chemical toxicology. Chem. Res. Toxicol. 21 (2), 70-83 (2008).
  4. Stiborova, M., et al. NADH:Cytochrome b5 Reductase and Cytochrome b5 Can Act as Sole Electron Donors to Human Cytochrome P450 1A1-Mediated Oxidation and DNA Adduct Formation by Benzo[a]pyrene. Chem. Res. Toxicol. 29 (8), 1325-1334 (2016).
  5. Rendic, S., Guengerich, F. P. Contributions of human enzymes in carcinogen metabolism. Chem. Res. Toxicol. 25 (7), 1316-1383 (2012).
  6. Wienkers, L. C., Heath, T. G. Predicting in vivo drug interactions from in vitro drug discovery data. Nat. Rev. Drug Discov. 4 (10), 825-833 (2005).
  7. Guengerich, F. P., Liebler, D. C. Enzymatic activation of chemicals to toxic metabolites. Crit. Rev. Toxicol. 14 (3), 259-307 (1985).
  8. Poirier, M. C. Linking DNA adduct formation and human cancer risk in chemical carcinogenesis. Environ. Mol. Mutagen. 57 (7), 499-507 (2016).
  9. Rappaport, S. M., Li, H., Grigoryan, H., Funk, W. E., Williams, E. R. Adductomics: characterizing exposures to reactive electrophiles. Toxicol. Lett. 213 (1), 83-90 (2012).
  10. Luch, A. Nature and nurture - lessons from chemical carcinogenesis. Nat. Rev. Cancer. 5 (2), 113-125 (2005).
  11. Nebert, D. W., Dalton, T. P. The role of cytochrome P450 enzymes in endogenous signalling pathways and environmental carcinogenesis. Nat Rev Cancer. 6 (12), 947-960 (2006).
  12. Phillips, D. H. Macromolecular adducts as biomarkers of human exposure to polycyclic aromatic hydrocarbons. , Imperial College Press. London. 137-169 (2005).
  13. Phillips, D. H. DNA adducts as markers of exposure and risk. Mutat. Res. 577 (1-2), 284-292 (2005).
  14. Hemminki, K. DNA adducts, mutations and cancer. Carcinogenesis. 14 (10), 2007-2012 (1993).
  15. Hanawalt, P. C., Spivak, G. Transcription-coupled DNA repair: two decades of progress and surprises. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9 (12), 958-970 (2008).
  16. Geacintov, N. E., Broydem, S. Repair-resistant DNA lesions. Chem. Res. Toxicol. 30 (8), 1517-1548 (2017).
  17. Randerath, K., Reddy, M. V., Gupta, R. C. 32P-labeling test for DNA damage. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 78 (10), PubMed ID: 7031643 6128-6129 (1981).
  18. Reichert, W. L., Stein, J. E., French, B., Goodwin, P., Vanarasi, U. Storage phosphor imaging technique for detection and quantitation of DNA adducts measured by the 32P-postlabeling assay. Carcinogensis. 13 (8), 1475-1479 (1992).
  19. Chang, L. W., Hsia, S. M. T., Chang, P. C., Hsieh, L. L. Macromolecular adducts - biomarkers for toxicity and carcinogenesis. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 34, 41-67 (1994).
  20. Gupta, R. C., Reddy, M. V., Randerath, K. 32P-post-labeling analysis of nonradioactive aromatic carcinogen DNA adducts. Carcinogenesis. 3 (9), 1081-1092 (1982).
  21. Reddy, M. V., Randerath, K. Nuclease-P1-mediated enhancement of sensitivity of 32P-postlabeling test for structurally diverse DNA adducts. Carcinogenesis. 7 (9), 1543-1551 (1986).
  22. Mourato, L. L., Beland, F. A., Marques, M. M. 32P-Postlabeling of N-(deoxyguanosin-8-yl)arylamine adducts: a comparative study of labeling efficiencies. Chem. Res. Toxicol. 12 (7), 661-669 (1999).
  23. Randerath, E., Agrawal, H. P., Weaver, J. A., Bordelon, C. B., Randerath, K. 32P-Postlabeling analysis of DNA adducts persisting for up to 42 weeks in the skin, epidermis and dermis of mice treated topically with 7,2-dimethylbez[a]anthracene. Carcinogenesis. 6 (8), 1117-1126 (1985).
  24. Everson, R. B., Randerath, E., Santella, R. M., Cefalo, R. C., Avits, T. A., Randerath, K. Detection of smoking-related covalent DNA adducts in human placenta. Science. 231 (4733), 57-65 (1986).
  25. Gupta, R. C. Enhanced sensitivity of 32P-postlabeling analysis of aromatic carcinogen-DNA adducts. Cancer Res. 45 (11 Pt 2), PubMed ID: 4053037 5656-5662 (1985).
  26. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248-254 (1976).
  27. Omura, T., Sato, R. The carbon monoxide-binding pigment of liver microsomes. I. Evidence for its hemoprotein nature. J. Biol. Chem. 239, PubMed ID: 14209971 2370-2378 (1964).
  28. Stiborová, M., Asfaw, B., Frei, E., Schmeiser, H. H., Wiessler, M. Benzenediazonium ion derived from Sudan I forms an 8-(phenylazo)guanine adduct in DNA. Chem. Res. Toxicol. 8 (4), 489-498 (1995).
  29. Stiborova, M., Rupertova, M., Schmeiser, H. H., Frei, E. Molecular mechanisms of antineoplastic action of an anticancer drug ellipticine. Biomed. Pap. Med. Fac. Univ. Palacky Olomouc Czech Repub. 150 (1), PubMed ID: 16936898 13-23 (2006).
  30. Stiborová, M., Rupertová, M., Frei, E. Cytochrome P450- and peroxidase-mediated oxidation of anticancer alkaloid ellipticine dictates its anti-tumor efficiency. Biochim. Biophys. Acta. 1814 (1), 175-185 (2011).
  31. Stiborova, M., Frei, E. Ellipticines as DNA-targeted chemotherapeutics. Current Med. Chem. 21 (5), 575-591 (2014).
  32. Arlt, V. M., Stiborova, M., Schmeiser, H. H. Aristolochic acid as a probable human cancer hazard in herbal remedies: a review. Mutagenesis. 17 (4), 265-277 (2002).
  33. Arlt, V. M., et al. Aristolochic acid mutagenesis: molecular clues to the aetiology of Balkan endemic nephropathy-associated urothelial cancer. Carcinogenesis. 28 (11), 2253-2261 (2007).
  34. Stiborová, M., Frei, E., Arlt, V. M., Schmeiser, H. H. Metabolic activation of carcinogenic aristolochic acid, a risk factor for Balkan endemic nephropathy. Mutat. Res. 658 (1-2), 55-67 (2008).
  35. Stiborová, M., Frei, E., Schmeiser, H. H. Biotransformation enzymes in development of renal injury and urothelial cancer caused by aristolochic acid. Kidney Int. 73 (11), 1209-1211 (2008).
  36. Schmeiser, H. H., Stiborová, M., Arlt, V. M. Chemical and molecular basis of the carcinogenicity of Aristolochia plants. Curr. Opin. Drug Discov. Devel. 12 (1), PubMed ID: 19152223 141-148 (2009).
  37. Gökmen, M. R., et al. The epidemiology, diagnosis, and management of aristolochic acid nephropathy: a narrative review. Ann. Intern. Med. 158 (6), 469-477 (2013).
  38. Stiborová, M., Martínek, V., Frei, E., Arlt, V. M., Schmeiser, H. H. Enzymes metabolizing aristolochic acid and their contribution to the development of aristolochic acid nephropathy and urothelial cancer. Curr. Drug Metab. 14 (6), 695-705 (2013).
  39. Stiborová, M., Arlt, V. M., Schmeiser, H. H. Balkan endemic nephropathy: an update on its aetiology. Arch. Toxicol. 90 (11), 2595-2615 (2016).
  40. Arlt, V. M., et al. Metabolic activation of the environmental contaminant 3-nitrobenzanthrone by human acetyltransferases and sulfotransferase. Carcinogenesis. 23 (11), PubMed ID: 12419844 1937-1945 (2002).
  41. Arlt, V. M., Stiborova, M., Hewer, A., Schmeiser, H. H., Phillips, D. H. Human enzymes involved in the metabolic activation of the environmental contaminant 3-nitrobenzanthrone: evidence for reductive activation by human NADPH:cytochrome P450 reductase. Cancer Res. 63 (11), PubMed ID: 12782579 2752-2761 (2003).
  42. Arlt, V. M., et al. Environmental pollutant and potent mutagen 3-nitrobenzanthrone forms DNA adducts after reduction by NAD(P)H:quinone oxidoreductase and conjugation by acetyltransferases and sulfotransferases in human hepatic cytosols. Cancer Res. 65 (7), 2644-2652 (2005).
  43. Osborne, M. R., et al. Synthesis, characterization, and 32p-postlabeling analysis of DNA adducts derived from the environmental contaminant 3-nitrobenzanthrone. Chem. Res. Toxicol. 18 (6), 1056-1070 (2005).
  44. Arlt, V. M., et al. Identification of three major DNA adducts formed by the carcinogenic air pollutant 3-nitrobenzanthrone in rat lung at the C8 and N2 position of guanine and at the N6 position of adenine. Int. J. Cancer. 118 (9), 2139-2146 (2006).
  45. Stiborová, M., et al. Mechanisms of the different DNA adduct forming potentials of the urban air pollutants 2-nitrobenzanthrone and carcinogenic 3-nitrobenzanthrone. Chem. Res. Toxicol. 23 (7), 1192-1201 (2010).
  46. Arlt, V. M., Hewer, A., Sorg, B. L., Schmeiser, H. H., Phillips, D. H., Stiborova, M. 3-aminobenzanthrone, a human metabolite of the environmental pollutant 3-nitrobenzanthrone, forms DNA adducts after metabolic activation by human and rat liver microsomes: evidence for activation by cytochrome P450 1A1 and P450 1A2. Chem. Res. Toxicol. 17 (8), 1092-1101 (2004).
  47. Arlt, V. M., Henderson, C. J., Wolf, C. R., Schmeiser, H. H., Phillips, D. H., Stiborova, M. Bioactivation of 3-aminobenzanthrone, a human metabolite of the environmental pollutant 3-nitrobenzanthrone: evidence for DNA adduct formation mediated by cytochrome P450 enzymes and peroxidase. Cancer Lett. 234 (2), 220-231 (2006).
  48. Stiborová, M., et al. 3-aminobenzanthrone, a human metabolite of the carcinogenic environmental pollutant 3-nitrobenzanthrone, induces biotransformation enzymes in rat kidney and lung. Mutat. Res. 676 (1-2), 93-101 (2009).
  49. Stiborová, M., Miksanová, M., Havlícek, V., Schmeiser, H. H., Frei, E. Mechanism of peroxidase-mediated oxidation of carcinogenic o-anisidine and its binding to DNA. Mutat. Res. 500 (1-2), 49-66 (2002).
  50. Stiborová, M., Miksanová, M., Sulc, M., Rýdlová, H., Schmeiser, H. H., Frei, E. Identification of a genotoxic mechanism for the carcinogenicity of the environmental pollutant and suspected human carcinogen o-anisidine. Int. J. Cancer. 116 (5), 667-678 (2005).
  51. Naiman, K., Martínková, M., Schmeiser, H. H., Frei, E., Stiborová, M. Human cytochrome-P450 enzymes metabolize N-(2-methoxyphenyl)hydroxylamine, a metabolite of the carcinogens o-anisidine and o-nitroanisole, thereby dictating its genotoxicity. Mutat. Res. 726 (2), 160-168 (2011).
  52. Naiman, K., et al. Formation, persistence, and identification of DNA adducts formed by the carcinogenic environmental pollutant o-anisidine in rats. Toxicol. Sci. 127 (2), 348-359 (2012).
  53. Stiborová, M., Bieler, C. A., Wiessler, M., Frei, E. The anticancer agent ellipticine on activation by cytochrome P450 forms covalent DNA adducts. Biochem. Pharmacol. 62 (12), 1675-1684 (2001).
  54. Stiborová, M., Stiborová-Rupertová, M., Borek-Dohalská, L., Wiessler, M., Frei, E. Rat microsomes activating the anticancer drug ellipticine to species covalently binding to deoxyguanosine in DNA are a suitable model mimicking ellipticine bioactivation in humans. Chem. Res. Toxicol. 16 (1), 38-47 (2003).
  55. Stiborová, M., et al. The anticancer drug ellipticine forms covalent DNA adducts, mediated by human cytochromes P450, through metabolism to 13-hydroxyellipticine and ellipticine N2-oxide. Cancer Res. 64 (22), 8374-8380 (2004).
  56. Kotrbová, V., et al. Cytochrome b5 shifts oxidation of the anticancer drug ellipticine by cytochromes P450 1A1 and 1A2 from its detoxication to activation, thereby modulating its pharmacological efficacy. Biochem. Pharmacol. 82 (6), 669-680 (2011).
  57. Stiborová, M., et al. Cytochrome b5 increases cytochrome P450 3A4-mediated activation of anticancer drug ellipticine to 13-hydroxyellipticine whose covalent binding to DNA is elevated by sulfotransferases and N,O-acetyltransferases. Chem. Res.Toxicol. 2 (5), 1075-1085 (2012).
  58. Stiborová, M., et al. Ellipticine oxidation and DNA adduct formation in human hepatocytes is catalyzed by human cytochromes P450 and enhanced by cytochrome b5. Toxicology. 302 (2-3), 233-241 (2012).
  59. Sulc, M., et al. Effectiveness of human cytochrome P450 3A4 present in liposomal and microsomal nanoparticles in formation of covalent DNA adducts by ellipticine. Neuro Endocrinol. Lett. 37 (Suppl 1), PubMed ID: 28263536 95-102 (2016).
  60. Stiborová, M., et al. Cytochrome b5 plays a dual role in the reaction cycle of cytochrome P450 3A4 during oxidation of the anticancer drug ellipticine. Monatsh. Chem. 148 (11), 1983-1991 (2017).
  61. Stiborová, M., Poljaková, J., Ryslavá, H., Dracínský, M., Eckschlager, T., Frei, E. Mammalian peroxidases activate anticancer drug ellipticine to intermediates forming deoxyguanosine adducts in DNA identical to those found in vivo and generated from 12-hydroxyellipticine and 13-hydroxyellipticine. Int. J. Cancer. 20 (2), 243-251 (2007).
  62. Enya, T., Suzuki, H., Watanabe, T., Hirayama, T., Hisamatsu, Y. 3-Nitrobenzanthrone, a powerful bacterial mutagen and suspected human carcinogen found in diesel exhausts and airborne particulates. Environ. Sci. Technol. 31 (10), 2772-2776 (1997).
  63. Seidel, A., Dahmann, D., Krekeler, H., Jacob, J. Biomonitoring of polycyclic aromatic compounds in the urine of mining workers occupationally exposed to diesel exhaust. Int. J. Hyg. Environ. Health. 204 (5-6), 333-338 (2002).
  64. Arlt, V. M. 3-Nitrobenzanthrone, a potential human cancer hazard in diesel exhaust and urban air pollution: a review of the evidence. Mutagenesis. 20 (6), 399-410 (2005).
  65. Hansen, T., Seidel, A., Borlak, J. The environmental carcinogen 3-nitrobenzanthrone and its main metabolite 3-aminobenzanthrone enhance formation of reactive oxygen intermediates in human A549 lung epithelial cells. Toxicol. Appl. Pharmacol. 221 (2), 222-234 (2007).
  66. Stiborová, M., et al. 3-aminobenzanthrone, a human metabolite of the carcinogenic environmental pollutant 3-nitrobenzanthrone, induces biotransformation enzymes in rat kidney and lung. Mutat. Res. 676 (1-2), 93-101 (2009).
  67. Nagy, E., et al. DNA adduct and tumor formations in rats after intratracheal administration of the urban air pollutant 3-nitrobenzanthrone. Carcinogenesis. 26 (10), 1821-1828 (2005).
  68. Stiborová, M., et al. The environmental pollutant and carcinogen 3-nitrobenzanthrone and its human metabolite 3-aminobenzanthrone are potent inducers of rat hepatic cytochromes P450 1A1 and -1A2 and NAD(P)H:quinone oxidoreductase. Drug Metab. Dispos. 34 (8), 1398-1405 (2006).
  69. Stiborová, M., et al. The environmental pollutant and carcinogen 3-nitrobenzanthrone induces cytochrome P450 1A1 and NAD(P)H:quinone oxidoreductase in rat lung and kidney, thereby enhancing its own genotoxicity. Toxicology. 247 (1), 11-22 (2008).
  70. Poirier, M. C. Chemical-induced DNA damage and human cancer risk. Nat. Rev. Cancer. 4 (8), 630-637 (2004).
  71. Poirier, M. C. Chemical-induced DNA damage and human cancer risk. Discov. Med. 14 (77), PubMed ID: 23114584 283-288 (2012).
  72. Phillips, D. H. Detection of DNA modifications by the 32P-postlabelling assay. Mutat. Res. 378 (1-2), 1-12 (1997).
  73. Phillips, D. H., et al. Methods of DNA adduct determination and their application to testing compounds for genotoxicity. Environ. Mol. Mutagen. 35 (3), 222-233 (2000).
  74. Phillips, D. H. Smoking-related DNA and protein adducts in human tissues. Carcinogenesis. 23 (12), 1979-2004 (2002).
  75. Phillips, D. H., Hewer, A., Arlt, V. M. 32P-postlabeling analysis of DNA adducts. Methods Mol. Biol. 291, 3-12 (2005).
  76. Farmer, P. B., et al. DNA adducts: mass spectrometry methods and future prospects. Toxicol. Appl. Pharmacol. 207 (2 Suppl), 293-301 (2005).
  77. Singh, R., Farmer, P. B. Liquid chromatography-electrospray ionization-mass spectrometry: the future of DNA adduct detection. Carcinogenesis. 27 (2), 178-196 (2006).
  78. Phillips, D. H., Arlt, V. M. The 32P-postlabeling assay for DNA adducts. Nat. Protoc. 2 (11), 2772-2781 (2007).
  79. Phillips, D. H. On the origins and development of the (32)P-postlabelling assay for carcinogen-DNA adducts. Cancer Lett. 334 (1), 5-9 (2013).
  80. Phillips, D. H., Arlt, V. M. 32P-postlabeling analysis of DNA adducts. Methods Mol. Biol. 1105, 127-138 (2014).
  81. Stiborová, M., Frei, E., Bieler, C. A., Schmeiser, H. H. 32P-Postlabelling: a sensitive technique for the detection of DNA adducts. Chem. Listy. 92, 661-668 (1998).
  82. Stiborová, M., Rupertová, M., Hodek, P., Frei, E., Schmeiser, H. H. Monitoring of DNA adducts in humans and 32P-postlabelling methods. A review. Collect. Czech. Chem. Commun. 69, 477-498 (2004).
  83. Beach, A. C., Gupta, R. C. Human biomonitoring and the 32P-postlabelling assay. Carcinogenesis. 13, 1053-1074 (1992).

Tags

Bioquímica edição 133 droga substância cancerígena bioactivation,citocromo P450 redutases adutos de DNA 32 P-postlabeling
Formação de ligações covalente DNA adutos por agentes cancerígenos ativados enzimaticamente drogas <em>In Vitro</em> e sua determinação por <sup>32</sup>P-postlabeling
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Stiborova, M. Formation of Covalent… More

Stiborova, M. Formation of Covalent DNA Adducts by Enzymatically Activated Carcinogens and Drugs In Vitro and Their Determination by 32P-postlabeling. J. Vis. Exp. (133), e57177, doi:10.3791/57177 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter