Summary

चूहों के बर्ताव में हिप्पोकैम्पस थीटा दोलनों की Optogenetic Entrainment

Published: June 29, 2018
doi:

Summary

हम चूहों व्यवहार में हिप्पोकैम्पस थीटा दोलनों (5-10 हर्ट्ज) के चुनिंदा जोड़तोड़ के लिए optogenetics और electrophysiological रिकॉर्डिंग के उपयोग का वर्णन । ताल entrainment की प्रभावकारिता स्थानीय क्षेत्र क्षमता का उपयोग करते हुए नजर रखी है. दृक्-और pharmacogenetic अवरोध का एक संयोजन हिप्पोकैम्पस तुल्यकालन के efferent readout पते ।

Abstract

के संबंधों पर व्यापक डेटा तंत्रिका नेटवर्क दोलनों के व्यवहार और मस्तिष्क क्षेत्रों में न्यूरॉन निर्वहन के संगठन के लिए नए उपकरणों के लिए कॉल चुनिंदा मस्तिष्क लय में हेरफेर करने के लिए. यहाँ हम हिप्पोकैम्पस थीटा दोलनों (5-10 हर्ट्ज) चूहों बर्ताव करने में उच्च निष्ठा नियंत्रण के लिए extracellular इलेक्ट्रोफिजियोलॉजी के साथ प्रोजेक्शन-विशिष्ट optogenetics के संयोजन एक दृष्टिकोण का वर्णन. optogenetic entrainment की विशिष्टता channelrhodopsin-2 (ChR2) के औसत दर्जे का GABAergic कोशिकाओं की septal जनसंख्या को लक्षित करके हासिल की है, महत्वपूर्ण हिप्पोकैम्पस थीटा दोलनों की पीढ़ी में शामिल है, और एक स्थानीय सिंक्रनाइज़ सक्रियण के एक सबसेट के निरोधात्मक septal afferents में हिप्पोकैम्पस । optogenetic ताल नियंत्रण की प्रभावकारिता CA1 क्षेत्र के लेमिना भर में स्थानीय क्षेत्र क्षमता (LFP) के एक साथ निगरानी द्वारा सत्यापित किया जाता है और/ इस आसानी से लागू करने की तैयारी का उपयोग हम थीटा दोलनों की प्रेरण के लिए विभिंन optogenetic उत्तेजना प्रोटोकॉल की प्रभावकारिता दिखाने के लिए और उनके आवृत्ति और नियमितता के हेरफेर के लिए । अंत में, प्रक्षेपण के साथ थीटा ताल नियंत्रण का एक संयोजन विशेष अवरोध efferent क्षेत्रों द्वारा हिप्पोकैम्पस तुल्यकालन के विशेष पहलुओं के readout पते ।

Introduction

स्तनधारियों में न्यूरॉन गतिविधि नेटवर्क दोलनों, जो के भीतर और मस्तिष्क क्षेत्रों1,2,3,4के बीच जानकारी हस्तांतरण सहायता द्वारा समंवित है । मस्तिष्क लय ultrafast करने के लिए (> २०० हर्ट्ज) आवृत्तियों बहुत धीमी (< ०.८ हर्ट्ज) से लेकर दोलनों शामिल हैं. सबूत की एक बड़ी शरीर विविध मस्तिष्क कार्यों में अनुभूति5,6,7,8,9,10 सहित नेटवर्क दोलनों की भागीदारी का समर्थन करता है , जन्मजात व्यवहार11,12 के साथ ही पार्किंसंस रोग और मिर्गी13,14,15जैसे neuropsychiatric विकारों । चयनात्मक और अस्थाई नेटवर्क दोलनों के प्रयोगात्मक हेरफेर के लिए सटीक तरीके इसलिए तुल्यकालन के शारीरिक रूप से प्रशंसनीय मॉडल के विकास के लिए आवश्यक है और व्यवहार के साथ कारण संबंध स्थापित करने के लिए ।

नेटवर्क तुल्यकालन विभिंन जैविक सब्सट्रेट और प्रक्रियाओं, आयन चैनलों की आणविक पहचान और उनके कैनेटीक्स उत्तेजित और नेटवर्क कनेक्टिविटी के neuromodulation से लेकर द्वारा मध्यस्थता है । लय जनरेटर16 के जैविक डिजाइन कई मस्तिष्क लय के लिए पता चला गया है, जिनमें से अलग पहलुओं (जैसे, आवृत्ति, आयाम) अक्सर अलग सेल प्रकार और नेटवर्क की गतिशीलता के बारे में लाया जाता है । उदाहरण के लिए, प्रमुख कोशिकाओं के सोमता को लक्षित निरोधात्मक न्यूरॉन्स आवृत्ति बैंड और मस्तिष्क क्षेत्रों में सबसे महत्वपूर्ण खिलाड़ी हैं17,18, थीटा सहित19,20, गामा20 , 21, और तरंग (140-200 हर्ट्ज)22 दोलनों. बारी में, दूर कोशिकाओं के चरण तुल्यकालन, जो ंयूरॉंस की गोलीबारी रीसेट करता है पिरामिड कोशिकाओं के मजबूत फ़ीड आगे संकेतन द्वारा सुनिश्चित किया जाता है । दोलनों का एक महत्वपूर्ण पैरामीटर, सिंक्रनाइज़ की गई न्यूरॉन जनसंख्या का आकार, बारीकी से मापा LFP दोलन के आयाम से संबंधित है और, के लिए तेजी से दोलनों के लिए, पर उत्तेजक ड्राइव पर निर्भर करता है2न्यूरॉन्स. इसके विपरीत, धीमी दोलनों, डेल्टा और थीटा लय की तरह, लंबी दूरी के प्रवेश छोरों द्वारा उत्पन्न कर रहे हैं, cortico द्वारा गठित-thalamic23,24 और हिप्पोकैम्पस-औसत दर्जे का septal अनुमानों25, 26,27, क्रमशः । इस तरह के सर्किट में दोलनों के बारे में संकेत प्रचार में देरी, उत्तेजित प्रतिक्रियाओं, और भाग लेने वाले कोशिकाओं में उनकी आवृत्ति वरीयता की बातचीत द्वारा लाया जाता है28,29,30, 31 , ३२. निरोधात्मक अनुमानों से GABAergic parvalbumin (पीवी)-हिप्पोकैम्पस25,३३, parahippocampal क्षेत्रों और entorhinal प्रांतस्था26 में न्यूरॉन्स के लिए औसत दर्जे का पट (एमएस) के सकारात्मक कोशिकाओं रहे हैं औसत दर्जे का लौकिक पालि में थीटा दोलनों की पीढ़ी के लिए आवश्यक है । इस प्रकार, नेटवर्क दोलनों और ंयूरॉंस तुल्यकालन के शारीरिक तंत्र एक वास्तविक समय परिशुद्धता के साथ optogenetics का उपयोग कर हेरफेर किया जा सकता है ।

हिप्पोकैम्पस और cortical दोलनों में इन विट्रो३४,३५,३६,३७,३८ के अध्ययन के लिए कक्ष प्रकार-विशिष्ट optogenetic जोड़तोड़ लागू किया गया है और vivo में30,३९,४०,४१,४२,४३,४४,४५, सहित फंक्शनल जांच के गामा5,12,३६,४६,४७,४८,४९,५०, ५१,५२ और तरंग दोलनों४०,५३,५४ और सो धुरीों५५,५६। हाल ही में हम एमएस, हिप्पोकैम्पस थीटा ताल की पीढ़ी के लिए एक महत्वपूर्ण क्षेत्र में एक Cre-निर्भर ChR2 वायरस, PV-Cre चूहों की व्यक्त की । इस तैयारी का उपयोग करना, हिप्पोकैम्पस थीटा दोलनों की सुविधाओं (आवृत्ति और लौकिक स्थिरता)11हिप्पोकैम्पस में एमएस के निरोधात्मक अनुमानों के optogenetic उत्तेजना द्वारा नियंत्रित किया गया । इसके अलावा, निरोधात्मक septo-हिप्पोकैम्पस अनुमानों के थीटा आवृत्ति optogenetic उत्तेजना जाग गतिहीनता के दौरान थीटा लय पैदा की । optogenetically entrained थीटा लय LFP और न्यूरॉन गतिविधि के स्तर पर माउस में सहज थीटा दोलनों के गुण प्रदर्शित.

इस प्रोटोकॉल की मुख्य विशेषताएं शामिल हैं: (1) एक निरोधात्मक मार्ग है कि शारीरिक रूप से सहज थीटा दोलनों के लिए महत्वपूर्ण है का उपयोग करते हुए हिप्पोकैम्पस उत्तेजितता पर विशिष्ट प्रभाव से परहेज; (२) axonal, अर्थात, प्रक्षेपण-विशिष्ट उत्तेजना को कम करने के लिए एक सीधा प्रभाव गैर-हिप्पोकैम्पस MS efferents पर; (3) स्थानीय थीटा-लयबद्ध प्रकाश उत्तेजना, थीटा-लयबद्ध septo-हिप्पोकैम्पस गतिशीलता और entrainment दोलनों की एक वैश्विक द्विपक्षीय थीटा के साथ एक न्यूनतम प्रत्यक्ष हस्तक्षेप सुनिश्चित करने; (4) थीटा दोलन आवृत्ति और नियमितता के पैरामीट्रिक नियंत्रण; और (5) उच्च लौकिक संकल्प के साथ entrainment निष्ठा के ठहराव LFP का उपयोग करने के लिए पशुओं के व्यवहार में मात्रात्मक करणीय विश्लेषण सक्षम करें । इस तैयारी के बाद से अनिवार्य रूप से थीटा पीढ़ी25,30में septo-हिप्पोकैम्पस अवरोध के एक प्रसिद्ध भूमिका पर कैपिटल, यह चूहों बर्ताव में थीटा दोलनों के कई मापदंडों पर मजबूत नियंत्रण सक्षम बनाता है. अध्ययन जहां अंय कम जांच रास्ते और septo-हिप्पोकैम्पस सर्किट के सेल प्रकार३८,३९,४७,४९,५०,५१ हेरफेर किया गया , ५२ , ५३ , ५४ , ५५ , ५६ , ५७ , ५८ थीटा ताल के आगे तंत्र का पता चलता है ।

Protocol

पीवी-Cre में दस्तक-पुरुष चूहों५९, 10-25 सप्ताह पुराने, इस्तेमाल किया गया । चूहों पशु सुविधा में मानक शर्तों के तहत रखे गए थे और एक 12 ज प्रकाश/ सभी प्रक्रियाओं को राष्ट्रीय और अंतरराष्ट्रीय दिशानिर्द?…

Representative Results

अनुभाग 1 में वर्णित MS में GABAergic कक्षों में ChR2 का लक्ष्यीकरण चित्र 2aमें सचित्र है । एक ऑप्टिक फाइबर जो CA1 क्षेत्र entrains में उत्तेजना की आवृत्ति पर थीटा दोलनों ipsilateral (चित्रा बी) क…

Discussion

यहां हम चढ़ना करने के लिए एक व्यापक रूप से सुलभ पद्धति प्रस्तुत की और व्यवहार पशु में हिप्पोकैम्पस थीटा दोलनों में लाना । यह दृष्टिकोण सूचना प्रसंस्करण और व्यवहार में थीटा ताल के कार्यों के अध्ययन के ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

हम पांडुलिपि पर टिप्पणी के लिए डेटा विश्लेषण और जेनिफर Kupferman के साथ विशेषज्ञ की मदद के लिए मारिया Gorbati शुक्रिया अदा करना चाहूंगा । यह काम ड्यूश Forschungsgemeinschaft द्वारा समर्थित किया गया था (DFG; Exc २५७ NeuroCure, टी और एपी; प्राथमिकता कार्यक्रम १६६५, 1799/1 (2), हाइजेनबर्ग कार्यक्रम, 1799/2-1, एपी), वैज्ञानिक अनुसंधान और विकास के लिए जर्मन-इजरायल फाउंडेशन (GIF; I-1326-421.13/2015, TK) और मानव सीमांत विज्ञान कार्यक्रम (HFSP; RGY0076/2012, टी) ।

Materials

PV-Cre mice The Jackson Laboratory B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name Company Catalog Number Comments
Surgery
Stereotaxis David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA Model 963 Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
Drill bits, 0.8 mm Bijoutil, Allschwil, Switzerland 49080HM
0.01-1 ml syringe Braun, Melsungen, Germany 9161406V
Sterican cannulas Braun 26 G, 0.45×25 mm BL/LB
Fine and sharp scissors Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada 14060-09
Forceps Fine Science Tools Inc. 11210-10 Dumont AA – Epoxy Coated Forceps
Blunt stainless steel scissors Fine Science Tools Inc. 14018-14
Soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany WSD 81
Erythromycin Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany PZN: 10823932 1g Powder for Solution for Infusion
Name Company Catalog Number Comments
Optogenetics
Hamilton pump PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA model 703008 PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Hamilton 5 µL Plunger PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Tubing Fisher Scientific, Pittsburgh, USA PE 20 Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043")
Sterican cannulas Braun, Melsungen, Germany 27 G, 25×0.40 mm, blunt
Precision drill/grinder Proxxon, Wecker, Luxemburg fbs 240/e
Cutting disks Proxxon NO 28812
Cre dependent channelrhodopsin Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA AV-1-18917P Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42×1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsin Penn Vector Core AV-1-26971P Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml
Multimode optic fiber ThorLabs, Dachau, Germany FG105LCA 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 – 2400 nm
Ceramic stick ferrule Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA CFLC126 Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um
Polishing paper Thorlabs LF3D 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet
Power meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD
Multimode fiber optic coupler Thorlabs FCMM50-50A-FC 1×2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC
Fiberoptic patch cord Thorlabs FG105LCA CUSTOM-MUC custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule
Sleeve Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA ADAL1 Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules
473 nm DPSS laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada R471005FX LRS-0473 Series
593 nm DPSS laser Laserglow Technologies R591005FX LRS-0594 Series
MC_Stimulus II Multichannel Systems, Reutlingen, Germany STG 4004
Impedance conditioning module Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA ICM
Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology
Tungsten wires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA CFW0010954 40 µm, 99.95%
Capillary tubing Optronics 1068150020 ID: 100.4 µm
Omnetics nanoconnector Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA A79038-001
Screws Bilaney, Düsseldorf, Germany 00-96×1/16 stainless-steel
Silicone probe NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA B32
Headstage Neuralynx, Bozeman, Montana USA HS-8 miniature headstage unity gain preamplifiers
Silver conductive paint Conrad electronics, Germany 530042
Liquid flux Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany Lötöl ST DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LED Neuralynx HS-LED-Red-omni-10V
Name Company Catalog Number Comments
Software
MATLAB Mathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus software Multichannel, Systems
Neurophysiological Data Manager NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Software of the recording system Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah
Multi-channel data analysis software Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB Spike2

References

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521 (2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson’s disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson’s disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563 (2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159 (2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49 (2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. . In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. . Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

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Bender, F., Korotkova, T., Ponomarenko, A. Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice. J. Vis. Exp. (136), e57349, doi:10.3791/57349 (2018).

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