Summary

Enrobage de paraffine et de profilés minces des colonies microbiennes Biofilms pour analyse microscopique

Published: March 23, 2018
doi:

Summary

Nous décrivons la fixation, enrobage de paraffine et des techniques de sectionnement minces pour les biofilms de colonies microbiennes. Dans les échantillons préparés, patrons de biofilm sous-structure et reporter d’expression peuvent être visualisées par microscopie.

Abstract

Sectionnement par enrobage de paraffine est une technique largement établie aux systèmes eucaryotes. Ici, nous fournissons une méthode pour la fixation, enrobage et sectionnant des biofilms de colonies microbiennes intact à l’aide de cire de paraffine perfusée. Pour adapter cette méthode pour une utilisation sur les biofilms de colonie, nous ont développé des techniques pour maintenir chaque échantillon sur son substrat de croissance et il laminage avec une surcouche d’agar et lysine a ajouté à la solution de fixation. Ces optimisations améliorent la conservation d’échantillons et de la préservation des caractéristiques micromorphologiques. Les échantillons préparés de cette manière sont prêtent pour fluidifier le sectionnement et imagerie par microscopie photonique, fluorescence et. Nous avons appliqué cette technique à la colonie des biofilms de Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas synxantha, Bacillus subtiliset Vibrio cholerae. Le haut niveau de détail visible dans les échantillons générés par cette méthode, combinée avec la souche journaliste génie ou l’utilisation des colorants spécifiques, peuvent fournir un aperçu passionnant de la physiologie et le développement des communautés microbiennes.

Introduction

La plupart des microbes ont la capacité de forme biofilms, communautés de cellules attachées par des matrices auto-produit. Biofilms peut être cultivés dans de nombreux types de configurations physiques, avec différents régimes de disposition des éléments nutritifs et le substrat. Des tests spécifiques pour la formation de biofilm ont tendance à produire des structures multicellulaires reproductibles et architectures courantes sont observées pour des espèces phylogénétiquement diversifiés au niveau macroscopique ou communauté. Lorsque les microbes sont cultivés comme colonies sur milieu solide sous une atmosphère, morphologie macroscopique fournit des informations sur la capacité de production de la matrice et souvent en corrélation avec les autres traits 1,2,3. L’architecture interne des colonies microbiennes peut également fournir des indices sur le biofilm spécifique chimie et physiologie, mais il a été difficile à caractériser. Les applications récentes de techniques Cryoinclusion et cryosectioning aux colonies bactériennes ont permis d’imagerie et de visualisation des caractéristiques spécifiques à une résolution sans précédent de5, 4,6. Cependant, avec les tissus d’origine animale ont démontré que paraffine incorporation prévoit la conservation supérieure de morphologie comparée à Cryoinclusion 7 et a été utilisée pour visualiser des bactéries dans les tissus 8,9. Nous avons donc mis au point un protocole pour la fixation, enrobage de paraffine et découpe fine des colonies microbiennes biofilms. Ici, nous allons décrire la préparation de Pseudomonas aeruginosa PA14 colonie-biofilm minces 10,11, mais nous avons également avec succès appliqué cette technique aux biofilms formés par les bactéries Pseudomonas synxantha, Bacillus subtilis, et Vibrio cholerae12.

Le processus d’enrobage de paraffine et de coupes minces biofilms suit une logique simple. Tout d’abord, les biofilms sont entourées d’une couche de gélose pour préserver la morphologie au cours du traitement. Deuxièmement, les biofilms enfermé sont submergées dans un fixateur aux macromolécules crosslink et préserver la micromorphologie. Ceux-ci sont ensuite déshydratés avec de l’alcool, effacés avec un solvant non polaire plus et puis infiltrés avec de la cire de paraffine liquide. Une fois infiltré, les échantillons sont intégrés dans des blocs de cire pour le sectionnement. Sections sont coupées, montées sur des glissières et puis réhydratées afin de retourner à un État plus naturel. De ce point, peut être teintés ou traitées dans le milieu de montage pour analyse microscopique.

Ce protocole produit des coupes minces des biofilms microbiens d’analyse histologique. Sous-structures de biofilm de colonie sont visibles lors de coupes minces préparées à l’aide de cette méthode sont imagés au microscope photonique. Biofilms également peuvent être cultivées sur des taches fluorescentes contenant de médias spécifiques pour les fonctions individuelles ou teintés à la phase de réhydratation, immédiatement avant le montage (étapes 9,5-9,6). Enfin, les microbes peuvent être conçues pour produire des protéines fluorescentes de manière constitutive ou réglementé permettant in situ rapports d’expression de distribution ou un gène cellulaire au sein de ces communautés. Nous avons utilisé ces méthodes pour déterminer la profondeur de biofilm de colonie, distribution cellulaire, distribution de matrice, profils de croissance et expression génique spatio-temporelle.

Protocol

1. la croissance de Pseudomonas aeruginosa colonie Biofilms Préparation des plaques de Medium-bicouche Préparer un tryptone 10 g/L, la gélose de 10 g/L (voir Table des matières) de solution dans l’eau désionisée. Autoclave pendant 20 min. laisser refroidir à 50-60 ° C dans un bain d’eau. Versez 45 mL de la solution de Gélose tryptone dans un plat carré de 100 x 100 mm (voir Table des matières) à l’aide d’un tube conique de 50 mL…

Representative Results

Cette méthode génère minces biofilm dans lequel des caractéristiques morphologiques distinctes et les zones d’expression de gène peuvent être photographiées par DIC, microscopie à fluorescence et TEM. Alors que l’imagerie DIC utilisant un 40 X objectif à immersion d’huile peut être suffisant pour montrer certaines caractéristiques morphologiques (Figure 2E), nous avons trouvé cette fluorescence microscopie des souches machinés pour protéin…

Discussion

Des échantillons de tissus enrobage de paraffine et de coupes minces est une technique histologique classique qui permet l’imagerie des structures micro-morphologiques et est couramment utilisée sur les tissus eucaryotes et a été appliquée avec succès aux échantillons microbiens8 ,,9. Cryoinclusion permet à forte rétention de signal endogène et par immunofluorescence, enrobage de paraffine est généralement préférable car il fournit la meilleure p…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par la NSF carrière prix 1553023 et NIH/NIAID prix R01AI103369.

Materials

5 3/4" Pasteur pipette Fisher Scientific 13-678-6A Purchased from univeristy biostores 
Agar  Teknova  A7777
Buchner Aspirator (Vacuum) Flask  Pyrex 5340 Purchased from univeristy biostores 
Chemically-resistant Marking Pen VWR 103051-182 Manufacturer: Leica
Clear Fingernail Polish  ******** ******** Store bought
Congo Red Indicator Grade VWR AAAB24310-14 Manufacturer: Alfa Aesar
Coomassie Blue  VWR EM-3340 Manufacturer: EMD Millipore
TRIS-buffered Mounting Medium (w/ DAPI)  Fisher Scientific 50 247 04 Manufacturer: Electron Microscopy Sciences
Embedding Mold  ******** ******** 3D printed in-house
Embedding Mold (commercial)  Electron Microscopy Sciences 70182
Ethanol 200P Decon Labs, Inc.  2701 Purchased from univeristy biostores 
Fine-tipped Brush ******** ******** Store bought, paint brush
Glass Coverslips 60x22mm Fisher Scientific 12-519-21C
Glass Rehydration Mailer  Ted Pella 21043 20 slide mailer 
Histoclear-II, orange oil-based clearing agent  Fisher Scientific 50 899 90150 Manufacturer: National Diagnostics 
Histosette, Embedding Casette Fisher Scientific 15 182 701A
L-lysine hydrochloride  Fisher Scientific BP386 100
Low Profile Microtome Blades Fisher Scientific 22 210 048 Manufacturer: Sturkey 
Micropipette  VWR 89080-004 Promo-pack
Micropipette Tips  See comments section See comments section p10 (Fisher Scientific, 02 707 469), p200 (VWR, 89079-474), p1250 (VWR, 89079-486)
Microtome  Fisher Scientific 905200U/00016050 Model: HM355S, Manufacturer: Microm, NON-CATALOG, Vendor Catalog # 905200U/00016050
Formaldehyde, 37% Aqueous (Formalin) Ricca Chemical RSOF0010-500A
Paraplast Xtra (paraffin wax) VWR 15159-486 Manufacturer: McCormick Scientific 
Petri Dishes Square 100x100x15mm Laboratory Disposable Products  D210-16
Potassium chloride  EMD Chemicals  PX1405-1 Component of phosphate buffered saline, prepared in-house 
Potassium phosphate  Fisher Scientific P380-500 Component of phosphate buffered saline, prepared in-house 
Razor Blades  VWR 55411-050 Purchased from univeristy biostores 
Slide Warmer  Fisher Scientific NC0865259 NON-CATALOG, Vendor Catalog # 12857D
Sodium chloride  VWR 0241-1KG Component of phosphate buffered saline, prepared in-house 
Sodium phosphate  VWR BDH9296.500 ,Component of phosphate buffered saline, prepared in-house 
Suprafrost Histology Slides  Fisher Scientific 12-544-2
Tissue Flotation Water Bath  Fisher Scientific NC0815797 Manufacturer: Ted Pella, Vendor Catalog # 28156-B
Automatic Tissue Processor  Fisher Scientific 813160U/Q#00009061 Model: STP120 Tissue Processor
Tryptone  Teknova  T9012
Yeast extract Teknova  Y9010

References

  1. Ray, V. A., Morris, A. R., Visick, K. L. A semi-quantitative approach to assess biofilm formation using wrinkled colony development. J. Vis. Exp. (64), e4035 (2012).
  2. Friedman, L., Kolter, R. Genes involved in matrix formation in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilms. Mol. Microbiol. 51 (3), 675-690 (2004).
  3. Okegbe, C., et al. Electron-shuttling antibiotics structure bacterial communities by modulating cellular levels of c-di-GMP. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 114 (26), E5236-E5245 (2017).
  4. Vlamakis, H., Aguilar, C., Losick, R., Kolter, R. Control of cell fate by the formation of an architecturally complex bacterial community. Genes Dev. 22 (7), 945-953 (2008).
  5. Serra, D. O., Richter, A. M., Klauck, G., Mika, F., Hengge, R. Microanatomy at cellular resolution and spatial order of physiological differentiation in a bacterial biofilm. MBio. 4 (2), e00103-e00113 (2013).
  6. Serra, D. O., Richter, A. M., Hengge, R. Cellulose as an architectural element in spatially structured Escherichia coli biofilms. J. Bacteriol. 195 (24), 5540-5554 (2013).
  7. McGlinn, E., Mansfield, J. H. Detection of gene expression in mouse embryos and tissue sections. Methods Mol. Biol. 770, 259-292 (2011).
  8. Choi, Y. S., Kim, Y. C., Baek, K. J., Choi, Y. In Situ Detection of Bacteria within Paraffin-embedded Tissues Using a Digoxin-labeled DNA Probe Targeting 16S rRNA. J. Vis. Exp. (99), e52836 (2015).
  9. James, G., Hunt, A. M. A. Imaging Biofilms in Tissue Specimens. Antibiofilm Agents. , 31-44 (2014).
  10. Madsen, J. S., et al. Facultative control of matrix production optimizes competitive fitness in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilm models. Appl. Environ. Microbiol. 81 (24), 8414-8426 (2015).
  11. Jo, J., Cortez, K. L., Cornell, W. -. C., Price-Whelan, A., Dietrich, L. E. P. An orphan cbb3-type cytochrome oxidase subunit supports Pseudomonas aeruginosa biofilm growth and virulence. bioRxiv. , 171538 (2017).
  12. Fong, J. C., et al. Structural dynamics of RbmA governs plasticity of Vibrio cholerae biofilms. Elife. 6, (2017).
  13. Bertani, G. Lysogeny at mid-twentieth century: P1, P2, and other experimental systems. J. Bacteriol. 186 (3), 595-600 (2004).
  14. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  15. Dietrich, L. E. P., Teal, T. K., Price-Whelan, A., Newman, D. K. Redox-active antibiotics control gene expression and community behavior in divergent bacteria. Science. 321 (5893), 1203-1206 (2008).
  16. Zupančič, D., Terčelj, M., Štrus, B., Veranič, P. How to obtain good morphology and antigen detection in the same tissue section?. Protoplasma. , (2017).
  17. Priester, J. H., et al. Enhanced visualization of microbial biofilms by staining and environmental scanning electron microscopy. J. Microbiol. Methods. 68 (3), 577-587 (2007).
  18. Boyles, J., Anderson, L., Hutcherson, P. A new fixative for the preservation of actin filaments: fixation of pure actin filament pellets. J. Histochem. Cytochem. 33 (11), 1116-1128 (1985).
  19. Blackburn, M. R. Examination of normal and abnormal placentation in the mouse. Methods Mol. Biol. 136, 185-193 (2000).
  20. Hoffman, E. A., Frey, B. L., Smith, L. M., Auble, D. T. Formaldehyde crosslinking: a tool for the study of chromatin complexes. J. Biol. Chem. 290 (44), 26404-26411 (2015).
  21. Jennings, L. K., et al. Pel is a cationic exopolysaccharide that cross-links extracellular DNA in the Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112 (36), 11353-11358 (2015).

Play Video

Cite This Article
Cornell, W. C., Morgan, C. J., Koyama, L., Sakhtah, H., Mansfield, J. H., Dietrich, L. E. Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis. J. Vis. Exp. (133), e57196, doi:10.3791/57196 (2018).

View Video